Name: a neonatal mouse spinal cord compression injury model
Uploaded: 2016-03-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 31 s
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This work has been supported by grants from the South-Eastern Norway Regional Health Authority (JLB, 2014119; JCG, project numbers 2015045 and 2012065), by the Norwegian Research Council (JCG, project number 23 00 00) and the University of Oslo.

この実験プロトコルは、欧州連合（EU）動物管理規則（連邦欧州実験動物学協会）に準拠したノルウェーの国立動物研究機関（Forsøksdyrutvalget、地元の実験承認番号12.4591）によって承認されています。努力が使用される動物の数およびそれらの苦痛を最小限にするために行われました。この記事では出生後（P）1日目の野生型ICR（インプリンティング制御領域）マウス（Jackson、USA）上で使用される手順が記載されているが、同じアプローチは、後の段階で使用することができます。 1.新生児マウス（図1）のためにガス麻酔システムの構築<ol><li>注射器の先端から鼻マスクをビルドします。プラスチック管（ -赤いチューブ及び図2A1 図1）との3方活栓にこれを接続します。 </li><li>鼻マスクの側面に小さな穴をドリルからのガスのオーバーフローを除去するためにプラスチック製のチューブにこれを接続しますマスク。チューブのいずれかのわずかな負圧に設定された真空ポンプで、またはヒュームフード（ -明るい緑色のチューブ図1）でを終了します。 </li><li> 150ミリメートル×25ミリメートルのプラスチックシャーレ（ 図2A2）から麻酔室を作ります。 <ol><li>片側には、マウスの頭と鼻マスクを収容するのに十分な大きさの穴を作ります。 </li><li>反対側、及び鼻マスクからプラスチック管を挿通可能な2つのより小さな穴（ -それぞれ赤色と明るい緑色のチューブ、 図1）を作ります。 </li><li>蓋の上に第3ホールを作成し、これに真空ポンプ（ 図1 -暗緑色のチューブ）で終わる第三プラスチックチューブを取り付けます。この第3チューブの目的は、鼻マスクからの出口によって捕獲されていない余分なガスが除去されることを保証することです。 </li></ol></li><li> Cに十分な大きさラボ皿の任意の種類の底に穴を作ることによって、睡眠室を構築しますマウスontainと滑らかであってもエッジを持っている（皿の開口部は、ガスの漏洩を防止するためのテーブルと同一面に位置しな​​ければなりません）。プラスチック管（ -茶色のチューブ図1）との3方コックにチャンバー内の穴を接続します。ヒュームフードの下で睡眠室を置きます。 </li><li>気化器（ -黄色のチューブ及び図2A3 図1）からの出口管に3方活栓を接続します。 </li><li>酸素供給（ -青チューブ図1）に気化器の入口を接続します。 </li></ol>圧縮ツールを作成するYasargil一時瘤ミニクリップの2変形例（図2、表1） <ol><li>クランプ付き、スタンドにしっかりとクリップを貼り付けます。研ぎ石を使用して、約150μmの最終的な厚さに各クリップのブレードの先端の外表面を下にファイル、視覚的な制御のための双眼ルーペを使用すると、ドリル（ 図2BおよびC）に搭載されました。 </李&gt; <li>マイクロナイフ（ 表1）を使用して、実体顕微鏡下でポリエチレン毛細管（ 表1）の短いストレッチを切断することにより、クリップのストッパーを行い、ブレードの1つでこれを置く（ 図2A4及び図2BおよびC 図 ）。これは、クリップの完全な閉鎖を防止し、標準化された圧縮寸法を作成します。クリップが閉じられたときにブレード間の距離は約230μmです。ブレード間のスペースを変更するであろう使用中に圧縮することができるポリエチレン材料、などの各実験のための新たなストッパーを作成します。 注：クリップのばね張力は、時間の経過とともに減少する約80圧縮後のクリップがもはやストッパを完全に閉じて交換する必要があるようにします。 </li></ol>手術前に3.準備<ol><li>睡眠室（ 図1）にマウスを置き、4％イソフルラン（ 図2A5で麻酔を開始</strong&gt;）気化器（ 図2A3および表1）を用いて、純酸素で気化。 </li><li>軽く薄いプラスチックピンセットで指の間の皮膚のウェブをつまんで、マウスの引っ込め反射をテストします。新生マウスを簡単に負傷しているように慎重にこれを行います。即時のあ​​ざであまりにもハードな結果をつまん。鎮静の開始時に、このテストを実行すると、反射を誘発し、必要な力の量の良好な指標を提供します。 </li><li>反射が廃止されると、睡眠室からマウスを削除し、純酸素（ 図1）で混合し、4％イソフルランの連続的な供給を提供する鼻マスクに挿入された鼻と手術台にうつ伏せに置きます。温暖化パッドは致命的なことができ、手術中に低体温として37から38℃にオンになり、設定されていることを確認してください。 </li><li>完全な鎮痛を達成するために、（皮下局所麻酔薬ブピバカインの50μLを注入2.5 mg / mlで、 <stronグラム&gt;手術部位で図2A6）9-T11）（ここで報告した実験では、これは胸部レベル（Tです）。