This work has been supported by grants from the South-Eastern Norway Regional Health Authority (JLB, 2014119; JCG, project numbers 2015045 and 2012065), by the Norwegian Research Council (JCG, project number 23 00 00) and the University of Oslo.

Questo protocollo sperimentale è stato approvato dall&#39;Autorità di ricerca animale nazionale in Norvegia (Forsøksdyrutvalget, locale numero sperimentale di approvazione 12,4591) nel rispetto della normativa dell&#39;Unione europea la cura degli animali (Federazione Laboratorio Europeo Animal Science Association). Gli sforzi sono stati fatti per ridurre al minimo il numero di animali utilizzati e le loro sofferenze. In questo articolo la procedura usata in postnatale (P) giorno 1 wild-type ICR (imprinting regione di controllo) topi (Jackson, Stati Uniti d&#39;America) è descritto, ma lo stesso approccio può essere utilizzato anche nelle fasi successive. 1. Costruzione di un sistema anestesia gas per topi neonati (Figura 1) <ol><li> Costruire un naso-maschera dalla punta di una siringa. Collegate questo al 3-way rubinetto con tubi di plastica (Figura 1 - tubi rosso e Figura 2A1). </li><li> Praticare un piccolo foro nel lato della maschera naso e collegarlo a tubi di plastica per rimuovere l&#39;overflow del gas dalmaschera. Terminare la tubazione sia ad una pompa a vuoto per impostare una leggera pressione negativa, o in una cappa aspirante (Figura 1 - luminoso tubi verde). </li><li> Effettuare una camera di anestesia da un x 25 mm di plastica capsula di Petri 150 mm (Figura 2A2). <ol><li> Da un lato, un foro abbastanza grande per accogliere la testa del mouse e la maschera nasale. </li><li> Sul lato opposto, fare due fori più piccoli attraverso il quale possono essere inseriti i tubi di plastica da e verso la maschera nasale (Figura 1 - rosso e brillante tubi verde, rispettivamente). </li><li> Effettuare un terzo foro sulla parte superiore del coperchio e collegare a questo un terzo tubo di plastica che termina alla pompa a vuoto (Figura 1 - tubo verde scuro). Lo scopo di questo terzo tubo è di assicurare che il gas in eccesso che non è stato catturato dal uscita dalla maschera nasale viene rimosso. </li></ol></li><li> Costruire una camera sonno praticando un foro nella parte inferiore di qualsiasi tipo di laboratorio piatto che è abbastanza grande da contain il mouse e ha un bordo liscio e perfino (l&#39;apertura del piatto deve trovarsi a filo con la tabella per evitare perdite di gas). Collegare il foro nella camera al rubinetto a 3 vie con tubi di plastica (Figura 1 - tubo marrone). Posizionare la camera di dormire sotto una cappa aspirante. </li><li> Collegare un rubinetto a 3 vie per il tubo di uscita dal vaporizzatore (Figura 1 - tubo giallo e Figura 2A3). </li><li> Collegare l&#39;ingresso del vaporizzatore per la fornitura di ossigeno (Figura 1 - tubo blu). </li></ol> 2. Modifica di un Yasargil temporanea aneurisma mini-clip per creare lo strumento di compressione (Figura 2 e Tabella 1) <ol><li> Fissare la clip con decisione per uno stand con un morsetto. Utilizzando una lente binoculare per un controllo visivo, limare la superficie esterna della punta di ciascuna pala clip per uno spessore finale di circa 150 micron utilizzando una mola montata su un trapano (Figura 2B e C). </li&gt; <li> Effettuare un tappo per la clip tagliando un breve tratto di polietilene capillare tubo (Tabella 1) sotto un stereomicroscopio utilizzando un micro-lama (Tabella 1), e collocarlo su una delle lame (Figura 2A4 e le figure 2B e C). Questo impedisce la chiusura completa del clip e crea dimensioni standardizzate compressione. Quando il clip è chiuso la distanza interblade è di circa 230 micron. Fare un nuovo tappo per ogni esperimento come il polietilene può comprimere durante l&#39;uso, che possano modificare lo spazio interblade. Nota: La tensione della molla del fermaglio diminuisce nel tempo in modo tale che dopo circa 80 compressioni clip non chiude completamente il tappo e deve essere sostituito. </li></ol> 3. Preparazione prima dell&#39;intervento chirurgico <ol><li> Posizionare il mouse nella camera di sonno (figura 1) ed iniziare l&#39;anestesia con isoflurano 4% (Figura 2A5 </strong&gt;) Vaporizzato in ossigeno puro, utilizzando un vaporizzatore (Figura 2A3 e Tabella 1). </li><li> Testare il riflesso di ritiro del mouse pizzicando delicatamente la rete di pelle tra le dita dei piedi con un sottile pinza di plastica. Procedere con cautela come topi appena nati sono facilmente feriti. Stringendo i risultati troppo dure in lividi immediato. Esecuzione di questo test all&#39;inizio della sedazione innesca il riflesso e fornisce una buona indicazione della quantità di forza necessaria. </li><li> Una volta che il riflesso è abolita, rimuovere il mouse dalla camera di sonno e collocarlo in una posizione prona sul tavolo operatorio con il muso inserito nella maschera nasale che fornisce una alimentazione continua del 4% isoflurano mescolato con ossigeno puro (Figura 1). Assicurarsi che il pad riscaldamento è acceso e impostato a 37-38 ° C come l&#39;ipotermia durante l&#39;intervento chirurgico può essere fatale. </li><li> Per raggiungere la completa analgesia, iniettare per via sottocutanea 50 ml di anestetico locale bupivacaina (2,5 mg / ml, <strong&gt; Figura 2A6) nel sito chirurgico (negli esperimenti qui riportati, questo è a livello toracico (T) 9-T11). Utilizzare una siringa da insulina (300 ml, 30 g, Figura 2A7 e Tabella 1) per eseguire l&#39;iniezione. </li><li> Ridurre la concentrazione isoflurano consegnato alla maschera del naso al 1-2%. </li></ol> 4. Dorsale Laminectomia <ol><li> Eseguire un intervento chirurgico sotto controllo microscopico. </li><li> Dopo aver pulito la zona intervento chirurgico con clorexidina gluconato (Tabella 1 # 19) per almeno 30 secondi, fare un 1-2 mm incisione cutanea trasversale a T9-T11 utilizza un microknife (Figura 2A8). Nota: In ICR topi