Name: simple polyacrylamide-based multiwell stiffness assay for the study of stiffness-dependent cell responses
Uploaded: 2015-03-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 45 s
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This work was funded by start-up funds provided to Dr. Silviya Zustiak by Saint Louis University as well as by a President&#8217;s Research Fund (PRF) grant awarded to Dr. Silviya Zustiak by Saint Louis University. We thank Naveed Ahmed and Keval Shah for technical assistance.

ヒドロゲル関連ソリューションおよびアリコートの調製<ol><li>ポリアクリルアミドゲル前駆体溶液の調製。 <ol><li>アクリルアミド（A）を混合することにより、ポリアクリルアミドゲル前駆体溶液を製造（w / vの40％、Mは、rは 71.08グラム/モル）、架橋剤ビスアクリルアミド（B）（2％w / vの、Mは、154.17グラム/モルrの ）、およびデ表1に指定されたボリュームの割合でイオン水。 注：これらのソリューションは、大きなバッチで調製し、数ヶ月まで4℃で保存することができる。 <ol><li>注意：アクリルアミドは特に、とき粉末状の、吸入または摂取時に有毒である：従って、好ましくは、毒性のリスクを減らすためにw / v溶液40パーセントを使用します。そのような手袋、ゴーグル、そして白衣として、防護服を着ている間だけハンドル。冷蔵庫の中の光耐性、しっかりと密閉容器（&lt;23℃、換気の良い場所）に保管してください。 </li><li>注意：ビス ​​- アクリルアミドは特に、吸入または摂取時に有毒である、時粉末形態で：従って、好ましくは、毒性のリスクを減らすために2％w / v溶液を使用しています。そのような手袋、ゴーグル、そして白衣として、防護服を着ている間だけハンドル。冷蔵庫の中の光耐性、しっかりと密閉容器（&lt;4℃、換気の良い場所）に保管してください。 </li></ol></li></ol></li><li>調製およびN -Sulfosuccinimidyl -6-（4&#39;-アジド-2&#39;-ニトロフェニルアミノ）ヘキサノエートの使用アリコート（スルホSANPAHは、Mは、492.40グラム/モルrを）。注意：スルホSANPAHは深刻な眼刺激を引き起こす。手袋と適切な保護眼鏡または保護面を扱う。ストア受信時に-20℃で前分注する。 <ol><li>スルホ - SANPAHを保存するには：50 mg / mlのでdimethylsulfoxane（DMSO）にスルホSANPAHを溶解する。チューブあたり20μlに50マイクロ遠心チューブにストック溶液を分注し。ドライアイス上または液体窒素中でフラッシュ凍結-80℃で、店舗（最大架橋剤効率を維持するために任意であるが好ましい工程）。 注：一定分量は、CAnは、数ヶ月間保存すること。 </li><li>スルホ - SANPAH使用するには：簡単にアリコートを解凍し、脱イオン水480μlの希釈する。すぐに使用してください。スルホSANPAHは水に迅速に加水分解する：ので、すぐに上記の手順をすべて実行するために注意を取る。 </li></ol></li><li>過硫酸アンモニウム（M rは 228.18グラム/モル）のアリコートを調製する。 注：過硫酸アンモニウムは、目、皮膚、呼吸器への刺激の原因となる。取り扱いの際に適切な個人保護具を着用する。化学ヒュームフードの過硫酸アンモニウム粉末を扱う。ドライ、風通しの良い場所に保管して粉末。分注した後、希釈溶液は、作業台の上に使用することができる。 <ol><li> w / vの10％の最終の硫酸アンモニウム濃度を達成するために、脱イオン水に過硫酸アンモニウムを溶解する。 -20℃で小分けし、保存。使用直前に解凍します。 </li></ol></li><li> I型コラーゲン溶液の調製。 <ol><li>そうストックを希釈することによって0.2 mg / mlのコラーゲン溶液を調製pH7.4での1×リン酸緩衝生理食塩水（PBS）中リュー。簡単に氷の上に保管してくださいまたは希釈するとすぐに使用しています。 </li></ol></li></ol> 2.ハイドロゲル準備（図1を参照してください） <ol><li>疎水性スライドガラスの調製。 <ol><li>ガラス板上に疎水性溶液を数滴を置き、表面全体に広がってティッシュペーパーを使用しています。空気が乾燥してみましょうと疎水性コーティングを均等に再びティッシュペーパーで拭いてください。 注：RTで可燃性のキャビネットに保管して疎水性のソリューション。取り扱う際は保護具を着用。換気の良い場所で作業します。 </li></ol></li><li>可撓性プラスチック支持体の作製。 <ol><li>疎水性コーティングされたガラス板のサイズに合わせて柔軟なプラスチック支持体を切断した。 </li><li>軽くそのような外科用メスなどの鋭利な工具で表面を引っ掻くことにより、柔軟なプラスチック支持体の疎水性側をマークします。 注： - 完全に透過的である - ゲル一度乾く、スクラッチマークは、柔軟なプラスチック製の支持体側がゲルを含む区別しやすくなります。 注：可撓性プラスチック支持体は、疎水性および親水性の側面を有する。蒸着後、ポリアクリルアミドは、恒久的に簡単に後続のヒドロゲルの取り​​扱いを容易にプラスチック支持体の親水性側に付着する。 </li></ol></li><li>ゲルの調製（例えば容積5mlのゲル前駆体溶液のために与えられている）。 NOTE：ゲルの初期厚さが0.5mmである場合を5ml〜40のゲルを生成するのに十分であろう。ゲルの厚さを小さくすれば、よりゲルを製造することができる。 <ol><li> 50ミリリットルコニカルチューブに所望の最終濃度（ 表1）のポリアクリルアミド前駆体溶液の4972.5μLを置 ​​きます。キャップで30分間脱ガスチャンバ内の場所を開け。 NOTE：酸素ラジカル捕捉剤として作用し、存在する、重合を阻害する。 </li><li>過硫酸アンモニウムw / vの10パーセントの25μlを加え、最終的に達成するために（1.3を指すように参照してください。）0.05％の過硫酸アンモニウムの濃度。 </li><li> N、N、N &#39;、N&#39;-テトラメチルエチレンジアミンの2.5μl加え、0.5％の最終TEMED濃度を達成するために脱気したゲル溶液に（TEMED、Mは116.24グラム/モルをR）。 注：RTで可燃性のキャビネットに保管TEMED。適切な個人保護具を身に着けているときに、化学ドラフト内で取り扱ってください。それは非常に空気や水分に敏感であるように、しっかりと不活性ガス下で閉じておいてください。 </li><li> 5回 - ダウン3をピペッティングにより穏やかに溶液を混合する。ゲル前駆体溶液への酸素の拡散を回避するためにボルテックスしないでください。 </li><li>疎水性コーティングされたスライドガラスを有する可撓性プラスチック支持体とサンドイッチの親水性側上にゲル溶液をピペット。所望の厚さ（ 例えば、0.5ミリメートル）のシリコーンスペーサーを2スライドを区切ります。ゲル化の指標として使用する50mlの円錐管中でポリマー前駆体溶液の少量（約100μl）を残す。 注意：任意のスペーサーを使用することができる。 120μmで - 例えば、パラフィルムの単一のストリップは、100の最後の膨潤ゲルの厚さを与えます。 </li><li>重合時にさえヒドロゲル表面を確認するために柔軟なプラスチック支持体/ゲルサンドイッチの上に別のガラス板を置きます。 </li><li>所望であれば、より少ない時間でより高い重量％のゲルのために使用することができるゲルを、45分間重合してみよう。ゲルが重合したことを確認するため、50ミリリットルコニカルチューブ中の残留溶液を観察する。残りの溶液がゲル化していれば、それはガラス板上にゲル化が同様に開始された可能性がある。しかし、金型の早期開口部が完全な重合を防止することに注意。 </li><li>ゲルが形成されると、上に共有結合したポリアクリルアミドゲルを有する可撓性プラスチック支持体から剥離し、空気乾燥ゲル側を上向きにして設定。 NOTE：対流または熱乾燥は、このステップを加速するためにも使用することができる。可撓性プラスチック支持体上に乾燥した後、ゲルをストアすることができ無期限dは。 <ol><li>ポリアクリルアミドゲルは、気泡のために形成されなかった柔軟なプラスチック支持体、のいずれかの裸のスポットをマークします。ゲルが乾燥したら、これは柔軟なプラスチック支持体に溶け込むようマークゲルはまだ水和されている間。 </li></ol></li></ol></li></ol> 3.マルチウェルプレートアセンブリ、コラーゲンコーティング、および滅菌<ol><li>マルチウェルプレートアセンブリ。 <ol><li>乾燥させた後、所望の形状にPAゲルをカット。 <ol><li> 96ウェルプレートの場合は、〜6ミリメートルの直径を有する大型穴パンチを使用しています。正方形または長方形の形状にゲルをカットする大型ペーパーカッターを使用してください。代わりに、はさみを使用しています。 </li></ol></li><li>製造元の指示に従って、96ウェルプレート当たりPDMSの約500μlのを準備します。マルチウェルプレートの底にゲルを接着するために、各ウェルの中心にポリジメチルシロキサン（PDMS）の小滴（〜5μl）を配置します。鉗子を使用して、1つのポリアクリルアミドを配置ダウン各ウェル、可撓性プラスチック支持体側の電子ゲル。 PDMSを硬化できるようにするには、4時間の最小37℃で組み立てられたプレートを残す。 </li></ol></li><li>ポリアクリルアミドゲルのコラーゲンコーティング。 <ol><li>転送ピペットを用いて、少量プレイス - スルホ - SANPAHの（7 8μl）をゲル表面に均一にコーティングするために左右によくスワールそれぞれに（1.2.2を指すように参照）。スルホ - SANPAHは水中で安定していないので、速やかに作業します。 </li><li> 5分間 - 高強度UVランプ（365nmの強度= 37ミリワット、λ= 302）の下でウェルプレートを置きます。過剰スルホ - SANPAHを除去してPBSでゲルを洗浄します。 </li><li> 0.2ミリグラムのピペットを50μl/ mlのI型コラーゲン溶液（1.4ポイントを参照）を各ウェルに。 4℃で少なくとも2時間またはO / N RTで​​覆われたプレートのままにしておきます。 NOTE：コラーゲンコーティングのプロセスをスピードアップするために、ピペットは、コラーゲン溶液を追加するために使用することができる。一般的に、1 - 溶液2滴が完了するのに十分であるべきであるLYゲル表面をカバーしています。 </li><li>コラーゲン結合を可能にするために、少なくとも2時間室温でウェルプレートにしておきます。 </li><li> 2時間、組織培養フード中の過剰コラーゲン溶液を除去し、UV（λ= 200 nm）の下で殺菌するためにPBSで洗浄すること。 </li><li>水和平衡化するO / N（培地組成はセクション4.1を参照のこと）完全培地中でゲルを浸す。最大2日間すぐに播種細胞ま​​たは冷蔵庫に店舗に使用します。 </li></ol></li></ol> PA剛性アッセイ4.細胞播種注：一般的な哺乳動物細胞株のための代表的なものの、ここで説明するプロトコルは、特に乳癌MDA-MB-231細胞株で使用される（ 図4及び図5を参照）。 <ol><li> 37℃で5分間、5％トリプシン/ EDTAに暴露することにより組織培養フラスコから細胞を収集する。 〜培養フラスコ領域の各1cm 2当たりのトリプシン/ EDTA80μlのを使用します。例えば、トリプシン/ EDTA foの2 mlを使用RA T25細胞培養フラスコ。再懸濁所望の最終細胞濃度で、10％ウシ胎児血清（FBS）および1％ペニシリン/ストレプトマイシンを補充した完全培地中で回収された細胞である。細胞は、アッセイに播種される時間だけでなく、時間の長さを倍にアカウントセルに入れて、適切なサブコンフルエント細胞濃度を選択する。添加した培地を完全にヒドロゲルを沈めるのに十分であることを確認してください。 NOTE：ヒドロゲル培地で予め平衡化されているために十分であるべきで100μlの体積（3.2.6ステップを参照）。ゲルは前のステップでメディアで事前に平衡化されているので、マルチウェルプレートに使用される典型的なメディアのボリュームは十分なはずです。 注：このアッセイは、任意の付着依存性細胞型のために適切であろう。 <ol><li>血球計を使用して、倒立顕微鏡下で細胞数をカウントする。負荷10の各血球計ポートに細胞懸濁液μlの少なくとも8象限から細胞数を平均化する。取得するため最終細胞濃度は、10 4細胞数を掛ける。 注：各血球計象限における細胞数が20である場合、最良の細胞計数結果が得られる - 50。 </li></ol></li><li>培養物を37℃で加湿インキュベーター中でPA剛性アッセイ上に細胞を、5％CO 2。 3日間 - すべての2メディアを変更します。 5分間37℃で5％トリプシン/ EDTAに暴露することによって、必要なときに、細胞を収集する。組織培養フラスコの1cm 2当たりのトリプシン/ EDTAの〜80μlのを使用してください。ヒドロゲルに触れるのではなく、わずかに横マルチウェルプレートを傾けると、各ウェルの側壁にピペットチップに触れることにより、吸引またはピペット媒体：全細胞操作工程の間に、ヒドロゲルの表面を破壊しないように特別な注意を払う。 注：標準的な組織培養処理時のヒドロゲルの表面を損傷しないように十分注意し除き、細胞は、それらが上に播種されたかのように剛性のアッセイは同じように操作することができる上に播種定期的なマルチウェルプレートに。 </li></ol> PA剛性アッセイ上に播種された細胞の5イメージング<ol><li>直接PA剛性アッセイにおける画像セル。 注：すべての顕微鏡 - 倒立蛍光または共焦点顕微鏡は、細胞イメージングのために使用することができる。 NOTE：剛性アッセイを構築するために使用される可撓性プラスチック支持体は、完全に透明であり、autofluoresceまたは細胞画像化を妨害しない。しかし、可撓性プラスチック支持体自体が透明であっても、イメージング機能は対物レンズの作動距離によって制限される。柔軟なプラスチック支持体は、0.23ミリメートルの厚さを有し、10倍の対物レンズの典型的な作動距離が急激に高倍率のために減少〜4mmである。 <ol><li>生細胞イメージングのための顕微鏡のプレートホルダー及び画像中の位置PA剛性アッセイ。 2時間の下でイメージングセッションを保持し、またはより長い撮影時刻のための環境室を備えた顕微鏡を使用しています。 </li><li>ときに生細胞イムエージングが目的ではない、0.1％の界面活性剤を補充した4％ホルムアルデヒド溶液で細胞を固定する。 2時間の最小室温で固定液中で細胞を浸す。二回PBSですすぐ。指定された廃棄物容器内の固定液の廃棄物を捨てる。 注：細胞は、直ちに画像化することができる、または2週間まで4℃でPBS中に沈めて格納。注意：ホルムアルデヒドは吸入と接触した際に有毒である。化学ヒュームフード中で手袋を取り扱ってください。 注記：特定の固定剤は、いくつかの細胞タンパク質に損傷を与えるので、細胞の固定プロトコルは、その後の細胞染色および処理プロトコルに基づいて選択されな​​ければならない。 </li><li>蛍光イメージングのために、染色は、マルチウェルプレート中で直接所望の細胞染色で細胞を固定。画像をすぐに。 </li></ol></li></ol>