注入を行うためにインスリン注射器（300μlを、30 G、 図2A7および表1）を使用します。 </li><li>百分の1から2に鼻マスクに配信イソフルラン濃度を低下させます。 </li></ol> 4.背側椎弓切除<ol><li>顕微鏡制御下で手術を行います。 </li><li>少なくとも30秒間、グルコン酸クロルヘキシジン（ 表1＃19）で手術エリアを清掃した後、マイクロナイフ（ 図2A8）を使用して、T9-T11で1〜2ミリメートル横皮膚切開を行います。 注：ICR新生児マウスで胃の吻側部分を、それは牛乳が含まれている目に見えるとき、椎レベルT12-T13（ 図3）に直面しています。別のランドマークは、約T8-9で終了胸部皮下脂肪組織集合体の吻側部分です。このランドマークは、皮膚切開後にのみ表示されます。 </li><l私&gt;使用鉗子（ 図2A9及びA10）（肌が滑らかで、まっすぐに傷を作成し、簡単に涙）吻側および尾側優しく肌を引いて、8〜9ミリメートルに横方向に皮膚の開口部を広くします。これは、脊柱への十分な横方向のアクセスを提供します。 </li><li>切開部に皮下吻側および尾側止血ゼラチンスポンジ（ 図2A11および表1）の無菌部分を挿入することにより、構造を根底から皮膚切開の縁を撤回。これは、開口部を拡大し、手術中にエリアを後退し、不明瞭から肌を防ぐことができます。止血ゼラチンスポンジは、使用前に生理食塩水に浸しする必要はありません。 </li><li>背骨を公開するには、薄いはさみ（ 図2A12、および表1）を使用して、傍脊柱筋を解剖。脊柱に筋肉の添付ファイルをカットし、ラミナ（ 図4A）を公開します。しませんeはまた、この段階での脊髄プロセスが未発達であること。 </li><li>正中線を特定し、薄いはさみ（ 図4B）と（この段階では軟骨である）2薄層の間に横方向に切断。ラミナおよび硬膜（ 図4C）との間に薄い鉗子の1のブレードを慎重に配置し、鉗子でラミナをつかみ、片が離れて破断するまで慎重に持ち上げ、（ 図4D）は無傷の硬膜を残します。 1-2セグメント長い椎弓切除を得るために、この2〜3回繰り返します。 </li><li>骨鉗子のような薄い鉗子を使用して、脊柱管の中にクリップを配置するために十分なスペースを得るために、両側椎間関節の部分を削除します。止血ゼラチンスポンジの小片で出血手術領域と制御を清掃してください。 </li></ol> 5.脊髄圧縮損傷<ol><li>クリップホルダー（ 図2A13および図2B）で修正された動脈瘤のミニクリップを開き、目を配置ファセットジョインとコードの間の空間における脊髄の両側に電子ブレード。ブレードは、脊髄の腹の部分に影響を与える十分深く挿入されていることを確認します。これが不可能な場合は、椎間関節の多くを削除します。 </li><li>スライドするのを防ぐために、クリップホルダーを所定の位置に保持し、速やかにミニクリップをリリース。 15秒間の圧縮を維持します。 </li><li>急速にミニクリップを開き、それを削除。前（第15秒の圧縮のために逆方向でクリップを再配置し、ミニクリップの向きを逆にし、ガイドとして第1の圧縮からの出血性浮腫によって作ら簡単に見られるマークを使用して、対称的な圧縮を達成するために、単一の圧迫がない1を行うのに対し、実験が）、これは対称組織学的および生理学的な障害を発生させることが示されました。硬膜は、圧縮によって損傷されないようにしてください。 </li><li>エリアを清掃し、止血ゼラチンスポンジの小片で止血を維持します。</li><li>手術の開始時に皮膚切開の縁の下に置かれた止血ゼラチンスポンジの部分を削除し、滅菌6.0縫合糸と針ホルダ（ 図2A14及び15）で皮膚切開を閉じます。 </li><li>皮下注入0.75 mg / kg体重ブプレノルフィンインスリン注射器（300μlを、30 G）を使用して、滅菌PBSで希釈した（図2A16）。 </li></ol> 6.術後ケア<ol><li>鼻マスクからマウスを取り外し、麻酔が切れるとマウスが（1-3時間は、典型的には十分である）アラートになるまで、30℃に設定温度制御室に配置します。 </li><li>腹腔内に母親（8グラム/ kg体重）にジアゼパム（ 図2B17）を注入します。これは、このリスクが最も高いときに、最初の夜の間に共食いの危険性を減少させる冬眠を作成します。 </li><li>ごみに操作マウスを返します。 </li><li>リターがlである場合ARGE（&gt; 12仔）は、サイズが異なる場合は、牛乳のための競争を減らすために、無操作子犬、優先的に大型動物の一部を削除します。産子数は約9子犬であれば操作仔の妊産婦ケアは、ICRラインで最高です。 </li><li>疼痛管理のために、インスリン注射器（300μlを、30 G）を使用して、術後1日の間にブプレノルフィン（0.75 mg / kg体重）皮下一日一回の投与。皮下注射のための適切な量は30から50μlです。新生児マウスの発声と攪拌では、痛みの良好な指標です。 </li><li>栄養、体重、脱水、痛み、創傷治癒、尿の保持と感染状況を評価するためにスコアシートを使用して損傷マウスの毎日の検査を行います。得られたスコアによれば、このような異常な栄養の場合には、滅菌小児栄養液（ 表1＃18）の注射剤として、特別なケアを提供。また、スコアシート0;人道的エンドポイントの基準を定義します。負傷した子犬を拒否していない母親は最高の介護者です。 </li><li>機能が回復するまで、膀胱機能障害の異常な場合には、一日二回膀胱マッサージを行います。これは、片手で仰臥位でマウスを置き、指先を使って吻側尾側方向にそっと下腹部をマッサージすることによって行われます。 </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

