Work in S.M.'s laboratory is funded by recruitment grants from CPRIT (R1220) and NIH (1R01GM113023-01).

成体マウス脳からのニューロスフェアの単離<ol><li>イソフルランの過剰投与により（約2ヶ月）成体マウスを安楽死させます。マウスが呼吸を停止し、死の直後に解剖したことをダブルチェック。 </li><li>はさみを使用して、頭蓋骨を開くために正中切開を行います。脳を削除します。 </li><li>氷の上で10cmディッシュに冷たいPBSで脳を置きます。側脳室48からSVZを得るために全体のマウント解剖の方法に従ってください。 </li><li> 、1.5mlチューブに側脳室を配置し、0.05％トリプシン-EDTAをPBS中の500μLを添加し、水浴中で37℃で15分間チューブをインキュベートします。 </li><li> 15分後、停止中の500μLを加え、穏やかに20ピペット - 1mLの先端と30回。ピペット操作中に気泡を形成することは避けてください。 注：この手順は、細胞の生存に重要です。 </li><li> 8分間、500×gで細胞をスピンダウン。 、上清を捨て、PBS 1 mLを加え、再懸濁さt穏やかに1 mLの先端で5回ピペッティングすることにより彼の細胞。 </li><li> 8分間500×gでスピンダウン。 1mLのチップを使用して上清を捨て、基礎培地1mLを加えます。 </li><li> （オプション）細胞破片が認められた場合、70μmの細胞ストレーナーを通して細胞を渡します。 </li><li>血球計数器を用いた細胞の数を数えます。一般的には、約30,000 - 60,000細胞/ SVZが得られます。 </li><li>プレートを5％CO 2、37℃でNSC培地及び培養の10mlで10cmディッシュに1つのSVZからの細胞。 </li><li>球体49との間の融合を回避するために（オプション）、5％CO 2、37℃でNSC培地及び培養1.5mLの予め充填されている超低結合、6ウェルプレートの1ウェルに1,000細胞を置きます。 注：5-7日後、神経球を観察することができる（ 図2A）。培養期間は、マウスの年齢や遺伝的背景と異なる場合があります。 </li><li>文化を維持するために、3〜4日ごとにNSC培地2mlを追加（既存のメディアを削除しないでください）。 </li></ol>ニューロスフェアの分化能と繊毛形成試験の2分析<ol><li>分化能を分析するために、分化培地中の付着条件の下での神経球を分析します。 </li><li>オートクレーブまたは使用前にUV照射で12ミリメートルラウンドカバースリップを滅菌します。接着細胞培養のために、無菌条件下で24ウェルプレートのウェルに滅菌12ミリメートル丸いカバーガラスを置きます。 </li><li> 0.002％ポリ-L-リシン（PLL）の500μLで10秒間コートカバーガラス。ソリューションを吸引し、10〜15分間、それを乾燥させます。 </li><li>ラミニン溶液500μL（5μgの/μL）を追加します。 37℃で1時間、カバーガラスをインキュベートします。 </li><li>ラミニンを吸引し、分化培地またはNSC培地（未分化対照）500μLを加えます。 </li><li>顕微鏡下で200μLチップで200ミクロン球 - 分化アッセイのために、100を拾います。加えます分化培地で7〜10日間、24ウェルプレート培養の各ウェルに5-10神経球。 </li><li>未分化神経球を分析するために、NSC培地中で1〜2日間、24ウェルプレート培養の各ウェルに5-10ニューロスフィアを加えます。添付の神経球を広げ、単層（ 図2B）として成長します。 </li><li>注意深く培地を除去した後、室温で15分間、PBS中の4％パラホルムアルデヒド（PFA）を用いて細胞を固定し、その後、室温で5分間、PBSで二回洗浄します。プレートを1~2ヶ月間4℃で保存することができます。 注：（神経幹/前駆細胞マーカー）ネスチンに対して免疫染色を行い、NSC培地中で神経幹/前駆細胞と分化培地中で分化した細胞を可視化するために、βチューブリンIII（TUJ1モノクローナル、ニューロンマーカー）、GFAP（グリア線維酸性タンパク質、星状細胞のマーカー）、及びO4（オリゴデンドロサイトマーカー）（ 図2B-E）。 （Arl13bに対する一次CIを免疫染色を行い、繊毛を分析するためにリア・マーカー）とGpr161（毛様体GPCR）（ 図3）。 </li><li>スライドガラス上に溶液を取り付けるとカバーガラスをマウントします。過剰の溶液を除去するためのスライドガラスを傾けます。 </li></ol>ニューロスフェアにおける繊毛形成の3分析<ol><li>免疫染色によって、無傷のニューロスフェア中の細胞を分析するために、培養培地の転送1mLを1.5mlチューブに複数のニューロスフェアを含有し、8分間、500×gでスピンダウン。 15分間、培地を除去した後、4％（PFA）で球体を固定し、PBSで洗浄します。 、8分間、500×gで球をスピンダウンし、上清を除去し、そして4℃で30％スクロースと球O / Nインキュベートします。 </li><li> 1mLのチップを使用して上清を捨て、カット1mLのチップを用いたOCT溶液の500μLを加えます。 10月が粘性であるように、開口部を広くする先端の縁を切りました。 </li><li>使い捨てプラスチック凍結モールド（10ミリメートル×10ミリメートル×5ミリメートル）にニューロスフェアを含有するのOCT溶液を移します。 </li><li>メートルをフリーズ少なくとも15分間ドライアイス上の古いです。 </li><li> （オプション）実験を停止し、最大1年間-80℃の冷凍庫内の金型を格納します。 </li><li>クライオスタットを持つセクションをカット。セクションの厚さは15〜30ミクロンでなければなりません。 </li><li>ニューロスフェア中の一次繊毛を視覚化するために、Arl13bに対する免疫染色（ 図4）を実行します。 </li></ol> 4.文化とニューロスフェアと接着NSCのパッセージ<ol><li>パッセージの神経球球のサイズは100〜200μmの間にありながら、ニューロスフェアは、（300ミクロン以上）大きすぎるとき、彼らは実験のための理想的ではありません。 </li><li> 1mLのチップを使用して、50mLのチューブに神経球を移し、8分間、500×gでスピンダウン。 </li><li>アスピレータを用いて上清を捨て、PBS中の0.05％トリプシンEDTAの500μLを添加し、37℃で5分間インキュベートします。トリプシンの量は、球の数によって異なります。 </li><li>血清中の500μLを加え、穏やかにパイプ1mLの先端とT 20回。 </li><li> 8分間500×gでスピンダウン。 1mLのチップを使用して上清を捨て、基礎培地1mLを加えます。 </li><li> （オプション）細胞残屑や非解離神経球が見られる場合、70μmの細胞ストレーナーを通して細胞を渡します。 </li><li>通路NSC培地中10,000細胞/ cm 2の密度で10cmディッシュ中の細胞。細胞は、一週間後の次の通過のための準備が整います。 </li><li> （任意）50万1,000,000細胞/ mL懸濁液を生成するために、凍結培地追加、細胞を凍結します。クライオ冷凍容器を用いて細胞を凍結します。解離していないの神経球はまた、凍結することができます。 </li><li>接着培養のために、1~2日間NSC培地、および培養とPLL-ラミニン被覆カバースリップ上に50,000細胞/ cm 2に細胞をdillute。 </li></ol> 5.飢餓と繊毛の分析<ol><li>飢餓培地（ 表1）を調製。 </li><li> 1~2日、最初のPL後別のウェル（実験）で解離、1つのウェル（対照）におけるNSC培地に変更し、飢餓培地後の接着細胞のating。 </li><li>文化24時間接着細胞。 </li><li> RTで15分間、PBS中の4％PFAで細胞を固定し、室温で5分間ずつPBSで2回洗浄します。 </li><li> （オプション）実験を停止し、1~2ヶ月間、4℃でPBSでカバーガラスを含む24ウェルプレートを格納します。 </li><li> 7、50を染色するための免疫プロトコルを実行します。 </li><li>マウントソリューションを使用してカバースリップをマウントします。暗所でRTでスライドガラスO / Nを乾燥させます。 </li><li>必要な倍率の複合顕微鏡で画像を取得します。同行のソフトウェアを使用して制御顕微鏡、カメラ、および目的（40X / 1.3油および63X / 1.4油）を、使用してください。 0.5〜0.8μmの間隔（ 図5）において十分なZ-セクションを取ります。 </li><li>で毛様体局在の定量分析のために接着細胞を、DAPIチャネルに調べることによってコンフルエント細胞と3-8の連続するフィールドからの画像スタックを取得します。 ImageJの/フィジーを使用して、プライマリ繊毛の数を定量化します。一般的に、ImageJのプラグインで「セルカウンタ」ツールを使用する&gt; GPCR陽性繊毛で細胞をカウントするためのダイアログボックスを分析します。画像のスタックからの最大突出はまた、目的をカウントし、エクスポートするための同一の実験からのすべての画像のためのImageJ / Fiji.Use同様の画像輝度及びコントラストパラメータからエクスポートすることができます。 </li></ol>ニューロスフェアの6トランスフェクション<ol><li> 24時間カバーガラスに解離細胞を接着。 24ウェルプレートの単一のウェルに500μLNSCの培地中で、典型的には75,000との間の150,000細胞の細胞密度を使用します。 </li><li> 5秒間ボルテックスすることにより低減血清培地および0.5 mLのマイクロチューブにトランスフェクション試薬の1.5μLの25μLを混合します。 </li><li>別個0.5mLのmicrotubにエンドトキシンフリープラスミドDNA2.5μgのを追加eは減少血清培地の25μLを含有し、5秒間ボルテックスして混合します。 </li><li> DNAを含む第二のマイクロチューブにトランスフェクション試薬の1μLを添加し、5秒間ボルテックスすることにより混合します。 </li><li> DNAを含有するチューブから最初のマイクロチューブに混合物を添加し、ピペッティングにより混合します。 </li><li> RTで10〜15分間混合物をインキュベートします。インキュベーション後、穏やかNSC媒体の上面（500μL/ウェル）でウェルにトランスフェクション混合物を滴下して加えます。 </li><li>培地（NSC培地）又は飢餓培地（500μL/ウェル）を制御するために媒体24時間後、トランスフェクションを変更します。 </li><li> 24時間後に4％PFAに培地を交換することによって細胞を固定し、免疫染色を行います。典型的には、10％のトランスフェクション効率までこのプロトコルを使用して得られます。 </li></ol>

