我々は、灌流固定技術に関する彼のアドバイスをダニエルDuerrに感謝します。

1。麻酔導入<ol><li>イソフルランと誘導するために、3.0体積％および0.5 L / minの酸素流量に蒸気·セットに接続されているインダクションボックスにマウスを置きます。 </li><li>無意識が応答しないという前肢や後肢ペダル撤退反射を誘発するために失敗した触覚刺激によって達成された後、仰臥位で温度制御された手術台の上にマウスを置きます。インダクションボックスを経由して蒸気に接続されている鼻の円錐の上に麻酔を維持しています。挿管を容易にするために、5から0ナイロン縫合糸で上顎​​を固定して頭を倒し。 </li><li> 37℃で体内深部の温度を維持するために直腸の温度プローブを挿入℃にテープで四肢を固定します。左胸を開いて、より良い心臓を露出させ、右脚上の左下の足を渡ります。 </li><li>首と左胸に脱毛クリームを適用します。 1分後にクリームを拭き取ってください。局所的な皮膚のためにポビドンヨードを適用します。消毒。皮下に痛みの軽減のためのブプレノルフィンは0.05 mg / kg体重を注入します。 </li><li>小さなはさみと正中線の首の皮膚切開を行います。気管を覆う腺、筋肉を解剖鈍らせる。人工呼吸器の電源をオンにします。人工呼吸器の設定は、生理的パラメータを調整する必要があります。我々はMinivent、ヒューゴサックスElektronik社、105/minの呼吸数と200μlの一回換気量とハーバード装置を使用しています。鉗子で舌を引っ張り、穏やかに22 Gの金属管を挿入します。気管や胸の動き内部管の直接可視化によって挿管を確認します。 </li><li>実験空間の汚染を防ぐためにガスチューブを無駄に切り替えることにより、インダクションボックスをバイパスします。 2.0体積％に蒸気を調整します。 </li></ol> 2。開胸術<ol><li>左鎖骨中央線の皮膚切開を行います。腋窩に向かって皮下組織を解剖鈍らせる。主要な胸筋の境界を識別し、マイナーpからそれを分析鈍らせるectoralis筋肉の下に。右にマイナー胸筋を引き出します。あなたは、胸郭の直接的なビューを得ることができます。 </li><li>識別し、ぶっきらぼうに鉗子で第4肋間スペースをpentetrate。鉗子の先端が自分で操作テーブルに取り付けられたゴムバンドで調整されているトラクターを挿入できるように肋間スペースにまたがってみましょう。あなたは、左心耳を含む心臓の明確な見解を持っている必要があります。このアクセ​​スは通常、電気凝固を必要とせずにこのように任意の血液を失うことなく達成されています。 </li></ol> 3。心の準備<ol><li>優しく心を傷つけることなく心をやってのける。 </li><li>左心室の前壁から左心耳上に持ち上げて、左前下行枝（LAD）を識別します。 LADは、ぼやけた境界線と静脈に比べて、鮮やかな赤色の短い直線コースで見られます。 </li></ol> 4。冠動脈計装<ol><li> U字型にそれを形成することにより、テーパーニードルチップで8から0プロレン縫合糸を準備します。 LADの下に十分な深心筋を通して針を渡します。 </li><li>それぞれの側で縫合の1cmを持つ縫合針の端を切り落とした。 </li><li>任意の鋭角を防ぐ遮蔽として1ミリメートルPE-10チューブセクションを切った。オクルーダは、アルコールdesinfectionにつかると、使用する前にタップすることができます注 ：チューブが適切に4を滅菌するために24時間100％エタノールに浸漬する必要があります。 </li><li>遮蔽の両方を通じて縫合糸の端を通します。 </li><li>両方の縫合糸は、上部肋間領域が不足して終了し導くためにサイズ3 Kaltの縫合針を使用しています。 </li></ol> 5。胸の閉鎖<ol><li> 6から0プロレン縫合糸と一緒に開かれた肋間の上部と下部の肋骨を結ぶ。あなたは胸を閉じる前には5.2に進んでください。 </li><li>開くにはいくつかの呼吸サイクルの間肺を超インフレにする呼気チューブをクランプすることによって無気肺をバックアップします。この操作でも使用する人工呼吸器のタイプによって異なります。胸が閉じられるまで、一回換気量を300μlに設定します。 </li><li>戻って200μlに人工呼吸器換気量を設定します。 </li><li>彼らがループを形成しているように8から0 LAD結紮縫合糸の両端を接続します。 </li><li> ECGを添付してください。 </li><li> 8から0ループに重みをフックアップし、重みは慎重にハングアップしてみましょう。あなたは、いくつかのハートの中にST上昇著しいが表示されます。重みを解放します 。 注 ：これらの実験は、体重の5.5グラムの合計を使用していますが、重量はひずみとマウスの体重に基づいて異なる可能性があります。 </li><li>皮下ポケットにループを配置し、6から0まで、単一の結び目縫合糸で皮膚を閉じます。 </li><li>マウスが温暖化のランプの下に抜管後に回復しましょう​​。 </li></ol> 6。心筋虚血再灌流障害<ol><li>少なくとも5日間の回復期間は、ケタミン、キシラジンの混合物で麻酔を誘導した後とアトロピン（4ミリリットル/ kg体重、ケタミン10 mg / mlの、キシラジン2 mg / mlの、アトロピン0.06 mg / mlと、1。 </li><li>挿管および虚血再灌流実験のために部屋の空気を換気する。 </li><li>胸の縫合、皮膚を開きます。 8から0縫合糸ループを準備します。 ECGを添付してください。 </li><li>重みをフックアップし、それらがハングアップしましょう​​。あなたの血のプロトコルに従ってください。 ST上昇2の潜在的な溶解のために心電図を監視します。 </li><li>虚血の終わりに重みを解放します。皮膚を閉じるには、マウスを抜管し、それが回復しましょう​​。 </li></ol> 7。最大3日まで​​再灌流時の梗塞サイズの評価<ol><li>希望する再灌流時間の終わりに、マウスを麻酔し、挿管。 </li><li> xyphoidに正中線で胸の皮膚を切り取ります。腹部を開き、胸郭下に横隔膜を切った。鎖骨中線の両側の開胸をカットします。 </li><li>心臓への遮るもののないアクセスを得るために縫合したフラップ前胸壁を修正します。 </li><li>慎重に8から0縫合糸ループを準備します。ループをカットし、LADを閉塞するために結び目を作る。 </li><li>左心房に10パーセントフタロブルーを注入します。心臓の容量負荷を防ぐために、徐々に染めると、時々吸引し注入します。 </li><li>左心房に塩化カリウムを注入します。これは、同じ梗塞サイズの評価のための拡張期に心を逮捕します。 </li><li>心を切断容易にするために、できるだけ心臓外の組織のほどを残して、心臓を切り取ります。 </li><li>リン酸緩衝液中で心を洗う。 </li><li>イソペンタン、液体窒素中で心をフリーズします。軽く凍結するまで、あるいは、心が冷凍庫に配置することができます。 </li><li> 1mmのスライスの心臓を切り取ります。私たちは、均等なスライス（ 図4）心臓を切るためにかみそりの刃で作られたスライスのデバイスを持っています。心臓が正常に心臓の長軸に対して垂直に切断するように配置されていることを確認してください。 </li><li> 20分間37℃で1.5％TTCのスライスをインキュベートします。ここで、我々は、96ウェルプレートを使用各スライスは、1つのウェルに配置されます。これはTTCを保存し、あなたのアーティファクトを防ぐために、ワットマンフィルタの使用を惜しまれます。 </li><li>一晩、4％ホルムアルデヒドでスライスを修正します。これは、スライスを縮小しますが、染料のコントラストを向上させます。 </li><li>顕微鏡スライド上にスライスを入れてください。別のスライドでカバーしています。スライドの各端に1 mmの金属製のスペーサを使用して、ペーパークリップと一緒にスライドを保持します。 </li><li>各スライスの両面からデジタル画像を取る。常に同じ設定を使用して、より小さなスライスにズームインされません。 </li><li>面積測定用のソフトウェアを使用しています。我々は、NIHでImageJを使用しています。常に梗塞の領域で同じ基準を使用して、例えば、唯一の白の領域が梗塞されています。ピンクがかった白の領域が梗塞されていません。我々は同様の介入と面積測定のために調査官を盲目にしています。 </li></ol> 8。組織学のための代替ハートの準備<ol><li> 7.2手順7.1に従います。および8.2に進んでください。 TTC染色で信頼性の高い梗塞の評価は7内で行うことができます再灌流のため瘢痕収縮の2時間。 </li><li>すべての心臓外の組織をオフに準備し、大動脈基部をカバーする胸腺の解剖鈍らせる。 </li><li>ピンセットで上行大動脈を取得し、できるだけ少ない心外組織と心臓を切り取ってください。 </li><li>心筋保護液で穏やかに心を洗って絞る。 </li><li>心筋保護液で満たされたp35の皿に心を置きます。 </li><li>上行大動脈を準備します。 </li><li>ホルムアルデヒドが事前に入力されたカニューレと上行大動脈にカニューレを挿入。我々は、亜鉛-ホルマリン固定し、24 G IVの3行を使用しています 。 </li><li>左耳と左心房の間に穴を開けます。 </li><li>それに接続されている16センチメートル長いチューブで左心房に26 Gカテーテルを挿入します。また、PE50チューブを使用することができます。 </li><li>ホルマリン固定した10分間の心を灌流。 </li><li> 7℃で24時間の最大値のために固定で満たされたチューブに心を置く</li><li>準備を続行組織学/免疫組織化学のためのaration。 </li></ol> 9。代表的な結果慢性冠動脈結紮では、複数の落とし穴を持つ複雑なテクニックです。それが習得されると、しかし、それは非常に低い死亡率と信頼性の高い結果で行うことができます。マウスや心臓へのアクセスの最適なポジショニングは、LADの成功識別や計測のために極めて重要である。ライゲーションの位置は明らかにこのように標準化された連結部位を持つことを要求、梗塞サイズに影響を与えます。中隔枝が影響を受ける場合にも、これが脚ブロックの代わりにST上昇につながる可能性があります。 epimyocardial静脈から、または心室からの出血、結紮が深すぎる場合、発生する可能性があり、出血が過剰であればマウスは除外する必要があります。 Pericardは、できるだけ完全に削除する必要があります。 pericardのままにしておくと、ライゲーションmyocardに針を押して悪化します。また、最終的には、心膜炎の原因になります癒着を誘発し、組織学的検査が困難になります。 PE-オクルーダはmyocardに外傷を最小限に抑えるために、任意の鋭角なく、できるだけ短くしてください。肺の過膨張は、胸の閉鎖後、緊張性気胸を防ぐために不可欠です。胸腔ドレナージの必要はありません。引っ張ってテンションを制御することは困難であるため、縫合糸の端部が省略されなければなりません引いて開胸でライゲーションの正しい位置のテスト。 LADの計測が失敗した場合、これが心筋に外傷や浮腫が追加されますので、さらなる試みは避けるべきである。 信頼性の高い結果を達成するために、プロトコルパラメータは、標準化すべきである。したがって、マウスは、気管内挿管と換気室内の空気と、体温がしっかりとフィードバックシステムで制御されています。ぶら下がって重みの使用は、既に強調されています。他の引きのデバイスは、緊張の損失や非標準引っ張ってテンションの欠点を持っています。虚血性の再灌流と閉塞の複数のサイクルの前とpostconditioningプロトコルは、より簡単に彼らは解除する必要があります（ 図1）ハングアップさせるために重みを掛けて行われます。 梗塞領域（白）はリスクの領域（赤）とリスク（青）（ 図2A-B）で非領域から区別する必要があります。梗塞サイズは、虚血の持続時間に依存しています。再灌流時間は、成功したTTC染色（ 図1および2）を可能にするために少なくとも2時間でなければなりません。最も重要なのは、サイトカインRNAの発現は、心筋梗塞（ 図3A-C）を受けた動物に比べて虚血再灌流を除くすべての外科手術を持っていた偽手術動物で低くなっています。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig1.jpg" /> 図1は、。リスク（IS / AAR％）で領域の割合でサイズを梗塞。マウスは、1に続いて30分の虚血を受けた再灌流の20分（I / Rは、n = 10）。 IPC：虚血性postconditioning、マウスは再灌流/閉塞の3サイクル20秒ごとに続いて虚血の30分を受けた（n = 6、* P &lt;0.05を示す）。 <img alt="図2A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2A.jpg" /> 図2A。代表的なTTC染色した心臓のスライス。ホワイト：梗塞領域、赤：リスク領域、青：非閉塞部位。 <img alt="図2B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig2B.jpg" /> 図2B。梗塞（白）地域の代表的スライス。頂点に左心室の近くの円錐形のために、epimyocardが平面領域として表示され、地物の測定（青/ピンク外側の領域）のために考慮すべきではないことに注意してください。赤= TTC染色された実行可能なmyocard。 <img alt="図3A" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3A.jpg" /> 図3A。私に有意差ocardial 30分虚血後のTNF-αmRNAの発現と再灌流120分。 N =グループあたり4-6。 <img alt="図3B" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3B.jpg" /> 図3B。心筋30分虚血後のIL-1βmRNA発現と120分の再灌流（I / R）。コントロール（無手術）と偽手術（非虚血/再潅流）は、グループ間に有意差はありません。 nはグループごとに= 4-6、*はp &lt;0.05を示しています。 <img alt="図3C" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig3C.jpg" /> 30分虚血後の図3C。心筋IL-6 mRNAの発現と120分の再灌流（I / R）。コントロール（無手術）と偽手術（非虚血/再潅流）は、グループ間に有意差はありません。 nはグループごとに= 4-6、*はp &lt;0.05を示しています。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/3896/3896fig4.jpg" /> 図4A-C。聞くtは、デバイスを切断する。 ：カット位置にカミソリの刃を閉じた。 B：オープンで、サイドビュー。 C：オープン、フロントビュー。心はかみそりの刃（矢印）に、その長軸に垂直に白いプラスチック製の床の溝に整列されます。

