The authors wish to thank Drs. David Calkins (Vanderbilt University) and James Morgan (Cardiff University) for sharing their expertise and for helpful advice towards developing this procedure. This study was supported by grants from the Canadian Institutes of Health Research (A.D.P.). Y.A.I. and N.B. are the recipients of postdoctoral fellowships from the Fonds de recherche du Qu&#233;bec-Sant&#233; (FRQS). N.B. was awarded a H.H. Jasper scholarship from the Groupe de Recherche sur le Syst&#232;me Nerveux Central (GRSNC). A.D.P. is a Chercheur Boursier National FRQS.

<ol>
	<li>Quigley, H. A., Broman, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+number+of+people+with+glaucoma+worldwide+in+2010+and+2020.">The number of people with glaucoma worldwide in 2010 and 2020.</a> Br J Ophthalmol. 90, 262-267 (2006).</li><li>Bouhenni, R. A., Dunmire, J., Sewell, A., Edward, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+glaucoma.">Animal models of glaucoma.</a> J Biomed Biotechnol. 2012, 692609 (2012).</li><li>Morrison, J. C., Cepurna Ying Guo, W. O., Johnson, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathophysiology+of+human+glaucomatous+optic+nerve+damage:+insights+from+rodent+models+of+glaucoma.">Pathophysiology of human glaucomatous optic nerve damage: insights from rodent models of glaucoma.</a> Exp Eye Res. 93, 156-164 (2011).</li><li>Bunker, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+glaucoma+induced+by+ocular+injection+of+magnetic+microspheres.">Experimental glaucoma induced by ocular injection of magnetic microspheres.</a> J Vis Exp. , (2015).</li><li>Cone, F. E., Gelman, S. E., Son, J. L., Pease, M. E., Quigley, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+susceptibility+to+experimental+glaucoma+among+3+mouse+strains+using+bead+and+viscoelastic+injection.">Differential susceptibility to experimental glaucoma among 3 mouse strains using bead and viscoelastic injection.</a> Exp Eye Res. 91, 415-424 (2010).</li><li>Cone, F. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+anesthesia,+mouse+strain+and+age+on+intraocular+pressure+and+an+improved+murine+model+of+experimental+glaucoma.">The effects of anesthesia, mouse strain and age on intraocular pressure and an improved murine model of experimental glaucoma.</a> Exp Eye Res. 99, 27-35 (2012).</li><li>El-Danaf, R. N., Huberman, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characteristic+patterns+of+dendritic+remodeling+in+early-stage+glaucoma:+evidence+from+genetically+identified+retinal+ganglion+cell+types.">Characteristic patterns of dendritic remodeling in early-stage glaucoma: evidence from genetically identified retinal ganglion cell types.</a> Neuroscience. 35, 2329-2343 (2015).</li><li>Ngumah, Q. C., Buchthal, S. D., Dacheux, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Longitudinal+non-invasive+proton+NMR+spectroscopy+measurement+of+vitreous+lactate+in+a+rabbit+model+of+ocular+hypertension.">Longitudinal non-invasive proton NMR spectroscopy measurement of vitreous lactate in a rabbit model of ocular hypertension.</a> Exp Eye Res. 83, 390-400 (2006).</li><li>Samsel, P. A., Kisiswa, L., Erichsen, J. T., Cross, S. D., Morgan, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+the+induction+of+experimental+glaucoma+using+magnetic+microspheres.">A novel method for the induction of experimental glaucoma using magnetic microspheres.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 52, 1671-1675 (2011).</li><li>Sappington, R. M., Carlson, B. J., Crish, S. D., Calkins, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+microbead+occlusion+model:+a+paradigm+for+induced+ocular+hypertension+in+rats+and+mice.">The microbead occlusion model: a paradigm for induced ocular hypertension in rats and mice.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 51, 207-216 (2010).</li><li>Urcola, J. H., Hernandez, M., Vecino, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+experimental+glaucoma+models+in+rats:+comparison+of+the+effects+of+intraocular+pressure+elevation+on+retinal+ganglion+cell+size+and+death.">Three experimental glaucoma models in rats: comparison of the effects of intraocular pressure elevation on retinal ganglion cell size and death.</a> Exp Eye Res. 83, 429-437 (2006).</li><li>Weber, A. J., Zelenak, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+glaucoma+in+the+primate+induced+by+latex+microspheres.">Experimental glaucoma in the primate induced by latex microspheres.</a> J neuroscience meth. 111, 39-48 (2001).</li><li>Ho, L. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+assessment+of+aqueous+humor+dynamics+upon+chronic+ocular+hypertension+and+hypotensive+drug+treatment+using+gadolinium-enhanced+MRI.">In vivo assessment of aqueous humor dynamics upon chronic ocular hypertension and hypotensive drug treatment using gadolinium-enhanced MRI.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 55, 3747-3757 (2014).</li><li>Yang, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microbead-induced+ocular+hypertensive+mouse+model+for+screening+and+testing+of+aqueous+production+suppressants+for+glaucoma.">Microbead-induced ocular hypertensive mouse model for screening and testing of aqueous production suppressants for glaucoma.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 3733-3741 (2012).</li><li>Gallego, B. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IOP+induces+upregulation+of+GFAP+and+MHC-II+and+microglia+reactivity+in+mice+retina+contralateral+to+experimental+glaucoma.">IOP induces upregulation of GFAP and MHC-II and microglia reactivity in mice retina contralateral to experimental glaucoma.</a> J neuroinflammation. 9, 92 (2012).</li><li>Rojas, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microglia+in+mouse+retina+contralateral+to+experimental+glaucoma+exhibit+multiple+signs+of+activation+in+all+retinal+layers.">Microglia in mouse retina contralateral to experimental glaucoma exhibit multiple signs of activation in all retinal layers.</a> J neuroinflammation. 11, 133 (2014).</li><li>Nadal-Nicolas, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brn3a+as+a+marker+of+retinal+ganglion+cells:+qualitative+and+quantitative+time+course+studies+in+naive+and+optic+nerve-injured+retinas.">Brn3a as a marker of retinal ganglion cells: qualitative and quantitative time course studies in naive and optic nerve-injured retinas.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 50, 3860-3868 (2009).</li><li>Morquette, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=REDD2-mediated+inhibition+of+mTOR+promotes+dendrite+retraction+induced+by+axonal+injury.">REDD2-mediated inhibition of mTOR promotes dendrite retraction induced by axonal injury.</a> Cell Death Differ. 22, 612-625 (2015).</li><li>Almasieh, M., Zhou, Y., Kelly, M. E., Casanova, C., Di Polo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+and+functional+neuroprotection+in+glaucoma:+role+of+galantamine-mediated+activation+of+muscarinic+acetylcholine+receptors.">Structural and functional neuroprotection in glaucoma: role of galantamine-mediated activation of muscarinic acetylcholine receptors.</a> Cell Death Dis. 1, 27 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