The authors declare no competing financial interests.

ここでは、成体マウスのSVZからニューロスフェア培養を生成し、維持するための方法について説明します。次のように文化に関するいくつかの適切なポイントがあります。 200ミクロン - まず、球の大きさは、通常50の間です。ニューロスフェアは、直径がより大きく300μm以下を取得し、私たちの経験では、継代のための最適な時間が見逃されています。これらの大きな球は、コア内の死細胞?...

一次繊毛は、成体神経機能3における胚神経発達1、2、及び区画細胞内シグナル伝達の間ソニックヘッジホッグ（Shhの）経路を含む細胞シグナル伝達経路の調整における感覚アンテナとして機能する微小管ベースの動的細胞内区画である4 。このような5にパッチを当てShhの受容体として、これらの経路のシグナル伝達成分、。経路アクチベーターあるSmoothened（SMO）6。そしてGpr161 7、負のShh経路を調節するオーファンGタンパク質共役型受容体（GPCR）は、動的に繊毛に局在します。複数のGPCRは、10脳7、8、9で神経細胞に繊毛に局在することが報告されています</SUP&gt;、11、12、13、14、15、16。繊毛および繊毛で生成シグナル伝達経路における欠陥は、複数の組織に影響を与えると総称ciliopathies 17、18、19として知られています。繊毛病の疾患スペクトルはしばしば、頭蓋顔面異常20、21、22のような神経発達の欠陥を含みます。加えて、視床下部ニューロンにおける主要繊毛は、中央満腹経路を調節し、欠陥は、バルデーBiedel症候群24として症候群ciliopathiesにおける肥満をミラーリング、中心性肥満23をもたらします。また、繊毛シグナリング神経ペプチド受容体はCENTRを調節しますアル満腹14、11経路。毛様体アデニリルシクラーゼIII（ACIII）の局在化および海馬ニューロンにおけるそのようなソマトスタチン受容体3としてGPCRは、新規物体認識欠陥および記憶欠損25をもたらし26と毛様体の整合27の欠如に匹敵します。繊毛が生成したシグナルの発達的側面は密接に組織恒常性に結びついています。特に、繊毛は小脳28、29における顆粒前駆細胞から生じるのShhサブタイプの髄芽腫の進行に重要です。このように、主繊毛は、胚、出生後、および成人の神経細胞の発達と機能の間に重要な役割を果たしています。 神経幹細胞（NSCは）、側脳室の脳室下帯（SVZ）に存在する海馬の歯状回の顆粒下ゾーン、及び哺乳類30、31、32における視床下部における第三脳室の脳室帯。 NSCは、多能ある自己複製能を有し、かつ脳の発達と再生医療30のために重要です。 SVZのほとんどのNSCは、静止していると、多くの場合、側脳室33に張り出し孤独主要繊毛を持っています。特にShhは、TGFβ、および受容体チロシンキナーゼ経路2、34、35、36に関連して、下流の細胞応答を誘導する様々な受容体の局在化を介して、一次繊毛信号。一次繊毛は、側脳室中に延びているので、一次繊毛は、脳脊髄液（CSF）のNSC 37を活性化するためにサイトカインを検出すると仮定されます</s&gt;アップ。最近の研究では、Shhのシグナル伝達経路と主な繊毛が嗅上皮、肺、腎臓および38を含む複数の組織の修復および再生における幹細胞の活性化のために重要であることを示唆している39、40、41。しかしながら、CSFは、NSCを用いて一次繊毛が関与しているかどうかを通信するメカニズムは知られていません。文化の中で付着NSCは繊毛されています。このような繊毛でのSmoとGpr161としてのShh経路成分を、ローカライズ。そして42応答のShhです。このように、NSCは、Shhの経路を研究するための重要なモデル系、毛様体人身売買、および神経分化経路としての役割を果たすことができます。また、NSCをから分化したニューロンはまた、繊毛輸送アッセイのために使用することができます。 ニューロスフェアはneuraの増殖から生じる浮遊細胞のクラスターで構成されています特定の増殖因子と非接着面43、44の存在下で増殖L幹/前駆細胞。ニューロスフェアは、正常な発達と病気31、45、46、47の神経幹/前駆細胞を研究するためにin vitro培養モデルのように重要な役割を果たす。ここでは、神経幹/前駆細胞を培養するためにニューロン/グリアへの分化のためのニューロスフェアベースのアッセイを説明します。我々は、特に神経幹/前駆細胞および分化したニューロン（ 図1）の繊毛へのコンポーネントのシグナリングの輸送を強調する。一次ニューロンの培養とは対照的に、一次ニューロスフェアは、培養するのが比較的容易である複数の継代および凍結 - 融解のサイクルに適している、およびニューロン/グリアへの分化を受けることができます。重要なのは、我々はそのニューロスフェア由来神経を決定しました幹/前駆細胞と分化したニューロンは、培養中の繊毛およびこれらの区画における繊毛機能に関連するシグナル伝達分子局在化しています。ニューロスフェアベースの培養方法は、NSCの分化及びニューロンにおいて繊毛形成と繊毛輸送を研究するための理想的なモデル系として役立つことができます。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>12 mm round cover glass</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-545-80&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 well plate</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>353047</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 % paraformaldehyde</td>
			<td>Affymetrix</td>
			<td>19943</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml tube</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>352098</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>95 mm X 15 mm petri dish, slippable lid</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>FB0875714G</td>
			<td>10 cm dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70 &#181;m cell strainer</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>352350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 488 Affinipure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L)</td>
			<td>Jackson Immunoresearch</td>
			<td>711-545-152</td>
			<td>Donkey anti Rabbit, Alexa 488 secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arl13B, Clone N295B/66</td>
			<td>Neuromab</td>
			<td>AB_11000053</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B-27 Supplement (50X), serum free</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>17504001</td>
			<td>B27</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>Thermo scientific</td>
			<td>ST 40R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryogenic vial</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430488</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D9542-10MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deoxyribonuclease I from bovine pancrease</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D5025-15KU</td>
			<td>Dnase I</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl sulfoxide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8418-100ML</td>