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	<li>Lim, S. Y., Davidson, S. M., Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preconditioning+and+postconditioning:+the+essential+role+of+the+mitochondrial+permeability+transition+pore.">Preconditioning and postconditioning: the essential role of the mitochondrial permeability transition pore.</a> Cardiovasc. Res. 75, 530-535 (2007).</li><li>Eckle, T., Koeppen, M., Eltzschig, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+Hanging+Weight+System+for+Coronary+Artery+Occlusion+in+Mice.">Use of a Hanging Weight System for Coronary Artery Occlusion in Mice.</a> J. Vis. Exp. (50), e2526 (2011).</li><li>Michael, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+infarction+and+remodeling+in+mice:+effect+of+reperfusion.">Myocardial infarction and remodeling in mice: effect of reperfusion.</a> Am. J. Physiol. 277, H660-H668 (1999).</li><li>Nossuli, T. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+chronic+mouse+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion:+essential+in+cytokine+studies+52.">A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies 52.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 278, H1049-H1055 (2000).</li><li>Irwin, M. 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Physiol. 248, 350-359 (1985).</li><li>Tonkovic-Capin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delayed+cardioprotection+by+isoflurane:+role+of+K(ATP)+channels+765.">Delayed cardioprotection by isoflurane: role of K(ATP) channels 765.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 283, H61-H68 (2002).</li><li>Tsutsumi, Y. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+caveolin-3+and+glucose+transporter-4+in+isoflurane-induced+delayed+cardiac+protection.">Role of caveolin-3 and glucose transporter-4 in isoflurane-induced delayed cardiac protection.</a> Anesthesiology. 112, 1136-1145 (2010).</li><li>Benedict, P. E., Benedict, M. B., Su, T. P., Bolling, S. 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Res. 105, 1186-1195 (2009).</li><li>Lin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HSP60+in+heart+failure:+abnormal+distribution+and+role+in+cardiac+myocyte+apoptosis.">HSP60 in heart failure: abnormal distribution and role in cardiac myocyte apoptosis.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 293, 2238-2247 (2007).</li></ol>

