この作品は、卓越性の研究センター、メカノ研究所、シンガポールのいずれかで投与シンガポール国立研究財団によってサポートされていました。 MFACは1122703037. BKKTがメカノ研究所によってサポートされている研究のための科学技術研究庁（シンガポール）と独立行政法人（フランス）プロジェクト番号の下での共同プログラムでサポートされています。私たちは、プルーフリーディングビデオ制作を支援するための原稿やさんドーンJHネオ氏ダニエル·HCウォンに感謝します。

高分子電解質溶液の調製<ol><li>簡単に言えば。リャオらに詳述されるように、キトサンを精製し、グレード93濾紙を使用して、2％キトサンの1％（w / v）の溶液（v / v）の酢酸、真空フィルタを作成します。 pHは10分間1200×gで7遠心沈殿したキトサンに安定するまで5MのNaOHを使用して、ろ液を中和します。上清を除去し、キトサンを洗浄し、脱イオン水を加えます。遠心分離および洗浄工程をさらに2回繰り返します。 -80℃で析出したキトサンを凍結し、精製された形態を得るために、O / Nを凍結乾燥。除湿されたキャビネットに精製されたキトサンを保管してください。 </li><li>無菌の組織培養皿に精製されたキトサン1gを量り分けます。生物学的安全キャビネット内のUVランプにできるだけ近い組織培養皿にキトサンを置き、15分間UV光にさらします。滅菌ピンセットを使用し、ガラス容器に滅菌キトサンを配置します。 0を使用して濾過し、キトサンを溶解します。（w / v）の0.5％と1％の間の最終濃度15M酢酸。 </li><li>アルギン酸ナトリウム塩を0.1gを秤量し、1％（w / v）の溶液を得、脱イオン（DDI）を蒸留水10mlに溶解します。完全な溶解を確実にするために、ボルテックスミキサー上に少なくとも2時間、アルギン酸ナトリウム塩を混ぜます。 0.2μmのシリンジフィルターを通してアルギン酸塩溶液をフィルタリングします。 4℃でのアルギン酸塩溶液を保管してください。 </li><li>製造業者によって推奨されるように、神経成長因子（NGF）、 - 例えば、血管内皮増殖因子（VEGF）またはベータなどのヒト組換え増殖因子を再構成します。 </li></ol> IPC繊維の2デッサン<ol><li>同様の正味の電荷を有する高分子電解質溶液の10〜20μlのアリコートに、タンパク質、成長因子または他の生体分子を混ぜます。正味の負電荷（例えば、ウシ血清アルブミン[BSA]）との生物学的分子は、アルギン酸塩溶液と混合されるべきです。正味の正電荷（例えば、VEGF）と生体分子と混合されるべきですキトサン溶液。 </li><li>パラフィルムで覆われている安定した平らな面にキトサンおよびアルギン酸塩の少量のアリコート（10〜20μl）を配置します。キトサンおよびアルギン酸塩の液滴が近接していないが、互いに接触して配置されるべきです。 </li><li>軽くキトサンおよびアルギン酸液滴に鉗子のペアで各チップを浸します。鉗子をつまんで一緒に高分子電解質の液滴をもたらします。液滴が互いに接触すると、ゆっくりと2滴（ 図1A）の界面からIPC繊維を描画するために垂直上方鉗子を引きます。 </li><li> （セクション3と4を参照）、このような回転マンドレル上に固定された平らな高分子足場として集電体上に鉗子、上に描かれたIPCのファイバの端部を慎重に配置します。均一のとIPC繊維ビードレス形成を可能にするために10ミリメートル/秒の一定速度でマンドレルを回転させます。 IPC繊維の描画速度を増加させると、Incorporatedのバースト放出の原因となる、ビーズを形成します生化学的および早期ファイバ終端。10 </li><li>取り込み効率を決定するために、残りのすべての液体が1×リン酸緩衝生理食塩水（PBS）を500μlで希釈して、パラフィルム上に残さ集めます。 BCAの（BSAのための）アッセイ、（VEGFおよびNGFのための）ELISAまたは組み込まれた生体分子を検出するための適切なアッセイを介して残留物中のタンパク質または成長因子の含有量を測定します。 </li></ol>プルラン、デキストラン（PD）多糖類とIPC繊維の複合ヒドロゲル足場の3製作<ol><li> IPC繊維コレクションの犠牲プルランフレームを製作<ol><li>プルラン多糖を秤量し、20％（w / v）の水溶液を作成するために、蒸留脱イオン（DDI）水と混ぜます。均一性を確保するためにプルラン溶液O / Nを混ぜます。 </li><li>直径10cmの組織培養ポリスチレン（TCPS）皿にプルラン溶液の15グラムをキャストします。 37℃でのプルラン溶液O / Nを乾燥させます。 7へのプルランフィルムをカット×7 mm角フレームミリ。 </li></ol></li><li>プルラン、デキストラン多糖溶液を調製します<ol><li> DDI水中：（1比3）プルランおよびデキストラン多糖の30％（w / v）の溶液を作成します。多糖溶液の均一性を確保するために、O / Nを混ぜます。ゆっくりと（w / v）の20％の最終濃度を達成するために、多糖溶液に炭酸水素ナトリウムを追加。溶液の均一性を確保するために、O / Nを混ぜます。 4℃での多糖溶液を保管してください。 </li></ol></li><li>プルランフレームにIPC繊維の収集<ol><li>ワニ口クリップを使用して犠牲プルランフレーム（3.1節）を貼り付けます。プラスチック被覆粘着テープを使用して、回転マンドレルの先端にワニ口クリップとプルラン枠を貼り付けます。 10ミリメートル/秒の一定速度で取り付けられたフレームと、マンドレルを回転させます。プルランフレームは、所望の方向で回転するマンドレル上に固定することができます。 </li></ol></li><li>ピンセット（セクション1）とATTACを使用してIPC繊維を描きます時間回転プルランフレームにIPC繊維の描かれた終わり。一定速度でIPC繊維を描画します。 IPCファイバの終端に到達すると、RTでファイバ·オン·フレーム構築O / Nを乾燥させます。 </li><li> PDヒドロゲル足場にIPC繊維を埋め込みます</li><li>プルラン、デキストラン溶液のすべてのグラムを架橋するために、ナトリウムトリメタホスフェート水溶液と100μlの10M水酸化ナトリウム（w / v）の11％の100μlを添加する。7 1〜2分間stirplateを用いて60 rpmで溶液を混合。トリメタリン酸ナトリウムおよび水酸化ナトリウムを添加した後、多糖類溶液は、ほとんどすぐに架橋します。 IPC繊維を完全に埋め込むための繊維·オン·フレーム構造物上に粘性多糖溶液を注ぎます。化学架橋複合足場（ 図1B）を形成するために30分間60℃で混合プルラン、デキストランIPC繊維（PD-IPC）をインキュベートします。 </li><li>注意：ヒュームフードのステップ3.3.2を実行し、適切な保護エクイを使用酢酸等のpmentは腐食性、可燃性です。 </li><li> PD-IPC足場における細孔の形成を誘導するために、20分間、20％（w / v）の酢酸を全体足場を沈めます。 </li><li> 100rpmで振とうしながら5分間、1×PBSでPD-IPC足場を洗浄することにより未反応試薬を除去します。このステップを2回繰り返します。 </li><li>過剰のPBSを除去し、直ちに-80°CO / NでPD-IPC足場を凍結。足場に任意の制御放出または生物活性アッセイに使用する前に少なくとも24時間を凍結乾燥。 </li></ol> PCLおよびIPC繊維の複合骨格の4製作注意：ジクロロメタンは危険物です。ジクロロメタンを取り扱う際にヒュームフードや個人用保護具を使用します。 <ol><li>自然のままとパターン化PDMS基板を作成<ol><li>ソフトリソグラフィプロセスを使用して所望の寸法のTCPの一部を使用して、自然のままのポリジメチルシロキサン（PDMS）エラストマー基板を作成します。パットの作成希望の地形とテンプレートポリ（メチルメタクリレート）で、標準的なソフトリソグラフィ法を用いて、rned PDMS基板を12 </li></ol></li><li> IPC繊維収集のための犠牲PCLフレームを製作<ol><li> PCLを秤量し、（w / v）の溶液を、0.9％を作成するために、ジクロロメタンに溶解します。 PDMS基板の各1cm 2の面積については、0.9％のPCL溶液500μlをドロップします。ジクロロメタン溶媒の全てが完全にドラフト内で蒸発することができます。所望の厚さに膜を厚くするために0.9％のPCLの鋳造プロセスを繰り返します。 PDMS基板から乾燥PCLフィルムを取り外します。適切にサイズのパンチャーを使用してPCLフレームに穴を作成します。2 </li></ol></li><li> PCLフレームにIPC繊維の収集<ol><li>ワニ口クリップで（4.2.1）から穴犠牲PCLフレームを貼り付けます。プラスチック被覆粘着テープを使用して、回転マンドレル上にワニ口クリップを貼り付けます。 PCL FRAMにIPC繊維の描かれた端を取り付け10ミリメートル/秒（セクション2）の一定速度で回転を開始する前に、E。 IPC繊維描画終了後、4℃での繊維·オン·フレーム構造物O / Nを乾燥させます。 </li></ol></li><li>埋め込み繊維·オン·フレームは、パターン化されたPCL基板内に構築します<ol><li>必要に応じて、自然のままの、またはパターン化されたPCLベースを作成するために、PDMS基板上に0.9％のPCL溶液500μlをドロップします。所望の厚さの足場を得るために、0.9％のPCL溶液の複数の層をキャスト。ジクロロメタン溶媒の全てが完全にドラフト内で蒸発することができます。 </li><li> PCLベースの上に、繊維·オン·フレームの構築物（4.3.1）を配置します。所望の厚さを得るために複数回を構築するファイバ·オン·フレームの上に0.9％のPCL溶液を添加し、完全にPCL-IPC複合骨格（ 図1C）の製造、IPC繊維を埋め込 ​​みます。 </li></ol></li></ol>コンポジットIPC足場からの生物学的薬剤の放出5.測定<ol><li>複合PD-IPCを置きますかPCL-IPC足場とスタンドアロンIPC繊維を別々に24ウェルプレート中。 </li><li>足場を浸し、スタンドアローンIPC繊維を1×PBSを500μlと。 37℃でサンプルをインキュベートします。種々の時点（リリースメディア）でPBSを収集し、1×PBSを500μlと交換してください。 </li><li>組み込まれた生体分子の累積放出プロフィールを計算するためにBCAアッセイ（BSA）、ELISA（VEGFおよびNGF）又は他の適切なアッセイを使用して、放出媒体中のタンパク質または成長因子の量を測定します。 </li></ol>コンポジットIPC足場上の細胞の6播種リリース生物学的薬剤の生物活性をテストします<ol><li>少なくとも20分間、生物学的安全キャビネット内のUV光を用いて凍結乾燥したPD-IPCまたはPCL-IPC複合足場を滅菌します。 </li><li> 200μlの増殖培地中に2×10 5細胞の細胞懸濁液を得るために、標準的な細胞培養技術を使用します。複合足場の上に濃縮された細胞懸濁液をシード。 AFTER 20分、完全に足場を水没する増殖培地のトップアップボリューム。 </li><li>このようなアラマーブルー代謝活性アッセイ、PC12神経突起伸長アッセイまたは免疫蛍光などの標準的な技術を介して細胞活性を測定します。 </li></ol>

