Name: long-term live imaging of drosophila eye disc
Uploaded: 2017-05-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 8 s
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私たちは、フライ食品を準備し、共焦点顕微鏡で彼らの助けのために、そして蘇-ピン・リーとIMBイメージングコアにフライストックを維持するためのチョン-ラン・スとゆうチーヤンに感謝しています。この研究は、101から2321-B-001 -004、NSC 100から2321-B-001 -012、NSC 102から2321-B-001 -002、MOST 103から2311-B-001 YHS（NSCへの助成金によって支援されました国家科学委員会と中国の共和国の科学技術省から-035 -MY3）。

1.予備実験のセットアップ<ol><li> mδ0.5-GAL4と5日間、25℃での文化の下で核緑色蛍光タンパク質（GFP）を発現するハエの卵を収集します。 </li><li>アガロースが完全に溶解するまで、1Xリン酸緩衝生理食塩水（PBS）10mLにアガロース低融点のマイクロ波0.7グラム。使用するまで37℃のインキュベーターで0.7％低融点ゲルを保ちます。 </li><li>以上12時間、70％エタノールで、鉗子、鋏42ミリメートル×0.17ミリメートルカバースリップ、9ウェルガラススポットプレート、及び磁気培養チャンバを含むすべての機器を滅菌します。 </li><li> 2％ウシ胎児血清（FBS）、0.5％のペニシリン-ストレプトマイシン、および1.25 mg / mlとインスリンを補充したシュナイダーのショウジョウバエ培地：培地3を準備します。汚染を避けるために、細胞培養フード中の培地を調製します。 4°Cで調製した培養培地を保存し、月以内に使用しました。 </li><li>解剖プラットフォームと実験者を」クリーン解剖を開始する前の70％エタノールで手を。 </li></ol> 2.ディスクの解剖<ol><li>空気は70％エタノールからすべての機器を乾燥させます。 </li><li>フライバイアルから三齢幼虫を選択します。フライバイアルからの汚染を避けるために、廃棄物を取り除くために1×PBSで3回に幼虫を洗います。 </li><li>解剖顕微鏡下で9ウェルガラススポットプレートで（室温で）培養培地1mlで洗浄幼虫を解剖。 </li><li> 後端から道の約1/3でピンセット及び口のフックに別の鉗子で幼虫を把握します。内部組織を解放するために、反対方向に2つの鉗子を引き出します。 <ol><li>口のフックに取り付けたアイ - 脳複合体から唾液腺、脂肪体、およびキューティクルを削除します。腹側神経索がまだ接続されている場合は、はさみでそれを切り取っ。 </li></ol></li><li>共同組織片を除去するために、口のフックと鉗子の1ペアを把握するために鉗子の1ペアを使用します背部における脳および目のディスクをnnects。 注：この組織が削除されていない場合、2目触角ディスクは、互いと脳に近くなります。この組織、脳、眼、触角ディスクが三角形を形成するための目のディスクは次にカバースリップ上に平らではないであろう。 </li><li> 腹上方位置に複合体全体を回転させます。脳にフックやディスクを接続するフィラメントを削除します。 注：フィラメントが削除されていない場合口のフックが削除されたときに、目触角が2枚に分割されます。 <ol><li>口のフックを外します。処理中に目のディスクを傷つけないように注意してください。 注：目のディスクは、現在培地中の遊離および専用光茎によって脳に接続されています。 </li></ol></li></ol> 3.取付<ol><li>空気乾燥及び42ミリメートル×0.17ミリメートルのカバーガラスでチャンバーのコンポーネントを組み立てます。目を保持するためにカバースリップの中央部にOリングの二重層を添付電子アガロース。 </li><li>カバーガラスでチャンバーを組み立てます。ステージ受容体42上ミリメートル×0.17ミリメートルカバースリップを置きます。カバースリップ上のシリコンOリングを置きます。ベースを置きます。シールロッカーをロックします（ 図1）カバーを配置します。 </li><li>注意深く10-200μLチップで20μLマイクロピペットを用いて、Oリングの中心に切開眼 - 脳複合体を移します。 </li><li> 媒体の大部分を除去し、試料を（37℃で）0.7％低融点アガロースの12μLを加えます。 注：目のディスクの位置は、アガロースの凝固前に、ピンセットで変更することができます。アガロースは5分以内に凝固します。 <ol><li> Oリングの中心まで室温で培養培地1mlを加えます。各Oリングは、4個のサンプルまでセットすることができます。アガロースは、サンプルのドリフトを回避するために、Oリングに接着されていることを確認してください。 注：メディアのいかなる通気や循環が必要ありません。 </li></ol></li></ol>4.共焦点顕微鏡<ol><li>温度を平衡化するために30分間倒立共焦点顕微鏡のステージ上のチャンバを置き。これは、撮像中にZ軸のずれを防止することができます。 </li><li>長期的なライブイメージングする前に、組織は、微分干渉顕微鏡による損傷がないかどうかを確認してください。 </li><li>光毒性を避けるために、2 mWの下のレーザーパワーを使用しています。イメージング用の40倍の目標を使用してください。 </li><li> 1μmの光学的間隔で12分で62μmのZスタック画像を取得します。 10時間の合計にわたってスキャンの40サイクルを取得します。各サイクルは、イメージングおよび休止の3分の12分が含まれていることを確認。 </li></ol>

