This work was supported by Merit Review awards (BX002332 and BX000640) from the Biomedical Laboratory Research and Development Service of the Veterans Affairs Office of Research and Development, National Institutes of Health (R15HL129140), and funds from Institutional Research and Improvement account. The project is supported in part by the National Institutes of Health grant C06RR0306551.

動物で実行されたすべての外科的処置は、管理と使用実験動物の13または他の適切な倫理ガイドラインのためのガイドに従って行われるべきです。プロトコルは、先に進む前に、適切な機関で動物福祉委員会によって承認されなければなりません。 1. ECGの準備注：開始する前に、手袋、眼鏡、きれいな白衣や使い捨てガウンを含む個人用保護具を着用。 <ol><li>非アルコールおよび非漂白剤ベースの除染液を使用して、ECGパッドを清掃してください。優しく繊細なタスクを使用した電極パッドが破損しないことを確実にするために過剰の溶液をオフにブロットするワイプ。 </li><li> ECGパッドが加熱機能を持っている場合は、それを使用しています。麻酔したマウスは急速に体の熱を失う傾向があります。手術14を通じて37℃の正常体温体温を維持するために、40〜42℃にパッドを加熱します。体の気性を監視します直腸温度計を使用してature。体温〜37℃を維持するために、必要に応じてパッド温度を調整します。 </li><li>最もthoracotomiesは、マウスがそのバック（仰臥位）の上に横たわるを用いて行われるように、トグルは「仰向け」設定に反転していることを確認します。多くのECGパッドが発生しやすいと仰臥位の位置の間で切り替える機能を持っています。右の向きを選択しないと、心電図のイベントの不実表示をもたらすことができます。 </li><li> 5％吸入イソフルランおよび1リットル/分の酸素を用いてマウスを麻酔。マウスを麻酔されると、ECGパッドへの転送マウスは、麻酔ノーズコーンを搭載し、2％および1リットル/分の酸素にイソフルランを減らします。マウスの足をピンセットで挟まれたときにマウスが反応しない保証することによって、適切な麻酔を確認してください。 </li><li>麻酔をかけながら乾燥や角膜の損傷を防止するために、マウスの目の上に目の潤滑軟膏の薄いコートを適用します。 </li><li>すべての可視寝具を除去するためのウェットワイプでマウスの足をきれいにしてくださいそれは足に貼り付けてもよいし、ECGパッドに足からの電気インパルスの伝達を妨害することができます。ワイプとドライ足。 </li><li> ECGパッド上の4つの金属電極のそれぞれに高導電性電解質ゲルの（米ドルダイムより若干小さい）少量を適用します。 注：あまりにも多くのゲルは、それが困難なテープを使用してパッドに足を抑制することが可能になるようにのみ少量のゲルを適用するようにしてください。さらに、足は、彼らがテープを適用する前に湿った場合は、手術中に拘束から抜け出す可能性があります。 </li><li>仰臥位でマウスを使用すると、それに対応する電極（ 図1）に各足を拘束する明確な医療用テープを使用します。最初のテープのその片に各足を押し、ECGパッドにテープを接着。各拘束足が電解質ゲルと電極と接触していることを確認してください。 </li></ol> 2. ECGを取得<ol><li> ECG取得、confのために使用される機器に応じて、機械igure ECG波形をリアルタイムで可視化することができるようになっています。心エコー検査のマシン上の生理学的監視設定を使用して、心電図記録のために、ライブBモード画像は、画面の下部に沿って実行されているECG波形を持つことになります。 注意：最高のその機器を構成する方法を決定するために、個々のマシンのユーザーガイドを参照してください。 </li><li>心エコー検査機や他のECG記録デバイス上同等にBモードキーを押して、ECG波形のリアルタイム可視化を有効にします。 <ol><li>振幅の違いを考慮して、解像度を調整します。 Q波のR波またはトラフ（谷）のピークは視覚フレームの外にある場合は、波形の全体の高さを観測することができるまで、解像度を調整します。 注：これは、心エコー検査機に生理設定]タブの下で行うことができます。波形全体が表示されるまで増減の矢印をクリックします。 </li></ol></li><li>画像はOBTされるべき任意の時間ained、ツールのECGパッドをオフにします。鉗子や指でECG記録時にマウスをタッチすると、波形を乱すます。マウスは、任意の心電図を記録する前に、ECGパッドの上に静止画および手つかずであることを確認してください。 </li><li>マウス上の任意の外科的切開を行う前に、マシンの「記録」または「ストア」機能を使用します。この画像は、後の比較のためのベースラインとして使用されます。 </li></ol> 3.外科的手順と記録ECG <ol><li>開始する前に、鎮痛剤（ブプレノルフィン、1.5μgの、腹腔内）で麻酔したマウスを注入します。虚血/再灌流手術手順の詳細は、他の場所5見出すことができます。 </li><li>化学的または機械的に手術部位の周りの毛を削除し、ベータダイン溶液でエリアを消毒。食道と気管に垂直切開を平行にするためにメスを使用してください。気管を覆う薄い組織になるまで穏やかに切開部の各側にリンパ節に移動します露出しました。気管の白い軟骨リングが表示されるまで鉗子を使用して、静かに組織を分離します。 注：私たちは、一般的にNairさんの脱毛ローションを使用しています。ローションは、約1分間の手術部位に適用されます。 Nairさんはその後、徹底的に生理食塩水または水を用いて洗い流します。 （毛包を検出することができる）、高分解能心エコー検査は、手術の前および後に行われるので、この方法は、我々の研究室で好ましいです。しかし、注意は、性器などの敏感な部分を避けるように注意する必要があり、その後、徹底的に潜在的な皮膚の火傷を避けるために、Nairさんを洗浄します。 </li><li>迅速ノーズコーンからマウスの鼻を削除して、マウスのと喉に向かって口の中に換気チューブを挿入します。換気チューブの先端が露出した首のエリアを介して表示されている場合には、気管の開始とチューブの位置を合わせます。視覚トンに確認することができる気管にチューブをスライドするまで、上向きの圧力をかけながらゆっくりと左右にチューブ側を小刻み半透明の気管hrough。 </li><li>マウスが挿管処置の間に麻酔をかけたままであることを確認してください。挿管から一時停止し、攪拌を開始した場合にノーズコーンにマウスを返します。 </li><li>文字列のループを使用して、ループを介してマウスの2前歯をフックし、文字列がマウスの頭部を安定させ、手術中に動かない換気チューブを確実にするために、ECGパッドに終了テープで固定します。迅速げっ歯類換気装置に換気チューブを接続し、マウスの体重に応じて換気設定を調整します。代わりにテープ換気チューブ。 </li><li>乾燥から組織を維持するために温かい生理食塩水に浸したガーゼでマウスの露出した気管をカバーしています。 </li><li>胸骨の左側に沿ってメスを用いて縦切開を行います。 </li><li>鉗子を使用して、静かに筋肉層から筋膜層を分離します。慎重に目に見える血管を切断することなく、基礎となる筋肉層を切ります。 </li><li>鉗子を使用して、第三リブとプルをつかみます上向きにやさしく。片手で肋骨のグリップを維持し、慎重に第三及び第四肋骨の間の肋間組織を切断する手術用はさみを使用しています。肺が損傷していないことを確認してください。 注：肺が原因で圧力勾配の損失にほとんどすぐに胸腔を外科的切開によって穿刺された後、深い胸の空洞内に収納されます。肺は続行する前に退避するまで待ちます。 </li><li>つかみ、静かに心を囲む心膜の薄層を分離するために鉗子を使用してください。 </li><li>開創器を挿入するか、手動で心臓が肋骨の間見える位置にリブを移動するために、リブリトラクタとして鉗子を使用しています。 