This work has been supported by grants from the South-Eastern Norway Regional Health Authority (JLB, 2014119; JCG, project numbers 2015045 and 2012065), by the Norwegian Research Council (JCG, project number 23 00 00) and the University of Oslo.

Este protocolo experimental foi aprovado pela Autoridade Nacional de Pesquisa Animal da Noruega (Forsøksdyrutvalget, número local experimental aprovação 12,4591) em conformidade com os regulamentos da União Europeia de cuidados de animais (Associação Ciência Animal Federação Laboratório Europeu). Foram feitos esforços para minimizar o número de animais utilizados e seu sofrimento. Neste artigo, o procedimento utilizado em pós-natal (P) dia 1 de tipo selvagem ICR (imprinting Região de Controle) ratinhos (Jackson, EUA) é descrito mas a mesma abordagem pode também ser utilizado em fases posteriores. 1. Construção de um sistema de anestesia de gás para ratos Neonatal (Figura 1) <ol><li> Construir um nariz-máscara a partir da ponta de uma seringa. Conecte-o ao 3-way válvula com tubo de plástico (Figura 1 - tubo vermelho e Figura 2A1). </li><li> Perfurar um pequeno furo no lado da máscara nariz e ligar esta para tubos de plástico para remover o excesso de gás a partir damáscara. Terminar a tubagem, quer a uma bomba de vácuo ajustado para uma pressão ligeiramente negativa, ou numa hotte (Figura 1 - tubo verde-claro). </li><li> Realizar uma câmara de anestesia de um x 25 mm de plástico de Petri 150 mm (Figura 2A2). <ol><li> De um lado, fazer um buraco grande o suficiente para acomodar a cabeça do rato ea máscara nariz. </li><li> No lado oposto, faça dois furos menores por meio do qual os tubos de plástico de e para a máscara do nariz podem ser inseridos (figura 1 - tubulação vermelho e verde brilhante, respectivamente). </li><li> Adicione um terceiro orifício na parte superior da tampa e se ligar a este um terceiro tubo de plástico que termina na bomba de vácuo (Figura 1 - tubo verde-escuro). O objectivo deste terceiro tubo é para assegurar que qualquer excesso de gás, que não foi captada pela saída do nariz máscara é removida. </li></ol></li><li> Criar uma câmara de sono, fazendo um buraco no fundo de qualquer tipo de prato de laboratório que é suficientemente grande para Contain o rato e tem uma borda lisa e uniforme (na abertura do prato deve estar nivelada com a tabela para evitar fugas de gás). Ligue o orifício na câmara até a torneira de 3 vias com tubo de plástico (Figura 1 - tubo castanho). Coloque a câmara de dormir sob uma coifa. </li><li> Conectar uma torneira de passagem de 3 vias para o tubo de saída do vaporizador (Figura 1 - tubo amarelo e Figura 2A3). </li><li> Ligue a entrada do vaporizador para o fornecimento de oxigénio (Figura 1 - tubo azul). </li></ol> 2. A modificação de um Yasargil temporária Aneurysm Mini-clip para criar a ferramenta de compressão (Figura 2 e Tabela 1) <ol><li> Apor o clipe firmemente a um carrinho com uma braçadeira. Usando uma lupa binocular para controle visual, arquivo para baixo da superfície exterior da ponta de cada lâmina de clipe para uma espessura final de cerca de 150 um, utilizando uma pedra de afiar montado sobre uma broca (Figura 2B e C). </li&gt; <li> Adicione uma rolha para o clipe por corte de um curto troço de tubo de polietileno capilar (Tabela 1) sob um estereomicroscópio usando um micro-faca (Tabela 1), e colocar este em uma das lâminas (Figura 2A4 e as Figuras 2B e C). Isso impede o fechamento completo do clipe e cria dimensões compressão padronizados. Quando o clipe estiver fechou a distância interblade é de cerca de 230 um. Fazer uma nova rolha para cada experiência como o material de polietileno pode comprimir durante a sua utilização, o que alteraria o espaço interblade. Nota: A tensão da mola de aperto diminui ao longo do tempo tais que, após cerca de 80 compressões o clipe não fecha totalmente a rolha e necessita de ser substituída. </li></ol> 3. Preparação antes da cirurgia <ol><li> Colocar o rato na câmara de sono (Figura 1) e iniciar a anestesia com isoflurano a 4% (Figura 2A5 </strong&gt;) Vaporizado em oxigénio puro, usando um vaporizador (Figura 2A3 e Tabela 1). </li><li> Teste o reflexo de retirada do mouse por beliscar suavemente a web de pele entre os dedos dos pés com uma fina pinça de plástico. Faça isso com cuidado como ratos recém-nascidos são facilmente feridos. Beliscar resultados muito duras em hematomas imediata. Se efectuar este ensaio, no início da sedação desencadeia o reflexo e fornece uma boa indicação da quantidade de força necessária. </li><li> Uma vez que o reflexo é abolido, remova o mouse da câmara de sono e colocá-lo em uma posição propensa na mesa de operação com o focinho inserido no nariz máscara que proporciona um fornecimento contínuo de 4% de isoflurano misturado com oxigênio puro (Figura 1). Certifique-se de que a almofada de aquecimento está ligado e definido para 37-38 ° C como hipotermia durante a cirurgia pode ser fatal. </li><li> Para obter analgesia completa, injectar por via subcutânea de 50 uL de anestésico local bupivacaína (2,5 