			<td>DMSO</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Vinyl Specimen Molds</td>
			<td>Sakura Tissue-Tek Cryomold</td>
			<td>4565</td>
			<td>10 mm X 10 mm X 5 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Phosphate Buffered Saline 10&#215;, Modified, without calcium chloride and magnesium chloride, liquid, sterile-filtered, suitable for cell culture</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D1408-500ML</td>
			<td>PBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine science tools</td>
			<td>11254-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F9026-500ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoromount-G solution</td>
			<td>Southern Biotech</td>
			<td>0100-01</td>
			<td>mounting solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFAP</td>
			<td>DAKO</td>
			<td>Z0334</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti Mouse IgG1 Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>A-21127</td>
			<td>Goat anti Mouse IgG1, Alexa 555 secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti Mouse IgG2a Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>A-21137</td>
			<td>Goat anti Mouse IgG2a, Alexa 555 secondary antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gpr161</td>
			<td>home made</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>human bFGF</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F0291</td>
			<td>FGF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemocytometer</td>
			<td>Hausser Scientific</td>
			<td>0.100 mm deep</td>
			<td>improved neubauer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isothesia</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>NDC 11695-0500-2</td>
			<td>Isofluorane</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminin from Engelbreth-Holm-Swarm Sarcoma basement membrane</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L2020</td>
			<td>Laminin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutamine (200mM)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G7513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lipofectamine 3000 Transfection Reagent</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>L3000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mr. Frosty</td>
			<td>Nalgene&#160;</td>
			<td>5100-0036</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-2 supplement (100X)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>17502001</td>
			<td>N2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neurobasal medium</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>21103-049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal Donkey Serum</td>
			<td>Jackson ImmunoResearch</td>
			<td>017-000-121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCT compound</td>
			<td>Sakura Tissue-Tek</td>
			<td>4583</td>
			<td>OCT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P4333-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-lysine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P4707</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant human EGF protein, CF</td>
			<td>R and D systems</td>
			<td>236-EG-200</td>
			<td>EGF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissor</td>
			<td>Fine science tools</td>
			<td>14060-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superfrost plus microscope slide</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td>slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>161-0407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA solution (10X)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T4174-100</td>
			<td>Trypsin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>COSTAR 6 Well Plate, With Lid Flat Bottom Ultra-Low Attachment Surface Polystyrene, Sterile</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3471</td>
			<td>ultra-low binding 6 well plate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#946;-tubulin III</td>
			<td>Covance</td>
			<td>MMS-435P</td>
			<td>TUJ1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using primary neurosphere cultures to study primary cilia