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</ol>

The authors have nothing to disclose.

IPC繊維は、2つの反対に帯電した高分子電解質との相互作用によって形成されます。プロセスが安定した繊維形成のための自己組織化プロセスを容易にする、高分子電解質の界面からの複合体の抽出を利用します。 IPCの繊維形成の機構は同様に荷電した高分子電解質に添加される任意の生体分子は、錯体形成プロセス中に組み込むことができることを保証する。10,11逆に、反対に荷電した高分子電解質中への生体分子の添加は、瞬間的な沈殿が生じます。 IPC繊維のための簡単​​な製造方法には、細胞、増殖因子および小分子などの様々な生物学的材料を組み込んで汎用性を貸します。 IPC繊維のこの重要な特徴は、異なる物理的および生体分子の性質（電荷および分子量）と成長因子を高い効率で取り込まれたPD-IPCとPCL-IPC複合足場の両方で観察されました。コントラでSTは、VEGFおよびNGFのためのマイクロスフェアの方法論を使用してカプセル化効率は、それぞれ、16％6および8〜13％と低くすることができます。 PD-IPCとPCL-IPC足場の両方はまた、生体分子の放出の時間的制御を実証しました。 PD-IPC足場からのVEGFは、少なくとも7日間の直線的な放出を示しました。対照的に、ポリマー微小球からのVEGFの放出プロファイルは、総VEGF含有量の少なくとも60％を放出し、24時間以内に初期バースト放出を示したと報告した。5,14,15同様に、NGFは、PCL-IPCからの成長因子の送達を持続していることが示されました足場は、他のポリマーベースの成長因子送達システムはリリースの20日からの放出のプラトーを示している。13,16はおそらく、複合足場の異なるコンポーネントは、両方の成長因子放出動力学に貢献しています。ポリマー緩和機構は、気孔率及びねじれを大幅に親水性の生体分子の放出に影響を与えることができる。17また、Cを高分子足場のhemical特性は、生体分子の放出に影響する成長因子に向けて静電引力と反発力を有していてもよいです。このように、高分子足場の特性が時間的に制御された放出を有する放出プロファイルおよび生体分子を決定する上で重要です。 PDの足場は、ポリ（ビニルアルコール）を用いて同様の複合骨格をほぼリニアBSAの放出を示した例では、ヒドロゲルは、BSAに透過性を欠いていた。IPC繊維と組み合わせて使用することができる18ポリマー足場は、その浸 ​​透性を決定するために予備試験を必要とするかもしれません範囲。 制御された生化学的な放出に加えて、成長因子の生物活性を保持する能力は、任意の生体分子の送達システムのための重要な特徴です。 PD液の過酷なアルカリ性環境とPCLのDCM中の有機溶媒の存在は、生体分子の任意の並べ替えを劣化する可能性があります。例えば、ミクロスフェア送達のジクロロメタンを使用ystem起因NGFの劣化に時点の増加に伴って生物活性を減少させるの一貫した傾向を示した。16それにもかかわらず、我々は、VEGFおよびNGFの生物活性が維持されることが観察され、さらにIPC繊維の重要な利点は、複合材料内に同化されることを反復します足場。 簡単にバルク骨格に組み込むことができる犠牲、生体適合性の多糖またはポリマーフレームの使用は、異なる構成に整列複数のIPC繊維と複合骨格を生成する汎用性を与える。7従って、ポリマー足場を適用することが必要ですIPC繊維とバルク足場へのさらなる同化する能力を持っています。同化プロセスは完全に高分子足場にIPC繊維を埋め込むのに重要です。我々は、犠牲プルラン及びPCLフレームで、この現象を観察し、両方の簡単バルクPDの溶媒に溶解された又はPCL足場。また、IPCの製造および生体分子の取り込みのための単一工程の方法は、単一の複合骨格によって送達することができる生体分子の数に柔軟性を提供します。方法の単純さはまた、高分子電解質の同一性または濃度を変更することによって取り込み効率および放出速度の微調整を可能にします。天然高分子電解質キトサンとアルギン酸は、その高い電荷密度および動物組織中に見られる様々なECMの炭水化物との類似性に使用されました。しかし、メチル化コラーゲンおよびターポリマー8,19またはキチンとアルギン酸塩20は、変化する効果にIPCの繊維形成のために使用することができます。異なる反応速度は、多機能性複合足場を作成するために達成することができるとともに、複数のIPC繊維は異なる生化学的手がかりをリリース。例えば、IPC繊維にロードフィブロネクチンなどの細胞外マトリックスタンパク質は、空間的に制御された細胞接着のためのプラットフォームを提供することができる。7持続抗生物質および増殖因子の放出は、組織再生用途のためにも望ましいです。これは、複合骨格の異なる区画に疎水性小分子薬物および親水性、タンパク質ベースの成長因子を組み込むことができるPCL-IPCを用いて可能である。2 私たちの提示方法も地形および生化学的手がかりの両方で足場の製造を可能にしました。我々は、NP-PCL-IPCの足場は生物物理学的および生化学的な細胞ニッチの複数の側面を模倣する細胞の挙動を導くのに有益であることを示唆し、神経系統へのhMSC分化の最高の増強を持っていたことを観察しました。提示方法の容易さは、ポリアクリルアミド21またはポリエチレングリコール22などの他のパターン化ポリマー系への適用を可能にする、架橋プロセスが大幅にIPC繊維整合性に影響しないことを提供しました。たとえば、PDの足場はCHました周囲及び水性条件で発生する独自の架橋メカニズムは、この研究でOSEN 24は、これが潜在的にそれ以上の生理学的インビトロおよびインビボ研究における関連する基板を提供することができます。また、複合骨格でIPC繊維を埋め込 ​​むことは、引張強さを提供することにより、IPC繊維23の機械的強度の不足を克服することができます。実際に、PCL 25は 、高い機械的強度のために選択しました。 要約すると、生体分子の送達のための複合足場を作成するための簡単​​な方法を説明しました。我々は、その生物活性および取り込み効率を損なうことなく、生体分子の持続的送達のために使用することができる方法IPC繊維実証しました。 PD-IPCとPCL-IPC足場：我々は2つ​​のバリエーションを有する複合足場を作成することでこれを示しました。 IPC繊維の適用は、PD-における取り込みおよびPCLベースの足場に限定されないが、潜在的に、他のポリマー系に拡張することができますおよび他の生体分子を提供します。

The extracellular matrix has inherent biochemical and biophysical cues that direct cell behaviors. Mimicking this physiological three-dimensional (3D) microenvironment is a widely explored strategy for regenerative medicine and tissue engineering applications. For example, both naturally-derived and synthetic substrates have been modified with topographical cues as a means to mimic the biophysical cellular environment.1 For example, polycaprolactone (PCL) scaffolds can be easily patterned by casting on patterned PDMS substrates.2 However, most synthetic scaffolds inadequately recapitulate the controlled biochemical environment in vivo. Bulk or surface modification of synthetic materials only present biochemical cues for cell attachment but still lack temporal regulation of biochemical delivery.3 Thus, there is a need for optimal scaffolds that can mimic the temporally regulated biochemical delivery system of the extracellular matrix. 
Biochemical delivery systems such as microspheres are plagued by problems of loss of bioactivity and low incorporation efficiency due to the severity and complexity of multi-step synthesis process.4-6 Alternative methods that use a one-step fabrication and incorporation method were proven to have excellent potential to create a favorable biochemical microenvironment without the accompanying inefficiency in incorporation and loss of bioactivity. One viable solution is the use of interfacial polyelectrolyte complexation (IPC) fibers to deliver and protect biological agents. When two oppositely charged polyelectrolyte aqueous solutions are brought together, IPC fibers can be drawn out from the interface. Virtually any type of hydrophlic biomolecule in aqueous solution can be added into either the negatively- or positively-charged polyelectrolyte solution, thus facilitating the incorporation of useful biomolecules into the IPC fiber during the complexation process. Furthermore, this process only requires aqueous and ambient conditions, thereby decreasing the risk of loss of bioactivity. Using this method, active growth factors2,7 even cells8,9 have been successfully delivered. In addition, the simple method of forming IPC fibers allows molding into any shape or orientation. The stability of such fibers has been advantageous in its incorporation into both hydrophobic2 and hydrophilic polymers7 to create composite scaffolds. These composite scaffolds with IPC fibers are beneficial for creating a physiologically relevant biochemical environment while providing physical anchorage for cells. 
In this study, we show a method to incorporate IPC fibers into a hydrophilic and a hydrophobic scaffold with topography for controlled release of active biomolecules. As a proof-of-concept, we incorporate IPC fibers made from chitosan and alginate into the biocompatible, non-immunogenic and non-antigenic pullulan-dextran hydrophilic hydrogel or the biocompatible polycaprolactone hydrophobic scaffold.