mg / ml, <strong&gt; Figura 2A6) no local da cirurgia (nas experiências relatadas aqui, isto é ao nível torácico (T) 9-T11). Usar uma seringa de insulina (300 ul, 30 g, Figura 2A7 e Tabela 1) para executar a injecção. </li><li> Reduzir a concentração de isoflurano entregue ao nariz máscara para 1-2%. </li></ol> 4. Dorsal Laminectomy <ol><li> Realizar a cirurgia sob controle microscópico. </li><li> Depois de limpar a área de cirurgia com gluconato de clorexidina (Tabela 1 # 19) durante pelo menos 30 segundos, fazer um 1-2 mm incisão cutânea transversal em T9-T11 usando um microlanceta (Figura 2A8). Nota: Em ratinhos ICR neonatal a porção rostral do estômago, visível quando contém leite, está de frente para os níveis vertebrais T12-T13 (Figura 3). Outro marco é a parte rostral do agregado tecido adiposo subcutâneo torácica que termina em cerca de T8-9. Este marco é visível somente após incisão na pele. </li><li&gt; utilize uma pinça (Figura 2A9 e A10) para aumentar a abertura da pele numa direcção transversal para 8-9 mm, puxando a pele suavemente rostral e caudal (a pele rasga facilmente, criando uma ferida suave e linear). Isto proporciona acesso lateral suficiente para a coluna vertebral. </li><li> Retrair as bordas da incisão da pele a partir de estruturas subjacentes através da inserção de peças estéreis de esponja de gelatina hemostática (Figura 2A11 e Tabela 1) por via subcutânea rostral e caudal para a incisão. Isto aumenta a abertura e impede a pele de retracção e obscurecendo a área durante a cirurgia. A esponja de gelatina hemostática não necessita de ser embebido em solução salina, antes da utilização. </li><li> Para expor a coluna vertebral, dissecar os músculos paravertebrais, usando tesouras finas (Figura 2A12, e Tabela 1). Corte os anexos dos músculos para a coluna vertebral e expor a lâmina (Figura 4A). Nãoe também que, nesta fase do processo espinhal é subdesenvolvido. </li><li> Identificar a linha média e cortar transversalmente entre as duas lâminas (que, nesta fase, é cartilaginoso) com tesouras finas (Figura 4B). Coloque cuidadosamente uma lâmina de uma fina fórceps entre a lâmina e a dura-máter (Figura 4C), segure a lâmina com a pinça e levante-o cuidadosamente até um pedaço quebra, deixando a dura-máter intacta (Figura 4D). Repita este procedimento 2-3 vezes para obter um longo laminectomia 1-2 segmento. </li><li> Usando fórceps finos como fórceps, remover partes das articulações bilateralmente para ganhar espaço suficiente para colocar o clipe dentro do canal vertebral. Limpar a área cirúrgica e controlar o sangramento com pequenos pedaços de esponja de gelatina hemostática. </li></ol> 5. Spinal Cord Injury Compression <ol><li> Abra o aneurisma mini-clipe modificado no suporte do clipe (Figura 2A13 e Figura 2B) e local the lâminas em cada lado da medula espinal, nos espaços entre a faceta junções e o cabo. Certifique-se de que as lâminas são inseridas profundamente o suficiente para afectar a parte ventral da medula espinal. Se isso não for possível, remova mais das articulações. </li><li> Solte o mini-clipe rapidamente, segurando-o no lugar com o suporte do grampo para evitar que ele caia. Manter a compressão por 15 s. </li><li> Abra o mini-clip rápida e removê-lo. Para alcançar uma compressão simétrica, inverter a orientação do mini-grampo, e usando a marca facilmente visto feito pelo edema hemorrágica da primeira compressão como um guia, reposicionar o clipe na orientação inversa, para uma segunda compressão de 15 seg (prévia experiência mostrou que isso gera déficits histológicas e fisiológicas simétricas, enquanto as compressões individuais não 1). A dura-máter não devem ser danificados pela compressão. </li><li> Limpar a área e manter a hemostasia com pedaços de esponja de gelatina hemostática.</li><li> Remover os pedaços de esponja de gelatina hemostática que foram colocados sob as bordas da incisão da pele no início da cirurgia e fechar a incisão na pele com estéril 6,0 sutura e um suporte de agulha (Figura 2A14 e 15). </li><li> Injectar por via subcutânea 0,75 mg / kg de peso corporal de Buprenorfina (Figura 2A16) diluída em PBS estéril usando uma seringa de insulina (300 ul, 30 g). </li></ol> 6. Cuidados no pós-operatório <ol><li> Remover o rato da máscara do nariz e colocá-lo em um conjunto de câmara com temperatura controlada a 30 ° C até que a anestesia desgasta fora eo mouse torna-se alerta (1-3 hr é tipicamente suficiente). </li><li> Injectar Diazepam (Figura 2B17) intraperitonealmente para a matriz (8 g / kg de peso corporal). Isto cria um torpor que diminui o risco de canibalismo durante a primeira noite, quando este risco é mais elevado. </li><li> Retornar o mouse operado para a maca. </li><li> Se o lixo é large (&gt; 12 filhotes), remova alguns dos filhotes não operados, preferencialmente os animais maiores se eles diferem em tamanho, para reduzir a competição para o leite. cuidados maternos dos filhotes operados há de melhor na linha de ICR se o tamanho da ninhada é de cerca de 9 filhotes. </li><li> Para a gestão da dor, administrar