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, postnatal, and adult life. In addition, most differentiated neurons possess primary cilia that house signaling receptors, such as G-protein-coupled receptors, and signaling molecules, such as adenylyl cyclases. The primary cilium determines the activity of multiple developmental pathways, including the sonic hedgehog pathway during embryonic neuronal development, and also functions in promoting compartmentalized subcellular signaling during adult neuronal function. Unsurprisingly, defects in primary cilium biogenesis and function have been linked to developmental anomalies of the brain, central obesity, and learning and memory deficits. Thus, it is imperative to study primary cilium biogenesis and ciliary trafficking in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. However, culturing methods for primary neurons require considerable expertise and are not amenable to freeze-thaw cycles. In this protocol, we discuss culturing methods for mixed populations of neural stem/progenitor cells using primary neurospheres. The neurosphere-based culturing methods provide the combined benefits of studying primary neural stem/progenitor cells: amenability to multiple passages and freeze-thaw cycles, differentiation potential into neurons/glia, and transfectability. Importantly, we determined that neurosphere-derived neural stem/progenitor cells and differentiated neurons are ciliated in culture and localize signaling molecules relevant to ciliary function in these compartments. Utilizing these cultures, we further describe methods to study ciliogenesis and ciliary trafficking in neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. These neurosphere-based methods allow us to study cilia-regulated cellular pathways, including G-protein-coupled receptor and sonic hedgehog signaling, in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons.

週間NSC培地中のSVZからの細胞をプレーティングした後、浮遊ニューロスフェアは、（ 図2A）が観察されました。球のサイズは、50と200μmの間で変化しました。球が神経幹/前駆細胞に由来するものであったかどうかを調べるために、ニューロスフェアは、2日間PLL-とNSC培地中のラミニンでコーティングしたカバーガラス上にプレーティングしました。これら...

Watch this Scientific Journal Video about Using Primary Neurosphere Cultures to Study Primary Cilia at JoVE.com

Using Primary Neurosphere Cultures to Study Primary Cilia

主な繊毛は、神経前駆細胞の増殖、ニューロン分化、および成人の神経機能における基本的に重要です。ここでは、繊毛形成とプライマリニューロスフェア培養を用いて神経幹/前駆細胞および分化したニューロンにおける繊毛へのシグナル伝達タンパク質の輸送を研究するための方法について説明します。

一次繊毛を研究するために一次ニューロスフェア培養物を使用して

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, ...

using-primary-neurosphere-cultures-to-study-primary-cilia

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

9.3K ビュー.  University of Texas Southwestern Medical Center. 主な繊毛は、神経前駆細胞の増殖、ニューロン分化、および成人の神経機能における基本的に重要です。ここでは、繊毛形成とプライマリニューロスフェア培養を用いて神経幹/前駆細胞および分化したニューロンにおける繊毛へのシグナル伝達タンパク質の輸送を研究するための方法について説明します。 

ビデオ: Using Primary Neurosphere Cultures to Study Primary Cilia

Production and Use of Lentivirus to Selectively Transduce Primary Oligodendrocyte Precursor Cells for In Vitro Myelination Assays

Myelination is a complex process that involves both neurons and the myelin forming glial cells, oligodendrocytes in the central nervous system (CNS) and Schwann cells in the peripheral nervous system (PNS). We use an in vitro myelination assay, an established model for studying CNS myelination in vitro. To do this, oligodendrocyte precursor cells (OPCs) are added to the purified primary rodent dorsal root ganglion (DRG) neurons to form myelinating co-cultures. In order to specifically interrogate the roles that particular proteins expressed by oligodendrocytes exert upon myelination we have developed protocols that selectively transduce OPCs using the lentivirus overexpressing wild type, constitutively active or dominant negative proteins before being seeded onto the DRG neurons. This allows us to specifically interrogate the roles of these oligodendroglial proteins in regulating myelination. The protocols can also be applied in the study of other cell types, thus providing an approach that allows selective manipulation of proteins expressed by a desired cell type, such as oligodendrocytes for the targeted study of signaling and compensation mechanisms. In conclusion, combining the in vitro myelination assay with lentiviral infected OPCs provides a strategic tool for the analysis of molecular mechanisms involved in myelination.

Production and Use of Lentivirus to Selectively Transduce Primary Oligodendrocyte Precursor Cells for In Vitro Myelination Assays

Here we present protocols that offer a flexible and strategic foundation for virally manipulating oligodendrocyte precursor cells to overexpress proteins of interest in order to specifically interrogate their role in oligodendrocytes via the in vitro model of central nervous system myelination.

生産と選択的に伝達する一次オリゴデンドロサイト前駆細胞へのレンチを使用するための<em&gt;インビトロ</em&gt;髄鞘形成アッセイ

Myelination is a complex process that involves both neurons and the myelin forming glial cells, oligodendrocytes in the central nervous system (CNS) and ...