<table><tbody><tr><td>Pullulan&amp;nbsp;</td><td>Hayashibara Inc Okayama Japan</td><td></td><td>Molecular weight (MW) 200 kDa. This material is pharmaceutical grade pullulan used to make pullulan frames and PD-IPC scaffolds.</td></tr><tr><td>Dextran</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D1037</td><td>MW 500 kDa. This material is no longer being produced by Sigma Aldrich. Alternative suggested is catalog number 31392 (Sigma Aldrich). This material is used to make PD-IPC scaffolds.</td></tr><tr><td>Sodium Bicarbonate&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5761</td><td>Sodium bicarbonate must be slowly added to the pullulan-dextran polysaccharide solution. Rapid addition of sodium bicarbonate will result in precipitation.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Sodium Trimetaphosphate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T5508</td><td>This chemical is hygroscopic and must be stored in the dehumidifying cabinet. Aqueous solution of sodium trimetaphosphate must always be made fresh.</td></tr><tr><td>Sodium Hydroxide</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5881</td><td>This material is hazardous and must be handled with proper protective equipment such as nitrile gloves.</td></tr><tr><td>Chitosan</td><td>Sigma Aldrich</td><td>448877</td><td>MW 190-310 kDa. Acetylation degree of 75% to 85%. Purification of chitosan is required to create stable IPC fibers.</td></tr><tr><td>Acetic Acid</td><td>Merck</td><td></td><td>This can be replaced by another brand type. This material is corrosive and flammable. Protective equipment such as face shield, nitrile gloves, lab coat and shoe cover must be worn when handling this chemical in the fume hood.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Alginic acid sodium salt from brown algae, low viscosity</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A2158</td><td>Dissolve in water overnight. Filter through sterile 0.2&amp;nbsp;&amp;micro;m syringe filter before use. Store at 4 &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin</td><td>Sinopharm Chemical Reagent</td><td></td><td>Dissolve in sterile PBS and filter using 0.2 &amp;micro;m syringe filter before use.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>BCA assay kit</td><td>Pierce</td><td>23225</td><td>This kit was used to measure BSA release from PD-IPC scaffolds.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Human Recombinant Vascular Endothelial Growth Factor</td><td>R&amp;amp;D systems</td><td>293-VE</td><td>Dissolve growth factor in 0.2% heparin solution to a final concentration of 5&amp;nbsp;mg/ml.</td></tr><tr><td>Heparin Sodium Salt From Porcine</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3393</td><td>This can be replaced by another brand type. Dissolve heparin salt in sterile water at a final concentration of 1% and filter through 0.2 &amp;micro;m syringe filter before use.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVEC)</td><td>Lonza</td><td>C2517A</td><td>This primary cell type was used in the assay to determine VEGF bioactivity after release from PD-IPC scaffolds.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Alamar blue</td><td>Life Technologies</td><td>DAL1025</td><td>This is used to measure cell metabolic activity. Incubate Alamar blue with cells and maintain in standard cell culture conditions for 2 to 4 hours. Measure absorbance at 570 nm to determine Alamar blue percent reduction, which is correlated to the cell activity.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>ScanVac Coolsafe Lyophilizer</td><td>Labogene</td><td>7.001.200.060</td><td>This is a non-programmable freeze dryer that operates at -105 to -110&amp;nbsp;&amp;deg;C. This can be replaced by other standard lab lyophilizers.</td></tr><tr><td>Polycaprolactone (PCL)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>181609</td><td>MW 65 kDa. This is no longer being manufactured by Sigma Aldrich. This can be replaced by Sigma Aldrich catalog number 704105.</td></tr><tr><td>Dichloromethane</td><td>Sigma Aldrich</td><td>V800151</td><td>This can be replaced by another brand type. This material is hazardous and must be handled in the fume hood. Protective equipment must be worn at all times when handling this chemical.</td></tr><tr><td>Polydimethylsiloxane (PDMS; 184 Silicone Elastomer Kit)</td><td>Dow Corning</td><td>(240)4019862</td><td>The elastomer kit comes with polymer base and crosslinker. Mixing the polymer base and crosslinker in different ratios will result in different stiffness of the PDMS.</td></tr><tr><td>Human Recombinant Beta-Nerve Growth Factor (NGF)</td><td>R&amp;amp;D systems</td><td>256-GF</td><td>Reconstituted in sterile DI water to a final concentration of 100&amp;nbsp;&amp;micro;g&amp;#8288;/&amp;#8288;ml. Aliquot and store in -20 &amp;deg;C until use.</td></tr><tr><td>Human Mesenchymal Stem Cells (hMSC)</td><td>Cambrex</td><td></td><td>This cell type was used in the assay to determine synergistic effect of NGF and nanotopography.</td></tr><tr><td>Rat PC12 Pheochromocytoma Cells&amp;nbsp;</td><td>ATCC</td><td></td><td>This cell type was used in the neurite outgrowth assay to determine bioactivity of NGF. After exposure to release media with NGF, measure number of cells with neurite extensions and normalize to total number of cells.</td></tr><tr><td>Grade 93 filter paper</td><td>Whatman</td><td>Z699675</td><td>This is used for the purification of chitosan after its precipitation with sodium hydroxide at pH&amp;nbsp;7.</td></tr><tr><td>Swing bucket centrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5810R</td><td>To be used during the purification of chitosan using 1,200 x g speed.</td></tr><tr><td>Motor with mandrel rotating at constant speed</td><td>Rhymebus</td><td>RM5E</td><td>The motor is used for the fabrication of IPC fibers on pullulan or PCL frame.</td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td>FirstBase</td><td></td><td>Sterilize through filtration (0.2 &amp;micro;m filter) and autoclave.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>10-mm diameter Tissue Culture Polystyrene Dish (TCPS)</td><td>Greiner</td><td></td><td>The TCPS dish is used for casting of pullulan frame.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Human VEGF ELISA kit</td><td>R&amp;amp;D systems</td><td>DVE00</td><td>The ELISA kit is used for detection of VEGF in the release medium.</td></tr><tr><td>Human NGF ELISA kit</td><td>R&amp;amp;D systems</td><td>DY256</td><td>The ELISA kit is used for detection of NGF in the release medium.</td></tr><tr><td>Plastic Coated Adhesive Tape</td><td>Bel-Art</td><td>9040336</td><td>The adhesive tape is used to securely stick the alligator clip to the rotating mandrel</td></tr></tbody></table>

composite scaffolds of interfacial polyelectrolyte fibers for temporally controlled release of biomolecules

Various scaffolds used in tissue engineering require a controlled biochemical environment to mimic the physiological cell niche. Interfacial polyelectrolyte complexation (IPC) fibers can be used for controlled delivery of various biological agents such as small molecule drugs, cells, proteins and growth factors. The simplicity of the methodology in making IPC fibers gives flexibility in its application for controlled biomolecule delivery. Here, we describe a method of incorporating IPC fibers into two different polymeric scaffolds, hydrophilic polysaccharide and hydrophobic polycaprolactone, to create a multi-component composite scaffold. We showed that IPC fibers can be easily embedded into these polymeric structures, enhancing the capability for sustained release and improved preservation of biomolecules. We also created a composite polymeric scaffold with topographical cues and sustained biochemical release that can have synergistic effects on cell behavior. Composite polymeric scaffolds with IPC fibers represent a novel and simple method of recreating the cellular niche.