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C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creasing+instability+of+surface-attached+hydrogels.">Creasing instability of surface-attached hydrogels.</a> Soft Matter. 4 (3), 564-569 (2008).</li><li>Saha, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+creasing+instability+of+soft+polyacrylamide+cell+culture+substrates.">Surface creasing instability of soft polyacrylamide cell culture substrates.</a> Biophysical journal. 99 (12), L94-L96 (2010).</li><li>Buxboim, A., Rajagopal, K., Andre&#8217;EX, B., Discher, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+deeply+cells+feel:+methods+for+thin+gels.">How deeply cells feel: methods for thin gels.</a> Journal of Physics: Condensed Matter. 22 (19), 194116 (2010).</li><li>Merkel, R., Kirchgessner, N., Cesa, C. M., Hoffmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+force+microscopy+on+elastic+layers+of+finite+thickness.">Cell force microscopy on elastic layers of finite thickness.</a> Biophysical journal. 93 (9), 3314-3323 (2007).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

もともと電気泳動のために開発され、ポリアクリルアミドゲルは、28は、現在日常的に細胞の形態、運動性、および他の細胞特性のうち通信3,24,29上の基板の剛性の影響を研究するために細胞培養基質として使用される。ポリマー前駆体濃度の単純な変化- （300キロパスカル0.3）1（ 図2、表1も参照17,25,26参照 ）、ポリアクリルアミド、体内のすべて...