発生生物学

Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

Investigating organogenesis in utero is a technically challenging process in placental mammals due to inaccessibility of reagents to embryos that develop within the uterus. A newly developed ex vivo upright droplet culture method provides an attractive alternative to studies performed in utero. The ex vivo droplet culture provides the ability to examine and manipulate cellular interactions and diverse signaling pathways through use of various blocking and activating compounds; additionally, the effects of various pharmacological reagents on the development of specific organs can be studied without unwanted side effects of systemic drug delivery in utero. As compared to other in vitro systems, the droplet culture not only allows for the ability to study three-dimensional morphogenesis and cell-cell interactions, which cannot be reproduced in mammalian cell lines, but also requires significantly less reagents than other ex vivo and in vitro protocols. This paper demonstrates proper mouse fetal organ dissection and upright droplet culture techniques, followed by whole organ immunofluorescence to demonstrate the effectiveness of the method. The ex vivo droplet culture method allows the formation of organ architecture comparable to what is observed in vivo and can be utilized to study otherwise difficult-to-study processes due to embryonic lethality in in vivo models. As a model application system, a small-molecule inhibitor will be utilized to probe the role of vascularization in testicular morphogenesis. This ex vivo droplet culture method is expandable to other fetal organ systems, such as lung and potentially others, although each organ must be extensively studied to determine any organ-specific modifications to the protocol. This organ culture system provides flexibility in experimentation with fetal organs, and results obtained using this technique will help researchers gain insights into fetal development.

Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

The&#160;ex vivo&#160;upright droplet culture is an alternative to current&#160;in vitro&#160;and&#160;in vivo&#160;experimental techniques. This protocol is easy to perform and requires smaller amounts of reagent, while permitting the ability to manipulate and study fetal vascularization, morphogenesis, and organogenesis.

使い方<em&gt;エクスビボ</em&gt;全体の胎児器官の直立飛沫培養物をマウス器官中に発生過程を研究します

Investigating organogenesis in utero is a technically challenging process in placental mammals due to inaccessibility of reagents to embryos that develop ...

Generating Primary Fibroblast Cultures from Mouse Ear and Tail Tissues

Primary cells are derived directly from tissue and are thought to be more representative of the physiological state of cells in vivo than established cell lines. However, primary cell cultures usually have a finite life span and need to be frequently re-established. Fibroblasts are an easily accessible source of primary cells. Here, we discuss a simple and quick experimental procedure to establish primary fibroblast cultures from ears and tails of mice. The protocol can be used to establish primary fibroblast cultures from ears stored at RT for up to 10 days. When the protocol is carefully followed, contaminations are unlikely to occur despite the use of non-sterile tissue stored for extended time in some cases. Fibroblasts proliferate rapidly in culture and can be expanded to substantial numbers before undergoing replicative senescence.

We describe a simple and quick experimental procedure for generating primary fibroblasts from the ears and tails of mice. The procedure does not require special animal training and can be used for the generation of fibroblast cultures from ears stored at RT for up to 10 days.

マウスの耳としっぽの組織から生成初代線維芽細胞培養

Primary cells are derived directly from tissue and are thought to be more representative of the physiological state of cells in vivo than established cell ...

Human Primary Trophoblast Cell Culture Model to Study the Protective Effects of Melatonin Against Hypoxia/reoxygenation-induced Disruption

This protocol describes how villous cytotrophoblast cells are isolated from placentas at term by successive enzymatic digestions, followed by density centrifugation, media gradient isolation and immunomagnetic purification. As observed in vivo, mononucleated villous cytotrophoblast cells in primary culture differentiate into multinucleated syncytiotrophoblast cells after 72 hr. Compared to normoxia (8% O2), villous cytotrophoblast cells that undergo hypoxia/reoxygenation (0.5% / 8% O2) undergo increased oxidative stress and intrinsic apoptosis, similar to that observed in vivo in pregnancy complications such as preeclampsia, preterm birth, and intrauterine growth restriction. In this context, primary villous trophoblasts cultured under hypoxia/reoxygenation conditions represent a unique experimental system to better understand the mechanisms and signalling pathways that are altered in human placenta and facilitate the search for effective drugs that protect against certain pregnancy disorders. Human villous trophoblasts produce melatonin and express its synthesizing enzymes and receptors. Melatonin has been suggested as a treatment for preeclampsia and intrauterine growth restriction because of its protective antioxidant effects. In the primary villous cytotrophoblast cell model described in this paper, melatonin has no effect on trophoblast cells in normoxic state but restores the redox balance of syncytiotrophoblast cells disrupted by hypoxia/reoxygenation. Thus, human villous trophoblast cells in primary culture are an excellent approach to study the mechanisms behind the protective effects of melatonin on placental function during hypoxia/reoxygenation.

This manuscript presents a unique in vitro model of immunopurified human villous cytotrophoblast cells cultured under hypoxia/reoxygenation. This model is suitable to study the protective effects of promising treatments, such as melatonin, on pregnancy complications associated with increased oxidative stress and altered placental function.

メラトニンに対する低酸素/再酸素化誘発性の破壊の保護効果を研究するために、ヒト初代栄養膜細胞培養モデル

This protocol describes how villous cytotrophoblast cells are isolated from placentas at term by successive enzymatic digestions, followed by density ...