neonati la parte rostrale dello stomaco, quando visibile contiene il latte, si trova ad affrontare i livelli vertebrali T12-T13 (figura 3). Un altro punto di riferimento è la parte rostrale dell&#39;aggregato del tessuto adiposo sottocutaneo toracica che termina a circa T8-9. Questo punto di riferimento è visibile solo dopo incisione cutanea. </li><li&gt; Utilizzare una pinza (Figura 2A9 e A10) per allargare l&#39;apertura della pelle in una direzione trasversale a 8-9 mm tirando delicatamente la pelle rostralmente e caudale (la pelle strappa facilmente, creando una ferita liscio e dritto). Questo fornisce accesso laterale sufficienti alla colonna vertebrale. </li><li> Ritrarre i bordi della incisione cutanea dalle strutture sottostanti inserendo pezzi sterili emostatico spugna di gelatina (Figura 2A11 e Tabella 1) per via sottocutanea rostrale e caudale all&#39;incisione. Questo allarga l&#39;apertura e impedisce alla pelle di retrazione e oscurando l&#39;area durante l&#39;intervento chirurgico. La spugna di gelatina emostatica non deve essere impregnato in soluzione salina prima dell&#39;uso. </li><li> Per esporre la colonna vertebrale, sezionare i muscoli paravertebrali con le forbici sottili (Figura 2A12, e Tabella 1). Tagliare gli allegati dei muscoli alla colonna vertebrale e esporre la lamina (Figura 4A). None anche che in questa fase del processo di midollo è sottosviluppato. </li><li> Identificare la linea mediana e tagliare trasversalmente tra le due lamine (che in questa fase è cartilaginea) con le forbici sottili (Figura 4B). Posizionare con cura una lama di una sottile pinza tra la lamina e la dura (Figura 4C), afferrare la lamina con la pinza e sollevarlo con cautela fino a quando un pezzo si stacca, lasciando la dura intatto (Figura 4D). Ripetere questa operazione 2-3 volte per ottenere una lunga laminectomia 1-2 segmento. </li><li> Utilizzando le pinze sottili come rongeurs, rimuovere parti delle faccette articolari bilateralmente per guadagnare spazio sufficiente per posizionare il clip all&#39;interno del canale vertebrale. Pulire l&#39;area chirurgica e controllare il sanguinamento con piccoli pezzi di spugna di gelatina emostatico. </li></ol> 5. Spinal Cord Injury Compression <ol><li> Aprire il mini-clip da aneurisma modificato nel supporto della clip (Figura 2A13 e Figura 2B) e ° postoe lame su entrambi i lati del midollo spinale negli spazi tra la sfaccettatura unisce e il cavo. Assicurarsi che le lame sono inseriti abbastanza profondamente influenzare la parte ventrale del midollo spinale. Se questo non è possibile, rimuovere più delle faccette. </li><li> Rilasciare il mini-clip rapidamente, tenendolo in posizione con il titolare clip per evitare che scivoli. Mantenere la compressione per 15 sec. </li><li> Aprire il mini-clip rapidamente e rimuoverlo. Per ottenere una compressione simmetrica, invertire l&#39;orientamento del mini-clip, e utilizzando il segno facilmente visibile da parte dell&#39;edema emorragica dalla prima compressione come guida, riposizionare la clip nell&#39;orientamento inverso per un secondo compressione 15 sec (previo esperimento ha dimostrato che questo genera deficit istologici e fisiologici simmetrici, mentre singoli compressioni non 1). La dura non deve essere danneggiato dalla compressione. </li><li> Pulire la zona e mantenere l&#39;emostasi con pezzi di spugna di gelatina emostatico.</li><li> Rimuovere i pezzi di emostatico spugna di gelatina che sono stati collocati sotto i bordi della incisione cutanea all&#39;inizio della chirurgia e chiudere l&#39;incisione pelle con sterile 6.0 suture e porta ago (Figura 2A14 e 15). </li><li> Iniettare sottocutanea 0,75 mg / kg di peso corporeo buprenorfina (Figura 2A16) diluito in PBS sterile utilizzando una siringa da insulina (300 ml, 30 G). </li></ol> 6. Cura postoperatoria <ol><li> Rimuovere il mouse dalla maschera del naso e metterlo in un set camera a temperatura controllata di 30 ° C fino a quando l&#39;anestesia svanisce e il mouse diventa avviso (1-3 ore è in genere sufficiente). </li><li> Iniettare Diazepam (Figura 2B17) intraperitoneale nella madre (8 g / kg di peso corporeo). Questo crea un torpore che diminuisce il rischio di cannibalismo durante la prima notte, quando questo rischio è più elevato. </li><li> Ritorna il mouse operato per la lettiera. </li><li> Se la lettiera è lARGE (&gt; 12 cuccioli), rimuovere alcuni dei cuccioli non operati, preferenzialmente gli animali più grandi se differiscono per dimensioni, per ridurre la concorrenza per il latte. cura materna dei cuccioli operato è migliore nella linea di ICR se la dimensione cucciolata è di circa 9 cuccioli. </li><li> Per la gestione del dolore, amministrare Buprenorfina (0,75 mg / kg di peso corporeo) per via sottocutanea una volta al giorno durante i primi giorni dopo l&#39;intervento, utilizzando una siringa da insulina (300 ml, 30 G). Un volume adeguato per iniezione sottocutanea è di 30-50 ml. In neonatale vocalizzazione topi e agitazione sono buoni indicatori di dolore. </li><li> Eseguire un esame quotidiano dei topi feriti utilizzando una scheda di valutazione per valutare la nutrizione, il peso corporeo, la disidratazione, il dolore, la guarigione delle ferite, ritenzione urinaria e lo stato di infezione. Secondo il punteggio ottenuto, fornire cura speciale, come iniezioni di soluzione sterile pediatrica nutrizione (Tabella 1 # 18) in caso di alimentazione anormale. La scheda di valutazione anche0; definisce criteri endpoint umani. Una madre che non rifiuta i cuccioli feriti è il migliore caregiver. </li><li> Nel caso insolito di disfunzione della vescica, eseguire il massaggio alla vescica due volte al giorno fino al ripristino della funzione. Questo viene fatto mettendo il mouse in posizione supina in una mano e massaggiare il basso addome delicatamente in senso rostro-caudale con un dito. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

