The authors were supported by: a CancerFree KIDS Research Grant, a March of Dimes Basil O&#8217;Connor Starter Scholar Award (#5-FY14-32), a Cincinnati Children&#8217;s Hospital Medical Center (CCHMC) Trustee Grant Award; a CCHMC Research Innovation and Pilot Funding Award; and CCHMC developmental funds. Authors also acknowledge the Capel laboratory for the initial optimization of this technique.

これらの研究で使用されているすべてのマウスは、チャールズ・リバー・ラボラトリーズから入手したCD-1マウスでした。前培養実験はまた、C57BL / 6J（データは示していない）などの他の株に対して実行されているが、任意の株を使用することができます。妊娠中の成人女性は約2〜3ヶ月齢で頸椎脱臼や胚の除去の前に両側性開胸続くCO 2吸入によって安楽死させました。マウスは、NIHガイドラインに従って飼育した、実験プロトコルは、シンシナティ小児病院医療センターの施設内動物管理使用委員会によって承認されました。 楽器、文化メディア、料理の作製<ol><li> 70％エタノール溶液を調製します。 （加湿チャンバーを作るための、および/希釈のソリューションを作成するための）オートクレーブ脱イオン水。 70％エタノールでダウン噴霧することにより解剖ツール（鉗子、はさみ、および27 G針注射器）を滅菌します。 </li><li>準備カルシウムとマグネシウム（80グラムのNaCl、2グラムのKCl、14.4グラムHPO 4、2.4 NA 2グラムのKH 1 M MgCl 2を1 M CaCl 2を、3.75 mlの2 PO 4、6.75 mlを含有する10×リン酸緩衝生理食塩水（PBS） ）。 1 Lの滅菌オートクレーブ処理水に溶解した後、ろ紙でフィルタリングするかき混ぜます。 1X PBSを作るために水で10倍に希釈します。 </li><li>熱は、30分間55℃でのウシ胎児血清（FBS）を不活性化し、フィルターを、0.22μmシリンジフィルターを用いて滅菌します。 </li><li>ダルベッコ改変イーグル培地（DMEM）、10％のフィルタリング熱不活性化FBSおよびペニシリン - ストレプトマイシン株の100分の1希釈からなる、（完全DMEM、CDMEMと呼ばれる）38ミリリットル1X完全培地を準備します。これは、通常、新鮮な使用されるべきではなく、1ヶ月間、4℃で保存することができます。 </li><li> 5 mg / mlのストック濃度をDMSO中のVEGFRチロシンキナーゼ阻害剤II（TKI II）を再構成し、作業溶液を作るためにCDMEMで株式を希釈します。最終的なコンこの研究のためのセンタリングはCDMEMで1.875μgの/ mlです。同社の勧告によると、ストック溶液を-20℃で6ヶ月まで安定です。作業溶液としては、新鮮な作りと同じ日に使用します。 注：（それは、液滴に2倍に希釈されるため）ワーキング溶液中のこの薬の濃度は、所望の最終濃度よりも2倍以上である必要があります。同時に、「制御」処理のためにDMSOの同じボリュームを含むCDMEMの同じ体積を準備します。 </li><li>蒸留水に別々に尾消化試薬（50mMのNaOHおよび1Mのトリス塩酸[pHが8.0]）を準備します。 </li><li>ヌクレアーゼフリー水で一緒にXY PCRプライマー（XYフォワード5&#39;-TGA AGC TTT TGG CTT TGA G-3 &#39;とXYリバース5&#39;-CCG CTG C​​CA AAT TCT TTG G-3&#39;）の25μMのストックを作ります。 </li><li> 50X TAEバッファー（242グラムトリズマベース、​​57.1ミリリットル氷酢酸、100ミリリットルの0.5M EDTA、pHが8.5を用意し、1 L Fiのに水を追加します最終容量）。 1×TAEランニング緩衝液を準備します（20ミリリットル50X TAEは1 L全量を水で希釈）。 </li><li>沸騰するまで電子レンジで2.5％アガロース溶液（0.625グラムアガロース、0.5ミリリットル50X TAEバッファー、24.5ミリリットルの水）、熱アガロース溶液を作成するには、次いで約55〜65℃（触れることができる）まで冷まします。一度クール、1％エチジウムブロマイド溶液2μlを添加し、ゲルを注ぎます。 注意！エチジウムブロマイドは変異原と催奇形物質です。取り扱う際ニトリル手袋と適切な安全プロトコルを使用してください。代替的に、他の潜在的に毒性の低いゲル分割剤又は染料を使用することができます。 </li><li>免疫蛍光のために（0.1％トリトンX-100、10％ウシ胎児血清[FBS]、および3％ウシ血清アルブミン[BSA]を有するPBS）ブロッキング溶液を調製します。 </li><li>免疫蛍光のために洗濯液（0.1％トリトンX-100を含むPBS、1％FBS、3％のBSA）を調製。 </li><li>免疫蛍光のためにPBTx（0.1％トリトンX-100を含むPBS）を準備します。 </li><li>銅のインキュベーション室を準備lture。水をオートクレーブし35ミリリットルで、大（直径100mm）ペトリ皿を埋めます。解剖や文化が実行される場所の近くに配置します。 </li></ol> ハツカネズミの胎児精巣の2の単離<ol><li>毎朝膣プラグ用のメスのマウスを確認してください。膣プラグが検出された日の正午をE0.5と考えられています。承認された動物プロトコルと一致する方法で、E11.5で妊娠雌性マウスを安楽死させます。 </li><li> 70％エタノールでマウスの腹部を下にスプレーしてください。 </li><li>細かいハサミを使用して、V字型の切開を腹の皮膚や腹膜を開き、内部の臓器を露出するために組織のフラップを引き戻します。 </li><li>子宮角の両端に卵巣の位置を確認します。