buprenorfina (0,75 mg / kg de peso corporal) por via subcutânea uma vez por dia durante os primeiros dias após a cirurgia, utilizando uma seringa de insulina (300 ul, 30 g). Um volume apropriado para a injecção subcutânea é de 30-50 ul. Em vocalização ratos neonatal e agitação são bons indicadores de dor. </li><li> Realizar um exame diário dos ratinhos lesionados usando uma folha de pontuação para avaliar a nutrição, o peso corporal, desidratação, dor, cicatrização de feridas, a retenção de urina e estado da infecção. De acordo com a pontuação obtida, fornecer cuidados especiais, tais como injeções de uma solução estéril pediátrica nutrição (Tabela 1 # 18) em caso de alimentação anormal. A folha de pontuação também0; define critérios endpoint humanas. Uma mãe que não rejeita os filhotes feridos é o melhor cuidador. </li><li> No caso incomum de disfunção da bexiga, realizar massagem de bexiga duas vezes por dia até que a função é restaurada. Isso é feito colocando o rato em decúbito dorsal em uma mão e massagear o abdômen inferior delicadamente em um sentido rostro-caudal usando a ponta dos dedos. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Neste artigo são descritos os procedimentos para uma lesão SCC gerado-clip em ratos P1. Os mesmos procedimentos, também pode ser realizada em fases posteriores. Lesões de compressão foram realizados com êxito em P5, P7, P9 e P12 (Züchner, et ai., Manuscrito em preparação). Em todas as fases pós-natal, a anestesia geral é obtida com isoflurano vaporizado com oxigênio puro, mas o resultado anestésico depende muito da idade. Em tentativas iniciais de P1-P4, antes da anestesia local, foi introduzido no protocolo, foi difícil obter uma sedação profunda e prolongada devido a uma janela estreita de dose-efeito entre a sedação e sobredosagem insuficiente. Além disso, as preocupações relacionadas com um efeito neurotóxico de isoflurano em animais recém-nascidos foram levantadas 27-30. Uma combinação de isoflurano e os resultados anestésico bupivacaína locais em uma anestesia mais profunda e mais estável para permitir uma redução da dose de isoflurano por um factor de 2-3. Diferentes tipos de anestesiaSIA foram descritas para roedores neonatais, incluindo Crioanestesia 31,32, mas um inconveniente potencial de Crioanestesia é o seu efeito neuroprotector (revisto por 33,34), o que pode complicar a geração de uma lesão reprodutível e eficiente. Anestesia-barbitúrico com base é considerada para ter uma eficiência mais baixa, em ratos neonatais devido aos níveis mais baixos de albumina do soro e de gordura corporal do que em adultos 35,36. Embora bastante invasiva e traumática, uma vez que o procedimento é estabelecido a taxa de mortalidade durante a cirurgia é baixa. No entanto, há passos críticos durante o procedimento que requerem uma atenção especial para melhorar a recuperação e sobrevivência dos ratinhos operados. Uma questão importante é selecionar filhotes que terão a melhor chance de sobreviver à cirurgia. Quando o lixo é grande o estado nutricional dos filhotes individuais varia. Além do sangramento inevitável que ocorre durante a cirurgia, os filhotes operados passar horas longe da mãe, e muitas vezes eles não bebem leite antes da manhã seguinte. É assim uma vantagem para seleccionar crias que já possuem uma certa quantidade de leite no estômago. Isto é facilmente visível através da pele abdominal de P0 a P7. Durante a primeira noite o filhote operado está em grande risco de ser canibalizados pela mãe. Durante o desenvolvimento inicial do presente modelo de mais de metade dos ratos operados estavam em falta na manhã seguinte, com sinais claros de sangue na gaiola. Necrophagy, canibalismo e infanticídio em roedores têm sido estudados há décadas 37-40. Neste estudo, o canibalismo só foi testemunhado uma vez, mas foi considerado uma explicação mais provável do que necrofagia porque os filhotes que foram devolvidos para a jaula eram tipicamente em tão boa forma que a morte por causas naturais durante a noite parecia improvável. Isto levou a idéia de usar um agente farmacológico reversível tais como Diazepam para reduzir a ansiedade e agressividade in a mãe (revisado por 41). A injecção intraperitoneal de Diazepam melhorou muito a situação, soltando a mortalidade durante a primeira noite de mais de 60% para menos de 20%. Reduzir o tamanho da leitegada através do abate e perturbando o lixo tão pouco quanto possível após o retorno pós-operatório são elementos adicionais que podem beneficiar os animais operados. No entanto, deixando filhotes única operados com a mãe não é benéfico. O melhor equilíbrio entre operados / filhotes não operados podem variar de acordo com a linha, mas para ICR e SCID-ICR ratos que saem 4-5 filhotes operados (lesão ou simulada) em conjunto com 3-4 filhotes não operados deu os melhores resultados. De um modo geral, a principal limitação deste modelo SCI neonatal é que a medula espinhal neonatal difere em muitos aspectos da medula espinal adulta, e, assim, pode não fornecer resultados experimentais, que são