In questo articolo vengono descritte le procedure per un infortunio SCC clip-generato nei topi P1. Le stesse procedure possono essere eseguite anche in fasi successive. Lesioni di compressione sono stati eseguiti con successo a P5, P7, P9 e P12 (Züchner, et al., Manoscritto in preparazione). In tutte le fasi postnatali, anestesia generale si ottiene con isofluorano vaporizzato in ossigeno puro, ma il risultato anestetico dipende molto dall&#39;età. In tentativi iniziali P1-P4, prima dell&#39;anestesia locale è stata introdotta nel protocollo, era difficile ottenere una sedazione profonda e prolungata causa di una stretta finestra dose-effetto tra la sedazione e sovradosaggio insufficiente. Inoltre, le preoccupazioni legate ad un effetto neurotossico di isoflurano negli animali appena nati sono stati sollevati 27-30. Una combinazione di isoflurano ei locali risultati anestetico Bupivacaine in anestesia profonda e più stabile pur permettendo una riduzione della dose isoflurano di un fattore 2-3. Diversi tipi di anestheSIA sono stati descritti per i roditori neonatale, compresi cryoanesthesia 31,32, ma una potenziale inconveniente di cryoanesthesia è il suo effetto neuroprotettivo (recensito da 33,34), che potrebbero complicare la generazione di un infortunio efficiente e riproducibile. Anestesia barbiturico-based è considerato di avere una minore efficienza in topi neonati a causa di bassi livelli di albumina sierica e il grasso corporeo rispetto agli adulti 35,36. Anche se piuttosto invasiva e traumatica, una volta che la procedura è stabilito il tasso di mortalità durante l&#39;intervento chirurgico è bassa. Tuttavia, ci sono passaggi critici durante la procedura che richiedono particolare attenzione per migliorare il recupero e la sopravvivenza dei topi operati. Un problema importante è quello di selezionare i cuccioli che avranno le migliori possibilità di sopravvivere alla chirurgia. Quando la lettiera è grande lo stato nutrizionale dei singoli cuccioli varia. Oltre al sanguinamento inevitabile che si verifica durante l&#39;intervento chirurgico, cuccioli operati trascorrono ores lontano dalla madre, e spesso non bere latte prima del mattino successivo. È quindi un vantaggio per selezionare cuccioli che hanno già una certa quantità di latte nello stomaco. Questo è facilmente visibile attraverso la pelle addominale da P0 a P7. Durante la prima notte il cucciolo operato è a grande rischio di essere cannibalizzato dalla madre. Durante lo sviluppo iniziale di questo modello più della metà dei topi operati mancavano la mattina seguente, con evidenti segni di sangue nella gabbia. Necrophagy, cannibalismo e infanticidio nei roditori sono stati studiati per decenni 37-40. In questo studio, il cannibalismo è stato testimoniato solo una volta, ma era considerata una spiegazione più probabile rispetto necrophagy perché i cuccioli che sono stati restituiti alla gabbia erano tipicamente così in forma che la morte per cause naturali durante la notte sembrava improbabile. Da qui l&#39;idea di utilizzare un agente farmacologico reversibili come Diazepam per ridurre l&#39;ansia e aggressività in la madre (rivisto da 41). iniezione intraperitoneale di Diazepam notevolmente migliorato la situazione, lasciando cadere la mortalità durante la prima notte da oltre il 60% a meno del 20%. La riduzione delle dimensioni dei cuccioli da abbattimento e disturbare la lettiera il meno possibile dopo il ritorno post-operatorio sono elementi aggiuntivi che possono beneficiare gli animali operati. Tuttavia, lasciando cuccioli funzionare solo con la madre non è vantaggioso. Il miglior equilibrio tra gestite / cuccioli non operati possono variare a seconda della linea, ma per i topi ICR e SCID-ICR lasciando 4-5 cuccioli gestite (lesione o sham) insieme con 3-4 cuccioli non operato ha dato i migliori risultati. In senso generale, il principale limite di questo modello SCI neonatale è che il midollo spinale neonatale differisce in molti aspetti dal midollo spinale adulto, e quindi non può fornire risultati sperimentali che sono paragonabili a quelli ottenuti dai modelli SCI adulti. Tali differenze includono la dimensione complessiva eil volume del midollo spinale, numero di cellulare, sottorappresentazione di tipi cellulari specifici come oligodendrociti, le risposte immunitarie immature e circuiti neuronali immature. Le conclusioni tratte da esperimenti in questo modello devono pertanto essere considerati con attenzione. D&#39;altra parte, il modello è rilevante per lo scenario relativamente meno investigato di pediatrica SCI. Inoltre, la debolezza apparente rispetto ai modelli SCI adulti è anche un potenziale di forza in quanto può consentire il chiarimento dei meccanismi di plasticità che, anche se in minima parte ancora esistente nel midollo spinale adulto, potrebbero rappresentare un substrato terapeutica se reintegrato. È concepibile che il ripristino di condizioni neonatali o anche embrionali potrebbe essere attuato attraverso l&#39;impianto di cellule meno sviluppati o tessuti o da un trattamento con reagenti che generano il tessuto adulto con caratteristiche evolutive precedenti. Usando enzimi per eliminare reti perineuronali è un esempio di quest&#39;ultimo approccio 42,43. <p class=&quot;Jove_content&quot;&gt; Un importante problema quando si stabilisce un modello animale per SCI è quello di ottenere un infortunio standardizzata. Questo è un aspetto importante che è stato affrontato in diversi modelli SCI, ad esempio, transezione, hemisection, martelli, compressione a palloncino, schiacciare pinze, la compressione peso statico, ecc Per quanto riguarda i dispositivi impatto, gli sforzi in questa direzione sono portato a modelli SCI in roditori adulti dove più parametri di impatto come la velocità, la forza e la durata possono essere manipolati (recensito da 44). Un altro approccio, coinvolgendo meno attrezzature, impiega una modifica del clip dell&#39;aneurisma Kerr-Lougheed 45,46. Questi 2 approcci sono complementari in quanto dispositivo di simulazione imita un infortunio contusione mentre i imita clip di un infortunio alla compressione con un certo grado di ischemia concorrente. A causa dei vincoli sostanziali size e una maggiore vulnerabilità dei topi neonatali, la maggiore mortalità associata a interventi chirurgici più lunghi così come i costi di sviluppo attrezzature scala più piccola, si è scelto di sviluppare una compressione clip-generato, piuttosto che un approccio contusione d&#39;urto generate. Ciò è stato realizzato adattando un aneurisma mini-clip disponibile in commercio per adattarsi alle dimensioni della colonna vertebrale di topi neonati 1. Aggiunta di un tappo garantisce una larghezza di compressione standard, e fintanto che la tensione del clip comprime al limite del tappo, la forza di compressione durante la fase statica alla larghezza minima dovrebbe variare poco. Ciò che non è standardizzato è la velocità di compressione durante la fase dinamica, poiché questa varia al variare della clip tensione durante la sua vita. Poiché la fase statica della compressione dura molto più lungo della fase dinamica, e c&#39;è poco da suggerire che il tessuto del midollo spinale esercita più di una controforza contro le pale mini-etere, è probabile che la gravità delle lesioni è più dipendente fase statica. Questo, tuttavia, rimane da testare. feritagravità possa dipendere da fattori diversi, tra cui la forza statica di compressione e durata, la velocità di compressione e decompressione, la posizione del mini-clip, ed il numero di compressioni eseguite nello stesso sito. Così, la variazione combinatoria in questi parametri potrebbe causare la generazione di uno spettro di gravità lesioni da debole a grave. Nonostante il potenziale di variabilità, nel nostro studio precedentemente pubblicato 1 abbiamo ottenuto risultati coerenti a istologico, livelli fisiologici e comportamentali, quindi c&#39;è poco da suggerire che la standardizzazione accettabile è difficile da raggiungere. Notiamo che in questo studio abbiamo utilizzato più metodi di validazione a ciascun livello, inclusi test comportamentali come aria passo, come mostrato in Figura 5. In questo modello SCI neonatale l&#39;infortunio non risparmia una certa proporzione di assoni e, quindi, fornisce una situazione favorevole per suscitare la plasticità adattativa attraverso la ri-modeling di connessioni risparmiato e la formazione di nuovi circuiti. Inoltre, poiché il mouse neonatale è adatto per le indagini da molti metodi sperimentali, è possibile usare questo modello per studiare il recupero funzionale e la plasticità adattativa con un approccio integrato, inclusi test comportamentali, retrograda e anterograda tracing assonale, immunoistochimica, elettrofisiologia e alta registrazione ottica -throughput 1. A titolo di esempio, abbiamo approfittato di questo approccio integrativo per dimostrare la rete di ri-modellazione a livello di ingressi Discendente specifici utilizzando l&#39;imaging di calcio ad alto rendimento in ex vivo preparati wholemount del tronco cerebrale e del midollo spinale danneggiato 1. Questo può essere spinto ulteriormente utilizzando strumenti di neuro-optogenetic e farmacologia optogenetic per valutare il rimodellamento delle connessioni sinaptiche tra sottopopolazioni specifici di neuroni spinali.