はさみを使用して、母親の体から胚を含む子宮を分離するために卵巣および結合組織で切断。 </li><li>卵黄嚢を露出させ、静かに胎盤の反対側を切断して子宮壁を開きます。ないPUに注意してくださいncture卵黄嚢が損傷または失わ胚を避けるために。 </li><li>胚含有卵黄嚢を削除して、カルシウムとマグネシウムを含むPBSを含む皿にそれらを配置するために胎盤の近くにカットします。カルシウムおよびマグネシウムイオンの存在は、組織構造を維持し、切開ツールに付着組織を防止するために、細胞接着分子を支援します。 </li><li>ピンセットで、慎重に胚が引き出し可能な穴を作成するために、卵黄嚢を穿刺することにより、胚から卵黄嚢と羊膜を除去します。胚は卵黄嚢の外になると、へその緒を切りました。 </li><li>この時点から、滅菌組織培養フード内に配置顕微鏡を使用しています。胚の頭部を外し、首の両側に鉗子でつまんで捨てます。 </li><li>尾を削除して、胚の性別を決定するために、XY PCR分析のための新しいマイクロ遠心チューブに入れます。 注：それは収穫後できるだけ早く培養生殖腺に最適ですが、それはまた、POSですsible尾DNAを除去し、各胚の性別が知られており、唯一の希望のセックスは、培養する必要があるように、文化の前にXX / XY遺伝子型決定を実行します。遺伝子型決定が行われている間（それらを追跡することができるように）、胚を培養するための準備ができるまで4℃または氷上で分離保持することができます。一つの注意点は、 子宮内又は培養条件の外に、この期間は、潜在的に培養中の文化やその後の開発のための実行可能性に影響を与える可能性があるということです。 </li><li> （通常は弱い手で保持鉗子）鉗子の一組での胚の脇の下を固定することによって培養皿の底に対して、仰臥位で胚を固定します。全体の解剖プロセスの間に、まだ胚を保持するための場所でこれらの鉗子を維持します。 </li><li>鉗子の他のペアで、肌カバー腹部を削除し、優しく体壁をバック露出するために、肝臓、腸、および他の器官を削除します。 </li><li>生殖腺は、背側大動脈の両側に背体壁に配置されるように、閉じた鉗子で泌尿生殖器の尾根の下にスコップや鉗子を​​開き、持ち上げて泌尿生殖器の尾根を削除し、体の正中線に沿って実行している大血管。生殖腺が緩く壁に添付されるように、これらの接続または生殖腺を除去することなく、速すぎてプルアップしないように注意して臓器の障害の原因、ストレッチがあります。 </li><li>メディアに組織を順応さ皿にCDMEMに泌尿生殖器の尾根を移動します。 </li><li> 27 G針を使用して、泌尿生殖器の尾根の残りの部分から生殖腺 - 中腎複合体を分離します。最適な分離を可能にするために押し下げて切断し、正確に組織を導くために他を使用する1つの針を使用してください。鋭い針が組織に固執することができ、プラスチックの破片を作成するように、皿底に対するソーイングモーションを使用しないでください。完全に生殖腺に接続されている中腎を維持することを確認します。 </li></ol>小分子阻害剤を用いた生殖腺の3培養<ol><li> 2 20μを設定15μlのそれぞれにリットルピペット。他のピペットは薬剤処理CDMEMのためにのみ使用されますが、生殖腺および制御CDMEMの追加の転送のためのきれいな、滅菌カミソリの刃を使用してバリアピペットチップのオフ約1〜2ミリメートルカット。 </li><li>彼らは簡単にカットオフチップを用いてピペットで注入できるように、ピペットチップへの長軸に平行で生殖腺をラインアップ。ピペットチップの内側に付着し、生殖腺のように注意してください。 </li><li>薬物含有液滴のような制御滴と他のように、1つの側にラベルを付けます。 2つだけ液滴は35mm皿の蓋に合うことができます。蓋のラベルは、尾組織を含むマイクロ遠心チューブのラベルと一致していることを確認してください。 </li><li>小（35ミリメートル）培養皿の蓋で液滴に単一の生殖腺を含むCDMEMのピペット15μL（ボトムスは加湿シャーレチャンバ内に収まらないほど背が高いように、唯一の蓋​​を使用します）。皿のいずれかの側にある2つの別々の生殖腺を含む液滴を置き、十分に分離FRオム互いに。生殖腺液滴に転送されたことを確認するために顕微鏡下で確認してください。 </li><li>コントロールとして指定された液滴には、30μlの総容量で液滴を作るために、DMSO（ステップ1.5で作られた）を含むCDMEMの追加の15μlを添加します。薬剤に接触しないだけで「コントロール」のピペットを使用してください。 </li><li>他の液滴（薬剤処理サンプル）には、30μlの総容量で液滴を作るためにTKI-II含有CDMEMの15μlを添加します。薬剤処理されたサンプルに指定された唯一のピペットを使用してください。 </li><li>ピペットを用いて、それらは直径約1​​5〜18ミリメートルになるまで拡大して円形パターンで液滴を広げ、生殖腺はおおよそ中間に位置しています。オリエント性腺それは、その側に位置し、生殖腺と中腎は容易に区別されるように。 2つの葉が平らになるように肺を向けます。 <ol><li>液滴直径が若干異なる場合がありますが、生殖腺がfloatinていないことを確認してくださいグラムとは、表面張力によって適所に保持されます。液滴が互いにまたは蓋の側面に触れていないことを確認します。表面張力がなければ、臓器は、このように臓器の形態を歪め、培養中に蓋の上に成長し、平らにします。 </li></ol></li><li>慎重に直立大（100ミリメートル）加湿皿内の水の表面に液滴を含む培養皿のふたを置きます。蓋の下の下に閉じ込められた気泡がないことを確認し、それが水の表面に平らに置かれていること。蓋を反転し、任意の水が液滴が配置されている蓋の上部を触れないように注意してはいけません。 </li><li>小、加湿チャンバーを作成するには、すぐに生殖腺培養を囲むために、より大きな加湿皿の蓋でカバーしています。メディアのいずれかの蒸発を最小限に抑えるために可能な限り迅速に行動します。小さい料理が自由に移動することと、より大きな皿の蓋との間にスペースがあることを確認します。