この記事では、P1マウスのクリップで生成されたSCC損傷のための手順が記載されています。同じ手順は、後の段階で行うことができます。圧縮損傷はP5、P7、P9およびP12（Züchner、 ら 、原稿準備中）で正常に実行されました。すべての出生後の段階では、全身麻酔は、純酸素中で気化イソフルランで得られるが、麻酔結果は年齢に大きく依存します。局所麻酔をプロトコルに導入される前に、P1-P4での初期の試みでは、不十分な鎮静および過剰摂取の間の狭い用量効果ウィンドウによる深いと長期の鎮静を得ることは困難でした。また、新生動物におけるイソフルランの神経毒性効果に関連する懸念は27-30を提起されています。 2-3倍のイソフルラン線量低減を可能にしながら、イソフルランとより深く、より安定した麻酔中の局所麻酔薬ブピバカイン結果の組み合わせ。 anesthe異なるタイプのSIAは31,32 cryoanesthesia含め、新生児げっ歯類のために記載されているが、cryoanesthesiaの1の潜在的な不便さは、効率的かつ再現性の損傷の発生を複雑にし得る（33,34によってレビュー）その神経保護効果を、です。バルビツール酸系麻酔が原因成人35,36よりも血清アルブミンおよび体脂肪の低いレベルに新生仔マウスでより低い効率を有すると考えられます。 非常に侵襲的および外傷が手順が確立されると、手術中の死亡率は低いです。しかし、手術マウスの回復および生存率を改善するために、特に注意が必要な手順の間の重要なステップがあります。一つの重要な問題は、手術を生き残るために最善の機会を持つことになります子犬を選択することです。ごみが大きい場合は、個々の仔の栄養状態が変化します。手術中に起こる避けられない出血に加えて、操作子犬は時間を過ごします離れて母親からだ、と彼らはしばしば翌朝前に牛乳を飲みません。すでに胃内乳の一定量を有する仔を選択することが有利です。これは、P0からP7に腹部の皮膚を通して容易に見ることができます。 最初の夜の間に操作子犬が母親によってcannibalizedされているの偉大な危険にさらされています。このモデルの初期の開発中に、より操作したマウスの半数以上は、ケージ内の血液の明確な兆候で、翌朝欠落していました。げっ歯類でNecrophagy、共食いと嬰児は何十年も37から40のために研究されてきました。本研究では、共食いは一度だけ目撃したが、ケージに戻した子犬は、夜の間に自然の原因によって死が起こりそう見えたような良い形で、一般的であったためnecrophagyよりも可能性のある説明と考えられました。これは、不安や攻撃性私を減らすためにジアゼパムなどの可逆薬剤を使用するという考えを促しましたn個（41によってレビュー）母。ジアゼパムの腹腔内注射を大幅に超える60％から20％未満に最初の夜の間に死亡率を落とし、状況を改善しました。 術後の復帰以下のできるだけごみを淘汰し、妨害することにより、ごみのサイズを小さくする手術動物に利益をもたらすことができる追加要素です。しかし、母親と一緒にのみ操作仔を残すことは有益ではありません。 /操作無操作仔のベストバランスはラインに応じて異なりますが、3-4未手術の子犬と一緒に4-5操作仔（傷害または偽）を残しICRおよびSCID-ICRマウスのために最良の結果が得られたことがあります。 一般的な意味では、この新生児のSCIモデルの主な制限は、新生児脊髄は、成人の脊髄から多くの点で異なり、したがって、成人のSCIモデルから得られたものに匹敵する実験結果を提供しないことです。このような違いは、全体のサイズが含まれており、過小表現例えば、乏突起膠細胞、未成熟な免疫応答および未熟神経回路などの特定の細胞型の脊髄の量、細胞数、。このモデルでの実験から導かれた結論は、したがって、慎重に検討する必要があります。一方、モデルは、小児SCIの比較的少ない調べシナリオに関連します。また、大人のSCIモデルに対する明白な弱点は、それが復活した場合、成人の脊髄における最低限現存するものの、治療基板を表すことができる、可塑性のメカニズムの解明を可能にすることができるように潜在的な強度もあります。新生児あるいは胚の状態の回復があまり発達した細胞または組織の移植によって、または以前の発達特性を持つ成体組織を生じる試薬で処理することによって実施することができると考えられます。ニューロン周囲網を除去するために酵素を使用すると、後者のアプローチ42,43の一例です。 例は 、離断は、片側切断は、インパクター、デバイスに影響を与えるに関してなどバルーン圧縮、鉗子クラッシュ、静的重量の圧縮は、この方向での努力がでSCIモデルをもたらした重要な側面でありますこのようなスピード、力と持続時間などの影響の複数のパラメータを操作することができる大人のげっ歯類（44によってレビュー）。別のアプローチは、以下の機器を含む、カーロッキードの動脈瘤クリップ45,46の変形例を採用しています。インパクターは、クリップ模倣同時虚血のある程度で圧迫損傷に対し、挫傷を模倣これらの2のアプローチは相補的です。そのため、実質的なサイズの制約および新生児マウスの大きい脆弱性を、より高い死亡率は、長い手術と同様のdevelのコストに関連付けられています小さい規模の装置を途上、それがインパクターで生成された挫傷のアプローチではなくクリッ​​プで生成された圧縮を開発するために選ばれました。これは、新生児のマウス1の脊柱のサイズに適応するように商業的に入手可能な動脈瘤ミニクリップを適合させることにより達成されました。ストッパーを追加すると、標準化された圧縮幅を保証し、そして限り、クリップの張力がストッパーの限界まで圧縮するよう、最小限の幅で静的フェーズの間の圧縮の力が少し変化すべきです。これは、その寿命にわたってクリップ張力が変化するにつれて変化しますので、どのような標準化されていないことは、そのダイナミックなフェーズ中の圧縮の速度です。圧縮の静的位相がダイナミック位相よりもはるかに長く続き、脊髄組織は、ミニクリップブレードに対する反の多く発揮することを示唆することはほとんどありませんように、損傷の重症度は、に最も依存している可能性があり静的位相。しかしながら、これは、試験されていません。損傷重症度は、静的圧縮力及び持続時間、圧縮および伸張の速度、ミニクリップの位置、同じサイトで実行圧迫の数を含む複数の要因に依存する可能性があります。したがって、これらのパラメータの組み合わせの変動が弱いから重度の負傷の重大度のスペクトルの発生につながる可能性があります。変動の潜在的にもかかわらず、私たちの以前に発表された研究1で、我々は組織学的、生理学的および行動のレベルで一貫性のある結果を得たので、許容可能な標準化が達成することは困難であることを示唆することはほとんどないです。私たちは、その研究で我々は、図5に示すような空気ステッピングなどの行動テストを含めて、各レベルでの検証の複数のメソッドを使用することに注意してください。 この新生児のSCIモデルでは傷害は、軸索の一定割合を惜しみ、それによって再modelinを通じて適応可塑性を誘発するための有利な状況を提供します免れ接続と新たな回路の形成のグラム。新生児マウスは、多くの実験方法による調査に適していますので、逆行し、順行性軸索トレース、免疫組織化学、電気生理学および高、行動テストを含む統合的なアプローチ、との機能回復と適応可塑性を研究するためにこのモデルを使用することが可能です-throughput光記録1。一例として、我々は、脳幹および脊髄損傷1のエクスビボホールマウント調製物における高スループットのカルシウムイメージングを使用して、特定の下り入力のレベルでネットワーク再モデリングを実証するために、この統合的アプローチを利用しました。これは、脊髄神経細胞の特定の亜集団間のシナプス結合の再形成を評価するために神経光遺伝学および光遺伝学薬理学ツールを使用して、さらに押し込むことができます。