During the last decade, increasing evidence obtained from different spinal cord injury (SCI) models has shown that spinal networks can reorganize spontaneously to contribute to functional recovery1-9. Adaptive plasticity has as a consequence become an important topic in SCI research. It has been shown that plasticity encompasses regrowth of spared axons, sprouting of new axon collaterals and the formation of novel synaptic connections. Much of this knowledge has been obtained from behavioral or anatomical studies in adult animals. An important limitation of adult spinal cord studies is the difficulty of performing high-throughput physiological assessment, which is easier in neonatal preparations1. One major difference is that wholemount ex vivo preparations of the adult brainstem and spinal cord have low viability. Another is that adult spinal tissue is more opaque to light because it is thicker and myelinated. Although recent advances in in vivo imaging (see for example, 10-12) may partially overcome these problems, the possibility of performing high throughput imaging at any desired dorsoventral depth at multiple sites along a given brainstem-spinal cord preparation is currently only feasible in neonates. The immature state of axon myelination in the neonatal spinal cord facilitates high-throughput ex vivo optical recording, thus permitting a dynamic assessment of functional synaptic connections13-17. Combined with genetically encoded calcium reporters and optogenetic stimulation and pharmacology tools, optical approaches can contribute to a deeper understanding of the mechanisms underlying adaptive plasticity.
It is estimated that between 1-10% of all spinal cord injuries affect infants and children18-22. In contrast to adult SCI the pathogenesis and potential for spontaneous recovery in pediatric SCI is less studied. Using a neonatal SCI model can therefore provide more insight into pediatric SCI and contribute to a better understanding of the pathogenetic and recovery mechanisms involved. Moreover, post-SCI plasticity supporting functional recovery in the adult spinal cord is believed to involve at least in part the same mechanisms that govern the development of the central nervous system such as axon growth, branching and formation of new synapses23-26. Thus, using a neonatal SCI model could provide important insights into mechanisms that are also operative in the adult spinal cord, or that could potentially be reinstated in the adult spinal cord (for example by implantation of fetal cells or tissue or of tissue constructed de novo from pluripotent stem cells) to facilitate recovery.
The neonatal mouse thus provides a platform for an integrative, multi-methodological approach to investigating adaptive plasticity following spinal cord injury, in which a combination of behavioral, physiological, anatomical, molecular and genetic methods can be readily employed. Establishing standardized neonatal injury models is an important step in implementing such studies.