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著者は、彼らが競合する金融利害関係を持たないことを宣言します。

本研究では、 ショウジョウバエ成虫の長期的なライブイメージング実験のための詳細なプロトコルを提供します。私たちは、ディスクの損傷を避けるためにしてカバースリップに近いディスクの取り付けを可能にするために慎重な解剖の練習に多くの時間を費やしました。我々は、組織を保持するためにポリ-L-リジン（PLL）及びアガロース低融点を試みました。最後に、低融点アガロースは、組織を保持するためのより良い能力を示しました。唯一目のディスクは10時間ライブイメージング期間中の光受容体の分化と個眼回転の正常な発生を実証するために、本論文で使用したもののに示されているように、この方法はまた、少なくとも一つの他のディスク、翼ディスクに適用することができます以前の研究3。また、培養液の準備とライブイメージングのセットアップは簡単ですし、通気や媒体循環を必要としません。 連続ライブイメージングは​​、生物学的前夜の明確な時間的順序を提供することができますnts。私たちは、眼の椎間板におけるグリアの分化および移動の以前の報告において、眼球3の前に移動した後、グリアが既存のグリアから分化するという直接的な証拠を提供した。長期間のエクスビボ培養は、KAEDE蛍光タンパク質の光変換などの細胞の特異的なレーザー活性化標識が、その挙動に従うことを可能にする3 。また、培地に直接添加される化学物質の試験にも対応できます。したがって、これは薬物スクリーニングプラットフォームとして使用することができる。いくつかの動的プロセスは数分または数秒以内に発生するため、高い時間分解能が必要です。時間分解能を高めるために、薄いシート顕微鏡15,16またはスピニングディスク顕微鏡17が良い選択肢となり得る。 現在の培養条件は完全ではありません。ディスクの拡張はサポートされていません。セルproliferationは、最大12時間3に対してサポートされています。 エクスビボ培養で12時間後、光受容体の分化の速度が3減少し始めます。これは、特定の栄養素やホルモンの欠如に起因する可能性があります。この培地中の主要な違いは、インスリンの高濃度であるので、哺乳動物のインスリンは、内因性のインスリン様ペプチドの機能を模倣する部分であってもよいです。ハエ抽出物、昆虫血糖トレハロース、及び脱皮ホルモン20-ヒドロキシの種々の濃度の添加は、3有益ではなかったです。しかし、12〜18時間の培養期間は、多くの発生過程を研究するのに十分です。幼虫成虫を培養するための代替培養法は、3を比較した、と私たちの培養およびイメージング条件は、ライブイメージングのための最長時間ウィンドウと最も明快さを提供します。ライブ幼虫と蛹内のディスクは、直接画像化することができますが18、19、20、21、22は 、観察用の解像度と時間窓が限られています。後期幼虫と蛹のディスクは、長い時間の23、24のために培養することができますが、ディスクは重要な形態形成を受けます。フラット、2D幼虫ディスクを利用するには、私たちの培養およびイメージング法は、これまでの最適なソリューションです。