During the last decade, increasing evidence obtained from different spinal cord injury (SCI) models has shown that spinal networks can reorganize spontaneously to contribute to functional recovery1-9. Adaptive plasticity has as a consequence become an important topic in SCI research. It has been shown that plasticity encompasses regrowth of spared axons, sprouting of new axon collaterals and the formation of novel synaptic connections. Much of this knowledge has been obtained from behavioral or anatomical studies in adult animals. An important limitation of adult spinal cord studies is the difficulty of performing high-throughput physiological assessment, which is easier in neonatal preparations1. One major difference is that wholemount ex vivo preparations of the adult brainstem and spinal cord have low viability. Another is that adult spinal tissue is more opaque to light because it is thicker and myelinated. Although recent advances in in vivo imaging (see for example, 10-12) may partially overcome these problems, the possibility of performing high throughput imaging at any desired dorsoventral depth at multiple sites along a given brainstem-spinal cord preparation is currently only feasible in neonates. The immature state of axon myelination in the neonatal spinal cord facilitates high-throughput ex vivo optical recording, thus permitting a dynamic assessment of functional synaptic connections13-17. Combined with genetically encoded calcium reporters and optogenetic stimulation and pharmacology tools, optical approaches can contribute to a deeper understanding of the mechanisms underlying adaptive plasticity.
It is estimated that between 1-10% of all spinal cord injuries affect infants and children18-22. In contrast to adult SCI the pathogenesis and potential for spontaneous recovery in pediatric SCI is less studied. Using a neonatal SCI model can therefore provide more insight into pediatric SCI and contribute to a better understanding of the pathogenetic and recovery mechanisms involved. Moreover, post-SCI plasticity supporting functional recovery in the adult spinal cord is believed to involve at least in part the same mechanisms that govern the development of the central nervous system such as axon growth, branching and formation of new synapses23-26. Thus, using a neonatal SCI model could provide important insights into mechanisms that are also operative in the adult spinal cord, or that could potentially be reinstated in the adult spinal cord (for example by implantation of fetal cells or tissue or of tissue constructed de novo from pluripotent stem cells) to facilitate recovery.
The neonatal mouse thus provides a platform for an integrative, multi-methodological approach to investigating adaptive plasticity following spinal cord injury, in which a combination of behavioral, physiological, anatomical, molecular and genetic methods can be readily employed. Establishing standardized neonatal injury models is an important step in implementing such studies.