ここで紹介するビデオ技術は、効果的かつ再現性のマウスにおいてIOP上昇を誘導するために、磁性マイクロビーズの房内注入を実行する方法の詳細な手順を提供します。追加の注射を必要とし、高眼圧症induction.Elevated IOPの最初の3週間以内に検出可能なRGCソーマと軸索の損失を促進しない持続的なIOPの上昇でこの手順の結果は、ヒトにおける緑内障を開発するための主要な危険因子です。したがって、これは、広範囲のアプリケーションの可能性を有している貴重なマウス眼圧症依存緑内障モデルです。 前房内にマイクロビーズの注入に関連した共通の欠点は、針が引き抜かれたとき、多くの場合、房水の流出と増加変動の唯一の部分的な閉塞をもたらす、注射部位を介して逆流をビーズに関連します。この問題に対処するには、いくつかの重要な修正が実装されました。ファーズ<html>トン、ファセットベベルときれいな、シャープなガラスマイクロニードルの入念な準備は、マイクロビーズの成功注射のために不可欠です。適切に準備されたマイクロニードルは、繊細な眼表面への圧力の最小限のアプリケーションと角膜の制御とスムーズな浸透を可能にします。小さな角膜穿刺は、マイクロビーズの逆流を防止します。また、微細なマイクロニードルは、このような非疾患関連の炎症につながる可能性があり、虹彩やレンズなどの損傷近くの構造のリスクを低減します。第二に、中および注入後の戦略眼領域へのハンドヘルド磁石の適用は、この技術の別の重要な側面です。注入中に、磁石は、マイクロニードルが引き抜かれるとき、マイクロビーズの前房防止に還流した磁気マイクロビーズを描画するために使用されます。注射後、磁石は、その後、房水の流出を阻止するために虹彩角膜角のマイクロビーズを導くために使用されます。 10トン&quot;&gt;多くの場合、マイクロビーズ閉塞モデルで遭遇する別の問題が繰り返さビーズ注射は、多くの場合、持続的なIOP上昇10,11を達成するために必要であるということである。これは、時間と虹彩角膜角から外れるマイクロビーズの結果である可能性がある。ハンドヘルド磁石の組み合わせ、上述の、および術後のマウスの位置が大幅に結果を改善する。柔軟性が処置中にヘッドを移動し、より長い術後回復期間を必要とすることができるように注射用麻酔薬の使用が有利である。の配置として操作眼は手術後の時間のカップルのための上向きを持つマウスは、虹彩角膜角でマイクロビーズの和解に寄与し、前房に戻って脱落の危険性を減少させます。 注入されたビーズの数が比較的一致していることを保証することは、動物間の変動を最小限にするもう一つの重要なステップです。マイクロビーズは、Bに落ち着くので、チューブのottomは、完全にマイクロビーズ液を均質化し、タイムリーにマイクロニードルへの適切な量を撤回する必要があります。前房への少ないビーズの注入は貧しいまたは可変IOP上昇につながる可能性がある、房水の排水構造の不完全閉塞につながる可能性があります。マイクロビーズの注入の究極の目的は、IOPを高めることであるが、目を覚ましたマウスからのIOP測定は、この研究（〜25 mmHgの）で報告されたピーク値よりも高い場合注目すべきは、注意が取られるべきです。非常に高いIOPSが虚血性損傷のリスクを増加させ、また、動物に苦痛を引き起こす可能性があります。 IOPの上昇は、手術の成功を評価するために、多くの要因の一つとして考えられるべきです。このように、手順の結果は、IOP上昇、RGCソーマ死、および軸索の損失を含むいくつかのパラメータに基づいて測られるべきです。 ここで説明するプロトコルは、ほとんどのマイクロビーズ成功したことになるが、LY角度でのセトリング、このモデルの潜在的な制限は、前房内に浮遊したまま、これらのビーズは、角膜を通してライブ網膜イメージングだけでなく、光の効果的な通過を必要とする電気生理学的または行動アッセイを妨害するかもしれないということです。このマイクロビーズ閉塞モデルを利用する際に考慮すべきもう一つの重要な側面は、IOP上昇とそれに続くRGC変性の程度は年齢や操作マウスの遺伝的背景[4]によって変化することです。したがって、IOP上昇の程度およびRGC変性のタイムラインは、それぞれ特定のトランスジェニックマウスのラインおよび/または年齢層のために決定する必要があります。 このモデルの特徴は、マイクロビーズの注入後の最初の3週間の間にRGC死が徐々に失われ、大幅なRGC死で上昇したIOPの結果は処置後3週間で検出されていることです。したがって、このモデルは、この（d）に発生する初期および/または微妙な変化の検査を可能にします前明白なRGCソーマと軸索の損失にisease、。 RGC死の有意な増加は、高眼圧症の誘導後3及び6週間の間に認められませんでした。成功したのにもかかわらず、3および6週間の間、25％とこれらの時点でのIOPの上昇を持続 - 、実際には、RGCの細胞体と軸索損失は〜22で安定していました。持続IOPの長い期間をC57BLで他のマウス系統と比較して、RGCの損傷に対してより耐性であるように見える/ 6マウスを、発生する追加のRGC喪失のために必要となる場合があります。5さらなる改変をここで紹介するプロトコルに、ビーズサイズの調整を含みますそして追加の注射は、後の時点でのRGC喪失を研究するために必要になることがあります。したがって、我々のプロトコルは、ヒトの緑内障で発症し、早期の進行に関連するささやかなRGCの神経変性と相関早期病態生理学的変化に焦点を当てた研究に最適です。