comparáveis ​​aos obtidos a partir de modelos SCI adultos. Essas diferenças incluem o tamanho total evolume da medula espinal, o número de células, a sub-representação de tipos de células específicos, tais como oligodendrócitos, respostas imunes imaturos e circuitos neuronais imaturas. As conclusões extraídas dos experimentos neste modelo deve, portanto, ser considerado com cuidado. Por outro lado, o modelo é relevante para o cenário relativamente menos investigados de SCI pediátrica. Além disso, a fraqueza aparente no que diz respeito aos modelos SCI adultos também uma força potencial, uma vez que pode permitir que a elucidação dos mecanismos de plasticidade que, embora minimamente existentes na medula espinal adulta, podem representar um substrato terapêutico se restabelecido. É concebível que a reintegração de condições neonatais ou mesmo embrionárias poderia ser implementado através da implantação de células ou tecidos menos desenvolvidos ou por tratamento com reagentes que geram o tecido adulto com características de desenvolvimento anteriores. Usando enzimas para eliminar redes perineurais é um exemplo da última abordagem 42,43. <p class=&quot;Jove_content&quot;&gt; Uma questão importante ao estabelecer um modelo animal para SCI é a obtenção de uma lesão padronizada. Este é um aspecto importante que tem sido abordada em vários modelos SCI, por exemplo, o corte transversal, hemissecção, pêndulos, compressão por balão, esmagamento fórceps, compressão de peso estático, etc. Com relação ao impacto dispositivos, os esforços neste sentido resultaram em modelos SCI em roedores adultos, onde vários parâmetros de impacto, como velocidade, força e duração podem ser manipuladas (revisto em 44). Outra abordagem, envolvendo menos equipamento, emprega uma modificação do grampo de aneurisma Kerr-Lougheed 45,46. Estes 2 abordagens são complementares como o pêndulo imita uma lesão contusão enquanto os imita clipe de uma lesão de compressão com algum grau de isquemia concorrente. Devido às restrições de tamanho substancial e uma maior vulnerabilidade dos ratinhos neonatais, a maior mortalidade associada com cirurgias maiores, bem como os custos de desenvolver equipamento escala menor, que foi escolhida para desenvolver uma compressão gerada pelo clipe em vez de uma abordagem contusão gerado pelo pêndulo. Isto foi realizado por adaptação de um aneurisma mini-grampo disponíveis comercialmente para acomodar o tamanho da coluna vertebral de ratos neonatais 1. Adicionando uma rolha garante uma largura de compressão padronizada, e desde que a tensão do clipe comprime ao limite da rolha, a força de compressão durante a fase estática a largura mínima deve variar pouco. O que não é normalizada é a velocidade da compressão, durante a sua fase dinâmica, uma vez que este variará em função da evolução da tensão de grampo sobre a sua vida útil. À medida que a fase estática da compressão dura muito mais tempo do que a fase dinâmica, e há pouco para sugerir que o tecido da medula espinhal exerce tanto de uma força contrária contra as lâminas mini-grampo, é provável que a gravidade da lesão é mais dependente a fase estática. Isto, no entanto, continua a ser testado. Prejuízoseveridade é provável que dependem de múltiplos factores, incluindo a força de compressão estática e a duração, a velocidade de compressão e descompressão, a posição do mini-grampo, e o número de compressões executadas no mesmo local. Assim, a variação combinatória nestes parâmetros poderia resultar na geração de um espectro de severidade de lesões de fraca a grave. Apesar do potencial de variabilidade, em nosso estudo publicado anteriormente 1 obtivemos resultados consistentes no histológica, níveis fisiológicos e comportamentais, por isso há pouco para sugerir que a normalização aceitável é difícil de alcançar. Notamos que, nesse estudo, utilizamos vários métodos de validação em cada nível, incluindo os testes comportamentais, tais como ar-stepping como mostrado na Figura 5. Neste modelo SCI neonatal a lesão poupa uma certa proporção de axônios e, assim, proporciona uma situação favorável para induzir plasticidade adaptativa por meio da re-modeling de conexões poupado e a formação de novos circuitos. Além disso, desde o rato neonatal é bem adequado para investigação por muitos métodos experimentais, é possível usar este modelo para estudar a recuperação funcional e plasticidade adaptativa com uma abordagem integrativa, incluindo testes comportamentais, traçado axonal retrógrado e anterógrado, imuno-histoquímica, eletrofisiologia e alta de gravação óptica -throughput 1. Como exemplo, aproveitamos esta abordagem integrativa para demonstrar re-modelagem de rede ao nível das entradas descendentes específicos usando imagem de cálcio de alto rendimento em ex vivo preparações wholemount do tronco cerebral e medula espinhal feridos 1. Isso pode ser empurrado ainda mais usando ferramentas de neuro-optogenética e farmacologia optogenética para avaliar a remodelação de conexões sinápticas entre as populações específicas de neurônios espinhais.