<table><tbody><tr><td>Plastic syringe (30 or 50&amp;nbsp;ml)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic Petri dish (150 x 25&amp;nbsp;mm)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fortec isoflurane vaporizer</td><td>Cyprane</td><td></td><td>We use and old device out of production, check the link for newer device</td></tr><tr><td>Yasargil temporary aneurysm mini-clip</td><td>&amp;AElig;sculap</td><td>FE681K</td><td></td></tr><tr><td>Fine-Bore Polyethylene tubing ID 0.58&amp;nbsp;mm, OD 0.96&amp;nbsp;mm</td><td>Smiths Medical</td><td>800/100/200</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (Forene)</td><td>Abbott GmbH &amp;amp; Co. KG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Marcain (Bupivacain)</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insuline seyringe 0.3&amp;nbsp;ml 30&amp;nbsp;G x 8&amp;nbsp;mm</td><td>VWR</td><td>80086-442</td><td></td></tr><tr><td>Ultra Fine Micro Knife 5&amp;nbsp;mm cutting edge</td><td>Fine Science Tools</td><td>10315-12</td><td></td></tr><tr><td>Extra Fine Graefe Forceps &amp;ndash; 0.5&amp;nbsp;mm Tip</td><td>Fine Science Tools</td><td>1153-10</td><td>Not really necessary, often the teeth are too large</td></tr><tr><td>Forceps SuperGrip Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>00632-11</td><td>Two forceps are necessary</td></tr><tr><td>Spongostan Special 70 x 50 x 1&amp;nbsp;mm</td><td>Ferrosan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vannas Spring Scissors &amp;ndash; 2&amp;nbsp;mm Blades Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Vario Clip Applying Forceps</td><td>Aesculap</td><td>FE502T</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 6&amp;ndash;0 (Ethicon)</td><td>Johnson and Johnson</td><td>J105G</td><td></td></tr><tr><td>Diethrich micro needle holder</td><td></td><td>11-510-20</td><td></td></tr><tr><td>Temgesic (buprenorphine)</td><td>Schering-Plough</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stesolid (diazepam)</td><td>Actavis</td><td></td><td>Also known as Valium</td></tr><tr><td>Pedamix</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klorhexidinsprit (chlorhexidine gluconate)</td><td>Fresenius Kabi</td><td>D08A C02</td><td></td></tr></tbody></table>