<table><tbody><tr><td>Plastic syringe (30 or 50&amp;nbsp;ml)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic Petri dish (150 x 25&amp;nbsp;mm)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fortec isoflurane vaporizer</td><td>Cyprane</td><td></td><td>We use and old device out of production, check the link for newer device</td></tr><tr><td>Yasargil temporary aneurysm mini-clip</td><td>&amp;AElig;sculap</td><td>FE681K</td><td></td></tr><tr><td>Fine-Bore Polyethylene tubing ID 0.58&amp;nbsp;mm, OD 0.96&amp;nbsp;mm</td><td>Smiths Medical</td><td>800/100/200</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (Forene)</td><td>Abbott GmbH &amp;amp; Co. KG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Marcain (Bupivacain)</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Insuline seyringe 0.3&amp;nbsp;ml 30&amp;nbsp;G x 8&amp;nbsp;mm</td><td>VWR</td><td>80086-442</td><td></td></tr><tr><td>Ultra Fine Micro Knife 5&amp;nbsp;mm cutting edge</td><td>Fine Science Tools</td><td>10315-12</td><td></td></tr><tr><td>Extra Fine Graefe Forceps &amp;ndash; 0.5&amp;nbsp;mm Tip</td><td>Fine Science Tools</td><td>1153-10</td><td>Not really necessary, often the teeth are too large</td></tr><tr><td>Forceps SuperGrip Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>00632-11</td><td>Two forceps are necessary</td></tr><tr><td>Spongostan Special 70 x 50 x 1&amp;nbsp;mm</td><td>Ferrosan</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vannas Spring Scissors &amp;ndash; 2&amp;nbsp;mm Blades Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Vario Clip Applying Forceps</td><td>Aesculap</td><td>FE502T</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 6&amp;ndash;0 (Ethicon)</td><td>Johnson and Johnson</td><td>J105G</td><td></td></tr><tr><td>Diethrich micro needle holder</td><td></td><td>11-510-20</td><td></td></tr><tr><td>Temgesic (buprenorphine)</td><td>Schering-Plough</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stesolid (diazepam)</td><td>Actavis</td><td></td><td>Also known as Valium</td></tr><tr><td>Pedamix</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klorhexidinsprit (chlorhexidine gluconate)</td><td>Fresenius Kabi</td><td>D08A C02</td><td></td></tr></tbody></table>

a neonatal mouse spinal cord compression injury model

lesioni del midollo spinale (SCI) provoca in genere deficit neurologici devastanti, in particolare attraverso i danni alle fibre che discendono dal cervello al midollo spinale. Un importante attuale area di ricerca è focalizzata sui meccanismi di plasticità adattativa che sono alla base di recupero funzionale spontaneo o indotto dopo SCI. recupero funzionale spontanea è segnalato per essere più presto nella vita, sollevando domande interessanti su come i cambiamenti di plasticità adattativa come il midollo spinale si sviluppa. Per facilitare indagini di questa dinamica, abbiamo sviluppato un modello SCI nel topo neonatale. Il modello ha rilevanza per pediatrica SCI, che è troppo poco studiato. Perché plasticità neurale nell&#39;adulto comporta alcuni degli stessi meccanismi come plasticità neurale nella vita in anticipo 1, questo modello potrebbe potenzialmente avere una certa rilevanza anche per l&#39;adulto SCI. Qui si descrive l&#39;intera procedura per la generazione di un infortunio riproducibile compressione del midollo spinale (SCC) nel topo neonatalecome già postnatale (P) giorno 1. SCC è ottenuto eseguendo una laminectomia ad un dato livello spinale (qui descritto a livelli toraciche 9-11) e quindi utilizzando una versione modificata Yasargil aneurisma mini-clip per comprimere e decomprimere rapidamente il midollo spinale . Come descritto in precedenza, i topi neonatale infortunato può essere testato per deficit comportamentali o sacrificato per ex vivo analisi fisiologica di connettività sinaptica utilizzando tecniche di registrazione ottica elettrofisiologici e high-throughput 1. Precedenti e in corso studi che utilizzano la valutazione comportamentale e fisiologica hanno dimostrato un drammatico, insufficienza acuta di arti posteriori motilità seguito da un recupero funzionale completo entro 2 settimane, e la prima prova di cambiamenti nella circuiteria funzionale a livello di identificate decrescente connessioni sinaptiche 1.