During the last decade, increasing evidence obtained from different spinal cord injury (SCI) models has shown that spinal networks can reorganize spontaneously to contribute to functional recovery1-9. Adaptive plasticity has as a consequence become an important topic in SCI research. It has been shown that plasticity encompasses regrowth of spared axons, sprouting of new axon collaterals and the formation of novel synaptic connections. Much of this knowledge has been obtained from behavioral or anatomical studies in adult animals. An important limitation of adult spinal cord studies is the difficulty of performing high-throughput physiological assessment, which is easier in neonatal preparations1. One major difference is that wholemount ex vivo preparations of the adult brainstem and spinal cord have low viability. Another is that adult spinal tissue is more opaque to light because it is thicker and myelinated. Although recent advances in in vivo imaging (see for example, 10-12) may partially overcome these problems, the possibility of performing high throughput imaging at any desired dorsoventral depth at multiple sites along a given brainstem-spinal cord preparation is currently only feasible in neonates. The immature state of axon myelination in the neonatal spinal cord facilitates high-throughput ex vivo optical recording, thus permitting a dynamic assessment of functional synaptic connections13-17. Combined with genetically encoded calcium reporters and optogenetic stimulation and pharmacology tools, optical approaches can contribute to a deeper understanding of the mechanisms underlying adaptive plasticity.
It is estimated that between 1-10% of all spinal cord injuries affect infants and children18-22. In contrast to adult SCI the pathogenesis and potential for spontaneous recovery in pediatric SCI is less studied. Using a neonatal SCI model can therefore provide more insight into pediatric SCI and contribute to a better understanding of the pathogenetic and recovery mechanisms involved. Moreover, post-SCI plasticity supporting functional recovery in the adult spinal cord is believed to involve at least in part the same mechanisms that govern the development of the central nervous system such as axon growth, branching and formation of new synapses23-26. Thus, using a neonatal SCI model could provide important insights into mechanisms that are also operative in the adult spinal cord, or that could potentially be reinstated in the adult spinal cord (for example by implantation of fetal cells or tissue or of tissue constructed de novo from pluripotent stem cells) to facilitate recovery.
The neonatal mouse thus provides a platform for an integrative, multi-methodological approach to investigating adaptive plasticity following spinal cord injury, in which a combination of behavioral, physiological, anatomical, molecular and genetic methods can be readily employed. Establishing standardized neonatal injury models is an important step in implementing such studies.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="452">
	<tbody>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Plastic seringe (30 or 50 mL)</td>
			<td style="width:83px;"></td>
			<td style="width:76px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Plastic petri dish (150x25mm)</td>
			<td style="width:83px;"></td>
			<td style="width:76px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="68">
			<td height="68" style="height:68px;width:148px;">Fortec isoflurane vaporizer</td>
			<td style="width:83px;">Cyprane</td>
			<td style="width:76px;"></td>
			<td style="width:145px;">We use and old device out of production, check the link for newer device</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Yasargil temporary aneurysm mini-clip</td>
			<td style="width:83px;">&#198;sculap</td>
			<td style="width:76px;">FE681K</td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:148px;">Fine -Bore Polyethylene tubing ID 0.58mm, OD 0.96mm</td>
			<td style="width:83px;">Smiths Medical</td>
			<td style="width:76px;">800/100/200</td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:148px;">Isoflurane (Forene)</td>
			<td style="width:83px;">Abbott GmbH &#38; Co. KG</td>
			<td style="width:76px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:148px;">Marcain (Bupivacain)</td>
			<td style="width:83px;">AstraZeneca</td>
			<td style="width:76px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Insuline seringe 0.3ml 30Gx8mm</td>
			<td style="width:83px;">VWR</td>
			<td style="width:76px;">80086-442</td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Ultra Fine Micro Knife 5mm cutting edge</td>
			<td style="width:83px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:76px;">10315-12</td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:148px;">Extra Fine Graefe Forceps &#8211; 0.5mm Tip</td>
			<td style="width:83px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:76px;">1153-10</td>
			<td style="width:145px;">Not really necessary, often the teeth are too large</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Forceps SuperGrip Straight</td>
			<td style="width:83px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:76px;">00632-11</td>
			<td style="width:145px;">Two forceps are necessary</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Spongostan Special 70 x 50 x 1 mm</td>
			<td style="width:83px;">Ferrosan</td>
			<td style="width:76px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:148px;">Vannas Spring Scissors &#8211; 2mm Blades Straight</td>
			<td style="width:83px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:76px;">15000-03</td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Vario Clip Applying Forceps</td>
			<td style="width:83px;">Aesculap</td>
			<td style="width:76px;">FE502T</td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Vicryl 6&#8211;0 (Ethicon)</td>
			<td style="width:83px;">Johnson and Johnson</td>
			<td style="width:76px;">J105G</td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Diethrich micro needle holder</td>
			<td style="width:83px;"></td>
			<td style="width:76px;">11-510-20</td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Temgesic (buprenorphine)</td>
			<td style="width:83px;">Schering-Plough</td>
			<td style="width:76px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:148px;">Stesolid (diazepam)</td>
			<td style="width:83px;">Actavis</td>
			<td style="width:76px;"></td>
			<td style="width:145px;">Also known as Valium</td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:148px;">Pedamix</td>
			<td style="width:83px;">Fresenius Kabi</td>
			<td style="width:76px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
		<tr height="51">
			<td height="51" style="height:51px;width:148px;">Klorhexidinsprit (chlorhexidine gluconate)</td>
			<td style="width:83px;">Fresenius Kabi</td>
			<td style="width:76px;">D08A C02</td>
			<td style="width:145px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a neonatal mouse spinal cord compression injury model