それ以外の場合は、結露がシールaとbをすることができます組織への空気交換をロックします。 </li><li>二つの小さな蓋をチャンバー内に配置されると、すぐにインキュベーターにチャンバーを配置。 37℃で加湿したCO 2インキュベーター中で48時間培養液滴をインキュベートします。 </li></ol>胚の性別を決定するための4ポリメラーゼ連鎖反応<ol><li> 1.5ミリリットルマイクロチューブの底に胚尾を追加します。 </li><li>各チューブに50 mMのNaOHを200μLを加えます。 </li><li> 15分間、または組織が完全に溶解するまで95℃で置きます。 </li><li>軽く簡単に50の1Mトリス塩酸μlの渦を追加します。 </li><li> 0.5μlの25μMプライマー溶液、2.5μlの10XのTaqバッファー、0.5μlの10 mMのdNTPを（ヌクレオチド）、19.3μlのヌクレアーゼ1.5 mlのマイクロ遠心チューブでは、サンプルの合計数で各ボリュームを乗じて新たなPCRマスターミックスを作ります無料の水、0.2μlのDNA Taqポリメラーゼ。よく混ぜます。 </li><li> 23を追加消化尾の3μlの溶解液を含むPCRチューブにPCRマスターミックスμlの。 </li><li>フリック次いで、チューブをチューブの底にサンプルをもたらすために、短いスピンを行い、それらを混合します。 </li><li> XY（ショート）PCRプログラム（ 表1）を実行します。 </li><li> 1X TAE緩衝液中の2.5％アガロースゲル中で（5×染料と）サンプルおよびラダーをロードします。 </li><li> XXとXYバンドが解決されるまで、アガロースゲル電気泳動を実行します。 </li><li>イメージ紫外線とキャプチャ画像を有するゲル。 </li><li> ; Y染色体-特異的なバンド（X染色体= 331塩基対[BP]とXY = 302 bp）の13対のX染色体特異的に分析しますXX（メス）のサンプルは、単一の331 bpのバンドとして表示されます一方、XY（オス）のサンプルは、331と302塩基対の二つのバンドを持っています。 </li></ol> 5.全体のマウント免疫器官 1日目： <ol><li>カットオフチップで千μlのピペットを用いて培養物から生殖腺を削除します。必要に応じて、それらがあってもよいですメディアおよび試薬を洗い落とすために、PBSの皿に置きました。 0.5ミリリットルマイクロチューブにPBSに置きます。小さいチューブサイズは、試薬を節約し、それが簡単にチューブ内のサンプルを追跡するために行います。 <ol><li>潜在的な薬物汚染を避けるために、別々のチューブに、制御および処理されたサンプルと同様に、XXとXYサンプルを維持し、ピペットの独立したセットで、培養物からそれらを削除してください。 </li></ol></li><li> PBSで2回生殖腺を洗ってください。この時点以降、このプロトコルは、カルシウムとマグネシウムを欠く1×PBSを使用することができます。それらを洗浄するために、生殖腺が（重力によって）チューブの底に沈み、その後、上記の液体を除去することができます。それらに近すぎるピペットで生殖腺を失わないように注意してください。 </li><li>チューブからできるだけ多くのPBSを削除します。 0.1％Triton X-100を含むPBS中の4％パラホルムアルデヒド250μlのを追加し、ロッカーの上に4℃でO / Nインキュベートしましょう​​。また、この固定は、ロッカーの上に4℃で2時間行うことができます。注意！ Paraformaldehydeは有害物質ですので、取り扱いの際に安全プロトコルに従ってください。 </li></ol> 2日目： <ol start="4"><li> RTで250μlのPBTxで二回生殖腺をすすぎます。 </li><li>ロッカー上、室温で10分ごとに250μlのPBTxで生殖腺を3回洗浄します。 </li><li>ロッカー上で室温でブロッキング溶液250μlの生殖腺は、少なくとも1時間ブロックします。 </li><li>ブロッキング溶液中に希釈した250μlの一次抗体で、ロッカーに4℃で生殖腺O / Nを染色します。 </li></ol> 3日目： <ol start="8"><li> 250μlの洗浄液中に二回生殖腺をすすぎます。 </li><li>ロッカー上、室温で10分ごとに、250μlの洗浄液で生殖腺を3回洗浄します。 </li><li>生殖腺にロッカーに室温でブロッキング溶液を250μlで1時間をブロックします。 </li><li>光から蛍光二次抗体を保護するためにアルミホイルでマイクロ遠心チューブを覆います。 </li><li> AR上でRTで生殖腺2-4時間インキュベートしますあるいは、ヘキスト33342を含むブロッキング溶液中に希釈した250μlの二次抗体で無骨な、ロッカーに4℃で二次抗体およびヘキスト33342インキュベーションO / Nを実行します。 </li><li> 250μlのPBTxで二回生殖腺をすすぎます。 </li><li>ロッカー上、室温で10分ごとに250μlのPBTxに生殖腺を3回洗浄します。 </li><li>カットオフピペットチップを使用して、最小限の液体とスライド上に生殖腺を転送します。ピペットを用いて余分な液体を削除するが、組織が乾燥していないことを確認してください。 </li><li>オリエントすぐにピンセットで所望の様式で生殖腺、およびスライドに生殖腺をマウントするマウントメディアのドロップを追加。取り付けメディアのコート完全にすべてのサンプルを確認してください。それは、サンプルが乾燥させるのを防ぐのに重要です。 </li><li>静かにサンプルをカバーするために適切なサイズのカバーガラス（数1.5スタイル）を使用します。カバーガラスの表面全体に接触するように取り付けメディアの広がりをしてみましょう。必要であれば、非常に軽くなるようにカバーガラスの隅に押し大きな気泡が存在しません。 </li><li>取り付けメディアの蒸発を減らすためにエッジの周り明確なマニキュアでスライドをシール。ストアは、4℃の暗所でスライドをマウントしました。 </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