Reprogramming Primary Amniotic Fluid and Membrane Cells to Pluripotency in Xeno-free Conditions

Autologous cell-based therapies got a step closer to reality with the introduction of induced pluripotent stem cells. Fetal stem cells, such as amniotic fluid and membrane mesenchymal stem cells, represent a unique type of undifferentiated cells with promise in tissue engineering and for reprogramming into iPSC for future pediatric interventions and stem cell banking. The protocol presented here describes an optimized procedure for extracting and culturing primary amniotic fluid and membrane mesenchymal stem cells and generating episomal induced pluripotent stem cells from these cells in fully chemically defined culture conditions utilizing human recombinant vitronectin and the E8 medium. Characterization of the new lines by applying stringent methods &#8211; flow cytometry, confocal imaging, teratoma formation and transcriptional profiling &#8211; is also described. The newly generated lines express markers of embryonic stem cells &#8211; Oct3/4A, Nanog, Sox2, TRA-1-60, TRA-1-81, SSEA-4 &#8211; while being negative for the SSEA-1 marker. The stem cell lines form teratomas in scid-beige mice in 6-8 weeks and the teratomas contain tissues representative of all three germ layers. Transcriptional profiling of the lines by submitting global expression microarray data to a bioinformatic pluripotency assessment algorithm deemed all lines pluripotent and therefore, this approach is an attractive alternative to animal testing. The new iPSC lines can readily be used in downstream experiments involving the optimization of differentiation and tissue engineering.

This protocol describes the reprogramming of primary amniotic fluid and membrane mesenchymal stem cells into induced pluripotent stem cells using a non-integrating episomal approach in fully chemically defined conditions. Procedures of extraction, culture, reprogramming, and characterization of the resulting induced pluripotent stem cells by stringent methods are detailed.

主な羊水および膜 Xeno 無料条件で多能性細胞をリプログラミング

Autologous cell-based therapies got a step closer to reality with the introduction of induced pluripotent stem cells. Fetal stem cells, such as amniotic ...

Isolation and Characterization of Primary Rat Valve Interstitial Cells: A New Model to Study Aortic Valve Calcification

Calcific aortic valve disease (CAVD) is characterized by the progressive thickening of the aortic valve leaflets. It is a condition frequently found in the elderly and end-stage renal disease (ESRD) patients, who commonly suffer from hyperphosphatemia and hypercalcemia. At present, there are no medication therapies that can stop its progression. The mechanisms that underlie this pathological process remain unclear. The aortic valve leaflet is composed of a thin layer of valve endothelial cells (VECs) on the outer surfaces of the aortic cusps, with valve interstitial cells (VICs) sandwiched between the VECs. The use of a rat model enables the in vitro study of ectopic calcification based on the in vivo physiopathological serum phosphate (Pi) and calcium (Ca) levels of patients who suffer from hyperphosphatemia and hypercalcemia. The described protocol details the isolation of a pure rat VIC population as shown by the expression of VIC markers: alpha-smooth muscle actin (&#945;-SMA) vimentin and tissue growth factor beta (TGF&#946;) 1 and 2, and the absence of cluster of differentiation (CD) 31, a VEC marker. By expanding these VICs, biochemical, genetic, and imaging studies can be performed to study and unravel the key mediators underpinning CAVD.

This protocol describes the isolation, culture, and calcification of rat-derived valve interstitial cells, a highly physiological in vitro model of calcific aortic valve disease (CAVD). Exploitation of this rat model facilitates CAVD research in exploring the cell and molecular mechanisms that underlie this complex pathological process.

初代ラットの分離と性状バルブ間質細胞: 大動脈弁石灰化を研究するための新しいモデル

Calcific aortic valve disease (CAVD) is characterized by the progressive thickening of the aortic valve leaflets. It is a condition frequently found in ...

Generation and Culturing of Primary Human Keratinocytes from Adult Skin

The main function of keratinocytes is to provide the structural integrity of the epidermis, thereby maintaining a mechanical barrier to the outside world. In addition, keratinocytes play an essential role in the initiation, maintenance, and regulation of epidermal immune responses by being part of the innate immune system responding to antigenic stimuli in a fast, nonspecific manner. Here, we describe a protocol for isolation of primary human keratinocytes from adult skin, and demonstrate that these cells respond to calcium-induced terminal differentiation, as measured by an increased expression of the differentiation marker involucrin. In addition, we show that the isolated keratinocytes are responsive to IL-1&#946;-induced activation of intracellular signaling pathways as measured by the activation of the p38 MAPK pathway. Taken together, we describe a method for isolation and culturing of primary human keratinocytes from adult skin. Because the keratinocytes are the predominant cell type in the epidermis, this method is useful to study molecular mechanisms in cutaneous biology in vitro.

The human skin acts as a first line of defense against the external environment. We present a method for isolating primary human keratinocytes from adult skin. These isolated keratinocytes are useful in numerous experimental setups, and are a highly suitable model for studying molecular mechanisms in cutaneous biology in vitro.

世代、大人の肌からプライマリ ヒト角化培養

The main function of keratinocytes is to provide the structural integrity of the epidermis, thereby maintaining a mechanical barrier to the outside world. ...