lesão da medula espinal (SCI) normalmente provoca déficits neurológicos devastadores, nomeadamente através danos às fibras que descem do cérebro para a medula espinhal. Uma grande área atual da pesquisa é focada sobre os mecanismos de plasticidade adaptativa que fundamentam a recuperação funcional espontânea ou induzida a seguir a SCI. recuperação funcional espontânea é relatado para ser maior no início da vida, levantando questões interessantes sobre como adaptativa alterações de plasticidade como a medula espinhal se desenvolve. Para facilitar a investigação dessa dinâmica, temos desenvolvido um modelo SCI no ratinho neonatal. O modelo tem relevância para SCI pediátrica, o que é muito pouco estudada. Porque plasticidade neural no adulto envolve alguns dos mesmos mecanismos como plasticidade neural no início da vida 1, este modelo pode, potencialmente, ter alguma relevância também para adultos SCI. Aqui nós descrevemos todo o procedimento para a geração de uma lesão reprodutível compressão da medula espinhal (SCC) no ratinho neonataltão cedo quanto pós-natal (P) dia 1. SCC é conseguido através da realização de uma laminectomia para um dado nível espinal (aqui descrita em níveis torácicos 9-11) e, em seguida, utilizando um mini-Yasargil aneurisma grampo modificado para comprimir e descomprimir rapidamente a medula espinhal . Como descrito anteriormente, os ratos neonatais ferido pode ser testado para os défices comportamentais ou sacrificados para análise ex vivo fisiológica de conectividade sináptica usando técnicas de gravação óptica electrofisiológicos e alto rendimento 1. Anteriores e em curso estudos com avaliação comportamental e fisiológica demonstraram uma dramática deterioração aguda da motilidade dos membros posteriores seguido por uma recuperação funcional completa dentro de 2 semanas, e a primeira evidência de mudanças no circuito funcional ao nível da identificadas descendente conexões sinápticas 1.