緑内障は、失明は、網膜神経節細胞（RGC）の選択的な死によって引き起こされる、緑内障患者では。2020年1によって世界中で8千万人に影響を与える進行性で不可逆的な盲目状態であるから、視覚情報を伝達する出力ニューロン脳へ網膜。緑内障は、最も一般的な眼内圧上昇（IOP）である、多くの危険因子を有する年齢関連神経変性疾患です。確かに、IOPは緑内障でのみ修正可能なリスク因子であり、現在の治療法は、眼圧を管理するだけに焦点を当てます。しかし、複数の、遺伝的な細胞、および環境要因が、この疾患の発症および進行に影響を与えます。したがって、最終的には神経細胞死に貢献するさまざまなメカニズムを理解することは、緑内障のための有効な治療法を開発することが不可欠です。 緑内障の動物モデルは、疾患の病態生理を研究すると識別するために不可欠であるとテスト有望な治療薬。遺伝的にコード化された蛍光トレーサーを運ぶ条件付きノックアウト株とマウスを含むトランスジェニックマウス系統の可用性を高めるには、誘導性マウス緑内障モデルの必要性を推進しています。緑内障のいくつかのげっ歯類モデルは、（2,3に概説）、長年にわたって開発されてきました。これらのモデルの多くでは、緑内障は、眼圧の上昇が生じ、房水動態を破壊することによって誘導されます。マイクロビーズまたは他の物質が水性排出を遮断するために、眼の前房に注入された閉塞モデルは、IOP 4-14を増加させるために部分的にそれらの相対的な容易さ、近年人気を集めています。 最初の霊長類12で行わ緑内障のマイクロビーズ閉塞モデル、ウサギ8、およびラット4,9,11は 、最近マウス5,6,10における使用のために適合させました。これらの研究では、ポリスチレンマイクロビーズの房内注射、単独で、または中粘弾性材料との組み合わせが、その後のRGC死6,10につながるIOP上昇をもたらしました。しかし、針が虹彩角膜角からマイクロビーズの目と脱落から引き抜かれ還流が処置中に発生する一般的な問題です。これらの欠点を最小限に抑えるために、磁石は、眼4,9の隅角に磁性マイクロビーズを引き付けるために使用されています。 ここで説明するプロトコルは、磁性マイクロビーズとマウスの眼（ 図1）に適合した携帯型マグネットを使用した以前の研究9,10に基づいて修正された手順です。いくつかの重要な変更は、マウスにおいて効果的かつ再現性のIOPの増加を確保するために、私たちのプロトコルで導入されています。まず、マイクロビーズの注入は、ファセットベベルで慎重に準備したガラスマイクロニードルを使用して行われます。マイクロニードルの結果の滑らかな表面だけでなく、その鋭利な先端は、最小限の被害であることを保証しますそれは角膜を穿刺として与えました。マイクロニードルの先端部は、それによってそのような絞りやレンズなどの損傷近くの構造のリスクを減少させる、前房に入ると、このガラスマイクロニードルの使用はまた、増加した制御をもたらします。また、小さな注射病変は、角膜の自己修復を容易にし、不要な傷害関連の影響を低減します。 第二に、磁性マイクロビーズの注入およびハンドヘルド磁石の使用は、正確な制御が小さなマウスの眼の虹彩角膜角にビーズを誘致することができます。このマイクロビーズのサイズが用意したマイクロニードルの開口部を詰まらせ、重要なのは、1回注射しなかったため、直径4.5ミクロンを使用したある磁性マイクロビーズは、これらのマイクロビーズは効果的房水の排出を阻止しました。このアプローチは、注入されたマイクロビーズの逆流を減少させるだけでなく、マイクロビーズの最大数を効果的に房水の排出をブロックするために標的領域に蓄積することを保証するだけでなく。 Furthermoreが、この戦略はまた、絞りやレンズのような他の構造との接触を回避する前房内に浮遊するビーズの数を減少させ、後部チャンバーに通過を阻止します。まとめると、これらの変更は、マイクロビーズの注入手術が比較的容易にし、マウスでの高眼圧症の非常に、再現性の効果的、かつ持続的な誘導が得られ適時に行われていることを確認してください。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Puller</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>PC-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thin Wall Glass Capillaries</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>TW150F-4</td>
			<td>Capillary has an outer diameter of 1.5 mm and inner diameter of 1.12 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>MZ9.5</td>
			<td>Zoom factor range of 2.5 to 6.0. Microscope used for needle-making and the micro-bead injection surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Footswitch</td>
			<td>Linemaster</td>
			<td>T-91-SE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Blade</td>
			<td>Feather</td>
			<td>No. 11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microelectrode Beveler</td>
			<td>Science Products</td>
			<td>BV-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aerosol Duster</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>23-022-523</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Hydroxide</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP359-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris Base</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP152-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-812</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dynabeads M-450 Epoxy</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>14011</td>
			<td>Magnetic beads are 4.5 &#181;m in diameter. Stock solution is at a concentration of 4 x 108 beads/mL. Store at 4&#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini-Tube Rotators</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-450-127</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 Handheld Magnets</td>
			<td>Geomag</td>
			<td></td>
			<td>0.45 Tesla. Magnet used for microbead preparation and microbead injection surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 mL serological pipet</td>
			<td>Costar</td>
			<td>4489</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipet</td>
			<td>Drummond</td>
			<td>4-000-101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biological Containment Hood</td>
			<td>Biostad</td>
			<td>377355</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balanced salt solution (BSS)</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>0065-0800-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P1000 Micropipet</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>F123602</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtube 1.5 mL</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>72.690</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P200 Micropipet</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>F123601</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.2 mL PCR tube</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>72737.002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Controlled substance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>Bayer Healthcare</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acepromazine</td>
			<td>Vetoquinol</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>U-100 Insulin Syringe</td>
			<td>Becton Dickinson and Company</td>
			<td>329461</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balance</td>
			<td>Ohaus</td>
			<td>CS 200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Controlled substance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tropicamide ophthalmic solution</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>0998-0355-15</td>
			<td>1% Mydriacyl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manual Microsyringe Pump with Digital Display</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>DMP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manual Micromanipulator</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>M3301R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Platform</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-673-52</td>
			<td>8 x 8 inch</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbent swabs</td>
			<td>Kettenbach</td>
			<td>30601</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P20 Micropipet</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>F123600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic forcep</td>
			<td>Euroband</td>
			<td>1001</td>
			<td>Ensure forcep is plastic and has a flat surface to avoid damaging the eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluoroquinolone ophthalmic solution</td>
			<td>Alcon</td>
			<td></td>
			<td>Vigamox</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Sunbeam</td>
			<td>E12107-834</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tonometer</td>
			<td>iCare</td>
			<td>TV02</td>
			<td>TONOLAB rebound tonometer&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde, Para</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>T353-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection tools</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small brush</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutaraldehyde solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G7651</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Cacodylate, tryhydrate</td>
			<td>Canemco and Marivec</td>
			<td>124-65-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brn-3a antibody (C-20)</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td>sc-31984</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Culture Plate, 48 well</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>353078</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP151-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey Serum</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D9663</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Goat IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 594 conjugate</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A-11058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum foil</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Slides</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-550-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slow fade Gold antifade reagent</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>S36936</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover Glass</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-548-5E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmium tetroxide 2% aqueous solution</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>3294949</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embed-812</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>14900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dodecenyl succinic anhydride</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>13710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nadic methyl anhydride</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>19000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMP-30</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>13600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propylene oxide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>110205-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embedding mold-Dykstra</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>70907</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Porter-Blum ultra-microtome</td>
			<td>Sorvall</td>
			<td>MT-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toluidine blue O (Certified Biological Stain)</td>
			<td>Fisher-Scientific</td>
			<td>T161-25</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a magnetic microbead occlusion model to induce ocular hypertension-dependent glaucoma in mice