体内のほとんどの組織は、ソフト軟骨100キロパスカルに脳0.1キロパスカルの範囲のヤング率を有する軟質の粘弾性材料であり、まだ、 インビトロの細胞研究のほとんどは、約1 GPaの弾性率を有する組織培養ポリスチレン（TCP）上で実施される。1この剛性のミスマッチが大幅に細胞がその環境に対応方法に影響します。研究の成長体は、幹細胞を含む種々の細胞型、2,3の運命の基板の剛性の影響を解明するこうして専用である。4その結果、複数のヒドロゲルは剛性依存性細胞の理解を助けるために開発されている基板の剛性が細胞の運命に大きな影響を持っていることの証拠が増えている一方で、ポリアクリルアミド（PA）、5-7ポリエチレングリコール（PEG）、8,9-ジメチルシロキサン（PDMS）、10およびアルギン酸塩を含む、生物。11、ほとんどの研究は、上実施されるsの数が少ない小規模amples。細胞型または環境条件のアレイ用基板の剛性の影響に関する系統的、多次元研究は稀である。12 いくつかの有望なハイスループットヒドロゲル技術は、PEGに基づくマイクロアレイ、アガロースヒドロゲルマイクロビーズを製造するための13のマイクロ流体デバイス、14またはミクロ及び剛性がマイクロロッドの直径および高さによって変調されたナノロッドを含む、開発されてきた。15ただし、そのような基板を製造するための技術が洗練された研究室の限られた数に利用可能である。剛性変調細胞応答に関与する多くの研究が実施が安価で簡単であるだけでなく、ポリアクリルアミド（PA）ゲルを利用するだけでなく、ヤング率、すなわち、0.3の生理学的に関連する範囲を示す-を300kPaにPAを製造する16-22しかしながら、既存の方法細胞培養用ゲルは、労働集約的で、その結果、分取され小さなバッチでARED。細胞基質としてPAゲルの調製に関連する困難のいくつかは、ゲルを用意しなければならない要件から生じる：1）は、酸素の非存在下で完全な重合を可能にする、2）平滑な表面を有する均一なセルを可能にする付着及び拡散、および3）永久フローティング防止するための細胞培養皿の底に固定された。 いくつかのグループが、大きなバッチでの細胞培養のためのPAゲルを製造することを試みてきた。ゼムラーらパンチ、次いで「切断」であり、96ウェルプレートに入れ、PAゲルを調製した厚さのシート23は、しかしながら、この方法は、より堅いゲル、 すなわち、&gt; 1キロパスカルのヤング率で、より柔らかいために制限されゲルは、カットすることは困難であり、容易に損傷を受けた「スティッキー」である。 MIH らは、ゲルが直接ガラスボトムウェルプレート中で重合することができ、より洗練された技術を開発した。 <sアップ&gt; 6これは、官能化ガラス底プレート中にゲル溶液を注ぐとカスタムカバーガラス配列でそれらを「挟み込む」ことによりゲルを形成することによって達成された。6にもかかわらず、非常に有望な、わずかなエッジ効果はまだ、この技術を用いて観察された。さらに、この技術は、多くの研究室だけでなく、高価なガラスボトムマルチウェルプレートにすぐにアクセスすることはできませんカスタムデザインの配列が必要です。 本論文では、簡単に任意の研究室によって採用することができ、マルチウェルプレートにPAゲルを組み立てるための簡単​​で安価な方法について説明します。撥PAゲルに疎水一つ、共有結合、堆積時PAゲルに結合する親水オン、 - ここで、柔軟なプラスチック支持体は、2つの側面を有し、利用される。 PAゲルシートは、可撓性プラスチック支持体に固定され永久に堆積された後は、任意の厚さまたは剛性のゲルを処理し、任意の所望の形状にして切断を可能にする。このAPPRoachは、PA結合溶液で、ガラスカバースリップまたは高価なガラスボトムマルチウェルプレートのウェルのいずれかを他の方法で市販されていないサイズのカスタムプラスチック「カバーガラス」を生成するだけでなく、ガラス表面-御馳走事前に必要がなくなるだけでなく、退屈で時間のかかる工程。最後に、均一なPAゲルシートは、大きなバッチで調製し、数ヶ月デ水和格納することができる。 要約すると、ここで提示アッセイは、いくつかの態様において、既存の方法の改良である。まず、マルチウェルプレートアセンブリのプロセスが効率的であり、必要な材料の全体的なコストが低い。第二に、ヒドロゲルは、単一の均質ゲルフィルムに大きなバッチで製造される。最終的に、市販されている唯一の材料が必要とされる。アッセイの有用性は、細胞形態の基板の剛性の影響を探索し、面積を広げることによって示されている。

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>40% Acrylamide</td><td>Bio-Rad</td><td>161-0140</td><td></td></tr><tr><td>2% Bis-acrylamide</td><td>Bio-Rad</td><td>161-0142</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium Persulfate</td><td>Bio-Rad</td><td>161-07000</td><td></td></tr><tr><td>TEMED</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T9281</td><td></td></tr><tr><td>Sulfo-SANPAH</td><td>Thermo Scientific</td><td>22589</td><td></td></tr><tr><td>Collagen Type 1, from Rat tail, 3.68 mg/ml</td><td>BD Biosciences</td><td>354236</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide (DMSO)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP231-100</td><td></td></tr><tr><td>Hydrophobic solution &amp;#8212; Repel Silane</td><td>GE Healthcare Bio-Sciences</td><td>17-1332-01</td><td></td></tr><tr><td>PBS (1x), pH 7.4</td><td>HyClone</td><td>SH30256.01</td><td></td></tr><tr><td>Polydimehylsiloxane (PDMS) [Slygard 182 Elastomer Kit]</td><td>Elsworth Adhesives</td><td>3097358-1004</td><td></td></tr><tr><td>Tyrpsin/EDTA (10x)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>44174</td><td></td></tr><tr><td>RPMI-1640 Medium (1x)</td><td>HyClone</td><td>SH30027-02</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>HyClone</td><td>SH30073-03</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin Streptomycin</td><td>MP Biomedicals</td><td>1670046</td><td></td></tr><tr><td>Detergent: Triton-X</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehyde 37% Solution</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F1635</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A2153</td><td></td></tr><tr><td>BSA-based cell adhesion blocking kit &amp;#8212; ECM Cell Adhesion Array Kit</td><td>Chemicon International</td><td>ECM540</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Disposable lab equipment&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>flexible plastic support &amp;#8212; GelBond PAG Film for Polyacrylamide Gels</td><td>GE Healthcare Bio-Sciences</td><td>309819</td><td></td></tr><tr><td>Glass Plates</td><td>Slumpys</td><td>GBS4100SFSL</td><td></td></tr><tr><td>50 ml conical tubes</td><td>Fisher Scientific</td><td>3181345107</td><td></td></tr><tr><td>15 ml conicals tubes</td><td>FALCON</td><td>352097</td><td></td></tr><tr><td>Micro centrifuge tubes</td><td>Fisher Scientific</td><td>2 ml: 02681258</td><td></td></tr><tr><td>96-well plate (flat bottom)</td><td>Fisher Scientific</td><td>12565501</td><td></td></tr><tr><td>Disposable Pipettes (1&amp;nbsp;ml, 2&amp;nbsp;ml, 5&amp;nbsp;ml, 10&amp;nbsp;ml, 25&amp;nbsp;ml, 50&amp;nbsp;ml)</td><td>Fisher Scientific</td><td>1 ml: 13-678-11B, 2&amp;nbsp;ml: 05214038, 5&amp;nbsp;ml (FALCON): 357529, 10&amp;nbsp;ml: 13-678-11E, 25&amp;nbsp;ml: 13-678-11, 50&amp;nbsp;ml: 13-678-11F</td><td></td></tr><tr><td>Glass Transfer Pipettes</td><td>Fisher Scientific</td><td>5 3/4&quot;: 1367820A, 9&quot;:136786B</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Tips (1-200&amp;nbsp;&amp;#956;l, 101-1000&amp;nbsp;&amp;#956;l)</td><td>Fisher Scientific</td><td>2707509</td><td></td></tr><tr><td>Plastic Standard Disposable Transfer Pipettes</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-9D</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>PARAFILM&amp;nbsp;</td><td>PM992</td><td></td></tr><tr><td>Powder Free Examination Gloves</td><td>Quest</td><td>92897</td><td></td></tr><tr><td>Silicone spacers &amp;#8212; Silicone sheet, 0.5 mm thick/13 cm x 18 cm</td><td>Grace Bio-Labs</td><td>JTR-S-0.5</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Large/non-disposable lab equipment&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Light and Flourescent Microscope (Axiovert 200M)</td><td>Zeiss</td><td>3820005619</td><td></td></tr><tr><td>Microscope Software</td><td>Zeiss</td><td>AxioVision Rel. 4.8.2</td><td></td></tr><tr><td>UV oven</td><td>UVITRON</td><td>UV1080</td><td></td></tr><tr><td>Vacuum chamber/degasser</td><td>BelArt</td><td>999320237</td><td></td></tr><tr><td>Vacuum pump for degasser</td><td>KNF Lab</td><td>5097482</td><td></td></tr><tr><td>Tissue Culture Hood</td><td>NUAIRE</td><td>NU-425-600</td><td></td></tr><tr><td>Chemical Fume Hood</td><td>KEWAUNEE</td><td>99151</td><td></td></tr><tr><td>Inverted Microscope (Axiovert 25)</td><td>Zeiss</td><td>663526</td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>NUAIRE</td><td>NU-8500</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Aid</td><td>Drummond Scientific Co.</td><td>P-76864</td><td></td></tr><tr><td>Hemacytometer</td><td>Bright-Line</td><td>383684</td><td></td></tr></tbody></table>