注：合字の配置中に右下の足をオーバーラップされるように、マウスの左下の足を移動するのが一般的です。これは、左心耳、または耳介は、合字の配置中に容易に見えるように心を配置するのに役立ちます。有効なECGワットがあることに注意してください左下の足は、電極から離れている間aveformsが得られません。この理由は、縫合結紮糸が心筋組織を通ったが結び目が締め付けられる前に渡された後、その電極に足を戻すことをお勧めします。 </li><li>左心耳の下に、視覚的にLADを探します。迅速LADの下を通過するのに十分深くなく、LVの空洞を貫通するように深くない心筋に7-0絹テーパー状縫合針を挿入します。縫合結紮の自由（非針）最後に残された縫合絹の約4cmがあるまでを通して縫合結紮糸を引き出します。 </li><li>単純な縫合糸の結び目を結ぶために開始します。縫合絹糸の自由端は結び目を形成するループを通して引っ張られた後、一時停止。 </li><li>鉗子で縫合絹の自由と針の両端を持ち、形成結び目の下と心外膜表面の上にPE-10チューブの〜1cmのセクションを挿入します。 </li><li>マウスの左足を交差されている場合は、そのプロに足を戻します電極あたり。 PE-10チューブは心臓に縫合されるように結び目を締めます。心電図を記録できるようにするために、マウスを持つすべての物理的接触をリリース。 </li><li> 〜10秒間を順番にECG波形を許可します。 「オクルージョンの時間」として視覚的にECG波形と記録波形を確認してください。 T波が1分以内に振幅が増加しない場合、合字の配置を見直します。 <ol><li> T波の振幅が増加し、いずれの試験から動物を捨てるか、合字の配置を修正しようとしていない場合。 </li></ol></li><li>視覚LVの虚血性杭を確認するために、心筋の色を確認してください。 </li><li> ECG変化と心筋の色の変化は、虚血、ダブルノットPE-10チューブの周りに縫合糸を示している場合。 </li><li>温かい生理食塩水ガーゼでオープン胸腔をカバーしています。 </li><li>録音ECG虚血期間の期間ごとに5〜10分。 </li></ol> ECGを使用した再灌流の4確認<ol><li>生理食塩水ガーゼ入り江を削除します胸腔を鳴らすと心を視覚化します。 </li><li> PE-10チューブの上に縫合シルクをカットする刃を使用してください。結紮糸が切断されると、PE-10チューブの部分を削除して、静かに心筋から縫合結紮を削除します。 </li><li>マウスを使って、すべての物理的接触を解除し、サイクルにECG波形〜10秒を可能にします。記録波形」再灌流の時間。」希望の実験時間点に到達するまでのECG波形ごとに5〜10分を記録し続けます。 </li><li>必要に応じて振幅の変化の解像度を調整します。 T波は、PE-10管結紮の除去時に変更されない場合は、再灌流が確認されていません。 <ol><li> T波はチューブの除去の際に変更するには、研究から動物を捨てるか、合字の配置を修正しようとしていない場合。 </li></ol></li><li>視覚さらに赤色への復帰によって再灌流を確認するために心筋を検査します。 </li><li> 5-0で肋間スペースを縫合することによって閉じる胸腔絹縫合手術中に入った過剰空気を排出するためにマウスの胸に穏やかな圧力をかけながら。そして、筋肉層、そして最後に、皮膚を縫合。注：胸腔に圧力を適用すると、全てのマウスにおいて、空気の胸腔を排出するのに十分ではないかもしれません。このため、避難の注射器と針の方法は、すべての空気が追放されたことを確認するために使用すべきです。 </li><li>吸入麻酔をオフにし、電極からマウスの足を削除する前に、最後のECGを記録します。 2 L / minに酸素を増加させ、マウスが意識を取り戻すまで、換気を維持します。 </li><li>マウスは梗塞の変動を回避するために、一定の温度制御された環境で例えば加熱パッドまたは暖かいインキュベーターを回復することを可能にします。マウスしかめっ面スケールによって示されるように、必要に応じて、その後、手術後ブプレノルフィン24時間でマウスを治療し。 注：再灌流のための手順は、Xu らにより詳細に検討されている5。 </li></ol>