緑内障のげっ歯類モデルの使用は、この多因子性神経変性疾患の病態生理学の根底にある分子機構を理解するために不可欠でした。多数のトランスジェニックマウス系統の出現により、高眼圧症の誘導マウスモデルにおける関心が高まっています。ここでは、ファセットベベルで修飾されたマイクロニードルを使用して、眼の前房への磁性マイクロビーズの注入に基づいて、緑内障の閉塞モデルを提示します。磁性マイクロビーズは、前房からの房水の排出を遮断するために、ハンドヘルド磁石を用いた虹彩角膜角に魅了されています。ヒトの緑内障患者で観察されるように、その後、網膜神経節細胞の喪失につながる眼圧の安定した高さの水力学におけるこの混乱。この原稿で提示マイクロビーズ閉塞モデルも非常に他の誘導性緑内障のモデルと単純な比較され、効果的かつ再現可能。重要なことは、ここで提示さの変更は、多くの場合、閉塞モデルで発生する一般的な問題を最小限に抑えることができます。まず、面取りガラスマイクロニードルの使用は、マイクロビーズの逆流を防ぎ、傷害関連の影響を低減し、最小限のダメージが注入時に角膜に起こることを保証します。第二に、磁性マイクロビーズの使用は、効果的に他の構造（ 例えば 、虹彩、レンズ）との接触を回避する前房内に浮遊するビーズの数を減少させる、虹彩角膜角に最もビーズを引き付ける能力を確実にします。効率的に磁性マイクロビーズを指示し、マイクロニードルが引き抜かれるときに、目からマイクロビーズの小さな逆流があることを確認するために、小さなマウスの眼を取り扱う際は最後に、ハンドヘルド磁石の使用は柔軟に行うことができます。要約すると、ここで紹介するマイクロビーズ閉塞マウスモデルはglauの発症および進行中に発生する神経変性変化を研究するための強力な調査ツールです。コマ。