本稿では、様々な生体分子の持続放出のためのIPC繊維との複合足場を作成しようとしました。本研究で用いた生体分子の特性を表1に見出される。IPC繊維が最初PD-IPC複合足場（ 図1B）を作成するために、親水性PDヒドロゲル中に包埋しました。モデル分子BSAは、第1の被制御生体分子の放出のための複合足場を使用することの実現可能性を決定するために試験しました。 BSAは45±0.97パーセントの効率でPD-IPC足場に組み込まれました。 PD-IPDから放出されたBSAは、付随的定常状態が続く最初の弱毒化されたバースト放出（ 図2）とほぼリニア動態を示しました。 2ヶ月後、BSAは97％の全放出を達成しました。対照的に、スタンドアロンIPC繊維が4時間以内にBSAの80％の急速な放出を示しました。 次に、我々は、PD-IPCのscaffoを使用して、VEGFの放出プロファイルと生物活性をチェックLDS。 VEGFは、75.5±2.7％の効率で組み込まれ、少なくとも1週間（ 図3A）のための持続放出を示しました。ヒト臍帯静脈内皮細胞（HUVEC）は、VEGFの生物活性を決定するために、PD-IPC足場に播種しました。 PD-IPC足場のHUVECを、PD-IPC足場（ 図3B）から放出された後、VEGF機能 ​​の良好な保存を示す、1日目に、プレーンPD足場と比較して、アラマーブルー還元および代謝活性の有意な増加を示しました。 3日目、6及び7にアラマーブルーの減少は、プレーンPD足場（ 図3B）と匹敵するレベルを達成するために減少しました。 PCL-IPC複合足場はまた、制御放出のためにテストされ、スタンドアロンのIPC繊維と比較しました。私たちは、66.38±2.71パーセントの取り込み効率とPCL-IPC複合足場に代表分子としてNGFを組み込みました。 PCL-IPC複合足場はラインを示しましたAR徐放および18日（ 図4A）の後に約80％累積放出。一方、IPCスタンドアロン繊維が停滞放出速度が続く24時間以内に70％のバースト放出を示しました。 PC12神経突起伸長アッセイを用いて、放出さNGF（ 図4B）の生物活性を調べました。 PCL-IPC複合足場リリースメディア上に成長させたPC12細胞の神経突起伸長は、30 ngの中で培養したPC12細胞と同様のレベルを示した/ mlのNGFはメディアを補いました。これはリリースされ、NGFは、少なくとも7日間の生理活性のままであることを示しています。 地形と持続的な成長因子の送達の組み合わせは、より良い携帯微小環境を模倣し得ます。 PCL-IPC製造の汎用性の高い方法論はbiochemically-と地形的に制御された複合骨格の製造を可能にしました。我々は、ナノサイズの格子構造（NP-PCL-IPC足場）とPCL-IPC複合足場を作製しました。私たちは、相乗EFを観察しました地形のfectとは、ヒト間葉系幹細胞（hMSC）（ 図5）のニューロン分化を評価することによってNGF放出を持続しました。 NP-PCL-IPC複合足場上で培養したhMSCは、ニューロン分化を示す、微小管関連タンパク質2（MAP2）のより高い発現を示しました。一方、MAP2タンパク質の発現は、NGF放出またはパターンPCL（NP-PCL）とPCL-IPC上で培養したhMSCが実質的に低かったです。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/53079/53079fig1.jpg" /> 親水性と疎水性の足場にIPC繊維の図1.設立。正に（キトサン）の界面でのIPCの繊維（A）の描画と負（アルギン酸）に帯電した高分子電解質溶液。 PD-IPCコンポジットを作成するために、親水性のPD溶液にIPC繊維の取り込みを示す（B）概略図<html> E足場。 （C）PCL-IPC複合足場を作成するために、疎水性PCL足場でIPC繊維の取り込みを示す模式図。この図は、Cutiongco らから適応され、2014年7は <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53079/53079fig1large.jpg" target="_blank">、この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/53079/53079fig2.jpg" /> PD-IPC複合骨格。BSAとBSAの図2制御放出は、PD-IPC複合足場内に組み込まれ、その放出は、BCAアッセイを用いて種々の時点で測定しました。放出された累積BSAは、濃度（μgで）IPC繊維に組み込まれ、平均値±標準偏差の割合として提示されたBSAの総量の割合として提供されています。この図は、Cutiongco らから適応される。、2014年7/www.jove.com/files/ftp_upload/53079/53079fig2large.jpg「ターゲット= &quot;_空白&quot;&gt;この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/53079/53079fig3.jpg" /> 図3.制御放出およびPD-IPC複合足場からのVEGFの生物活性。（A）PD-IPC複合足場からのVEGFの累積放出プロフィール。 VEGFの放出は、VEGFに対して特異的ELISAを用いて種々の時点で測定しました。 （B）アラマーブルー代謝のアッセイによって測定されるように、PD-IPC複合足場上で成長した内皮細胞の細胞生存率。統計分析はTukeyの事後検定を用いて、一方向ANOVAを用いて行きました。 * p &lt;0.05を示します。この図は、Cutiongco らから適応される。、2014年7 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53079/53079fig3large.jpg" target="_blank">拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください</a><html>この図の。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/53079/53079fig4.jpg" /> 図4.制御放出及びPCL-IPC複合足場からのNGFの生物活性。（A）PCL-IPC複合足場からのNGFの累積放出プロフィール。 NGFの放出は、NGFのための具体的なELISAを用いて種々の時点で測定しました。挿入は、最初の8時間PCL-IPCの足場からのNGFの累積放出プロフィールを示します。 PC12神経細胞の増殖によって測定される（B）NGFの生物活性。 PC12伸長を画像解析により測定しました。この図は、テオらから適応され、2014年2は、 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53079/53079fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。</a> .JPG &quot;/&gt; NP-PCL-IPCの骨格上のhMSCの図5.分化。のhMSCの共焦点走査型顕微鏡画像は、異なる複合足場上で培養。 （A）NP-PCL-IPC、（B）NP-PCL、（C）PCL-IPC、（D）プリスティンPCL足場。グリーン染色は、MAP2、ニューロン系統のマーカーを意味します。赤色染色は、細胞の細胞骨格を示し、Fアクチンを示します。ブルー染色は、核を示します。この図は、テオらから適応され、2014年2は、 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53079/53079fig5large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。</a> 表複合IPC足場からの制御放出のために使用される生化学物質の1特徴。

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Composite Scaffolds of Interfacial Polyelectrolyte Fibers for Temporally Controlled Release of Biomolecules

Scaffolds for tissue engineering need to recapitulate the complex biochemical and biophysical microenvironment of the cellular niche. Here, we show the use of interfacial polyelectrolyte complexation fibers as a platform to create composite, multi-component polymeric scaffolds with sustained biochemical release.

生体分子の時間的に制御された放出のための界面高分子電解質繊維の複合足場

Various scaffolds used in tissue engineering require a controlled biochemical environment to mimic the physiological cell niche. Interfacial ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.3K ビュー.  National University of Singapore. Scaffolds for tissue engineering need to recapitulate the complex biochemical and biophysical microenvironment of the cellular niche. Here, we show the use of interfacial polyelectrolyte complexation fibers as a platform to create composite, multi-component polymeric scaffolds with sustained biochemical release.