<ol><li>Kochanek, K. D., Murphy, S. L., Xu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deaths%3A+Final+Data+for+2011%5BTitle%5D)+AND+%22Natl+Vital+Stat+Rep%22%5BJournal%5D)">Deaths: Final Data for 2011.</a> Natl Vital Stat Rep. 63 (3), 1-120 (2015).</li>
<li>World Health Organization. The 10 leading causes of death in the world. , Available from:
 http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs310/en/ (2012).</li>
<li>Klabunde, R. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKlabunde%2C+RE+%22Cardiovascular+Physiology+Concepts+2edn%22">Cardiovascular Physiology Concepts 2edn</a>. , Wolters Kluwer Health Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. 243(2012).</li>
<li>Bhardwaj, R., Kandoria, A., Sharma, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+infarction+in+young+adults-risk+factors+and+pattern+of+coronary+artery+involvement%5BTitle%5D)+AND+%22Niger+Med+J%22%5BJournal%5D)">Myocardial infarction in young adults-risk factors and pattern of coronary artery involvement.</a> Niger Med J. 55 (1), 44-47 (2014).</li>
<li>Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+through+ligation+of+the+left+anterior+descending+artery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li>
<li>Fernández, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+coronary+arteries+of+the+C57BL%2F6+mouse+strains%3A+implications+for+comparison+with+mutant+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anat%22%5BJournal%5D)">The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models.</a> J Anat. 212 (1), 12-18 (2008).</li>
<li>Thaler, M. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThaler%2C+MS+%22The+Only+EKG+Book+You%27ll+Ever+Need%22">The Only EKG Book You'll Ever Need</a>. , Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. 4 edn (2003).</li>
<li>Poirier, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exercise%2C+heart+rate+variability%2C+and+longevity%3A+the+cocoon+mystery%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Exercise, heart rate variability, and longevity: the cocoon mystery?</a> Circulation. 129 (21), 2085-2087 (2014).</li>
<li>Boudoulas, K. D., Borer, J. S., Boudoulas, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Rate%2C+Life+Expectancy+and+the+Cardiovascular+System%3A+Therapeutic+Considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology%22%5BJournal%5D)">Heart Rate, Life Expectancy and the Cardiovascular System: Therapeutic Considerations.</a> Cardiology. 132 (4), 199-212 (2015).</li>
<li>Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+electrocardiography%3A+an+interval+of+thirty+years%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse electrocardiography: an interval of thirty years.</a> Cardiovasc Res. 45 (1), 231-237 (2000).</li>
<li>Boukens, B. J., Rivaud, M. R., Rentschler, S., Coronel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Misinterpretation+of+the+mouse+ECG%3A+%27musing+the+waves+of+Mus+musculus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Misinterpretation of the mouse ECG: 'musing the waves of Mus musculus.</a> J Physiol. 592 (21), 4613-4626 (2014).</li>
<li>O'Gara, P. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ACCF%2FAHA+guideline+for+the+management+of+ST-elevation+myocardial+infarction%3A+executive+summary%3A+a+report+of+the+American+College+of+Cardiology+Foundation%2FAmerican+Heart+Association+Task+Force+on+Practice+Guidelines%3A+developed+in+collaboration+with+the+American+College+of+Emergency+Physicians+and+Society+for+Cardiovascular+Angiography+and+Interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Catheter+Cardiovasc+Interv%22%5BJournal%5D)">ACCF/AHA guideline for the management of ST-elevation myocardial infarction: executive summary: a report of the American College of Cardiology Foundation/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines: developed in collaboration with the American College of Emergency Physicians and Society for Cardiovascular Angiography and Interventions.</a> Catheter Cardiovasc Interv. 82 (1), E1-E27 (2013).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , National Academies Press. Washington DC. 8 edn (2011).</li>
<li>Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiography+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mouse+Biol%22%5BJournal%5D)">Echocardiography in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).</li>
<li>Jong, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+acute+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+in+IL-6-deficient+mice+employing+a+closed-chest+model%5BTitle%5D)+AND+%22Inflamm+Res%22%5BJournal%5D)">Reduced acute myocardial ischemia-reperfusion injury in IL-6-deficient mice employing a closed-chest model.</a> Inflamm Res. 65 (6), 489-499 (2016).</li>
<li>Nadtochiy, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+cardioprotection+by+S-nitroso-2-mercaptopropionyl+glycine%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">In vivo cardioprotection by S-nitroso-2-mercaptopropionyl glycine.</a> J Mol Cell Cardiol. 46 (6), 960-968 (2009).</li>
<li>Preda, M. B., Burlacu, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiography+as+a+tool+for+validating+myocardial+ischemia-reperfusion+procedures+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Med%22%5BJournal%5D)">Electrocardiography as a tool for validating myocardial ischemia-reperfusion procedures in mice.</a> Comp Med. 60 (6), 443-447 (2010).</li>
<li>Speerschneider, T., Thomsen, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+and+analysis+of+the+electrocardiographic+T+wave+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiol+%28Oxf%22%5BJournal%5D)">Physiology and analysis of the electrocardiographic T wave in mice.</a> Acta Physiol (Oxf. 209 (4), 262-271 (2013).</li>
<li>Kersten, J. R., Schmeling, T. J., Pagel, P. S., Gross, G. J., Warltier, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+mimics+ischemic+preconditioning+via+activation+of+K%28ATP%29+channels%3A+reduction+of+myocardial+infarct+size+with+an+acute+memory+phase%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Isoflurane mimics ischemic preconditioning via activation of K(ATP) channels: reduction of myocardial infarct size with an acute memory phase.</a> Anesthesiology. 87 (2), 361-370 (1997).</li>
<li>Gargiulo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mice+anesthesia%2C+analgesia%2C+and+care%2C+Part+I%3A+anesthetic+considerations+in+preclinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+J%22%5BJournal%5D)">Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research.</a> ILAR J. 53 (1), E55-E69 (2012).</li>
<li>Curtis, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Lambeth+Conventions+%28II%29%3A+guidelines+for+the+study+of+animal+and+human+ventricular+and+supraventricular+arrhythmias%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Ther%22%5BJournal%5D)">The Lambeth Conventions (II): guidelines for the study of animal and human ventricular and supraventricular arrhythmias.</a> Pharmacol Ther. 139 (2), 213-248 (2013).</li>
</ol>