a neonatal mouse spinal cord compression injury model

脊髄損傷（SCI）は、典型的には、特に脊髄脳から下降繊維に損害を与えて、壊滅的な神経障害を引き起こします。研究の主要な現在の面積は、SCI後の自発的または誘導された機能回復の根底に適応可塑性のメカニズムに焦点を当てています。自発的な機能回復は、脊髄が発展するようにどのように適応可塑性の変化についての興味深い疑問を提起、初期の生活の中で大きいことが報告されています。このダイナミックの調査を容易にするために、我々は、新生児マウスにおけるSCIモデルを開発しました。モデルが少なすぎる検討されている小児SCIのための関連性を持っています。成人における神経可塑性は、人生の早い段階1における神経可塑性と同様のメカニズムの一部を含むので、このモデルは、潜在的に大人SCIのためにも、いくつかの関連性を有することができます。ここでは、新生児マウスで再現性の脊髄圧迫（SCC）の損傷を生成するための全体手順を説明します早ければ生後（P）などの1日目SCC（ここでは胸椎レベル9-11で説明）指定された脊髄レベルで椎弓切除術を行った後、急速に脊髄を圧迫し、解凍するように変更Yasargil瘤ミニクリップを使用することによって達成されます。前述のように、損傷した新生仔マウスは、行動障害について試験または電気生理学的および高スループットの光記録技術1を用いて、シナプス接続のex vivoでの生理学的分析のために犠牲にすることができます。行動や生理的評価を使用して、以前と現在進行中の研究では、2週間以内に完了機能回復、および識別されたシナプス結合1を下降のレベルで機能回路の変化の最初の証拠が続く後肢運動性の劇的な、急性障害を実証しました。