Lesão compressão da medula espinhal e perda de função Tal como descrito anteriormente, através da optimização dos processos de pré-operatório, cirurgia e pós-operatórias, um modelo reprodutível SCI compressão no rato neonatal pode ser obtido um. A rolha de polietileno colocado sobre uma lâmina do clipe (Figura 2B e C) impede o fecho completo do grampo e mantém a distância entre a lâmina de forma consistente a cerca de 230 um. Invertendo a orientação do clipe entre os dois resultados compressões em uma lesão simétrica, tal como avaliado por sequelas histológico (Figura 5A e 1). Imediatamente após a remoção mini-clip, o tecido da medula espinhal comprimido torna-se mais escura, devido à contusão hemorrágica e edema. Observação de cortes seriados da medula lesionada coradas para Eosina e Hematoxilina já um dia porlesão epois revela deterioração gradual do tecido quando se aproxima o epicentro da lesão (Figura 5A). A presença de cavidades intra-espinal ou sangue na lesão não é incomum. Avaliação comportamental, por exemplo, rastreando trajectórias dos membros posteriores em condições de ausência de peso condições de rolamento de algumas horas após a cirurgia, mostra uma insuficiência dramáticos da motilidade dos membros posteriores em murganhos SCC lesionado em comparação com ratinhos de controlo placebo, em que apenas uma laminectomia é realizado (Figura 5B e 1) . Este teste pode ser repetido até que o rato é capaz de executar outros testes comportamentais de rolamento que exigem o seu próprio peso 1. Mortalidade e de recuperação após a cirurgia a mortalidade intra-operatória é principalmente devido à apnéia e parada cardíaca causada pela alta concentração de isoflurano necessária para alcançar anesthesi suficienteuma. Introduzindo o anestésico local para Bupivacaína o protocolo cirúrgico permite a redução da concentração de isoflurano e, assim, diminui significativamente a taxa de mortalidade. Em uma série experimental recente, incluindo mais de 20 animais, a mortalidade intra-operatória foi nula. Em contraste, a sobrevivência pós-operatório é influenciada principalmente pela aceitação dos ratos operados por sua mãe. Uma melhoria significativa ocorreu quando a ansiedade e a agressividade foi reduzida através da apresentação de uma única injecção de diazepam (ip 8 g / kg de peso corporal) para a mãe antes de devolver os ratos operados para o maca 1. A aceitação e a recuperação pós-operatório dos ratos operados podem ser monitorizadas pela presença do leite no estômago. O estômago de um rato P1-P7, que tem o leite de embriaguez é claramente branco e visível através da pele abdominal (Figura 3). Comparação de alimentação em funcionamento, controle de farsa e camundongos não operados é útil para avaliar o estado nutricional de ferird ratinhos. Avaliação do crescimento de operado face a ratinhos não operado mostra que, apesar de uma pequena perda de peso durante o primeiro dia pós-operatório, a curva de crescimento de ratos operados normaliza rapidamente depois disso (Figura 6). A mortalidade relacionada à disfunção da bexiga ou infecção não foi observada mesmo em camundongos estudados por até sete semanas. <table border="1"><tbody><tr><td> Número na Fig. 2 </td><td> Nome </td><td> Fabricante / Fornecedor </td><td> referência # </td><td colspan="3"> Ligação </td><td> Comente </td></tr><tr><td> 1 </td><td> seringa de plástico (30 ou 50 ml) </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 2 </td><td> Placa de Petri de plástico (150 x 25 mm) </td><td></td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 3 </td><td> vaporizador de isoflurano Fortec </td><td> Cyprane </td><td></td><td colspan="3"> http://www.mssmedical.co.uk/products/new-vaporisers/ </td><td> Usamos e dispositivo antigo fora de produção, consulte o link para o dispositivo mais recente </td></tr><tr><td> 4a </td><td> Yasargil aneurisma temporária mini-clipe </td><td> Aesculap </td><td> FE681K </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> 4b </td><td> Belas furo polietileno capilar tubos ID 0,58 mm, OD 0.96 mm </td><td> Smiths Medical </td><td> 800/100/200 </td><td colspan="3"> http://www.smiths-medical.com/industrialproducts/8/39/ </td><td></td></tr><tr><td> 5 </td><td> O isoflurano (Forene) </td><td> Abbott GmbH &amp; Co. KG </td><td></td><td colspan="3"> http://www.life-sciences-europe.com/product/forene-abbott-gmbh-wiesbaden-group-narcotic-germany-west-2001-1858.html </td><td></td></tr><tr><td> 6 </td><td> Marcain (bupivacaína) </td><td> AstraZeneca </td><td></td><td colspan="3"> http://www.astrazeneca.co.uk/medicines01/neuroscience/Product/marcaine </td><td></td></tr><tr><td> 7 </td><td> Insuline seringa de 0,3 ml de 30 G x 8 milímetros </td><td> VWR </td><td> 80086-442 </td><td colspan="3"> https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?product_id=4646138 </td><td></td></tr><tr><td> 8 </td><td> Belas Micro faca de ponta Ultra 5 milímetros </td><td> Ferramentas Ciência Belas </td><td> 10315-12 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0019900000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 9 </td><td> Extras pinça fina Graefe - 0,5 milímetros Tip </td><td> Ferramentas Ciência Belas </td><td> 1153-1110 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0055700000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td> Não é realmente necessário, muitas vezes, os dentes são muito grandes </td></tr><tr> &lt;td&gt; 10 </td><td> Fórceps SuperGrip Hetero </td><td> Ferramentas Ciência Belas </td><td> 00632-11 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0053500000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td> Duas pinças são necessárias </td></tr><tr><td> 11 </td><td> Spongostan especial de 70 x 50 x 1mm </td><td> Ferrosan </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 12 </td><td> Vannas Primavera Scissors - 2 lâminas mm Hetero </td><td> Ferramentas Ciência Belas </td><td> 15000-03 </td><td colspan="3"> http://www.finescience.de/katalog_ansicht.asp?Suchtyp= Kat &amp; suchkatalog = 0012800000 &amp; reloadmenu = 1 </td><td></td></tr><tr><td> 13 </td><td> Vario clipe Aplicando Fórceps </td><td> Aesculap </td><td> FE502T </td><td colspan="3"> http://www.aesculapusa.com/assets/base/doc/DOC697_Rev_C-Yasargil_Aneurysm_Clip.pdf </td><td></td></tr><tr><td> 14 </td><td> Vicryl 6-; 0 (Ethicon) </td><td> Johnson e Johnson </td><td> J105G </td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 15 </td><td> suporte de agulha micro Diethrich </td><td></td><td> 11-510-20 </td><td colspan="3"> http://trimed-ltd.com/Products/Suture-Instruments/Micro-Needle-Holders-With-Tungsten-Carbide-Inserts/Ref-11-29.html </td><td></td></tr><tr><td> 16 </td><td> Temgesic (buprenorfina) </td><td> Schering-Plough </td><td></td><td colspan="3"></td><td></td></tr><tr><td> 17 </td><td> Stesolid (diazepam) </td><td> Actavis </td><td></td><td colspan="3"></td><td> Também conhecido como Valium </td></tr><tr><td> 18 </td><td> Pedamix </td><td> Fresenius Kabi </td><td></td><td colspan="3"> http://www.helsebiblioteket.no/retningslinjer/pediatri/mage-tarm-lever-ern%C3%A6ring/parenteral-ern%C3%A6ring </td><td></td></tr><tr><td> 19 </td><td> Klorhexidinsprit (gluconato de clorexidina) </td><td> Fresenius Kabi </td><td> D08A C02 </td><td colspan="3"> http://www.felleskatalogen.no/medisin/klorhexidinsprit-fresenius-kabi-klorhexidinsprit-farget-fresenius-kabi-fresenius-kabi-560639 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabela 1. Lista de ferramentas e equipamentos para a geração de uma lesão compressão da medula espinhal impulsionado-clip em um rato neonatal. <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig1.jpg" /> Figura 1. Esquema de configuração anestesia. Este esquema apresenta a configuração anestesia projetado para o rato neonatal, com uma câmara de sono para anestesia inicial e um dispositivo de máscara nariz para anestesia continuado durante a cirurgia. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig2.jpg" /> Figura 2. ferramentas principais e clipe de compressão. (A) As ferramentas usadas durante o procedimento. Os números correspondem à anotação utilizado na Tabela 1. (B e C) Um aneurisma temporária mini-Yasargil grampo com a ponta de cada lâmina cortada manualmente para baixo para cerca de 150 um de espessura. Uma rolha feita de um pedaço de tubo de polietileno (Tabela 1) é colocada sobre uma das lâminas para evitar o encerramento completo do grampo. Barra de escala: 2 mm. App: aplicador de clipe (# 12 em A); St:. Stopper <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53498/53498fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig3.jpg" /> Figura 3. Landmark para a avaliação pré-operatória de nível espinhal em camundongos ICR neonatal. (A) Vista lateral de um rato P1 ICR com leite branco nos s<html> tomach. A parte rostral do estômago corresponde ao nível da coluna vertebral T12-T13. (B) de rato P1 ICR sob anestesia em uma posição propensa. Apesar de ser mais difícil de visualizar que em (A), o estômago cheio de leite é reconhecível. A parte rostral do estômago indica o nível da coluna vertebral T12-T13. Barras de escala: 0,5 cm. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/53498/53498fig4.jpg" /> Figura 4. Dorsal laminectomia. (A) Dissecção da musculatura paravertebral. Note-se que nesta idade o processo espinhal é subdesenvolvido. (B) de corte transversal da lâmina com uma tesoura fina. (C) A introdução de uma lâmina de uma pinça fina entre a lâmina e a dura-máter. O ponto de entrada é mostrado pela seta. (D) A remoção da lâmina. Barra de escala: 2 mm. files / ftp_upload / 53498 / 53498fig5.jpg &quot;/&gt; Figura 5. histológica e os resultados comportamentais após a lesão compressão da medula espinhal em P1. (A) eosina e hematoxilina em secções da espinal medula de um rato ferido (1 dia após a lesão) em diferentes distâncias do epicentro lesão. (B) os traços representativos de membros anteriores e dos membros posteriores trajetórias observada 6 horas após a lesão ou após uma laminectomia controlo simulado. Traços na parte superior representam trajetórias vistos de uma vista lateral do animal. Traços na parte inferior representam trajetórias vistos do aspecto ventral do animal. Ver também uma. Barra de escala: 250? m. DH: corno dorsal; G, para a esquerda; R: right; SCC: compressão da medula espinhal; VH:. Corno anterior <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53498/53498fig5large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt = &quot;Figura 6&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 53498 / 53498fig6.jpg&quot; /&gt; Figura 6. curvas de crescimento comparativos. Histograma mostrando o ganho de peso de ratos feridos não-operado e SCC do dia pós-natal 1 ao dia pós-parto 9.

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A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

A Neonatal do rato Spinal Cord Injury Compression Modelo

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

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Research

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Medicine

12.4K visualizações.  Oslo University Hospital. This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery. 

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Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Aguda e crônica teste sensorial tátil após a lesão medular em ratos

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Medicina

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Um Modelo contundente de lesão da medula espinhal cervical unilateral Usando o Impactor horizonte infinito

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Um modelo de contusão grave de lesão medular em ratos

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

Um método de estabilização Novel Vertebral para a Produção de contusão Lesão Medular

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Avaliação da ativação muscular respiratória Usando respiratória Motor Control Assessment (ACMD) em indivíduos com lesão medular crônica

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

Um modelo murino de Spinal Cord Injury do colo do útero para o Estudo de pós-lesional respiratória Neuroplasticidade

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controlado Modelo Impact Cortical para lesão cerebral traumática

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Um sistema de rádio-telemetria para monitorar a função cardiovascular em ratos com Medula Espinhal transecção e Embryonic Stem Neural enxertos de células-

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Stem Cell Transplantation em Experimental contusão Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrado Fórceps Modelo de Lesão Medular Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...