The authors have nothing to disclose.

心筋虚血および再灌流を確認するための補助的な方法として、ECG変化を使用すると、閉塞リガチャーの正確な配置を保証します。合字配置の精度は、動物間のデータのばらつきを低減させるために重要です。マウス心臓におけるLADは、視覚化することが困難な動脈です。したがって、心電図変化に視覚蒼白を補充する結紮の正確な配置を確保し、組織損傷を生じるであろう。 <p class="jove_co...

心臓病は、世界中の死1,2の主要な原因のまま。だけでなく、それは一般的な心臓の損傷部位心筋梗塞後4体全体3に、心臓から血液をポンピングする責任左心室（LV）ほとんどの筋肉室、です。左心室組織死は、多くの場合、収縮期心不全になります。心臓病の動物モデルは、生物医学、心血管研究の発展のために不可欠です。マウスのC57BL / 6系統は、その迅速な繁殖時間、低コストのために、動物モデルのための普及した選択されていると遺伝的変化に容易にしています。心臓病の研究のためのほとんどのマウスの外科的モデルは左冠動脈のLAD枝の閉塞を伴います。 LADは左鈍角限界5,6と呼ばれることもあります。 LADは、左心室の前部と前外側の壁に血液を供給する。 LAD閉塞の研究は、時々、前部梗塞を誘発int型を拡張することを目的としています劣ると側壁領域7 O。 心筋梗塞の研究のために頻繁に使用される2つのモデルは、慢性閉塞心筋梗塞や心筋虚血/再灌流傷害を含みます。慢性閉塞は、外科的にLADを通る血流をブロックの周りに、永久に縫合することによって作成されます。虚血/再灌流障害にのみ過渡、通常は30〜60分間、虚血期間と同じように多くを作成されます。一過性虚血を達成するために、再灌流期間が続く心臓の心外膜表面上のLADに対して平行に配置されているLAD周囲に閉塞縫合関係と小さなPE-10管は、管と閉塞縫合糸を除去し、血液がある場合再び動脈を通って心筋内に流入させます。虚血/再灌流手術が原因PROMを含む、ヒト梗塞の治療を並列再灌流傷害の性質に臨床的に関連するとみなされていますptの冠動脈血管形成術およびステント留置動脈の、または冠動脈バイパス。一般的に、これらの手術中に、マウス心臓におけるLVの虚血は、心筋壁の可視蒼白によって確認されました。しかし、単純に常時監視条件下心電図（ECG）パッド上に手術を行うことによって、目に見える変化は、それによってマウス心筋の虚血および再灌流を確認し、ECG波形を観察することができます。 マウスの心臓は、その4つのチャンバー構造を含む多くの点で人間の心に似ていますが、心にも違いがあります。成人のそれに対し、分（BPM）あたり700拍れる〜60-100 BPMの8,9 - 1つの明らかな違いは、成体マウスの平均安静時の心拍数は600です。さらに、マウス再分極波のように、JおよびTは、多くの場合、脱分極のQRS群10を識別する明確なSTセグメントを困難と合併します。 electrocardiographicallのプロセスを複雑にするには心筋虚血を確認yが、それは臨床的にSTのE levation mのiが nfarction yocardialまたはSTEMIと呼ばれるヒトにおける虚血および心筋梗塞傷害の診断のためのマーカーとして使用されるT波およびSTセグメントの上昇です。ヒトおよびマウスの波形間の主な違いの一つは、S波がすぐに陰性T波に直接転送J-波で続いているです。マウスにおける急性心筋虚血中にS波の振幅が減少し、直接異常J波と逆T波11が続きます。 T波は、マウス11で再分極のかなりの部分を占めるようには見えません。人間の違い対命名法およびマウスにもかかわらず、マウスの心筋虚血および再灌流のECG確認はまだ実現可能と比較的簡単です。波形の解釈を簡単にするために、SJT間のセグメントは、ST-segmeと呼ばれntは、本明細書。 2013年に公開されたSTEMIガイドライン未満90分12 .Thisの患者ドア・ツー・バルーンの時間をお勧め動脈が再び開かれるまで、患者の冠状動脈閉塞の識別からその時間枠を意味未満90分でなければなりません。鼓動する心臓が常に働いているので、高い酸化代謝および酸素消費3の高いレベルを有しています。これを提供するために、毛細血管のネットワークは、各筋細胞3に提供されています。それは酸素と栄養の供給を排気するために数拍の心を取るだけ。 90分ウィンドウでは、ヒトにおける虚血性心臓領域は、酸素を豊富に含む血液の価値は5400と9000心拍の間に受信することからブロックされています。その同じ90分ウィンドウで、マウスが54,000 63,000に心拍を持っているでしょう。マウス虚血/再灌流傷害の実験時間点は30〜60分の間、典型的です。 開発の重要性マウスモデルにおいて心筋虚血および再灌流を確認する補足的な方法をると、心筋虚血/再灌流研究におけるデータの一貫性と再現性に重大な意味を持っています。視覚的に組織の色の変化のために心を観察する現在の慣行は、スタンドアロン診断として適切ではありません。さらに、チューブおよび縫合糸を除去した後の再灌流は保証されません。動脈がもはやオフに接続されていますが、動脈は、手順の間に被害を受けなかったかもしれないし、再灌流が不可能になる場合があります。むしろ心筋蒼白と発赤（赤色）の観測に頼るよりも、再灌流を確認するために心電図の変化の記録を持っていることが有益であろう。虚血/再灌流傷害のマーカーが表示されませんハーツは、その後すぐにフラグを立てることができ、続行する方法についての決定は、研究者によって作製することができます。 最後に、心電図の記録を確立することは目を通してベースラインからの変化します虚血性および再灌流期間eは研究者は、最初の手術後の心臓の監視を継続することができます。研究者らは現在、すぐに手術が完了すると、心臓の視力を失います。 ECGは、手術後の日に心筋の時間に起こる変化への洞察を得るための簡単な方法です。手術後の時点で記録されたECGは、継続を示すか、組織死を悪化後期開発Q波を開示する可能性があります。しかし、効果的に新規または悪化心電図マーカーをゲージには、ベースラインECGは、比較のために利用可能でなければなりません。 12週齢の雄のC57BL / 6マウス - このプロトコルは、準備取得、および8を使用して、マウスの心臓の虚血および再灌流を確認するために、ECGを解釈する方法について説明します。