simple polyacrylamide-based multiwell stiffness assay for the study of stiffness-dependent cell responses

Currently, most of the in vitro cell research is performed on rigid tissue culture polystyrene (~1 GPa), while most cells in the body are attached to a matrix that is elastic and much softer (0.1 &#8211; 100 kPa). Since such stiffness mismatch greatly affects cell responses, there is a strong interest in developing hydrogel materials that span a wide range of stiffness to serve as cell substrates. Polyacrylamide gels, which are inexpensive and cover the stiffness range of all soft tissues in the body, are the hydrogel of choice for many research groups. However, polyacrylamide gel preparation is lengthy, tedious, and only suitable for small batches. Here, we describe an assay which by utilizing a permanent flexible plastic film as a structural support for the gels, enables the preparation of polyacrylamide gels in a multiwell plate format. The technique is faster, more efficient, and less costly than current methods and permits the preparation of gels of custom sizes not otherwise available. As it doesn&#8217;t require any specialized equipment, the method could be easily adopted by any research laboratory and would be particularly useful in research focused on understanding stiffness-dependent cell responses.

ポリアクリルアミド（PA）ヒドロゲルは広く剛性依存性細胞応答を試験するために使用される。17,24アクリルアミド（A）とビスアクリルアミド（B）の種々の濃度を混合することにより、一つのほとんどの軟組織の剛性の範囲に及ぶPAゲルを作ることができるボディ- 0.3 -ここで300kPaのヤング率1が、ポリアクリルアミドゲルの調製が面倒であり、時間は、多くの場合、例えば薬?...

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Simple Polyacrylamide-based Multiwell Stiffness Assay for the Study of Stiffness-dependent Cell Responses

Here, a method that enables quick, efficient, and inexpensive preparation of polyacrylamide gels in a multiwell plate format is described. The method does not require any specialized equipment and could be easily adopted by any research laboratory. It would be particularly useful in research focused on understanding stiffness-dependent cell responses.

剛性依存性細胞応答の研究のための簡単​​なポリアクリルアミド系マルチウェル剛性アッセイ

Currently, most of the in vitro cell research is performed on rigid tissue culture polystyrene (~1 GPa), while most cells in the body are attached to a ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

19.6K ビュー.  Saint Louis University. Here, a method that enables quick, efficient, and inexpensive preparation of polyacrylamide gels in a multiwell plate format is described. The method does not require any specialized equipment and could be easily adopted by any research laboratory. It would be particularly useful in research focused on understanding stiffness-dependent cell responses.

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Preparation of Complaint Matrices for Quantifying Cellular Contraction

The regulation of cellular adhesion to the extracellular matrix (ECM) is essential for cell migration and ECM remodeling. Focal adhesions are macromolecular assemblies that couple the contractile F-actin cytoskeleton to the ECM. This connection allows for the transmission of intracellular mechanical forces across the cell membrane to the underlying substrate. Recent work has shown the mechanical properties of the ECM regulate focal adhesion and F-actin morphology as well as numerous physiological processes, including cell differentiation, division, proliferation and migration. Thus, the use of cell culture substrates has become an increasingly prevalent method to precisely control and modulate ECM mechanical properties.
To quantify traction forces at focal adhesions in an adherent cell, compliant substrates are used in conjunction with high-resolution imaging and computational techniques in a method termed traction force microscopy (TFM). This technique relies on measurements of the local magnitude and direction of substrate deformations induced by cellular contraction. In combination with high-resolution fluorescence microscopy of fluorescently tagged proteins, it is possible to correlate cytoskeletal organization and remodeling with traction forces.
Here we present a detailed experimental protocol for the preparation of two-dimensional, compliant matrices for the purpose of creating a cell culture substrate with a well-characterized, tunable mechanical stiffness, which is suitable for measuring cellular contraction. These protocols include the fabrication of polyacrylamide hydrogels, coating of ECM proteins on such gels, plating cells on gels, and high-resolution confocal microscopy using a perfusion chamber. Additionally, we provide a representative sample of data demonstrating location and magnitude of cellular forces using cited TFM protocols.

In this video, we demonstrate the experimental techniques used to fabricate compliant, extracellular matrix (ECM) coated substrates suitable for cell culture, and which are amenable to traction force microscopy and observing effects of ECM stiffness on cell behavior.

細胞収縮を定量化するための苦情の行列の準備

The regulation of cellular adhesion to the extracellular matrix (ECM) is essential for cell migration and ECM remodeling.  Focal adhesions are ...