脊髄圧迫損傷および機能喪失 術前手術と術後の手順を最適化することにより、前述したように、新生児マウスにおける再現圧縮SCIモデル1を得ることができます。クリップ（ 図2BおよびC）の1ブレード上に配置されたポリエチレンストッパーは、クリップの完全な閉鎖を防止し、約230ミクロンで一貫してブレード間の距離を保ちます。組織学的後遺症によって判断されるように、対称的な傷害に2圧縮の結果の間でクリップの向きを反転させる（ 図5Aおよび1）。すぐにミニクリップを除去した後、圧縮された脊髄組織は出血性挫傷および浮腫による暗くなります。エオシンおよびヘマトキシリン​​について染色損傷した脊髄の連続切片の観察すでに1日のA病変震源地（ 図5A）に近づいたときにFTER損傷は、組織の漸進的な劣化を明らかにする。病変における脊髄空洞または血液の存在は珍しいことではありません。 行動評価、数時間の手術後の非体重負荷条件下で後肢の軌跡を追跡することによって、例えば、唯一の椎弓切除が行われる偽対照マウスと比較してSCC損傷マウスにおける後肢運動性の劇的な障害を示した （ 図5Bおよび1） 。マウスは自重1軸受必要とする他の行動試験を行うことができるまでこの試験を繰り返すことができます。 手術後の死亡率と回復 術中死亡率は、主に無呼吸と十分なanesthesiを達成するために必要なイソフルランの高濃度によって引き起こされる心停止に起因していますA。外科的なプ​​ロトコルに局所麻酔薬ブピバカインを導入することイソフルラン濃度の低減を可能にし、それによって大幅に死亡率を減少させます。 20以上の動物を含む最近の一連の実験では、術中死亡率はゼロでした。これとは対照的に、術後生存率は、主に母親による手術マウスの受け入れに影響されます。不安や攻撃性がごみ1に操作マウスを返す前に母親にジアゼパム（腹腔8グラム/ kg体重）の単回注射を送達することにより減少したときに有意な改善が発生しました。受け入れて動作マウスの術後の回復は、胃内のミルクが存在することによってモニターすることができます。酒に酔った牛乳を持ってP1-P7マウスの胃は、腹部皮膚（ 図3）を介して、はっきりと白と表示されます。操作、シャム対照と無操作マウスでの給餌を比較すると、傷行為の栄養状態を評価するために有用ですDマウス。無操作マウスに対する操作の成長を評価することは、最初の手術後の日中少し体重減少にもかかわらず、手術マウスの成長曲線は（ 図6）、その後急速に正常化することを示しています。膀胱機能障害または感染に関連した死亡率は限り7週間のために勉強したマウスであっても認められませんでした。 <table border="1"><tbody><tr><td> 図中の番号。 2 </td><td> 名 </td><td> メーカー/プロバイダ </td><td> 参照 ＃ </td><td colspan="3"> リンク </td><td> コメント </td></tr><tr><td> 1 </td><td>プラスチック注射器（30または50 ml）を</td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td>プラスチック製のペトリ皿（150×25ミリメートル） </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td> Fortecイソフルラン気化器</td><td> Cypraね</td><td></td><td colspan="3"> http://www.mssmedical.co.uk/products/new-vaporisers/ </td><td>私たちは、生産から使用して、古いデバイス、新しいデバイスへのリンクをチェックします</td></tr><tr><td>図4a </td><td> Yasargil一時的な動脈瘤のミニクリップ</td><td> AESCULAP </td><td> FE681K </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td>図4b </td><td>ファインボアポリエチレンキャピラリーチューブのID 0.58ミリメートル、外径0.96ミリメートル</td><td>スミスメディカル</td><td> 800/100/200 </td><td colspan="3"> http://www.smiths-medical.com/industrialproducts/8/39/ </td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td>イソフルラン（Forene） </td><td>アボット社＆Co. KG社</td><td></td><td colspan="3"> http://www.life-sciences-europe.com/product/forene-abbott-gmbh-wiesbaden-group-narcotic-germany-west-2001-1858.html </td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td> Marcain（ブピバカイン） </td><td>アストラゼネカ</td><td></td><td colspan="3"> http://www.astrazeneca.co.uk/medicines01/neuroscience/Product/marcaine </td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> Insulineシリンジ0.3ミリリットル30のGのx 8ミリメートル</td><td> VWR </td><td> 80086-442 </td><td colspan="3"> https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?product_id=4646138 </td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td>超微細マイクロナイフ5ミリメートルのカッティングエッジ</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 10315から12 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= キャット＆suchkatalog = 0019900000＆reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td>エクストラファイングレーフェ鉗子 - 0.5ミリメートルのヒント</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 1153から1110 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= キャット＆suchkatalog = 0055700000＆reloadmenu = 1 </td><td>本当に必要ではない、多くの場合、歯が大きすぎます</td></tr><tr> &lt;TD&gt; 10 </td><td>鉗子SuperGripストレート</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 00632から11 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= キャット＆suchkatalog = 0053500000＆reloadmenu = 1 </td><td>二つの鉗子が必要です</td></tr><tr><td> 11 </td><td> Spongostan特別70×50×1ミリメートル</td><td> Ferrosan </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 12 </td><td> Vannas春はさみ - 2ミリメートルブレードストレート</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 15000から03 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= キャット＆suchkatalog = 0012800000＆reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 13 </td><td>バリオクリップ適用鉗子</td><td> AESCULAP </td><td> FE502T </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> 14 </td><td>ビクリル6-; 0（エチコン） </td><td>ジョンソンとジョンソン</td><td> J105G </td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 15 </td><td>ディートリックマイクロニードルホルダー</td><td></td><td> 11-510-20 </td><td colspan="3"> http://trimed-ltd.com/Products/Suture-Instruments/Micro-Needle-Holders-With-Tungsten-Carbide-Inserts/Ref-11-29.html </td><td></td></tr><tr><td> 16 </td><td> Temgesic（ブプレノルフィン） </td><td>シェリング・プラウ</td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 17 </td><td> Stesolid（ジアゼパム） </td><td>アクタビス</td><td></td><td colspan="3"></td><td>また、バリウムとして知られています</td></tr><tr><td> 18 </td><td> Pedamix </td><td>フレゼニウスカービ</td><td></td><td colspan="3"> http://www.helsebiblioteket.no/retningslinjer/pediatri/mage-tarm-lever-ern%C3%A6ring/parenteral-ern%C3%A6ring </td><td></td></tr><tr><td> 19 </td><td> Klorhexidinsprit（グルコン酸クロルヘキシジン） </td><td> FresenIUSカービ</td><td> D08A C02 </td><td colspan="3"> http://www.felleskatalogen.no/medisin/klorhexidinsprit-fresenius-kabi-klorhexidinsprit-farget-fresenius-kabi-fresenius-kabi-560639 </td><td></td></tr></tbody></table> 新生児マウスにクリップ駆動型脊髄圧迫損傷を生成するためのツールと機器の表1のリスト。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig1.jpg" /> 麻酔セットアップの図1の回路図。この回路図は、最初の麻酔や手術中の継続的な麻酔用鼻マスクデバイスのための睡眠室で、新生児マウス用に設計された麻酔の設定を提示します。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig2.jpg" /> 図2.主なツールと圧縮クリップ。（A）処置の間に使用するツール。数字は表1。（B及びC）を手動で約150μmの厚さにまでトリミングされた各ブレードの先端とYasargil一時的な動脈瘤ミニクリップで使用される注釈に対応しています。ポリエチレンチューブ（ 表1）のスライス製の栓は、クリップの完全な閉鎖を防止するために、ブレードの1つに配置されています。スケールバー：2ミリメートル。アプリ：クリップアプリケータ（A中＃12）。聖：ストッパー<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53498/53498fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig3.jpg" /> 新生児のICRマウスにおける脊髄レベルの術前評価図3.ランドマーク。（A）の中に白いミルクP1 ICRマウスの側面図<html> tomach。胃の吻側部分はT12-T13脊髄レベルに相当します。 （B）腹臥位で麻酔下P1 ICRマウス。 （A）よりも視覚化することがより困難であるが、ミルクを充填した胃が認識可能です。胃の吻側部分はT12-T13脊髄レベルを示しています。スケールバー：0.5センチメートル。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig4.jpg" /> 図4.背側椎弓切除。傍脊椎筋の（A）解剖。この歳で脊髄プロセスが未発達であることに注意してください。 （B）細いハサミで薄層の横方向切片。 （C）ラミナと硬膜の間に薄い鉗子の1のブレードの導入。エントリポイントは、矢印で示されています。 （D）薄層を除去します。スケールバー：2ミリメートル。 ファイル/ ftp_upload / 53498 / 53498fig5.jpg &quot;/&gt; P1における脊髄圧迫損傷後の図5.組織学的および行動の成果。負傷したマウスからの脊髄切片中の（A）エオシン及びヘマトキシリン染色（損傷後1日）傷害震源から異なる距離にあります。 （B）は、前肢と後肢の軌跡の代表的なトレースが損傷後または偽制御椎弓切除後6時間を観察しました。トップのパターンは、動物の側面図から見た軌跡を表します。下部のトレースは、動物の腹側面から見た軌跡を表します。また、1を参照してください。スケールバー：250μmで。 DH：背ホーン; L、左; R：右; SCC：脊髄圧迫。 VH：前角<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53498/53498fig5large.jpg" target="_blank">、この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <imgのALT = &quot;図6&quot; SRC = &quot;/ファイル/ ftp_upload / 53498 / 53498fig6.jpg&quot; /&gt; 図6.比較成長曲線。ヒストグラムは、生後9日目に生後1日目から操作されないとSCC損傷マウスの体重増加を示しました。