<table><tbody><tr><td>Vevo 1100</td><td>Fujifilm&lt;br/&gt; Visual Sonics</td><td></td><td>Echocardiography Machine</td></tr><tr><td>Mouse Handling Plate</td><td>Fujifilm&lt;br/&gt; Visual Sonics</td><td></td><td>Heated ECG plate</td></tr><tr><td>Signa-Gel&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>Highly Conductive Multi-</td></tr><tr><td>Electrode Gel</td><td>Parker</td><td>15-25</td><td>Purpose Electrolyte</td></tr><tr><td>Transpore Medical Tape</td><td>3M</td><td>1527-0</td><td></td></tr><tr><td>PI-Spray II</td><td>Pharmaceutical Innovations</td><td>NDC 36-2013-25</td><td>Cleaning agent for ECG plate</td></tr><tr><td>C57Bl6 Mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>000664</td><td>Male, 8 - 12 wk</td></tr><tr><td>IsoThesia-Isoflurane</td><td>Henry Schein</td><td>NDC 1169-0500-1</td><td></td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Systane Nighttime Lubricant Eye Ointment</td><td>Alcon</td><td>65050935</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Perma-Hand Silk Sutures</td><td>Ethicon</td><td>640.O32</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Perma-Hand Silk Sutures</td><td>Ethicon</td><td>K809.O32</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5881</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Bio Nuclear Diagnostics Inc</td><td>DIS-022B</td><td></td></tr><tr><td>Needle Holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex CIII&amp;nbsp;</td><td>Patterson Veterinary</td><td>0-891-9756</td><td>Buprenorphine Hydrochloride Analgesic&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Products</td><td>67618-150-08</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Church and Dwight Co.</td><td>NRSL-22339-05</td><td></td></tr></tbody></table>

confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

正常マウスのECGは、電気イベントP、Q、R、S、JおよびT. Pためのアルファベットマーカーと、図2に表示され、初期の心房脱分極です。 QRSは心室を超える脱分極の波です。 Jは、早期再分極であり、Tは、リカバリ11として知られている異種の再分極を表します。多くのラボはJ波の命名法を使用し、代わりにSTセグメント10,15-17としてSJT-セグメ...