このプロトコルで説明成体マウスの前房内への磁性マイクロビーズの注入は、IOPの堅牢性と再現性の上昇をもたらしました。 、*** P &lt;0.001;一週間処置後、IOPは、高血圧の目には19±0.5ミリメートルHgの（スチューデントのt検定、10±0.6ミリメートルHgの（平均±SEM）、反対側の眼の平均ベースラインIOPから増加しましたN = 12、 表1、図2）。 IOPは、最長の時点では、本研究で検討し、その後安定し、少なくとも6週間は20ミリメートルHgの平均で上昇したままでした。手術後2、3、および6週目のマイクロビーズを注入した目で平均ピークIOPは、25ミリメートルHgのでした。処置したマウスの大部分は、したがって、このプロトコルは、マイクロビーズの目の注射を必要としない、持続的な高IOPを開発しました。 このモデルではRGC損失の経時変化を評価するために、RGCソーマがありました最初Brn3a、RGC特異的マーカー17を用いた免疫染色によって定量しました。 Brn3a陽性細胞の数は、高眼圧症の誘導後1,2,3、及び6週目にフラットマウント網膜上で定量しました。重要なIOP上昇は、マイクロビーズ、注射後早ければ1週間として検出されたが、RGCソーマの有意な損失は（ 図3）手順の最初の2週間以内に観察されませんでした。実質的なRGC死（22％）、しかし、3週間後に明らかであった（2430±67のRGC / mm 2であり、平均±SEM、N = 12）と6週間（2350±74のRGC / mm 2であり、n = 10）後非手術マウスから無傷の対照眼と比較して、高眼圧症の誘導、（3141±49のRGC / mm 2であり、n = 23）（ANOVA、P &lt;0.001）。 RGC軸索の機能不全および変性は緑内障の基本的特徴です。したがって、軸索損失はマイクロビーズの注入による後3および6週間後に検査しましたトルイジンブルーで染色し、視神経の断面におけるRGC軸索の定量化（ 図4）。 RGC軸索の実質的な損失（25％）は、3週間で観察された（平均±SEM 28401±702軸索/神経、N = 5）、6週間（29426±948軸索/神経、n = 6）がマイクロビーズの注射後非手術眼（39467±137軸索/神経、N = 4）（ANOVA、P &lt;0.001）から無傷の視神経に比べて。まとめると、これらのデータは、マウスの前房への磁性マイクロビーズの注入が再現可能につながり、RGCソーマと軸索変性をもたらすIOP上昇を持続することを示しています。 <table><tbody><tr><td colspan="2"> OHT手術後の時間 </td><td> N </td><td colspan="3"> IOP（mmHgの）平均±SEM </td><td colspan="2"> ピークIOP（mmHgで） </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>反対側の</td><td>緑内障</td><td>ディfference </td><td>反対側の</td><td>緑内障</td></tr><tr><td colspan="2"> 1週間</td><td> 12 </td><td> 10±0.4 </td><td> 19±0.5 </td><td> 9±0.6 </td><td> 12±0.4 </td><td> 22±0.6 </td></tr><tr><td colspan="2"> 2週間</td><td> 13 </td><td> 11±0.5 </td><td> 20±0.8 </td><td> 9±0.5 </td><td> 12±0.9 </td><td> 25±0.7 </td></tr><tr><td colspan="2"> 3週間</td><td> 10 </td><td> 11±0.8 </td><td> 20±0.7 </td><td> 10±0.9 </td><td> 13±0.2 </td><td> 25±0.9 </td></tr><tr><td colspan="2"> 6週間</td><td> 12 </td><td> 12±0.5 </td><td> 20±0.6 </td><td> 9±0.7 </td><td> 13±0.5 </td><td> 24±0.6 </td></tr></tbody></table> ネズミ磁気マイクロビーズOcclusiにおける眼圧の表1標高モデルに。アウェイク雌C57 BL / 6マウスでは、IOPを較正リバウンド眼圧計を用いて測定しました。オペ目は手続き後少なくとも6週間は上昇したまま1週間後の手術で検出されたIOPの増加を示しました。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/53731/53731fig1.jpg" /> 緑内障のマウス磁気マイクロビーズ閉塞モデルに含まれるステップの図1.ワークフロー。中に、前に実行されたすべての手順をステップバイステップのアウトラインは、手術後。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53731/53731fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/53731/53731fig2.jpg" /> ネズミ磁気マイクロビーズ閉塞モデルにおける眼圧図2.増加。目を覚まして雌のC57 BL / 6マウスは、IOPを較正リバウンド眼圧計を用いて測定しました。マイクロビーズを注射した眼のIOPには有意に1週間の術後（ANOVA、P &lt;0.001）で上昇しました。 IOPSが大幅に少なくとも6週間（ANOVA、P &lt;0.001）のために注射したマウスの反対側の眼に比べて上昇したままでした。 （インタクト：N = 12; 1週間：N = 12、2週間：N = 13、3週間：N = 10、6週間：N = 12）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53731/53731fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/53731/53731fig3.jpg" /> ネズミ磁気マイクロビーズ閉塞モデル。RGCを図3.網膜神経節細胞死を誘導するためにマイクロビーズ注入後3,6週間で無傷のコントロール網膜（A）および緑内障網膜でBrn3aを用いた平面実装型網膜の免疫染色により可視化しました高眼圧症（OHT）（B、C）。スケールバー：20μmです。 （D）定量分析手順が目を制御するために比較した後、マイクロビーズの注入が3と6週目に有意なRGCソーマ損失をもたらしたことを確認しました。無傷の、非緑内障性C57 / BL6マウスにおけるRGCの細胞体の密度は、基準（白色バー、100％の生存率）として示されています。 N = 23; 1週間：値は、SEM（無傷の平均±として表現さ​​れたn個= 6、2週間：N = 6、3週間：N = 12、6週間：N = 10、ANOVA、*** P &lt; 0.001）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53731/53731fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/53731/53731fig4.jpg" /> ネズミ磁気マイクロビーズ閉塞モデル図4.軸索変性。RGC軸索は、中のトルイジンブルーで視神経断面の染色により可視化しましたマイクロビーズの注入後3,6週間で無傷対照（A）及び緑内障網膜は眼圧症（OHT）（B、C）を誘導します。スケールバー：10ミクロン。 （D）定量分析手順が目を制御するために比較した後、マイクロビーズの注入が3と6週目に有意なRGC軸索の喪失をもたらしたことを確認しました。無傷の、非緑内障性C57 / BL6マウスにおけるRGC軸索の密度は、基準（白色バー、100％の生存率）として示されています。値の平均±SEMとして表されている（インタクト：N = 4; 3週間：N = 5、6週間：N = 6、ANOVA、*** P &lt;0.001）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53731/53731fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 。</a>