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Postproduction Processing of Electrospun Fibres for Tissue Engineering

Electrospinning is a commonly used and versatile method to produce scaffolds (often biodegradable) for 3D tissue engineering.1, 2, 3 Many tissues in vivo undergo biaxial distension to varying extents such as skin, bladder, pelvic floor and even the hard palate as children grow. In producing scaffolds for these purposes there is a need to develop scaffolds of appropriate biomechanical properties (whether achieved without or with cells) and which are sterile for clinical use. The focus of this paper is not how to establish basic electrospinning parameters (as there is extensive literature on electrospinning) but on how to modify spun scaffolds post production to make them fit for tissue engineering purposes - here thickness, mechanical properties and sterilisation (required for clinical use) are considered and we also describe how cells can be cultured on scaffolds and subjected to biaxial strain to condition them for specific applications.
Electrospinning tends to produce thin sheets; as the electrospinning collector becomes coated with insulating fibres it becomes a poor conductor such that fibres no longer deposit on it. Hence we describe approaches to produce thicker structures by heat or vapour annealing increasing the strength of scaffolds but not necessarily the elasticity. Sequential spinning of scaffolds of different polymers to achieve complex scaffolds is also described. Sterilisation methodologies can adversely affect strength and elasticity of scaffolds. We compare three methods for their effects on the biomechanical properties on electrospun scaffolds of poly lactic-co-glycolic acid (PLGA).
Imaging of cells on scaffolds and assessment of production of extracellular matrix (ECM) proteins by cells on scaffolds is described. Culturing cells on scaffolds in vitro can improve scaffold strength and elasticity but the tissue engineering literature shows that cells often fail to produce appropriate ECM when cultured under static conditions. There are few commercial systems available that allow one to culture cells on scaffolds under dynamic conditioning regimes - one example is the Bose Electroforce 3100 which can be used to exert a conditioning programme on cells in scaffolds held using mechanical grips within a media filled chamber.4 An approach to a budget cell culture bioreactor for controlled distortion in 2 dimensions is described. We show that cells can be induced to produce elastin under these conditions. Finally assessment of the biomechanical properties of processed scaffolds cultured with or without cells is described.

Electrospun scaffolds can be processed post production for tissue engineering applications. Here we describe methods for spinning complex scaffolds (by consecutive spinning), for making thicker scaffolds (by multi-layering using heat or vapour annealing), for achieving sterility (aseptic production or sterilisation post production) and for achieving appropriate biomechanical properties.

組織工学のためのエレクトロ繊維のポスト処理

Electrospinning is a commonly used and versatile method to produce  scaffolds (often biodegradable) for 3D tissue engineering.1, 2, 3 Many tissues in vivo ...

生物工学

Density Gradient Multilayered Polymerization (DGMP): A Novel Technique for Creating Multi-compartment, Customizable Scaffolds for Tissue Engineering

Complex tissue culture matrices, in which types and concentrations of biological stimuli (e.g. growth factors, inhibitors, or small molecules) or matrix structure (e.g. composition, concentration, or stiffness of the matrix) vary over space, would enable a wide range of investigations concerning how these variables affect cell differentiation, migration, and other phenomena. The major challenge in creating layered matrices is maintaining the structural integrity of layer interfaces without diffusion of individual components from each layer1. Current methodologies to achieve this include photopatterning2-3, lithography4, sequential functionalization5, freeze drying6, microfluidics7, or centrifugation8, many of which require sophisticated instrumentation and technical skills. Others rely on sequential attachment of individual layers, which may lead to delamination of layers9. 
DGMP overcomes these issues by using an inert density modifier such as iodixanol to create layers of varying densities10. Since the density modifier can be mixed with any prepolymer or bioactive molecule, DGMP allows each scaffold layer to be customized. Simply varying the concentration of the density modifier prevents mixing of adjacent layers while they remain aqueous. Subsequent single step polymerization gives rise to a structurally continuous multilayered scaffold, in which each layer has distinct chemical and mechanical properties. The density modifier can be easily removed with sufficient rinsing without perturbation of the individual layers or their components. This technique is therefore well suited for creating hydrogels of various sizes, shapes, and materials.
A protocol for fabricating a 2D-polyethylene glycol (PEG) gel, in which alternating layers incorporate RGDS-350, is outlined below. We use PEG because it is biocompatible and inert. RGDS, a cell adhesion peptide11, is used to demonstrate spatial restriction of a biological cue, and the conjugation of a fluorophore (Alexa Fluor 350) enables us to visually distinguish various layers. This procedure can be adapted for other materials (e.g. collagen, hyaluronan, etc.) and can be extended to fabricate 3D gels with some modifications10.

Density Gradient Multilayered Polymerization DGMP: A Novel Technique for Creating Multi-compartment, Customizable Scaffolds for Tissue Engineering

Here we describe a unique strategy for creating biocompatible, layered matrices with continuous interfaces between distinct layers for tissue engineering. Such a scaffold could provide an ideal customizable environment to modulate cell behavior by various biological, chemical or mechanical cues

密度勾配多層重合（DGMP）：マルチコンパートメントを作成するための新規な技術、組織工学のためのカスタマイズ可能な足場

Complex tissue culture matrices, in which types and concentrations of biological stimuli (e.g. growth factors, inhibitors, or small molecules) or matrix ...

Expansion of Two-dimension Electrospun Nanofiber Mats into Three-dimension Scaffolds

Electrospinning has been the preferred technology in producing a synthetic, functional scaffold due to the biomimicry to extracellular matrix and the ease control of composition, structure, and diameter of fibers. However, despite these advantages, traditional electrospun nanofiber scaffolds come with limitations including disorganized nanofiber orientation, low porosity, small pore size, and mainly two-dimensional mats. As such, there is a great need for developing a new process for fabricating electrospun nanofiber scaffolds that can overcome the above limitations. Herein, a novel and simple method is outlined. A traditional 2D nanofiber mat is transformed into a 3D scaffold with desired thickness, gap distance, porosity, and nanotopographic cues to allow for cell seeding and proliferation through the depressurization of subcritical CO2 fluid. In addition to providing a scaffold for tissue regeneration to occur, this method also provides the opportunity to encapsulate bioactive molecules such as antimicrobial peptides for local drug delivery. The CO2 expanded nanofiber scaffolds hold great potential in tissue regeneration, wound healing, 3D tissue modeling, and topical drug delivery.

This article demonstrates the technique of expanding a traditional, two-dimension (2D) electrospun nanofiber mat into a three-dimension (3D) scaffold through the depressurization of subcritical CO2 fluid. These augmented scaffolds are 3D, closely mimic cellular nanotopographic cues, and preserve the functions of biologic molecules encapsulated within the nanofibers.

2 次元エレクトロスピニング ナノファイバー マットの 3 次元足場への拡張

Electrospinning has been the preferred technology in producing a synthetic, functional scaffold due to the biomimicry to extracellular matrix and the ease ...