Watch this Scientific Journal Video about Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography at JoVE.com

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

表面パッド心電図を使用したマウスにおける心筋虚血および再灌流障害の確認

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

confirmation-myocardial-ischemia-reperfusion-injury-mice-using

Research

JoVE Journal

Medicine

13.2K ビュー.  East Tennessee State University. During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

ビデオ: Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Programmed Electrical Stimulation in Mice

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death.1 Intracardiac pacing studies can be performed in mice using a 1.1F octapolar catheter inserted into the jugular vein, and advanced into the right atrium and ventricle. Here, we illustrate the steps involved in performing programmed electrical stimulation in mice. Surface ECG and intracardiac electrograms are recorded simultaneously in the atria, atrioventricular junction, and ventricular myocardium, whereas intracardiac pacing of the atrium is performed using an external stimulator. Thus, programmed electrical stimulation in mice provides unique opportunities to explore molecular mechanisms underlying conduction defects and cardiac arrhythmias.

Programmed electrical stimulation provides the ability to determine conduction properties of the heart, and the possibility to induce and terminate cardiac arrhythmias using various pacing protocols. Using a transvenous catheter, intracardiac electrogram recordings can be obtained in mice following programmed electrical stimulation protocols to identify arrhythmogenic substrates.

マウスにおけるプログラム電気刺激

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

医学

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart

Ischemia-reperfusion (IR) was surgically performed in murine hearts which were then subjected to repeated imaging to monitor temporal changes in functional parameters of key clinical significance. Two-dimensional movies were acquired at high frame rate (8 kHz) and were utilized to estimate high-quality myocardial strain. Two-dimensional elastograms (strain images), as well as strain profiles, were visualized. Results were powerful in quantitatively assessing IR-induced changes in cardiac events including left-ventricular (LV) contraction, LV relaxation and isovolumetric phases of both pre-IR and post-IR beating hearts in intact mice. In addition, compromised sector-wise wall motion and anatomical deformation in the infarcted myocardium were visualized.  The elastograms were uniquely able to provide information on the following parameters in addition to standard physiological indices that are known to be affected by myocardial infarction in the mouse: internal diameters of mitral valve orifice and aorta, effective regurgitant orifice, myocardial strain (circumferential as well as radial), turbulence in blood flow pattern as revealed by the color Doppler movies and velocity profiles, asynchrony in LV sector, and changes in the length and direction of vectors demonstrating slower and asymmetrical wall movement. This work emphasizes on the visual demonstration of how such analyses are performed. 

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart 

High frequency Doppler ultrasound is a novel technology for assessing regional myocardial function. This work presents first evidence demonstrating applicability of this versatile imaging platform for the repeated measure of myocardial strain, dp/dt, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused (IR) murine heart.

高周波高分解能心エコー検査：虚血 - 再灌流マウス心臓における心筋ストレイン、収縮性、および僧帽弁閉鎖不全の非侵襲的な反復測定に関する最初の証拠

Ischemia-reperfusion (IR) was surgically performed in murine hearts which were then subjected to repeated imaging to monitor temporal changes in ...

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

マウスにおける冠動脈結紮のために修飾されたテクニック

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

心筋虚血再灌流障害のマウスクローズド胸モデル

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

左前下の動脈の結紮を通して心筋虚血再灌流傷害のマウスモデル

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

左前皮下冠動脈の永久的なライゲーションを用いたマウス心筋梗塞モデル

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI remodeling and evaluation of novel therapeutics. Different methods (e.g., isoproterenol treatment, cryoinjury, coronary artery ligation, etc.) have been used to induce MI. Compared with isoproterenol treatment and cryoinjury, coronary artery ligation may better reflect the ischemic response and chronic remodeling after MI. However, traditional methods for coronary ligation in mice are technically challenging. The current study describes a simple and efficient process for induction of MI in mice with readily available materials. The mouse chest skin was cut open under stable anesthesia. The heart was immediately externalized through the intercostal space after blunt separation of the pectoralis major and pectoralis minor. The left anterior descending branch (LAD) was ligated with a 6-0 suture 3 mm from its origin. Following LAD ligation, staining with 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) indicated successful induction of MI and temporal changes of post-MI scar size. Meanwhile, survival analysis results showed overt mortality within 7 days after MI, mainly due to cardiac rupture. Moreover, post-MI echocardiographic assessment demonstrated successful induction of contractile dysfunction and ventricular remodeling. Once mastered, an MI model can be established in mice within 2-3 min with readily available materials.

Under adequate anesthesia, the mouse heart was externalized through the intercostal space, and myocardial infarction was successfully induced by ligating the left anterior descending artery (LAD) using materials readily available in most laboratories.