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A Magnetic Microbead Occlusion Model to Induce Ocular Hypertension-Dependent Glaucoma in Mice

磁気マイクロビーズ閉塞モデルマウスにおける緑内障高眼圧症依存誘導すること

ここでは、緑内障に観察される網膜神経節細胞の損失をもたらすマウスの眼の高眼圧症を誘発するためのプロトコルを提示します。磁性マイクロビーズは、前房に注入し、房水の流出を阻止するために磁石を使用して、虹彩角膜角に引き寄せられます。

The use of rodent models of glaucoma has been essential to understand the molecular mechanisms that underlie the pathophysiology of this multifactorial ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

19.2K ビュー.  CRCHUM and University of Montreal. ここでは、緑内障に観察される網膜神経節細胞の損失をもたらすマウスの眼の高眼圧症を誘発するためのプロトコルを提示します。磁性マイクロビーズは、前房に注入し、房水の流出を阻止するために磁石を使用して、虹彩角膜角に引き寄せられます。 

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Modeling Stroke in Mice - Middle Cerebral Artery Occlusion with the Filament Model

Stroke is among the most frequent causes of death and adult disability, especially in highly developed countries. However, treatment options to date are very limited. To meet the need for novel therapeutic approaches, experimental stroke research frequently employs rodent models of focal cerebral ischaemia. Most researchers use permanent or transient occlusion of the middle cerebral artery (MCA) in mice or rats.
Proximal occlusion of the middle cerebral artery (MCA) via the intraluminal suture technique (so called filament or suture model) is probably the most frequently used model in experimental stroke research. The intraluminal MCAO model offers the advantage of inducing reproducible transient or permanent ischaemia of the MCA territory in a relatively non-invasive manner. Intraluminal approaches interrupt the blood flow of the entire territory of this artery. Filament occlusion thus arrests flow proximal to the lenticulo-striate arteries, which supply the basal ganglia. Filament occlusion of the MCA results in reproducible lesions in the cortex and striatum and can be either permanent or transient. In contrast, models inducing distal (to the branching of the lenticulo-striate arteries) MCA occlusion typically spare the striatum and primarily involve the neocortex. In addition these models do require craniectomy. In the model demonstrated in this article, a silicon coated filament is introduced into the common carotid artery and advanced along the internal carotid artery into the Circle of Willis, where it blocks the origin of the middle cerebral artery. In patients, occlusions of the middle cerebral artery are among the most common causes of ischaemic stroke. Since varying ischemic intervals can be chosen freely in this model depending on the time point of reperfusion, ischaemic lesions with varying degrees of severity can be produced. Reperfusion by removal of the occluding filament at least partially models the restoration of blood flow after spontaneous or therapeutic (tPA) lysis of a thromboembolic clot in humans.
In this video we will present the basic technique as well as the major pitfalls and confounders which may limit the predictive value of this model.

Filamentous occlusion of the Middle cerebral artery is a common model for studying ischemic stroke in mice.

マウスにおけるモデリングのストローク - フィラメントモデルと中大脳動脈閉塞

Stroke is among the most frequent causes of death and adult disability, especially in highly developed countries. However, treatment options to date are ...