本研究では、胎児の発達を研究するための多くの潜在的なアプリケーションを持ってex vivoでの臓器全体ドロップレット法を示しています。この技術は、複数の器官のために使用され、in vivoで使用して検査することが困難である生物学的問題に対処するための研究が原因胚および胚の潜在的な致死の到達不能に近づくことができることができます。この培養方法は、哺乳動物細?...

ヒトにおけるインビボでの臓器再生は非常に限られています。したがって、組織工学、ホストから寄贈された個々の細胞からの組織や臓器の開発は、臓器置換のための魅力的な潜在的な治療法となってきています。しかし、成功するために、この治療戦略のために、要因や器官の形態形成に関与する細胞の相互作用は、徹底的に研究されている必要があり、よく理解していました。伝統的なアプローチと特定の器官の発達を研究することができないことに起因して、研究者は代替全胚または全臓器培養物になっています。 Kalaskar ら 1は、ex vivoでの培養方法は、器官形成研究のための実行可能な代替物である示唆し、 子宮の発達にに（培養胚の58％に）そのex vivoで全胚培養物が同等の結果が得られ示されています。 このような個別の器官培養系、 エキソビボ DROplet培養系、理学的試薬または抗体を添加することにより、特定のシグナル伝達経路や細胞間相互作用の操作を可能にしながら、全身作用の全臓器分析に​​依存しないために可能にします。伝統的に、胎児の器官の発達の研究は、母系配信理学的試薬に加えて、トランスジェニックおよびノックアウトマウスの技術に限定されていました。しかし、 生体内でこれらの技術や治療に関わる技術的な問題があります。最も懸念は、多くの場合、胚致死になり、同時に様々な臓器に影響を与えるの影響を中心に展開。胎児の発育を操作する研究の追加の懸念は、薬理学的にこのような試薬は、胎盤関門を通過することができる場合（ 例えば、薬剤の母体代謝が、それは胚に到達する前）と子宮内で胚発生に対する薬物の母性効果です。 全器官培養技術が記載さここで最初のMaatouk らによって記載されたプロトコルから適合させた。2、全体の胎児の生殖腺をex vivoで直立滴培養中でインキュベートされました。胎児の生殖腺を培養する1つの重要な利点は、小分子阻害剤は、容易に、単純な拡散によって全臓器にアクセスできることです。 。DeFalcoらは、小分子阻害剤と一緒にエクスビボで 、これを利用した液滴培養法は、生殖腺の発達3中に発生するプロセスとの相互作用を研究するためにシグナリングを使用することができることを示しました。これらのプロセスは、技術的な課題に、in vivoで検討するのは困難であろう（ 例えば 、胎盤または遺伝的または薬理学的ア ​​プローチを使用して、複数の臓器に影響を与えるの致死性を通じて薬物の通過）。 液滴の文化だけでなく、 子宮内の実験で特定の側面を超えるの改善ですが、またそれは 、in vitro および ex VI以上の改善でありますVOシステムなども。これらは、多様な細胞型を欠いている器官構造の形成を可能にする重要な細胞外マトリックス（ECM）の成分を欠いており、シグナル伝達カスケード内のアーチファクトを示すことができるため、形態形成を研究するための細胞株の使用は非常に困難です。組織工学は、ECMをシミュレートする足場を作成する際に重要な改良を加えているが、信号が器官形成時の各細胞型によって必要とされるに関して知識の欠如は、それが困難なin vitroでの臓器システムを構築することができます。その他のex vivoでのシステムは、以前器官形成を研究するために設立され、より具体的形態形成、ライブ寒天4中の胎児の臓器のイメージング、トランスウェル5、フィルタ6、および他の足場マトリクス7,8のために非常に成功しているされています。液滴の培養系の利点は、Oである、より少ない試薬を利用する能力を提供することにより、形態形成の研究を可能にすることですften高価なだけでなく、成長とシグナリング機能9のために重要である臓器表面張力を、与えます。 マウスでは、初期の精巣の形態形成は、E11.5およびE13.5ステージ（E）は、胚との間で行われます。これらの段階は、性特異的分化に影響を与える要因を調べるための最適な時間ウィンドウを含みます。精巣形成時に発生する重要なプロセスの中で精巣コードアーキテクチャの生成および精巣特異的血管網の形成です。このエキソビボ全臓器滴培養系を利用して、一方が雄特異的血管新生を変化させ、小分子阻害剤の使用を介して精巣の形態形成を阻害することができることブロック血管内皮増殖因子（VEGF）の受容体の活性。 VEGF媒介血管リモデリングは、精巣の発達10-12のために重要です。この技術は、他の正常臓器に適用することができ、特定の時間をターゲットにすることができ開発の窓。全体のマウント臓器イメージングは​​重要な構造の可視化だけでなく、様々な阻害剤の投与に起因する構造的および細胞の変化を可能にします。重要なことには、このシステムは、研究者が、in vivoで標的遺伝子戦略の間母体薬物投与または全身崩壊からの潜在的な交絡の影響を回避することができるという点で有利で ​​す。このように、この全体の臓器ex vivoでの液滴培養系は大幅に胎児の発達中に特定の器官内、特に発生の相互作用およびシグナル伝達を理解する能力を向上させることができます。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Superfrost Plus Microscope Slides</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover Glasses: Squares (22 mm x 22 mm, No. 1.5)</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-541B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sally Hansen Xtreme Wear Nail Polish, Invisible</td>
			<td>Sally Hansen</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-Strip 0.2 mL PCR Tubes &#38; Detached Flat Caps</td>
			<td>GeneMate</td>
			<td>T3218-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipetman L P1000L, P200L, P20L, P10L, P2L</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>FA10006M, FA10005M, FA10003M, FA10002M, FA10001M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>91150-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>91460-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Posi-Click 1.7 ml microcentrifuge tubes</td>
			<td>Denville</td>
			<td>C2170</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Posi-Click 0.6 ml microcentrifuge tubes</td>
			<td>Denville</td>
			<td>C2176</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 &#956;l SHARP Precision Barrier Tips</td>
			<td>Denville</td>
			<td>P1096FR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 &#956;l SHARP Precision Barrier Tips</td>
			<td>Denville</td>
			<td>P1121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>200 &#956;l SHARP Precision Barrier Tips</td>
			<td>Denville</td>
			<td>P1122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 &#956;l SHARP Precision Barrier Tips</td>
			<td>Denville</td>
			<td>P1126</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe with 27gauge needles</td>
			<td>BD PrecisionGlide</td>
			<td>309623</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 ml syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>305559</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.2 &#956;M PES syringe filter</td>
			<td>VWR</td>
			<td>28145-501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grade 3 Qualitative Filter Paper Standard Grade, circle, 185 mm</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>1003-185</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primaria 35mm Easy Grip Style Cell Culture Dish</td>
			<td>Falcon/Corning</td>
			<td>353801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dishes, Sterile (100 mm x 15 mm)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25384-088</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>New Brunswick Galaxy 14 S CO2 Incubator</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>CO14S-120-0000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biosafety Cabinet</td>
			<td>Nuare</td>
			<td>NU-425-400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini-centrifuge&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-090-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BioExpress GyroMixer Variable XL</td>
			<td>GeneMate</td>
			<td>R-3200-1XL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mastercycler Pro Thermal Cycler with control panel</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>950040015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SMZ445 stereomicroscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MultiImage Light Cabinet with AlphaEase Software</td>
			<td>Alpha Innotech Corporation</td>
			<td>Discontinued</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absolute 200 proof Ethanol</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP2818-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP151-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Phosphate (Dibasic MW 142) Na2HPO4</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>S374-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Phosphate (Monobasic MW 136) KH2PO4</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5379-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride (NaCl)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>S671-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Chloride (KCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3911-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Chloride (MgCl2)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M2393-100g</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Chloride (CaCl2)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C5670-100g</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ambion Nuclease-Free Water</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>AM9938&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XY PCR Primer&#160;</td>
			<td>IDT</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glacial Acetic Acid</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>A38-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylenediamine Tetraacetic Acid (EDTA)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP2482-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1% Ethidium bromide solution</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP1302-10</td>
			<td>Toxic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>GeneMate</td>
			<td>E-3120-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Hydroxide (NaOH)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>367176-2.5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trizma Base</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T1503-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dNTP Set, 100 mM Solutions</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>R0182</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNA Choice Taq polymerase with 10x Buffer</td>
			<td>Denville</td>
			<td>CB-4050-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>O4042-500</td>
			<td>Toxic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluorMount-G</td>
			<td>Southern Biotech</td>
			<td>0100-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogen Chloride (HCl)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>A144212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin (BSA), powder, Fraction V, Heat shock isolation</td>
			<td>Bioexpress</td>
			<td>0332-100g</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium (DMEM)&#160;</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11965-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum (FBS), triple 100-nm filtered</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>03-600-511</td>
			<td>Heat-inactivate before using</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>Use at 1:100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl sulfoxide (DMSO), Hybri-max, sterile-filtered</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D2650</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VEGFR Tyrosine Kinase Inhibitor II - CAS 269390-69-4 - Calbiochem</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>676481</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit Anti-Sox9 Antibody</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>AB5535</td>
			<td>Use at dilution: 1:4,000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat Anti-Mouse PECAM1 (CD31) Antibody</td>
			<td>BD Pharmingen</td>
			<td>553370</td>
			<td>Use at dilution: 1:250</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit Cleaved Caspase-3 (Asp175) Antibody</td>
			<td>Cell Signaling</td>
			<td>9661S</td>
			<td>Use at dilution: 1:250</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat E-cadherin / CDH1 Antibody (ECCD-2)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>13-1900</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoechst 3342, trihydrochloride, trihydrate</td>
			<td>Invitrogen (Molecular Probes)</td>
			<td>H1399</td>
			<td>Use at 2ug/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cy3 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG (H+L)</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>712-165-153</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 647 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG (H+L)</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>712-605-153</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A31572</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 conjugate</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A21206</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rat IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 conjugate</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A21208</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 conjugate</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A31573</td>
			<td>Use at dilution: 1:500</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using ex vivo upright droplet cultures of whole fetal organs to study developmental processes during mouse organogenesis