Lesioni compressione del midollo spinale e perdita di funzione Come descritto in precedenza, ottimizzando le procedure preoperatoria, chirurgiche e postoperatorie, un modello SCI compressione riproducibile nel topo neonatale può essere ottenuta 1. Il tappo di polietilene posto su una lama della clip (Figura 2B e C) previene la chiusura completa del clip e mantiene la distanza inter-lama costantemente a circa 230 micron. Invertendo l&#39;orientamento della clip tra i due risultati compressioni in una lesione simmetrico, come giudicato da sequele istologica (Figura 5A e 1). Subito dopo la rimozione mini-clip, il tessuto del midollo spinale compresso diventa più scura a causa della contusione emorragica ed edema. L&#39;osservazione di sezioni seriali del midollo spinale danneggiato colorate per Eosin e ematossilina già un giornolesioni opo rivela progressivo deterioramento del tessuto quando si avvicina all&#39;epicentro della lesione (Figura 5A). La presenza di cavità intraspinali o di sangue nella lesione non è inusuale. Valutazione del comportamento, ad esempio tracciando traiettorie arti posteriori sotto non-peso condizioni che portano un paio d&#39;ore dopo l&#39;intervento chirurgico, mostra un deterioramento drammatico di arti posteriori motilità nei topi SCC feriti rispetto ai topi di controllo farsa in cui viene eseguita solo una laminectomia (figura 5b e 1) . Questo test può essere ripetuto fino a quando il mouse è in grado di eseguire altri test comportamentali che richiedono recanti il proprio peso 1. La mortalità e di recupero dopo l&#39;intervento chirurgico mortalità intraoperatoria è dovuto principalmente apnea e arresto cardiaco causato dall&#39;elevata concentrazione di isoflurano necessario per raggiungere anesthesi sufficientiun. Introdurre l&#39;anestetico locale Bupivacaine nel protocollo chirurgico consente la riduzione della concentrazione di isoflurano e diminuisce così notevolmente la mortalità. In una recente serie di esperimenti tra cui più di 20 animali, il tasso di mortalità intraoperatoria è stato pari a zero. Al contrario, la sopravvivenza post-operatoria è principalmente influenzata dalla accettazione dei topi operati dalla madre. Un miglioramento significativo si è verificato quando l&#39;ansia e l&#39;aggressività è stata ridotta, fornendo una singola iniezione di Diazepam (ip 8 g / kg di peso corporeo) alla madre prima di tornare i topi operati per la lettiera 1. Accettazione e recupero postoperatorio dei topi operati possono essere controllati dalla presenza di latte nello stomaco. Lo stomaco di un mouse P1-P7 che ha latte drunken è chiaramente bianca e visibile attraverso la pelle addominale (Figura 3). Confronto di alimentazione nel operato, il controllo sham e topi non operato è utile per valutare lo stato nutrizionale di ferired topi. Valutare la crescita di azionamento contro topi non operato dimostra che, nonostante una piccola perdita di peso durante il primo giorno post-operatorio, la curva di crescita dei topi operato normalizza rapidamente dopo (figura 6). La mortalità correlata a disfunzioni della vescica o l&#39;infezione non è mai stata osservata anche nei topi studiati per finchè 7 settimane. <table border="1"><tbody><tr><td> Numero in Fig. 2 </td><td> Nome </td><td> Produttore / Fornitore </td><td> Riferimento # </td><td colspan="3"> collegamento </td><td> Commento </td></tr><tr><td> 1 </td><td> siringa di plastica (30 o 50 ml) </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td> Plastica capsula di Petri (150 x 25 mm) </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td> Fortec vaporizzatore isoflurano </td><td> CypraNE </td><td></td><td colspan="3"> http://www.mssmedical.co.uk/products/new-vaporisers/ </td><td> Usiamo e vecchio apparecchio fuori produzione, controllare il link per nuovo dispositivo </td></tr><tr><td> 4a </td><td> Yasargil aneurisma temporanea mini-clip </td><td> Aesculap </td><td> FE681K </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> 4b </td><td> Belle foro polietilene capillare tubi ID 0.58 mm, OD 0,96 mm </td><td> Smiths Medical </td><td> 800/100/200 </td><td colspan="3"> http://www.smiths-medical.com/industrialproducts/8/39/ </td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td> Isoflurano (Forene) </td><td> Abbott GmbH &amp; Co. KG </td><td></td><td colspan="3"> http://www.life-sciences-europe.com/product/forene-abbott-gmbh-wiesbaden-group-narcotic-germany-west-2001-1858.html </td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td> Marcain (bupivacaina) </td><td> AstraZeneca </td><td></td><td colspan="3"> http://www.astrazeneca.co.uk/medicines01/neuroscience/Product/marcaine </td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> Insuline siringa da 0,3 ml 30 G x 8mm </td><td> VWR </td><td> 80086-442 </td><td colspan="3"> https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?product_id=4646138 </td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td> Belle Micro coltello tagliente Ultra 5 millimetri </td><td> Strumenti per le scienze Belle </td><td> 10.315-12 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0019900000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td> Extra pinza sottile Graefe - 0,5 millimetri Tip </td><td> Strumenti per le scienze Belle </td><td> 1153-1110 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0055700000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td> Non