利害の衝突が宣言されません。

我々は左側臥肋間開胸を介して心臓にアクセスし、左鎖骨中央線で胸部にLAD縫合糸を導くことによってマウスクローズド胸モデルを変更しました。骨胸郭はそのままにして、外傷を最小限に抑えるため鎮痛剤、手術部位感染に必要な、したがって、回復を促進します。左内哺乳類動脈を維持することで電気焼灼器は必要ありません。我々は、後で簡単にアクセスするための皮下組織の縫合糸?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 試薬の名前 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td></tr><tr><td>蒸気</td><td> DrägerwerkAG </td><td> Isoflo </td></tr><tr><td>顕微鏡</td><td>ライカ</td><td> M80 </td></tr><tr><td>光源</td><td>ショット</td><td> KL 1500 LCD </td></tr><tr><td>恒温毛布·コントロール·ユニット</td><td>ハーバード装置</td><td></td></tr><tr><td> MiniVentタイプ845 </td><td>ヒューゴサックスElektronik社</td><td></td></tr><tr><td> 8から0プロレン</td><td>エチコン</td><td> BV130-5 6.5ミリメートル3/8c </td></tr><tr><td> 6から0プロレン</td><td>エチコン</td><td> BV-1 9.3ミリメートル3/8c </td></tr><tr><td> Kalt縫合針のサイズ3 </td><td> FST </td><td> 12050から03 </td></tr><tr><td>トリフェニルテトラゾリウム</td><td>シグマアルドリッチ</td><td> 93145 </td&gt; </tr><tr><td>フタロブルー</td><td> Heucotech LTD </td><td></td></tr><tr><td> PowerLab </td><td> ADInstruments </td><td></td></tr></tbody></table>

a murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion

冠状動脈結紮の開胸モデルにおける開胸による外科手術による外傷、虚血再灌流に関与するさまざまなメカニズムを変更する免疫応答を誘導する。免疫応答は、自然免疫受容体の内因性リガンドのサイトカイン発現および放出または分泌が含まれています。自然免疫の活性化は、潜在的に梗塞サイズを調節することができる。我々は、心筋プリpostconditioningと心筋虚血再灌流における自然免疫の役割を研究するための役に立つかもしれませんぶら下がって重みを使用して、既存のマウスクローズド胸モデルを変更しました。このモデルでは、動物は心筋虚血の発症前に外科手術による外傷から回復することができます。 揮発性麻酔薬は、熱心に研究されており、虚血性心のために彼らの前処理効果はよく知られています。しかし、この保護効果は、冠動脈結紮の開胸モデルにおけるその使用を排除します。したがって、別の利点は番目の利用可能性慢性閉胸モデルの計測のためのeうまく制御揮発性麻酔薬は、その前処理の効果は72時間まで持続するからである。間欠的な虚血と複数のヒットモデルと慢性心疾患は、このモデルの他の可能なアプリケーションです。 慢性閉胸モデルでは、気管内挿管と換気のマウスは、第四肋間を介して横方向の鈍胸を受けています。字を左前次の識別は、容器の下に渡され、両方の縫合糸の端は、オクルーダ通しています。その後、両方の縫合糸の端がループを形成するために結ばれ、胸壁を通過して皮下組織に残されます。胸閉鎖と5日間の回復後、マウスを再度麻酔ですが、胸の皮膚が再開され、絞首刑の重みはECG制御下にあるループにフックアップされています。 虚血/再灌流プロトコルの終わりに、心は脳梗塞のためにTTCで染色す​​ることができますサイズは、アセスメントや組織学および免疫組織化学に加えて形態学的研究を可能にするために灌流固定を受けています。

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A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

外科手術による外傷、炎症反応を誘導する。サイトカイン、内因性リガンドは、虚血再灌流後に心筋梗塞サイズを調節することが知られています。我々は、開胸の影響を最小限に抑えるためにぶら下がって重みを使用してマウスの虚血再灌流の変更されたクローズド·胸のモデルを提示します。

心筋虚血再灌流障害のマウスクローズド胸モデル

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

a-murine-closed-chest-model-of-myocardial-ischemia-and-reperfusion

Research

JoVE Journal

Medicine

28.6K ビュー.  University of Bonn, Germany. 外科手術による外傷、炎症反応を誘導する。サイトカイン、内因性リガンドは、虚血再灌流後に心筋梗塞サイズを調節することが知られています。我々は、開胸の影響を最小限に抑えるためにぶら下がって重みを使用してマウスの虚血再灌流の変更されたクローズド·胸のモデルを提示します。

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Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

正常体温心停止と心肺蘇生法：虚血再灌流障害のマウスモデル

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

医学

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

脊髄虚血再灌流のマウスモデルにおいて胸部大動脈閉塞によって再現可能対麻痺

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

左前下の動脈の結紮を通して心筋虚血再灌流傷害のマウスモデル

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

従来のクローズド·チェスト法による心室細動と蘇生のラットモデル

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

腸管虚血 - 再灌流傷害のマウスモデル

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

表面パッド心電図を使用したマウスにおける心筋虚血および再灌流障害の確認

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

組織と血液サンプリング手順の標準化による閉胸ブタ心筋梗塞モデルの改善

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

マウスで横方向の大動脈狭窄を誘導するために閉じて胸モデル

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

ラットにおける心筋虚血再灌流後の冠動脈流量の評価

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

マウスモデルにおける虚血再灌流損傷後の幹細胞の筋内内出産の遅延

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...