子宮内器官を調査すると、子宮内開発胚による試薬の到達不能に胎盤哺乳類における技術的に困難なプロセスです。新たに開発されたex vivoで直立滴培養法は、 子宮内で行われた研究に魅力的な代替手段を提供します。 ex vivoでの液滴の文化は、様々なブロッキングと活性化化合物の使用を介して細胞間相互作用および多様なシグナル伝達経路を調べて、操作する能力を提供します。さらに、特定の器官の発達に様々な薬理学的試薬の影響は、 子宮内 、全身薬物送達の望ましくない副作用なしに研究することができます。他のインビトロ系と比較して、液滴の培養は、哺乳動物細胞系において再現することができない三次元の形態形成および細胞-細胞相互作用を研究する能力を可能にするだけでなく、大幅に少ない研究を必要とするだけでなく他のex vivoおよび in vitroよりもプロトコルで eagents。本稿では、適切なマウス胎児臓器解剖及び方法の有効性を実証するために、全体の臓器免疫蛍光続く直立滴培養技術を、示しています。 エキソビボ液滴の培養方法は、同等の生体内で観察され、in vivoモデルにおける胚致死によるさもなければ困難な試験プロセスを研究するために利用することができるものに臓器構造の形成を可能にします。モデルのアプリケーションシステムとして、小分子阻害剤は、精巣の形態形成における血管新生の役割を調べるために利用されます。各器官は広範囲であるプロトコルへの任意の器官特異的修飾を決定するために検討しなければならないが、これエキソビボ液滴の培養方法は、例えば、肺および潜在的に他のもののような他の胎児の臓器系に拡張可能です。この器官培養系は、胎児の器官、およびその結果と実験の柔軟性を提供するobtaineDこの技術を使用すると、研究者は、胎児の発育への洞察を得るのに役立ちます。