医学

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

マウスにおける急性肺障害を誘発するために圧力制御された換気

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

Use of a Hanging Weight System for Coronary Artery Occlusion in Mice

Murine studies of acute injury are an area of intense investigation, as knockout mice for different genes are becoming increasingly available 1-38. Cardioprotection by ischemic preconditioning (IP) remains an area of intense investigation. To further elucidate its molecular basis, the use of knockout mouse studies is particularly important 7, 14, 30, 39. Despite the fact that previous studies have already successfully performed cardiac ischemia and reperfusion in mice, this model is technically very challenging. Particularly, visual identification of the coronary artery, placement of the suture around the vessel and coronary occlusion by tying off the vessel with a supported knot is technically difficult. In addition, re-opening the knot for intermittent reperfusion of the coronary artery during IP without causing surgical trauma adds additional challenge. Moreover, if the knot is not tied down strong enough, inadvertent reperfusion due to imperfect occlusion of the coronary may affect the results. In fact, this can easily occur due to the movement of the beating heart.
Based on potential problems associated with using a knotted coronary occlusion system, we adopted a previously published model of chronic cardiomyopathy based on a hanging weight system for intermittent coronary artery occlusion during IP 39. In fact, coronary artery occlusion can thus be achieved without having to occlude the coronary by a knot. Moreover, reperfusion of the vessel can be easily achieved by supporting the hanging weights which are in a remote localization from cardiac tissues.
We tested this system systematically, including variation of ischemia and reperfusion times, preconditioning regiments, body temperature and genetic backgrounds39. In addition to infarct staining, we tested cardiac troponin I (cTnI)
as a marker of myocardial infarction in this model. In fact, plasma levels of cTnI correlated with infarct sizes (R2=0.8). Finally, we could show in several studies that this technique yields highly reproducible infarct sizes during murine IP and myocardial infarction6, 8, 30, 40, 41. Therefore, this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in cardioprotection by IP using a genetic approach in mice with targeted gene deletion. Further studies on cardiac IP using transgenic mice may consider this technique.

A murine model for myocardial ischemia and ischemic preconditioning is an important tool study cardioprotective mechanisms in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for cardiac IP using a hanging-weight system for coronary artery occlusion.

マウスにおける冠動脈閉塞のために掛かる重量のシステムの使用

Murine studies of acute injury are an area of intense investigation, as knockout mice for different genes are becoming increasingly available 1-38. ...

The CYP2D6 Animal Model: How to Induce Autoimmune Hepatitis in Mice

Autoimmune hepatitis is a rare but life threatening autoimmune disease of the liver of unknown etiology1,2. In the past many attempts have been made to generate an animal model that reflects the characteristics of the human disease 3-5. However, in various models the induction of disease was rather complex and often hepatitis was only transient3-5. Therefore, we have developed a straightforward mouse model that uses the major human autoantigen in type 2 autoimmune hepatitis (AIH-2), namely hCYP2D6, as a trigger6. Type 1 liver-kidney microsomal antibodies (LKM-1) antibodies recognizing hCYP2D6 are the hallmark of AIH-27,8. Delivery of hCYP2D6 into wildtype FVB or C57BL/6 mice was by an Adenovirus construct (Ad-2D6) that ensures a direct delivery of the triggering antigen to the liver. Thus, the ensuing local inflammation generates a fertile field9 for the subsequent development of autoimmunity. A combination of intravenous and intraperitoneal injection of Ad-2D6 is the most effective route to induce a long-lasting autoimmune damage to the liver (section 1). Here we provide a detailed protocol on how autoimmune liver disease is induced in the CYP2D6 model and how the different aspects of liver damage can be assessed. First, the serum levels of markers indicating hepatocyte destruction, such as aminotransferases, as well as the titers of hCYP2D6 antibodies are determined by sampling blood retroorbitaly (section 2). Second, the hCYP2D6-specific T cell response is characterized by collecting lymphocytes from the spleen and the liver. In order to obtain pure liver lymphocytes, the livers are perfused by PBS via the portal vein (section 3), digested in collagen and purified over a Percoll gradient (section 4). The frequency of hCYP2D6-specific T cells is analyzed by stimulation with hCYP2D6 peptides and identification of IFN&gamma;-producing cells by flow cytometry (section 5). Third, cellular infiltration and fibrosis is determined by immunohistochemistry of liver sections (section 6). Such analysis regimen has to be conducted at several times after initiation of the disease in order to prove the chronic nature of the model. The magnitude of the immune response characterized by the frequency and activity of hCYP2D6-specific T and/or B cells and the degree of the liver damage and fibrosis have to be assessed for a subsequent evaluation of possible treatments to prevent, delay or abrogate the autodestructive process of the liver.

Infection of mice with an Adenovirus expressing the major human autoantigen cytochrome P450 2D6 (hCYP2D6) recognized by sera of patients suffering from type 2 autoimmune hepatitis results in a persistent form of autoimmune-mediated liver disease characterized by extensive hepatitis, fibrosis and generation of a CYP2D6-specific immune response.

CYP2D6の動物モデル：マウスにおける自己免疫性肝炎を誘導する方法

Autoimmune hepatitis is a rare but life threatening autoimmune disease of the liver of unknown etiology1,2. In the past many attempts have been made to ...