生物工学

Micropipette Aspiration of Substrate-attached Cells to Estimate Cell Stiffness

Growing number of studies show that biomechanical properties of individual cells play major roles in multiple cellular functions, including cell proliferation, differentiation, migration and cell-cell interactions. The two key parameters of cellular biomechanics are cellular deformability or stiffness and the ability of the cells to contract and generate force. Here we describe a quick and simple method to estimate cell stiffness by measuring the degree of membrane deformation in response to negative pressure applied by a glass micropipette to the cell surface, a technique that is called Micropipette Aspiration or Microaspiration.
Microaspiration is performed by pulling a glass capillary to create a micropipette with a very small tip (2-50 &mu;m diameter depending on the size of a cell or a tissue sample), which is then connected to a pneumatic pressure transducer and brought to a close vicinity of a cell under a microscope. When the tip of the pipette touches a cell, a step of negative pressure is applied to the pipette by the pneumatic pressure transducer generating well-defined pressure on the cell membrane. In response to pressure, the membrane is aspirated into the pipette and progressive membrane deformation or "membrane projection" into the pipette is measured as a function of time. The basic principle of this experimental approach is that the degree of membrane deformation in response to a defined mechanical force is a function of membrane stiffness. The stiffer the membrane is, the slower the rate of membrane deformation and the shorter the steady-state aspiration length.The technique can be performed on isolated cells, both in suspension and substrate-attached, large organelles, and liposomes.
Analysis is performed by comparing maximal membrane deformations achieved under a given pressure for different cell populations or experimental conditions. A "stiffness coefficient" is estimated by plotting the aspirated length of membrane deformation as a function of the applied pressure. Furthermore, the data can be further analyzed to estimate the Young's modulus of the cells (E), the most common parameter to characterize stiffness of materials. It is important to note that plasma membranes of eukaryotic cells can be viewed as a bi-component system where membrane lipid bilayer is underlied by the sub-membrane cytoskeleton and that it is the cytoskeleton that constitutes the mechanical scaffold of the membrane and dominates the deformability of the cellular envelope. This approach, therefore, allows probing the biomechanical properties of the sub-membrane cytoskeleton.

Here we describe a quick and simple method to measure cell stiffness. The general principle of this approach is to measure membrane deformation in response to well-defined negative pressure applied through a micropipette to the cell surface. This method provides a powerful tool to study biomechanical properties of substrate-attached cells.

セルの剛性を推定するために基板に接続された細胞のマイクロピペット吸引

Growing number of studies show that biomechanical properties of individual cells play major roles in multiple cellular functions, including cell ...

Measuring the Mechanical Properties of Living Cells Using Atomic Force Microscopy

Mechanical properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many biological processes including stem cell differentiation, tumor formation, and wound healing. Changes in stiffness of cells and ECM are often signs of changes in cell physiology or diseases in tissues. Hence, cell stiffness is an index to evaluate the status of cell cultures. Among the multitude of methods applied to measure the stiffness of cells and tissues, micro-indentation using an Atomic Force Microscope (AFM) provides a way to reliably measure the stiffness of living cells. This method has been widely applied to characterize the micro-scale stiffness for a variety of materials ranging from metal surfaces to soft biological tissues and cells. The basic principle of this method is to indent a cell with an AFM tip of selected geometry and measure the applied force from the bending of the AFM cantilever. Fitting the force-indentation curve to the Hertz model for the corresponding tip geometry can give quantitative measurements of material stiffness. This paper demonstrates the procedure to characterize the stiffness of living cells using AFM. Key steps including the process of AFM calibration, force-curve acquisition, and data analysis using a MATLAB routine are demonstrated. Limitations of this method are also discussed.

This paper demonstrates a protocol to characterize the mechanical properties of living cells by means of microindentation using an Atomic Force Microscope (AFM).

原子間力顕微鏡を用いた生細胞の機械的特性を測定する

Mechanical  properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many  biological processes including stem cell differentiation, ...

Polyacrylamide Gels for Invadopodia and Traction Force Assays on Cancer Cells

Rigid tumor tissues have been strongly implicated in regulating cancer cell migration and invasion. Invasive migration through cross-linked tissues is facilitated by actin-rich protrusions called invadopodia that proteolytically degrade the extracellular matrix (ECM). Invadopodia activity has been shown to be dependent on ECM rigidity and cancer cell contractile forces suggesting that rigidity signals can regulate these subcellular structures through actomyosin contractility. Invasive and contractile properties of cancer cells can be correlated in vitro using invadopodia and traction force assays based on polyacrylamide gels (PAAs) of different rigidities. Invasive and contractile properties of cancer cells can be correlated in vitro using invadopodia and traction force assays based on polyacrylamide gels (PAAs) of different rigidities. While some variations between the two assays exist, the protocol presented here provides a method for creating PAAs that can be used in both assays and are easily adaptable to the user&#8217;s specific biological and technical needs.

Mechanical rigidity in the tumor microenvironment plays a crucial role in driving malignant behavior by increasing invadopodia activity and actomyosin contractility. Using polyacrylamide gels (PAAs), invadopodia and traction force assays can be utilized to study the invasive and contractile properties of cancer cells in response to matrix rigidity.

癌細胞に対する浸潤突起と牽引力のアッセイのために、ポリアクリルアミドゲル

Rigid tumor tissues have been strongly implicated in regulating cancer cell migration and invasion. Invasive migration through cross-linked tissues is ...