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A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

新生児マウス脊髄圧縮損傷モデル

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

12.4K ビュー.  Oslo University Hospital. This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery. 

ビデオ: A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

脊髄損傷の実験的挫傷モデルにおける神経幹細胞移植

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

医学

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

脊髄圧縮傷害の校正済み鉗子モデル

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

マウスにおける組織変位ベースの脊柱挫傷モデルの検討

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

マウスにおける完全なトランセクション型脊髄損傷の誘導

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

神経科学

A Neuronal Apoptosis Model induced by Spinal Cord Compression in Rat

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, motor or sensory dysfunction, and a high risk of spinal cord injury and acroparalysis. Thus, therapeutic strategies that promote efficient spinal cord regeneration in this chronic and progressive disease are urgently needed. Effective and reproducible animal spinal cord compression models are required to understand the complex biological mechanism underlying CSM. Most spinal cord injury models reflect acute and structural destructive conditions, whereas animal models of CSM present a chronic compression in the spinal cord. This paper presents a protocol to generate a rat spinal cord compression model, which was further evaluated by assessing the behavioral score and observing the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability, including joint movements, stepping ability, coordination, trunk stability, and limb muscle strength. Hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

Here, we present a protocol to generate a rat spinal cord compression model, assess its behavioral score, and observe the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability. Hematoxylin and eosin staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, ...

Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

低侵襲法に基づくマウス挫傷脊髄損傷モデルの確立

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

C57BL/6Jマウスにおける中枢性臍帯症候群モデルの確立

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally ...

正確なマウスモデルのための脊髄損傷挫傷装置

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

著者スポットライト:脊髄損傷研究におけるイノベーションへの洞察

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

マウスの挫傷性脊髄損傷モデルのための自動インパクター

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of ...

新生児マウス脊髄圧縮損傷モデル

要約

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脊髄圧縮傷害の校正済み鉗子モデル

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マウスの挫傷性脊髄損傷モデルのための自動インパクター

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