ex vivoでの液滴の文化は、細胞間相互作用とダイナミクスを研究するために、1は、生殖腺などの器官全体を操作することができます。 図1は、E11.5の性腺滴文化を準備する方法を段階的に示しています。培養プロトコルの最初のステップは、母マウス（ 図1Aおよび1B）からの胚を含む子宮の初期除去が含まれます。母親から子宮を除去した後、子宮壁が切断され...

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Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

The&#160;ex vivo&#160;upright droplet culture is an alternative to current&#160;in vitro&#160;and&#160;in vivo&#160;experimental techniques. This protocol is easy to perform and requires smaller amounts of reagent, while permitting the ability to manipulate and study fetal vascularization, morphogenesis, and organogenesis.

使い方<em&gt;エクスビボ</em&gt;全体の胎児器官の直立飛沫培養物をマウス器官中に発生過程を研究します

Investigating organogenesis in utero is a technically challenging process in placental mammals due to inaccessibility of reagents to embryos that develop ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

12.4K ビュー.  Cincinnati Children's Hospital Medical Center. The ex vivo upright droplet culture is an alternative to current in vitro and in vivo experimental techniques. This protocol is easy to perform and requires smaller amounts of reagent, while permitting the ability to manipulate and study fetal vascularization, morphogenesis, and organogenesis.

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Ex Vivo Culture of Pharyngeal Arches to Study Heart and Muscle Progenitors and Their Niche

The pharyngeal mesoderm of developing embryos contributes to broad regions of head and heart musculature. We have developed a novel method to study head and heart progenitor cell development with pharyngeal arches (also known as branchial arches) ex vivo. Using this method, we have recently described that the second pharyngeal arch contains self-renewing heart progenitors and serves as a microenvironment for expansion of the progenitors during mouse heart development. The progenitor cells remain undifferentiated and expansive inside the arch, but quickly become functional cardiomyocytes as they migrate out of the arch. We also reported that first pharyngeal arch contains muscle progenitors giving rise to myotubes after leaving the arch. Here, we demonstrate the procedure for the dissection and ex vivo culture of first and second pharyngeal arches from developing mouse embryos. The method enables one to study head and heart progenitor/muscle development, including cardiomyocyte and myotube formation in detail ex vivo.

Ex Vivo Culture of Pharyngeal Arches to Study Heart and Muscle Progenitors and Their Niche

Here, we present a protocol to culture pharyngeal arches to study the biology of heart and muscle progenitor cells and their microenvironment.

咽頭アーチのex vivo培養は、ハートと筋前駆細胞とそのニッチを研究します

The pharyngeal mesoderm of developing embryos contributes to broad regions of head and heart musculature. We have developed a novel method to study head ...

発生生物学

Using Primary Neurosphere Cultures to Study Primary Cilia

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, postnatal, and adult life. In addition, most differentiated neurons possess primary cilia that house signaling receptors, such as G-protein-coupled receptors, and signaling molecules, such as adenylyl cyclases. The primary cilium determines the activity of multiple developmental pathways, including the sonic hedgehog pathway during embryonic neuronal development, and also functions in promoting compartmentalized subcellular signaling during adult neuronal function. Unsurprisingly, defects in primary cilium biogenesis and function have been linked to developmental anomalies of the brain, central obesity, and learning and memory deficits. Thus, it is imperative to study primary cilium biogenesis and ciliary trafficking in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. However, culturing methods for primary neurons require considerable expertise and are not amenable to freeze-thaw cycles. In this protocol, we discuss culturing methods for mixed populations of neural stem/progenitor cells using primary neurospheres. The neurosphere-based culturing methods provide the combined benefits of studying primary neural stem/progenitor cells: amenability to multiple passages and freeze-thaw cycles, differentiation potential into neurons/glia, and transfectability. Importantly, we determined that neurosphere-derived neural stem/progenitor cells and differentiated neurons are ciliated in culture and localize signaling molecules relevant to ciliary function in these compartments. Utilizing these cultures, we further describe methods to study ciliogenesis and ciliary trafficking in neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. These neurosphere-based methods allow us to study cilia-regulated cellular pathways, including G-protein-coupled receptor and sonic hedgehog signaling, in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons.

The primary cilium is fundamentally important in neural progenitor cell proliferation, neuronal differentiation, and adult neuronal function. Here, we describe a method to study ciliogenesis and the trafficking of signaling proteins to cilia in neural stem/progenitor cells and differentiated neurons using primary neurosphere cultures.

一次繊毛を研究するために一次ニューロスフェア培養物を使用して

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, ...

Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

Due to its formidable tools for molecular genetic studies, Arabidopsis thaliana is one of the most prominent model species in plant biology and, especially, in plant reproductive biology. However, plant morphological, anatomical, and ultrastructural analyses traditionally involve time-consuming embedding and sectioning procedures for bright field, scanning, and electron microscopy. Recent progress in confocal fluorescence microscopy, state-of-the-art 3-D computer-aided microscopic analyses, and the continuous refinement of molecular techniques to be used on minimally processed whole-mount specimens, has led to an increased demand for developing efficient and minimal sample processing techniques. In this protocol, we describe techniques for properly dissecting Arabidopsis flowers and siliques, basic clearing techniques, and some staining procedures for whole-mount observations of reproductive structures.

Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

In this protocol, we describe techniques for the proper dissection of Arabidopsis flowers and siliques, some basic clearing techniques, and selected staining procedures for whole-mount observations of reproductive structures.

全体マウント クリアとシロイヌナズナの花器官および Siliques の染色

Due to its formidable tools for molecular genetic studies, Arabidopsis thaliana is one of the most prominent model species in plant biology and, ...

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound (30/45MHZ) System

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular mechanisms of CHDs is&#160;crucial for inventing new preventive and therapeutic strategies. Mutant mouse models are powerful tools to discover new&#160;mechanisms&#160;and environmental stress modifiers that drive cardiac development and their potential&#160;alteration in CHDs. However, efforts to establish the causality of these putative contributors have been limited to histological&#160;and molecular studies&#160;in non-survival animal experiments, in which&#160;monitoring the key physiological and hemodynamic parameters is&#160;often absent. Live imaging technology has become an essential tool to establish the&#160;etiology of CHDs. In particular,&#160;ultrasound imaging can be used prenatally without surgically exposing the fetuses,&#160;allowing maintaining&#160;their baseline physiology while monitoring the impact of environmental stress&#160;on the hemodynamic and structural aspects of cardiac chamber development. Herein, we use the High-Frequency Ultrasound (30/45)&#160;system to examine the cardiovascular system in fetal mice at E18.5 in utero at the baseline and in response to prenatal hypoxia exposure. We demonstrate the feasibility of the system to measure cardiac chamber size, morphology, ventricular function, fetal heart rate, and umbilical artery flow indices, and their alterations in fetal mice exposed to systemic chronic hypoxia in utero in real time.

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound 30/45MHZ System

High-frequency ultrasound imaging of the fetal mouse has improved imaging resolution and can provide precise non-invasive characterization of cardiac development and structural defects. The protocol outlined herein is designed to perform real-time fetal mice echocardiography in vivo.

心血管イメージング (30/45 MHZ) の高周波超音波を用いた胎児マウス

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular ...

Three-dimensional Organotypic Cultures of Vestibular and Auditory Sensory Organs

The sensory organs of the inner ear are challenging to study in mammals due to their inaccessibility to experimental manipulation and optical observation. Moreover, although existing culture techniques allow biochemical perturbations, these methods do not provide a means to study the effects of mechanical force and tissue stiffness during development of the inner ear sensory organs. Here we describe a method for three-dimensional organotypic culture of the intact murine utricle and cochlea that overcomes these limitations. The technique for adjustment of a three-dimensional matrix stiffness described here permits manipulation of the elastic force opposing tissue growth. This method can therefore be used to study the role of mechanical forces during inner ear development. Additionally, the cultures permit virus-mediated gene delivery, which can be used for gain- and loss-of-function experiments. This culture method preserves innate hair cells and supporting cells and serves as a potentially superior alternative to the traditional two-dimensional culture of vestibular and auditory sensory organs.

Three-dimensional organotypic cultures of the murine utricle and cochlea in optically clear collagen I gels preserve innate tissue morphology, allow for mechanical stimulation through adjustment of matrix stiffness, and permit virus-mediated gene delivery.

前庭と聴覚の感覚器官の三次元切片培養

The sensory organs of the inner ear are challenging to study in mammals due to their inaccessibility to experimental manipulation and optical observation. ...

An In Vivo Method to Study Mouse Blood-Testis Barrier Integrity

Spermatogenesis is the development of spermatogonia into mature spermatozoa in the seminiferous tubules of the testis. This process is supported by Sertoli cell junctions at the blood-testis barrier (BTB), which is the tightest tissue barrier in the mammalian body and segregates the seminiferous epithelium into two compartments, a basal and an adluminal. The BTB creates a unique microenvironment for germ cells in meiosis I/II and for the development of postmeiotic spermatids into spermatozoa via spermiogenesis. Here, we describe a reliable assay to monitor BTB integrity of mouse testis in vivo. An intact BTB blocks the diffusion of FITC-conjugated inulin from the basal to the apical compartment of the seminiferous tubules. This technique is suitable for studying gene candidates, viruses, or environmental toxicants that may affect BTB function or integrity, with an easy procedure and a minimal requirement of surgical skills compared to alternative methods.

An In Vivo Method to Study Mouse Blood-Testis Barrier Integrity

Here, we present a protocol to assess the blood-testis barrier integrity by injecting inulin-FITC into testes. This is an efficient in vivo method to study blood-testis barrier integrity that can be compromised by genetic and environmental elements.

マウス血液精巣関門の整合性を研究するIn Vivo法

Spermatogenesis is the development of spermatogonia into mature spermatozoa in the seminiferous tubules of the testis. This process is supported by ...

Analysis of Cardiac Chamber Development During Mouse Embryogenesis Using Whole Mount Epifluorescence

The goal of this protocol is to describe a method for the dissection of mouse embryos and visualization of embryonic mouse ventricular chambers during heart development using ventricular specific fluorescent reporter knock-in mice (MLC-2v-tdTomato mice). Heart development involves a linear heart tube formation, the heart tube looping, and four chamber septation. These complex processes are highly conserved in all vertebrates. The mouse embryonic heart has been widely used for heart developmental studies. However, due to their extremely small size, dissecting mouse embryonic hearts is technically challenging. In addition, visualization of cardiac chamber formation often needs in situ hybridization, beta-galactosidase staining using LacZ reporter mice, or immunostaining of sectioned embryonic hearts. Here, we describe how to dissect mouse embryonic hearts and directly visualize ventricular chamber formation of MLC-2v-tdTomato mice using whole mount epifluorescent microscopy. With this method, it is possible to directly examine heart tube formation and looping, and four chamber formation without further experimental manipulation of mouse embryos. Although the MLC-2v-tdTomato reporter knock-in mouse line is used in this protocol as an example, this protocol can be applied to other heart-specific fluorescent reporter transgenic mouse lines.