医学

Studying the Effects of Matrix Stiffness on Cellular Function using Acrylamide-based Hydrogels

Tissue stiffness is an important determinant of cellular function, and changes in tissue stiffness are commonly associated with fibrosis, cancer and cardiovascular disease1-11. Traditional cell biological approaches to studying cellular function involve culturing cells on a rigid substratum (plastic dishes or glass coverslips) which cannot account for the effect of an elastic ECM or the variations in ECM stiffness between tissues. To model in vivo tissue compliance conditions in vitro, we and others use ECM-coated hydrogels. In our laboratory, the hydrogels are based on polyacrylamide which can mimic the range of tissue compliances seen biologically12. "Reactive" cover slips are generated by incubation with NaOH followed by addition of 3-APTMS. Glutaraldehyde is used to cross-link the 3-APTMS and the polyacrylamide gel. A solution of acrylamide (AC), bis-acrylamide (Bis-AC) and ammonium persulfate is used for the polymerization of the hydrogel. N-hydroxysuccinimide (NHS) is incorporated into the AC solution to crosslink ECM protein to the hydrogel. Following polymerization of the hydrogel, the gel surface is coated with an ECM protein of choice such as fibronectin, vitronectin, collagen, etc.
The stiffness of a hydrogel can be determined by rheology or atomic force microscopy (AFM) and adjusted by varying the percentage of AC and/or bis-AC in the solution12. In this manner, substratum stiffness can be matched to the stiffness of biological tissues which can also be quantified using rheology or AFM. Cells can then be seeded on these hydrogels and cultured based upon the experimental conditions required. Imaging of the cells and their recovery for molecular analysis is straightforward. For this article, we define soft substrata as those having elastic moduli (E) &lt;3000 Pascal and stiff substrata/tissues as those with E &gt;20,000 Pascal.

The effect of substrata stiffness on cellular function can be modeled in vitro using polyacrylamide hydrogels of varying compliances.

アクリルアミド系ハイドロゲルを用いた細胞機能のマトリックスの剛性の影響を研究

Tissue stiffness is an important determinant of cellular function, and changes in tissue stiffness are commonly associated with fibrosis, cancer and ...

生物学

An Optimized O9-1/Hydrogel System for Studying Mechanical Signals in Neural Crest Cells

Neural crest cells (NCCs) are vertebrate embryonic multipotent cells that can migrate and differentiate into a wide array of cell types that give rise to various organs and tissues. Tissue stiffness produces mechanical force, a physical cue that plays a critical role in NCC differentiation; however, the mechanism remains unclear. The method described here provides detailed information for the optimized generation of polyacrylamide hydrogels of varying stiffness, the accurate measurement of such stiffness, and the evaluation of the impact of mechanical signals in O9-1 cells, a NCC line that mimics in vivo NCCs.
Hydrogel stiffness was measured using atomic force microscopy (AFM) and indicated different stiffness levels accordingly. O9-1 NCCs cultured on hydrogels of varying stiffness showed different cell morphology and gene expression of stress fibers, which indicated varying biological effects caused by mechanical signal changes. Moreover, this established that varying the hydrogel stiffness resulted in an efficient in vitro system to manipulate mechanical signaling by altering gel stiffness and analyzing the molecular and genetic regulation in NCCs. O9-1 NCCs can differentiate into a wide range of cell types under the influence of the corresponding differentiation media, and it is convenient to manipulate chemical signals in vitro. Therefore, this in vitro system is a powerful tool to study the role of mechanical signaling in NCCs and its interaction with chemical signals, which will help researchers better understand the molecular and genetic mechanisms of neural crest development and diseases.

Detailed step-by-step protocols are described here for studying mechanical signals in vitro using multipotent O9-1 neural crest cells and polyacrylamide hydrogels of varying stiffness.

神経堤細胞の機械的信号を研究するための最適化されたO9-1/ヒドロゲルシステム

Neural crest cells (NCCs) are vertebrate embryonic multipotent cells that can migrate and differentiate into a wide array of cell types that give rise to ...

発生生物学

Stiffness Measurement of Soft Silicone Substrates for Mechanobiology Studies Using a Widefield Fluorescence Microscope

Soft tissues in the human body typically have stiffness in the kilopascal (kPa) range. Accordingly, silicone and hydrogel flexible substrates have been proven to be useful substrates for culturing cells in a physical microenvironment that partially mimics in vivo conditions. Here, we present a simple protocol for characterizing the Young's moduli of isotropic linear elastic substrates typically used for mechanobiology studies. The protocol consists of preparing a soft silicone substrate on a Petri dish or stiff silicone, coating the top surface of the silicone substrate with fluorescent beads, using a millimeter-scale sphere to indent the top surface (by gravity), imaging the fluorescent beads on the indented silicone surface using a fluorescence microscope, and analyzing the resultant images to calculate the Young's modulus of the silicone substrate. Coupling the substrate's top surface with a moduli extracellular matrix protein (in addition to the fluorescent beads) allows the silicone substrate to be readily used for cell plating and subsequent studies using traction force microscopy experiments. The use of stiff silicone, instead of a Petri dish, as the base of the soft silicone, enables the use of mechanobiology studies involving external stretch. A specific advantage of this protocol is that a widefield fluorescence microscope, which is commonly available in many labs, is the major equipment necessary for this procedure. We demonstrate this protocol by measuring the Young's modulus of soft silicone substrates of different elastic moduli.

Substrates with stiffness in the kilopascal-range are useful to study the response of cells to physiologically relevant micro-environment stiffness. Using just a widefield fluorescence microscope, the Young's modulus of soft silicone gels can be determined using an indentation with a suitable sphere.

広視野蛍光顕微鏡を用いたメカノバイオロジー研究の柔らかいシリコーン基板の剛性測定

Soft tissues in the human body typically have stiffness in the kilopascal (kPa) range. Accordingly, silicone and hydrogel flexible substrates have been ...

A Multi-well Format Polyacrylamide-based Assay for Studying the Effect of Extracellular Matrix Stiffness on the Bacterial Infection of Adherent Cells

Extracellular matrix stiffness comprises one of the multiple environmental mechanical stimuli that are well known to influence cellular behavior, function, and fate in general. Although increasingly more adherent cell types&#39; responses to matrix stiffness have been characterized, how adherent cells&#39; susceptibility to bacterial infection depends on matrix stiffness is largely unknown, as is the effect of bacterial infection on the biomechanics of host cells. We hypothesize that the susceptibility of host endothelial cells to a bacterial infection depends on the stiffness of the matrix on which these cells reside, and that the infection of the host cells with bacteria will change their biomechanics. To test these two hypotheses, endothelial cells were used as model hosts and Listeria monocytogenes as a model pathogen. By developing a novel multi-well format assay, we show that the effect of matrix stiffness on infection of endothelial cells by L. monocytogenes can be quantitatively assessed through flow cytometry and immunostaining followed by microscopy. In addition, using traction force microscopy, the effect of L. monocytogenes infection on host endothelial cell biomechanics can be studied. The proposed method allows for the analysis of the effect of tissue-relevant mechanics on bacterial infection of adherent cells, which is a critical step towards understanding the biomechanical interactions between cells, their extracellular matrix, and pathogenic bacteria. This method is also applicable to a wide variety of other types of studies on cell biomechanics and response to substrate stiffness where it is important to be able to perform many replicates in parallel in each experiment.