Genetic Engineering of Primary Mouse Intestinal Organoids Using Magnetic Nanoparticle Transduction Viral Vectors for Frozen Sectioning

Intestinal organoid cultures provide a unique opportunity to investigate intestinal stem cell and crypt biology in vitro, although efficient approaches to manipulate gene expression in organoids have made limited progress in this arena. While CRISPR/Cas9 technology allows for precise genome editing of cells for organoid generation, this strategy requires extensive selection and screening by sequence analysis, which is both time-consuming and costly. Here, we provide a detailed protocol for efficient viral transduction of intestinal organoids. This approach is rapid and highly efficient, thus decreasing the time and expense inherent in CRISPR/Cas9 technology. We also present a protocol to generate frozen sections from intact organoid cultures for further analysis with immunohistochemical or immunofluorescent staining, which can be used to confirm gene expression or silencing. After successful transduction of viral vectors for gene expression or silencing is achieved, intestinal stem cell and crypt function can be rapidly assessed. Although most organoid studies employ in vitro assays, organoids can also be delivered to mice for in vivo functional analyses. Moreover, our approaches are advantageous for predicting therapeutic responses to drugs because currently available therapies generally function by modulating gene expression or protein function rather than altering the genome.

We describe step-by-step instructions to: 1) efficiently engineer intestinal organoids using magnetic nanoparticles for lenti- or retroviral transduction, and, 2) generate frozen sections from engineered organoids. This approach provides a powerful tool to efficiently alter gene expression in organoids for investigation of downstream effects.

凍結断面化のための磁気ナノ粒子転写ウイルスベクターを用いた一次マウス腸オルガノイドの遺伝子工学

Intestinal organoid cultures provide a unique opportunity to investigate intestinal stem cell and crypt biology in vitro, although efficient approaches to ...

Induction and Validation of Cellular Senescence in Primary Human Cells

Cellular senescence is a state of permanent cell cycle arrest activated in response to different damaging stimuli. Activation of cellular senescence is a hallmark of various pathophysiological conditions including tumor suppression, tissue remodeling and aging. The inducers of cellular senescence in vivo are still poorly characterized. However, a number of stimuli can be used to promote cellular senescence ex vivo. Among them, most common senescence-inducers are replicative exhaustion, ionizing and non-ionizing radiation, genotoxic drugs, oxidative stress, and demethylating and acetylating agents. Here, we will provide detailed instructions on how to use these stimuli to induce fibroblasts into senescence. This protocol can easily be adapted for different types of primary cells and cell lines, including cancer cells. We also describe different methods for the validation of senescence induction. In particular, we focus on measuring the activity of the lysosomal enzyme Senescence-Associated &#946;-galactosidase (SA-&#946;-gal), the rate of DNA synthesis using 5-ethynyl-2&#39;-deoxyuridine (EdU) incorporation assay, the levels of expression of the cell cycle inhibitors p16 and p21, and the expression and secretion of members of the Senescence-Associated Secretory Phenotype (SASP). Finally, we provide example results and discuss further applications of these protocols.

Here, we discuss a series of protocols for induction and validation of cellular senescence in cultured cells. We focus on different senescence-inducing stimuli and describe the quantification of common senescence-associated markers. We provide technical details using fibroblasts as a model, but the protocols can be adapted to various cellular models.

ひと初代細胞における細胞老化の誘導性

Cellular senescence is a state of permanent cell cycle arrest activated in response to different damaging stimuli. Activation of cellular senescence is a ...

A Simplified and Efficient Method to Isolate Primary Human Keratinocytes from Adult Skin Tissue

Primary human keratinocytes isolated from fresh skin tissues and their expansion in vitro have been widely used for laboratory research and for clinical applications. The conventional isolation method of human keratinocytes involves a two-step sequential enzymatic digestion procedure, which has been proven to be inefficient in generating primary cells from adult tissues due to the low cell recovery rate and reduced cell viability. We recently reported an advanced method to isolate human primary epidermal progenitor cells from skin tissues that utilizes the Rho kinase inhibitor Y-27632 in the medium. Compared with the traditional protocol, this new method is simpler, easier, and less time-consuming, and increases epithelial stem cell yield and enhances their stem cell characteristics. Moreover, the new methodology does not require the separation of the epidermis from the dermis, and, therefore, is suitable for isolating cells from different types of adult tissues. This new isolation method overcomes the major shortcomings of conventional methods and is more suitable for producing large numbers of epidermal cells with high potency both for laboratory and for clinical applications. Here, we describe the new method in detail.

Here we present a protocol to efficiently isolate primary human keratinocytes from adult skin tissues. This method simplifies the conventional procedure by using the ROCK Inhibitor Y-27632 in the inoculation medium to spontaneously separate epidermal cells from dermal cells.

大人の皮膚組織から人間ケラチノ サイト主を特定する簡易で効率的な方法

Primary human keratinocytes isolated from fresh skin tissues and their expansion in vitro have been widely used for laboratory research and for clinical ...