We present the protocols to examine mouse heart development using whole mount epifluorescent microscopy on mouse embryos dissected from ventricular specific MLC-2v-tdTomato reporter knock-in mice. This method allows us to directly visualize each stage of the ventricular formation during mouse heart development without labor-intensive histochemical methods.

落射蛍光マウント全体を用いたマウス胚発生中に心臓商工会議所発展の分析

The goal of this protocol is to describe a method for the dissection of mouse embryos and visualization of embryonic mouse ventricular chambers during ...

Human Ex vivo Wound Model and Whole-Mount Staining Approach to Accurately Evaluate Skin Repair

Chronic non-healing wounds, which primarily affect the elderly and diabetic, are a significant area of clinical unmet need. Unfortunately, current chronic wound treatments are inadequate, while available pre-clinical models poorly predict the clinical efficacy of new therapies. Here we describe a high throughput, pre-clinical model to assess multiple aspects of the human skin repair response. Partial thickness wounds were created in human ex vivo skin and cultured across a healing time course. Skin wound biopsies were collected in fixative for the whole-mount staining procedure. Fixed samples were blocked and incubated in primary antibody, with detection achieved via fluorescently conjugated secondary antibody. Wounds were counterstained and imaged via confocal microscopy before calculating percentage wound closure (re-epithelialization) in each biopsy. Applying this protocol, we reveal that 2 mm excisional wounds created in healthy donor skin are fully re-epithelialized by day 4-5 post-wounding. On the contrary, closure rates of diabetic skin wounds are significantly reduced, accompanied by perturbed barrier reformation. Combining human skin wounding with a novel whole-mount staining approach allows a rapid and reproducible method to quantify ex vivo wound repair. Collectively, this protocol provides a valuable human platform to evaluate the effectiveness of potential wound therapies, transforming pre-clinical testing and validation.

Here we demonstrate an optimized technique for assessing wound repair using ex vivo human skin combined with a whole-mount staining approach. This methodology provides a pre-clinical platform for the evaluation of potential wound therapies.

皮膚修復を正確に評価するヒトEx vivo創傷モデルと全山染色法

Chronic non-healing wounds, which primarily affect the elderly and diabetic, are a significant area of clinical unmet need. Unfortunately, current chronic ...

Ex Utero Culture of Mouse Embryos from Pregastrulation to Advanced Organogenesis

Postimplantation mammalian embryo culture methods have been generally inefficient and limited to brief periods after dissection out of the uterus. Platforms have been recently developed for highly robust and prolonged ex utero culture of mouse embryos from egg-cylinder stages until advanced organogenesis. These platforms enable appropriate and faithful development of pregastrulating embryos (E5.5) until the hind limb formation stage (E11). Late gastrulating embryos (E7.5) are grown in rotating bottles in these settings, while extended culture from pregastrulation stages (E5.5 or E6.5) requires a combination of static and rotating bottle cultures. In addition, sensitive regulation of O2 and CO2 concentration, gas pressure, glucose levels, and the use of a specific ex utero culture medium are critical for proper embryo development. Here, a detailed step-by-step protocol for extended ex utero mouse embryo culture is provided. The ability to grow normal mouse embryos ex utero from gastrulation to organogenesis represents a valuable tool for characterizing the effect of different experimental perturbations during embryonic development.

Ex Utero Culture of Mouse Embryos from Pregastrulation to Advanced Organogenesis

An enhanced platform for whole-embryo culture allows continuous and robust ex utero development of postimplantation mouse embryos for up to six days, from pregastrulation stages until advanced organogenesis. In this protocol, we detail the standard procedure for successful embryo culture using static plates and rotating bottle systems.

元ウテロ マウス胚の採虫前から高度器官形成までの培養

Postimplantation mammalian embryo culture methods have been generally inefficient and limited to brief periods after dissection out of the uterus. ...

Isolation of Whole Cell Protein Lysates from Mouse Facial Processes and Cultured Palatal Mesenchyme Cells for Phosphoprotein Analysis

Mammalian craniofacial development is a complex morphological process during which multiple cell populations coordinate to generate the frontonasal skeleton. These morphological changes are initiated and sustained through diverse signaling interactions, which often include protein phosphorylation by kinases. Here, two examples of physiologically-relevant contexts in which to study phosphorylation of proteins during mammalian craniofacial development are provided: mouse facial processes, in particular E11.5 maxillary processes, and cultured mouse embryonic palatal mesenchyme cells derived from E13.5 secondary palatal shelves. To overcome the common barrier of dephosphorylation during protein isolation, adaptations and modifications to standard laboratory methods that allow for isolation of phosphoproteins are discussed. Additionally, best practices are provided for proper analysis and quantification of phosphoproteins following western blotting of whole cell protein lysates. These techniques, particularly in combination with pharmacological inhibitors and/or murine genetic models, can be used to gain greater insight into the dynamics and roles of various phosphoproteins active during craniofacial development.

The protocol presents a method for isolating whole cell protein lysates from dissected mouse embryo facial processes or cultured mouse embryonic palatal mesenchyme cells and performing subsequent western blotting to assess phosphorylated protein levels.

リンタンパク質分析のためのマウスフェイシャルプロセスおよび培養口蓋間葉系細胞からの全細胞タンパク質溶解物の単離

Mammalian craniofacial development is a complex morphological process during which multiple cell populations coordinate to generate the frontonasal ...