è davvero necessario, spesso i denti sono troppo grandi </td></tr><tr> &lt;td&gt; 10 </td><td> Pinze SuperGrip dritto </td><td> Strumenti per le scienze Belle </td><td> 00.632-11 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0053500000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td> Due pinze sono necessarie </td></tr><tr><td> 11 </td><td> Spongostan speciale 70 x 50 x 1 mm </td><td> Ferrosan </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 12 </td><td> Vännäs Spring Scissors - 2 lame mm dritto </td><td> Strumenti per le scienze Belle </td><td> 15.000-03 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0012800000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 13 </td><td> Vario clip L&#39;applicazione di forcipe </td><td> Aesculap </td><td> FE502T </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> 14 </td><td> Vicryl 6-; 0 (Ethicon) </td><td> Johnson and Johnson </td><td> J105G </td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 15 </td><td> porta aghi micro Diethrich </td><td></td><td> 11-510-20 </td><td colspan="3"> http://trimed-ltd.com/Products/Suture-Instruments/Micro-Needle-Holders-With-Tungsten-Carbide-Inserts/Ref-11-29.html </td><td></td></tr><tr><td> 16 </td><td> Temgesic (buprenorfina) </td><td> Schering-Plough </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 17 </td><td> Stesolid (diazepam) </td><td> Actavis </td><td></td><td colspan="3"></td><td> Conosciuto anche come Valium </td></tr><tr><td> 18 </td><td> Pedamix </td><td> Fresenius Kabi </td><td></td><td colspan="3"> http://www.helsebiblioteket.no/retningslinjer/pediatri/mage-tarm-lever-ern%C3%A6ring/parenteral-ern%C3%A6ring </td><td></td></tr><tr><td> 19 </td><td> Klorhexidinsprit (clorexidina gluconato) </td><td> Fresenius Kabi </td><td> D08A C02 </td><td colspan="3"> http://www.felleskatalogen.no/medisin/klorhexidinsprit-fresenius-kabi-klorhexidinsprit-farget-fresenius-kabi-fresenius-kabi-560639 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabella 1. Elenco degli strumenti e delle attrezzature per la generazione di una lesione del midollo spinale compressione clip-guidato in un topo neonatale. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig1.jpg" /> Figura 1. Schema di installazione di anestesia. Questo schema presenta la configurazione anestesia progettato per il mouse neonatale, con una camera di sonno per l&#39;anestesia iniziale e un dispositivo maschera nasale per continuare l&#39;anestesia durante l&#39;intervento chirurgico. <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig2.jpg" /> Figura 2. strumenti principali e clip di compressione. (A) Strumenti utilizzati durante la procedura. I numeri corrispondono l&#39;annotazione utilizzato in Tabella 1. (B e C) Un aneurisma Yasargil temporanea mini-clip con la punta di ciascuna pala tagliato manualmente fino a circa 150 micron di spessore. Un tappo di una fetta di polietilene tubo (Tabella 1) è posto su una delle lame per prevenire la chiusura completa del clip. Barra di scala: 2 mm. App: Clip applicatore (# 12 in A); St:. Stopper <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53498/53498fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig3.jpg" /> Figura 3. Luogo d&#39;interesse per la valutazione preoperatoria del livello spinale in neonatale topo ICR. (A) Vista laterale di un mouse P1 ICR con il latte bianco nelle s<html> tomach. La parte rostrale dello stomaco corrisponde a T12-T13 livello spinale. (B) del mouse P1 ICR sotto anestesia in posizione prona. Anche se più difficile da visualizzare che in (A), lo stomaco pieno di latte è riconoscibile. La parte rostrale dello stomaco indica T12-T13 livello spinale. Barre di scala: 0,5 cm. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig4.jpg" /> Figura 4. dorsale laminectomia. (A) dissezione dei muscoli paravertebrali. Si noti che a questa età il processo spinale è poco sviluppato. (B) trasversale sezionamento della lamina con le forbici sottili. (C) introduzione di una lama di una sottile pinza tra la lamina e la dura. Il punto di ingresso è indicata dalla freccia. (D) rimozione della lamina. Barra di scala: 2 mm. file / ftp_upload / 53498 / 53498fig5.jpg &quot;/&gt; Figura 5. istologica e risultati comportamentali dopo la lesione compressione del midollo spinale in P1. (A) Eosina e ematossilina colorazione nelle sezioni del midollo spinale da un mouse ferito (1 giorno dopo l&#39;infortunio) a diversa distanza dall&#39;epicentro infortunio. (B) tracce rappresentativi di arti anteriori e arti posteriori traiettorie osservato 6 ore dopo il trauma o dopo una laminectomia di controllo farsa. Tracce sulla sommità rappresentano traiettorie visti da una vista laterale dell&#39;animale. Tracce in basso rappresentano le traiettorie viste dal punto di vista ventrale dell&#39;animale. Vedi anche 1. barra della scala: 250 micron. DH: corno dorsale; L, a sinistra; R: right; SCC: compressione del midollo spinale; VH:. Corno ventrale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53498/53498fig5large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt = &quot;Figura 6&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 53498 / 53498fig6.jpg&quot; /&gt; Figura 6. curve di crescita comparativi. Istogramma che mostra l&#39;aumento di peso dei topi feriti non operato e SCC dal giorno postnatale 1 a postnatale giorno 9.