遺伝学

Multi-Scale Modification of Metallic Implants With Pore Gradients, Polyelectrolytes and Their Indirect Monitoring In vivo

Metallic implants, especially titanium implants, are widely used in clinical applications. Tissue in-growth and integration to these implants in the tissues are important parameters for successful clinical outcomes. In order to improve tissue integration, porous metallic implants have being developed. Open porosity of metallic foams is very advantageous, since the pore areas can be functionalized without compromising the mechanical properties of the whole structure. Here we describe such modifications using porous titanium implants based on titanium microbeads. By using inherent physical properties such as hydrophobicity of titanium, it is possible to obtain hydrophobic pore gradients within microbead based metallic implants and at the same time to have a basement membrane mimic based on hydrophilic, natural polymers. 3D pore gradients are formed by synthetic polymers such as Poly-L-lactic acid (PLLA) by freeze-extraction method. 2D nanofibrillar surfaces are formed by using collagen/alginate followed by a crosslinking step with a natural crosslinker (genipin). This nanofibrillar film was built up by layer by layer (LbL) deposition method of the two oppositely charged molecules, collagen and alginate. Finally, an implant where different areas can accommodate different cell types, as this is necessary for many multicellular tissues, can be obtained. By, this way cellular movement in different directions by different cell types can be controlled. Such a system is described for the specific case of trachea regeneration, but it can be modified for other target organs. Analysis of cell migration and the possible methods for creating different pore gradients are elaborated. The next step in the analysis of such implants is their characterization after implantation. However, histological analysis of metallic implants is a long and cumbersome process, thus for monitoring host reaction to metallic implants in vivo an alternative method based on monitoring CGA and different blood proteins is also described. These methods can be used for developing in vitro custom-made migration and colonization tests and also be used for analysis of functionalized metallic implants in vivo without histology.

Multi-Scale Modification of Metallic Implants With Pore Gradients, Polyelectrolytes and Their Indirect Monitoring In vivo

In this video, we will demonstrate modification techniques for porous metallic implants to improve their functionality and to control cell migration. Techniques include development of pore gradients to control cell movement in 3D and production of basement membrane mimics to control cell movement in 2-D. Also, a HPLC-based method for monitoring implant integration in-vivo via analysis of blood proteins is described.

毛穴グラデーション、高分子電解質とその間接的モニタリングの金属インプラントのマルチスケール変更<em生体内で&gt;</em

Metallic implants, especially titanium implants, are widely used in  clinical applications. Tissue in-growth and integration to these implants in  the ...

Self-reporting Scaffolds for 3-Dimensional Cell Culture

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting 3D cellular construct can often be more relevant to studying the molecular events and cell-cell interactions than similar experiments studied in 2D. To create effective 3D cultures with high cell viability throughout the scaffold the culture conditions such as oxygen and pH need to be carefully controlled as gradients in analyte concentration can exist throughout the 3D construct. Here we describe the methods of preparing biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors and their incorporation into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds along with their subsequent preparation for the culture of mammalian cells. The pH responsive scaffolds can be used as tools to determine microenvironmental pH within a 3D cellular construct. Furthermore, we detail the delivery of pH responsive nanosensors to the intracellular environment of mammalian cells whose growth was supported by electrospun PLGA scaffolds. The cytoplasmic location of the pH responsive nanosensors can be utilized to monitor intracellular pH (pHi) during ongoing experimentation.

Biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors can be incorporated into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds. The produced self-reporting scaffolds can be used for in&#160;situ monitoring of microenvironmental conditions whilst culturing cells upon the scaffold. This is beneficial as the 3D cellular construct can be monitored in real-time without disturbing the experiment.

3次元細胞培養のための自己申告足場

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting ...

Electrospinning Growth Factor Releasing Microspheres into Fibrous Scaffolds

This procedure describes a method to fabricate a multifaceted substrate to direct nerve cell growth. This system incorporates mechanical, topographical, adhesive and chemical signals. Mechanical properties are controlled by the type of material used to fabricate the electrospun fibers. In this protocol we use 30% methacrylated Hyaluronic Acid (HA), which has a tensile modulus of ~500 Pa, to produce a soft fibrous scaffold. Electrospinning on to a rotating mandrel produces aligned fibers to create a topographical cue. Adhesion is achieved by coating the scaffold with fibronectin. The primary challenge addressed herein is providing a chemical signal throughout the depth of the scaffold for extended periods. This procedure describes fabricating&#160;poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) microspheres that contain Nerve Growth Factor (NGF) and directly impregnating the scaffold with these microspheres during the electrospinning process. Due to the harsh production environment, including high sheer forces and electrical charges, protein viability is measured after production. The system provides protein release for over 60 days and has been shown to promote primary nerve cell growth.

This protocol combines electrospinning and microspheres to develop tissue engineered scaffolds to direct neurons. Nerve growth factor was encapsulated within PLGA microspheres and electrospun into Hyaluronic Acid (HA) fibrous scaffolds. The protein bioactivity was tested by seeding the scaffolds with primary chick Dorsal Root Ganglia and culturing for 4-6 days.

繊維状足場に微小球を離すエレクトロ成長因子

This procedure describes a method to fabricate a multifaceted substrate to direct nerve cell growth.  This system incorporates mechanical, topographical, ...

Electrospun Nanofiber Scaffolds with Gradations in Fiber Organization

The goal of this protocol is to report a simple method for generating nanofiber scaffolds with gradations in fiber organization and test their possible applications in controlling cell morphology/orientation. Nanofiber organization is controlled with a new fabrication apparatus that enables the gradual decrease of fiber organization in a scaffold. Changing the alignment of fibers is achieved through decreasing deposition time of random electrospun fibers on a uniaxially aligned fiber mat. By covering the collector with a moving barrier/mask, along the same axis as fiber deposition, the organizational structure is easily controlled. For tissue engineering purposes, adipose-derived stem cells can be seeded to these scaffolds. Stem cells undergo morphological changes as a result of their position on the varied organizational structure, and can potentially differentiate into different cell types depending on their locations. Additionally, the graded organization of fibers enhances the biomimicry of nanofiber scaffolds so they more closely resemble the natural orientations of collagen nanofibers at tendon-to-bone insertion site compared to traditional scaffolds. Through nanoencapsulation, the gradated fibers also afford the possibility to construct chemical gradients in fiber scaffolds, and thereby further strengthen their potential applications in fast screening of cell-materials interaction and interfacial tissue regeneration. This technique enables the production of continuous gradient scaffolds, but it also can potentially produce fibers in discrete steps by controlling the movement of the moving barrier/mask in a discrete fashion.

Here, we present a protocol to fabricate electrospun nanofiber scaffolds with gradated organization of fibers and explore their applications in regulating cell morphology/orientation. Gradients with regard to physical and chemical properties of the nanofiber scaffolds offer a wide variety of applications in the biomedical field.

繊維組織における階調の電界紡糸ナノファイバー足場

The goal of this protocol is to report a simple method for generating nanofiber scaffolds with gradations in fiber organization and test their possible ...