マウスにおける心筋梗塞の誘導のための改良簡便法

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

マウスにおける心筋梗塞および心筋虚血再灌流障害の誘発

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Model of Ischemia and Reperfusion Injury in Rabbits

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and survival experiments. New Zealand White adult rabbit is sedated with atropine, acepromazine, butorphanol, and isoflurane. The animal is intubated and placed on mechanical ventilation. An intravenous catheter is inserted into the marginal ear vein for the infusion of medications. The animal is pre-medicated with heparin, lidocaine, and lactated Ringer&#39;s solution. A carotid cut-down is performed to obtain arterial line access for blood pressure monitoring. Select physiologic and mechanical parameters are monitored and recorded by continuous real-time analysis.
With the animal sedated and fully anesthetized, either a fourth intercostal space small left thoracotomy (survival) or midline sternotomy (non-survival) is performed. The pericardium is opened, and the left anterior descending (LAD) artery is located.
A polypropylene suture is passed around the second or third diagonal branch of the LAD artery, and the polypropylene filament is threaded through a small vinyl tube, forming a snare. The animal is subjected to 30 min of regional ischemia, achieved by occluding the LAD by tightening the snare. Myocardial ischemia is confirmed visually by regional cyanosis of the epicardium. Following regional ischemia, the ligature is loosened, and the heart is allowed to re-perfuse.
For both survival and non-survival experiments, the myocardial function can be assessed via an echocardiography (ECHO) measurement of the fractional shortening. For non-survival studies, data from sonomicrometry collected using three digital piezoelectric ultrasonic probes implanted within the ischemic area and the left ventricle developed pressure (LVDP) using an apically inserted left ventricle (LV) catheter can be continuously acquired for evaluating the regional and global myocardial function, respectively.
For survival studies, the incision is closed, a left needle thoracentesis is performed for pleural air evacuation, and postoperative pain control is achieved.

The present study demonstrates a highly reproducible animal model of acute regional myocardial ischemia and reperfusion injury in rabbits using a left mini-thoracotomy for survival cases or a midline sternotomy for non-survival cases.

ウサギの虚血と再灌流障害のモデル

The protocol here provides a simple, highly replicable methodology to induce in situ acute regional myocardial ischemia in the rabbit for non-survival and ...

<meta charset="utf8"></head><body>マウス心筋虚血-再灌流損傷に対するクローズドチェスト技術

Remotely Triggered LAD Occlusion Using a Balloon Catheter in Spontaneously Breathing Mice

Acute myocardial infarction (AMI) is a prevalent and high-mortality cardiovascular condition. Despite advancements in revascularization strategies for AMI, it frequently leads to myocardial ischemia-reperfusion injury (IRI), amplifying cardiac damage. Murine models serve as vital tools for investigating both acute injury and chronic myocardial remodeling in vivo. This study presents a unique closed-chest technique for remotely inducing myocardial IRI in mice, enabling the investigation of the very early phase of occlusion and reperfusion using in-vivo imaging such as MRI or PET. The protocol utilizes a remote occlusion method, allowing precise control over ischemia initiation after chest closure. It reduces surgical trauma, enables spontaneous breathing, and enhances experimental consistency. What sets this technique apart is its potential for simultaneous noninvasive imaging, including ultrasound and magnetic resonance imaging (MRI), during occlusion and reperfusion events. It offers a unique opportunity to analyze tissue responses in almost real-time, providing critical insights into processes during ischemia and reperfusion. Extensive systematic testing of this innovative approach was conducted, measuring cardiac necrosis markers for infarction, assessing the area at risk using contrast-enhanced MRI, and staining infarcts at the scar maturation stage. Through these investigations, emphasis was placed on the value of the proposed tool in advancing research approaches to myocardial ischemia-reperfusion injury and accelerating the development of targeted interventions. Preliminary findings demonstrating the feasibility of combining the proposed innovative experimental protocol with noninvasive imaging techniques are presented herein. These initial results highlight the benefit of utilizing the purpose-built animal cradle to remotely induce myocardial ischemia while simultaneously conducting MRI scans.

<meta charset="utf8"></head><body>著者スポットライト:急性心筋損傷のリアルタイム生物医学イメージングのための新しい標準化された技術

This article presents a unique closed-chest technique for inducing myocardial ischemia-reperfusion injury (IRI) in mice. The presented method allows mice to breathe spontaneously while remotely inducing myocardial ischemia. This provides access to the animal for studying the dynamic processes of ischemia and reperfusion in situ and in real-time via noninvasive imaging.

自発呼吸マウスにおけるバルーンカテーテルを用いた遠隔トリガーLAD閉塞

Acute myocardial infarction (AMI) is a prevalent and high-mortality cardiovascular condition. Despite advancements in revascularization strategies for ...