Bilateral Common Carotid Artery Occlusion as an Adequate Preconditioning Stimulus to Induce Early Ischemic Tolerance to Focal Cerebral Ischemia

There is accumulating evidence, that ischemic preconditioning - a non-damaging ischemic challenge to the brain - confers a transient protection to a subsequent damaging ischemic insult. We have established bilateral common carotid artery occlusion as a preconditioning stimulus to induce early ischemic tolerance to transient focal cerebral ischemia in C57Bl6/J mice. In this video, we will demonstrate the methodology used for this study.

There is accumulating evidence, that ischemic preconditioning (PC) &#x2013; a non-damaging ischemic challenge to the brain - confers a transient protection to a subsequent damaging ischemic insult. We established bilateral common carotid artery occlusion (BCCAO) as a preconditioning stimulus to induce early ischemic tolerance (IT) to transient focal cerebral ischemia (induced by middle cerebral artery occlusion, MCAO) in C57Bl6/J mice.

局所脳虚血への早期虚血耐性を誘導するために適切な前処理刺激として二国間の総頚動脈閉塞

There is accumulating evidence, that ischemic preconditioning - a non-damaging ischemic challenge to the brain - confers a transient protection to a ...

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

脊髄虚血再灌流のマウスモデルにおいて胸部大動脈閉塞によって再現可能対麻痺

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Experimental Glaucoma Induced by Ocular Injection of Magnetic Microspheres

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present here a protocol for elevating intraocular pressure (IOP) in the rat, by injecting magnetic microspheres into the anterior chamber of the eye. The use of magnetic particles allows the user to manipulate the beads into the iridocorneal angle, thus providing a very effective blockade of fluid outflow from the trabecular meshwork. This leads to long-lasting IOP rises, and eventually neuronal death in the ganglion cell layer (GCL) as well as optic nerve pathology, as seen in patients with the disease. This method is simple to perform, as it does not require machinery, specialist surgical skills, or many hours of practice to perfect. Furthermore, the pressure elevations are very robust, and reinjection of the magnetic microspheres is not usually required unlike in some other models using plastic beads. Additionally, we believe this method is suitable for adaptation for the mouse eye.

We present a method for inducing elevated intraocular pressure (IOP), by injecting magnetic microspheres into the rat eye, to model glaucoma. This leads to strong pressure rises, and extensive neuronal death. This protocol is easy to perform, does not require repeat injections, and produces stable long-lasting IOP rises.

磁気マイクロスフェアの眼注射によって誘発実験緑内障

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present ...

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the brain for visual perception. Damage to RGCs and their axons leads to vision loss and/or blindness. Although the specific cause of glaucoma is unknown, the primary risk factor for the disease is an elevated intraocular pressure. Glaucoma-inducing procedures in animal models are a valuable tool to researchers studying the mechanism of RGC death. Such information can lead to the development of effective neuroprotective treatments that could aid in the prevention of vision loss. The protocol in this paper describes a method of inducing glaucoma - like conditions in an in vivo rat model where 50 &#181;l of 2 M hypertonic saline is injected into the episcleral venous plexus. Blanching of the vessels indicates successful injection. This procedure causes loss of RGCs to simulate glaucoma. One month following injection, animals are sacrificed and eyes are removed. Next, the cornea, lens, and vitreous are removed to make an eyecup. The retina is then peeled from the back of the eye and pinned onto sylgard dishes using cactus needles. At this point, neurons in the retina can be stained for analysis. Results from this lab show that approximately 25% of RGCs are lost within one month of the procedure when compared to internal controls. This procedure allows for quantitative analysis of retinal ganglion cell death in an in vivo rat glaucoma model.

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is characterized by damage to retinal ganglion cells. Inducing glaucoma in animal models can provide insight into the study of this disease. Here, we outline a procedure that induces loss of RGCs in an in vivo rat model and demonstrates the preparation of whole-mount retinas for analysis.

緑内障誘導の手順<em&gt;インビボ</em&gt;ラットモデルと全体のマウント網膜準備

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the ...

Surgical Approach for Middle Cerebral Artery Occlusion and Reperfusion Induced Stroke in Mice

Stroke is a leading cause of death worldwide and continues to be one of the major causes of long-term adult disabilities. About 87% of strokes are ischemic in origin and occur in the territory of the middle cerebral artery (MCA). Currently the only Food and Drug Administration (FDA) approved drug for the treatment of this devastating disease is tissue plasminogen activator (tPA). However, tPA has a small therapeutic window for administration (3 - 6 hr), and is only effective in 4% of the patients who actually receive it. Current research focuses on understanding the pathophysiology of stroke in order to find potential therapeutic targets. Thus, reliable models are crucial, and the MCA occlusion (MCAo) model (also termed the intraluminal filament or suture model) is deemed to be the most clinically relevant surgical model of ischemic stroke, and is fairly non-invasive and easily reproducible. Typically the MCAo model is used with rodents, especially with mice due to all the genetic variations available for this species. Here we describe (and present in the video) how to successfully perform the MCAo model (with reperfusion) in mice to generate reliable and reproducible data.

In order to understand the pathophysiology of stroke, it is important to use reliable models. This paper will describe one of the most frequently used stroke models in mice, termed the middle cerebral artery occlusion (MCAo) model (also termed the intraluminal filament or suture model) with reperfusion.

マウスの中大脳動脈閉塞再灌流誘発性の脳卒中のための外科的アプローチ

Stroke is a leading cause of death worldwide and continues to be one of the major causes of long-term adult disabilities. About 87% of strokes are ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

マウスで横方向の大動脈狭窄を誘導するために閉じて胸モデル

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...