Fabrication of a Bioactive, PCL-based "Self-fitting" Shape Memory Polymer Scaffold

Tissue engineering has been explored as an alternative strategy for the treatment of critical-sized cranio-maxillofacial (CMF) bone defects. Essential to the success of this approach is a scaffold that is able to conformally fit within an irregular defect while also having the requisite biodegradability, pore interconnectivity and bioactivity. By nature of their shape recovery and fixity properties, shape memory polymer (SMP) scaffolds could achieve defect &#8220;self-fitting.&#8221; In this way, following exposure to warm saline (~60 &#186;C), the SMP scaffold would become malleable, permitting it to be hand-pressed into an irregular defect. Subsequent cooling (~37 &#186;C) would return the scaffold to its relatively rigid state within the defect. To meet these requirements, this protocol describes the preparation of SMP scaffolds prepared via the photochemical cure of biodegradable polycaprolactone diacrylate (PCL-DA) using a solvent-casting particulate-leaching (SCPL) method. A fused salt template is utilized to achieve pore interconnectivity. To realize bioactivity, a polydopamine coating is applied to the surface of the scaffold pore walls. Characterization of self-fitting and shape memory behaviors, pore interconnectivity and in vitro bioactivity are also described.

Scaffolds capable of fitting within cranio-maxillofacial (CMF) bone defects while exhibiting osteoconductivity and bioactivity are of interest. This protocol describes the preparation of a shape memory scaffold based on polycaprolactone diacrylate (PCL-DA) using a solvent-casting particulate-leaching (SCPL) method employing a fused salt template and application of a bioactive polydopamine coating.

生理活性、PCLベースの「セルフフィット」形状記憶ポリマー足場の作製

Tissue engineering has been explored as an alternative strategy for the treatment of critical-sized cranio-maxillofacial (CMF) bone defects. Essential to ...

Electrospinning Fibrous Polymer Scaffolds for Tissue Engineering and Cell Culture

As the field of tissue engineering evolves, there is a tremendous demand to produce more suitable materials and processing techniques in order to address the requirements (e.g., mechanics and vascularity) of more intricate organs and tissues. Electrospinning is a popular technique to create fibrous scaffolds that mimic the architecture and size scale of the native extracellular matrix. These fibrous scaffolds are also useful as cell culture substrates since the fibers can be used to direct cellular behavior, including stem cell differentiation (see extensive reviews by Mauck et al. and Sill et al. for more information). In this article, we describe the general process of electrospinning polymers and as an example, electrospin a reactive hyaluronic acid capable of crosslinking with light exposure (see Ifkovits et al. for a review on photocrosslinkable materials). We also introduce further processing capabilities such as photopatterning and multi-polymer scaffold formation. Photopatterning can be used to create scaffolds with channels and multi-scale porosity to increase cellular infiltration and tissue distribution. Multi-polymer scaffolds are useful to better tune the properties (mechanics and degradation) of a scaffold, including tailored porosity for cellular infiltration. Furthermore, these techniques can be extended to include a wide array of polymers and reactive macromers to create complex scaffolds that provide the cues necessary for the development of successful tissue engineered constructs.

The process of electrospinning polymers for tissue engineering and cell culture is addressed in this article. Specifically, the electrospinning of photoreactive macromers with additional processing capabilities of photopatterning and multi-polymer electrospinning is described.

組織工学と細胞培養のための繊維状重合体の足場をエレクトロ

As the field of tissue engineering evolves, there is a tremendous demand to produce more suitable materials and processing techniques in order to address ...

生物学

A Facile and Eco-friendly Route to Fabricate Poly(Lactic Acid) Scaffolds with Graded Pore Size

Over the recent years, functionally graded scaffolds (FGS) gaineda crucial role for manufacturing of devices for tissue engineering. The importance of this new field of biomaterials research is due to the necessity to develop implants capable of mimicking the complex functionality of the various tissues, including a continuous change from one structure or composition to another. In this latter context, one topic of main interest concerns the design of appropriate scaffolds for bone-cartilage interface tissue. In this study, three-layered scaffolds with graded pore size were achieved by melt mixing poly(lactic acid) (PLA), sodium chloride (NaCl) and polyethylene glycol (PEG). Pore size distributions were controlled by NaCl granulometry and PEG solvation. Scaffolds were characterized from a morphological and mechanical point of view. A correlation between the preparation method, the pore architecture and compressive mechanical behavior was found. The interface adhesion strength was quantitatively evaluated by using a custom-designed interfacial strength test. Furthermore, in order to imitate the human physiology, mechanical tests were also performed in phosphate buffered saline (PBS) solution at 37 &#176;C. The method herein presented provides a high control of porosity, pore size distribution and mechanical performance, thus offering the possibility to fabricate three-layered scaffolds with tailored properties by following a simple and eco-friendly route.

A Facile and Eco-friendly Route to Fabricate PolyLactic Acid Scaffolds with Graded Pore Size

In this work, poly(lactic acid)/polyethylene glycol (PLA/PEG) scaffolds were prepared by using a combination of melt mixing and selective leaching. The method herein discussed permitted to develop three-layer scaffolds by highly controlling both porosity and pore size. The mechanical properties were also evaluated in a physiological environment.

傾斜孔サイズを有するポリ（乳酸）スキャフォールドを製造するために簡便かつ環境に優しいルート

Over the recent years, functionally graded scaffolds (FGS) gaineda crucial role for manufacturing of devices for tissue engineering. The importance of ...

生体分子の時間的に制御された放出のための界面高分子電解質繊維の複合足場

要約

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組織工学のためのエレクトロ繊維のポスト処理

密度勾配多層重合（DGMP）：マルチコンパートメントを作成するための新規な技術、組織工学のためのカスタマイズ可能な足場

2 次元エレクトロスピニングナノファイバーマットの 3 次元足場への拡張

毛穴グラデーション、高分子電解質とその間接的モニタリングの金属インプラントのマルチスケール変更

3次元細胞培養のための自己申告足場

繊維状足場に微小球を離すエレクトロ成長因子

繊維組織における階調の電界紡糸ナノファイバー足場

生理活性、PCLベースの「セルフフィット」形状記憶ポリマー足場の作製

組織工学と細胞培養のための繊維状重合体の足場をエレクトロ

傾斜孔サイズを有するポリ（乳酸）スキャフォールドを製造するために簡便かつ環境に優しいルート

生体分子の時間的に制御された放出のための界面高分子電解質繊維の複合足場

要約

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組織工学のためのエレクトロ繊維のポスト処理

密度勾配多層重合（DGMP）：マルチコンパートメントを作成するための新規な技術、組織工学のためのカスタマイズ可能な足場

2 次元エレクトロスピニング ナノファイバー マットの 3 次元足場への拡張

毛穴グラデーション、高分子電解質とその間接的モニタリングの金属インプラントのマルチスケール変更

3次元細胞培養のための自己申告足場

繊維状足場に微小球を離すエレクトロ成長因子

繊維組織における階調の電界紡糸ナノファイバー足場

生理活性、PCLベースの「セルフフィット」形状記憶ポリマー足場の作製

組織工学と細胞培養のための繊維状重合体の足場をエレクトロ

傾斜孔サイズを有するポリ（乳酸）スキャフォールドを製造するために簡便かつ環境に優しいルート

2 次元エレクトロスピニングナノファイバーマットの 3 次元足場への拡張