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A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Un neonatale mouse Spinal Cord Injury compressione Modello

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

12.5K Views.  Oslo University Hospital. This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery. 

Video: A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation in Sperimentale Contusivi Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Ricerca

Medicina

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrato forcipe Modello di Spinal Cord Injury Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

Un modello di lesioni del midollo spinale contusivo basato sullo spostamento tissutale nei topi

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Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

Induzione della lesione completa del midollo spinale di tipo transezione nei topi

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...

Neuroscienze

A Neuronal Apoptosis Model induced by Spinal Cord Compression in Rat

As a severe progressive degenerative disease, cervical spondylotic myelopathy (CSM) has a poor prognosis and is associated with physical pain, stiffness, motor or sensory dysfunction, and a high risk of spinal cord injury and acroparalysis. Thus, therapeutic strategies that promote efficient spinal cord regeneration in this chronic and progressive disease are urgently needed. Effective and reproducible animal spinal cord compression models are required to understand the complex biological mechanism underlying CSM. Most spinal cord injury models reflect acute and structural destructive conditions, whereas animal models of CSM present a chronic compression in the spinal cord. This paper presents a protocol to generate a rat spinal cord compression model, which was further evaluated by assessing the behavioral score and observing the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability, including joint movements, stepping ability, coordination, trunk stability, and limb muscle strength. Hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

<meta charset="utf8"></head><body>Un modello di apoptosi neuronale indotta dalla compressione del midollo spinale nel ratto

Here, we present a protocol to generate a rat spinal cord compression model, assess its behavioral score, and observe the compressed spinal cord region. The behavioral assessments showed decreased monitor motor disability. Hematoxylin and eosin staining and immunostaining revealed considerable neuronal apoptosis in the compressed region of the spinal cord.

Un modello di apoptosi neuronale indotta dalla compressione del midollo spinale nel ratto

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Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, thereby improving the reproducibility of the experiments.
These methods need two requirements to be fulfilled: clarity of the surgical anatomical pathway and simplicity and convenience of the laboratory device. Crucially for the operator, a clear anatomical pathway provides minimally invasive exposure, which avoids additional damage to the experimental animal during the surgical procedures and allows the animal to maintain a consistent and stable anatomical morphology during the experiment.
In this study, the use of a novel integrated platform called the SCI coaxial platform for spinal cord injury in small animals to expose the T9 level spinal cord in a minimally invasive way and stabilize and immobilize the vertebra of mice using a vertebral stabilizer is researched, and, finally, a coaxial gravity impactor is used to contuse the spinal cord of mice to approach different degrees of T9 spinal cord injury. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

Minimally invasive techniques and a simple laboratory device improve the reproducibility of the spinal cord injury model by reducing operative damage to the experimental animals and allowing anatomical morphology maintenance. The method is worthwhile because the reliable results and reproducible procedure facilitate investigations of the mechanisms of disease reparation.

Stabilire un modello di lesione del midollo spinale per contusione murina basato su una tecnica minimamente invasiva

Using minimally invasive methods to model spinal cord injury (SCI) can minimize behavioral and histological differences between experimental animals, ...

Establishment of Central Cord Syndrome Model in C57BL/6J Mouse

Animal models of central cord syndrome (CCS) could substantially benefit preclinical research. Identifiable anatomical pathways can give minimally invasive exposure approaches and reduce extra injury to experimental animals during operation, enabling the maintenance of consistent and stable anatomical morphology during experiments to minimize behavioral and histological differences between individuals to improve the reproducibility of experiments. In this study, the C6 level spinal cord was exposed using a spinal cord injury coaxial platform (SCICP) and combination with a minimally invasive technique. With the assistance of a vertebral stabilizator, we fixed the vertebrae and compressed the spinal cords of C57BL/6J mice with 5 g/mm2 and 10 g/mm2 weights with SCICP to induce different degrees of C6 spinal cord injury. In line with the previous description of CCS, the results reveal that the lesion in this model is concentrated in the gray matter around the central cord, enabling further research into CCS. Finally, histological results are provided as a reference for the readers.

The present protocol simulating central cord syndrome (CCS) in mice has improved repeatability and minimized operation damage to the experimental animals, avoiding disrupting the anatomical structure excessively. The strategy in this study is advantageous because it allows for research into injury mechanisms by producing consistent results.

Definizione del modello di sindrome del midollo centrale nel topo C57BL/6J

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Un dispositivo per la contusione della lesione del midollo spinale per modelli murini accurati

Automated Impactor for Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Spinal cord injury (SCI) due to traumatic injuries such as car accidents and falls is associated with permanent spinal cord dysfunction. Creation of contusion models of spinal cord injury by impacting the spinal cord results in similar pathologies to most spinal cord injuries in clinical practice. Accurate, reproducible, and convenient animal models of spinal cord injury are essential for studying spinal cord injury. We present a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, the Guangzhou Jinan University smart spinal cord injury system, that can produce spinal cord injury contusion models with accuracy, reproducibility, and convenience. The system accurately produces models of varying degrees of spinal cord injury via laser distance sensors combined with an automated mobile platform and advanced software. We used this system to create three levels of spinal cord injury mice models, determined their Basso mouse scale (BMS) scores, and performed behavioral as well as staining assays to demonstrate its accuracy and reproducibility. We show each step of the development of the injury models using this device, forming a standardized procedure. This method produces reproducible spinal cord injury contusion mice models and reduces human manipulation factors via convenient handling procedures. The developed animal model is reliable for studying spinal cord injury mechanisms and associated treatment approaches.

Autore in primo piano: Approfondimento sulle innovazioni nella ricerca sulle lesioni del midollo spinale

Presented here is a novel automated spinal cord injury contusion device for mice, which can accurately produce spinal cord injury contusion models with varying degrees.

Impattatore automatizzato per il modello di lesione del midollo spinale contusivo nei topi

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Riepilogo

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Impattatore automatizzato per il modello di lesione del midollo spinale contusivo nei topi

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