We have developed a multi-well format polyacrylamide-based assay for probing the effect of extracellular matrix stiffness on bacterial infection of adherent cells. This assay is compatible with flow cytometry, immunostaining, and traction force microscopy, allowing for quantitative measurements of the biomechanical interactions between cells, their extracellular matrix, and pathogenic bacteria.

付着性のセルの細菌感染症に及ぼす細胞外マトリックス剛性を勉強するためのウェル フォーマット ポリアクリルアミドを用いたアッセイ

Extracellular matrix stiffness comprises one of the multiple environmental mechanical stimuli that are well known to influence cellular behavior, ...

免疫・感染学

Single Cell Durotaxis Assay for Assessing Mechanical Control of Cellular Movement and Related Signaling Events

Durotaxis is the process by which cells sense and respond to gradients of tension. In order to study this process in vitro, the stiffness of the substrate underlying a cell must be manipulated. While hydrogels with graded stiffness and long-term migration assays have proven useful in durotaxis studies, immediate, acute responses to local changes in substrate tension allow focused study of individual cell movements and subcellular signaling events. To repeatably test the ability of cells to sense and respond to the underlying substrate stiffness, a modified method for application of acute gradients of increased tension to individual cells cultured on deformable hydrogels is used which allows for real time manipulation of the strength and direction of stiffness gradients imparted upon cells in question. Additionally, by fine tuning the details and parameters of the assay, such as the shape and dimensions of the micropipette or the relative position, placement, and direction of the applied gradient, the assay can be optimized for the study of any mechanically sensitive cell type and system. These parameters can be altered to reliably change the applied stimulus and expand the functionality and versatility of the assay. This method allows examination of both long term durotactic movement as well as more immediate changes in cellular signaling and morphological dynamics in response to changing stiffness.

Mechanical forces are important for controlling cell migration. This protocol demonstrates the use of elastic hydrogels that can be deformed using a glass micropipette and a micromanipulator to stimulate cells with a local stiffness gradient to elicit changes in cell structure and migration.

細胞運動と関連するシグナル伝達事象の機械的制御を評価するための単細胞デュロタシスアッセイ

Durotaxis is the process by which cells sense and respond to gradients of tension. In order to study this process in vitro, the stiffness of the substrate ...

Quantitative Time-Lapse Microscopy for Assessing Extracellular Matrix Stiffness-Dependent Bacterial Dissemination

Source: Bastounis, E. E. et al., <a href="https://app.jove.com/v/57361">A Multi-well Format Polyacrylamide-based Assay for Studying the Effect of Extracellular Matrix Stiffness on the Bacterial Infection of Adherent Cells.</a> J. Vis. Exp.&#160;(2018)
This video showcases quantitative time-lapse microscopy for evaluating extracellular matrix stiffness-dependent Listeria monocytogenes dissemination through endothelial cells. A softer hydrogel facilitates faster bacterial dissemination through endothelial cells compared to stiffer counterparts, highlighting the influence of matrix stiffness on bacterial dissemination.

細胞外マトリックスの硬さ依存性細菌播種を評価するための定量的タイムラプス顕微鏡法

1. Manufacturing Thin Two-layered Polyacrylamide (PA) Hydrogels on Multi-Well Plates

	Dissolve ammonium persulfate (APS) in distilled ultrapure water to ...

剛性依存性細胞応答の研究のための簡単なポリアクリルアミド系マルチウェル剛性アッセイ

要約

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この動画の章

細胞収縮を定量化するための苦情の行列の準備

セルの剛性を推定するために基板に接続された細胞のマイクロピペット吸引

原子間力顕微鏡を用いた生細胞の機械的特性を測定する

癌細胞に対する浸潤突起と牽引力のアッセイのために、ポリアクリルアミドゲル

アクリルアミド系ハイドロゲルを用いた細胞機能のマトリックスの剛性の影響を研究

神経堤細胞の機械的信号を研究するための最適化されたO9-1/ヒドロゲルシステム

広視野蛍光顕微鏡を用いたメカノバイオロジー研究の柔らかいシリコーン基板の剛性測定

付着性のセルの細菌感染症に及ぼす細胞外マトリックス剛性を勉強するためのウェルフォーマットポリアクリルアミドを用いたアッセイ

細胞運動と関連するシグナル伝達事象の機械的制御を評価するための単細胞デュロタシスアッセイ

細胞外マトリックスの硬さ依存性細菌播種を評価するための定量的タイムラプス顕微鏡法

剛性依存性細胞応答の研究のための簡単​​なポリアクリルアミド系マルチウェル剛性アッセイ

要約

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細胞収縮を定量化するための苦情の行列の準備

セルの剛性を推定するために基板に接続された細胞のマイクロピペット吸引

原子間力顕微鏡を用いた生細胞の機械的特性を測定する

癌細胞に対する浸潤突起と牽引力のアッセイのために、ポリアクリルアミドゲル

アクリルアミド系ハイドロゲルを用いた細胞機能のマトリックスの剛性の影響を研究

神経堤細胞の機械的信号を研究するための最適化されたO9-1/ヒドロゲルシステム

広視野蛍光顕微鏡を用いたメカノバイオロジー研究の柔らかいシリコーン基板の剛性測定

付着性のセルの細菌感染症に及ぼす細胞外マトリックス剛性を勉強するためのウェル フォーマット ポリアクリルアミドを用いたアッセイ

細胞運動と関連するシグナル伝達事象の機械的制御を評価するための単細胞デュロタシスアッセイ

細胞外マトリックスの硬さ依存性細菌播種を評価するための定量的タイムラプス顕微鏡法

剛性依存性細胞応答の研究のための簡単なポリアクリルアミド系マルチウェル剛性アッセイ

付着性のセルの細菌感染症に及ぼす細胞外マトリックス剛性を勉強するためのウェルフォーマットポリアクリルアミドを用いたアッセイ