ショウジョウバエの幼虫成虫は、生物学的メカニズムの多種多様の研究のために有利な実験システムとなっています。これらのディスクは、2つの上皮層によって構築嚢のような構造を胚上皮から陥入となり、Peripodial上皮（PE）及び適切なディスク（DP）1、2。成虫盤細胞が増殖し、徐々に幼虫と蛹の段階で区別し、最終的には成人の身体構造へと発展します。成虫のフラットでシンプルな2層構造に、彼らは幼虫から解剖したときに観察することが容易です。しかし、多くのグループによって、いくつかの努力にもかかわらず、成虫の長期培養のための現在の方法では満足のいくものではなかったです。我々は最近、最大18時間の複数の成虫の正常な発達を維持することができる培養法を開発し、それがライブイメージング3ことを可能にします</s&gt;アップ。培養方法は、細胞分化および移動をサポートすることができ、それだけで7-12時間、細胞増殖をサポートすることができ、ディスクの成長をサポートすることができません。培養液中の主な違いは、インスリン3の高濃度です。方法は簡単で、特別な通気や媒体循環は必要ありません。 最もよく研​​究成虫の一つは目を触角です。 ショウジョウバエの目は、約800個眼を築いています。それぞれ個眼は、8個の光受容体細胞（R1-R8）から構成されています。幼虫の眼ディスクにおいて、光受容体細胞は、前4、5の後方から眼ディスクを横切って掃引形態形成畦間（MF）の通路下記分化します。個眼における光受容体は、R2 / R5、R3 / R4、R1 / R6、及びR7 6続いR8、で始まり、シーケンスに分化します。背側での個眼とVEの眼ディスクのntral半分は、反対のキラリティー7,8で得られた、反対方向に90°の回転を受けます。回転プロセスは、2つの段階で起こる：最初に、45°回転で始まり、MFの背後にある第六の個眼列で完了する。第二の45°の回転は、約行16 9、10で終了します。本研究では、培養とライブ画像目のディスクに、この方法を介して観察することができる正常な細胞分化および動態を実証するために、R3 / 4特異mδ0.5-GA4 11によってマーク、個眼の回転を用います。

<table><tbody><tr><td>Low-melting agarose</td><td>AMRESCO&amp;nbsp;</td><td>0815-25G</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered Saline (PBS)</td><td>AMRESCO</td><td>0780-2PK</td><td></td></tr><tr><td>42 mm x 0.17 mm cover slips&amp;nbsp;</td><td>PST</td><td>G401-42</td><td></td></tr><tr><td>Schneider&amp;rsquo;s &lt;em&gt;Drosophila&lt;/em&gt; medium&amp;nbsp;</td><td>Thermo</td><td>21720-024</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td><td>Sigma</td><td>F9665</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-streptomycin&amp;nbsp;</td><td>GIBCO</td><td>759</td><td></td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Sigma</td><td>I9278</td><td></td></tr><tr><td>Culture chamber&amp;nbsp;</td><td>PECON</td><td></td><td>POC-R2 Cell Cultivation System</td></tr><tr><td>40X objective</td><td></td><td></td><td>C-Apochromat 40X/1.2W Korr objective&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Fly strain:nls.GFP</td><td>Bloominggton</td><td>4775</td><td></td></tr></tbody></table>

long-term live imaging of drosophila eye disc

ライブイメージングは​​、連続的にリアルタイムでダイナミックな細胞や発達過程を追跡する機能を提供します。 ショウジョウバエの幼虫成虫は、このような細胞の増殖、分化、成長、移動、アポトーシス、競争、細胞-細胞シグナリング、およびコンパートメントの境界形成など多くの生物学的プロセスを研究するために使用されています。しかし、長期のex vivoでの文化や成虫のライブイメージングのための方法には多くの努力にもかかわらず、満足のいくものではなかったです。最近、我々は、長期ex vivoで培養し、最大18時間成虫のライブイメージングのための方法を開発しました。培養培地中で高いインスリン濃度を使用することに加えて、低融点アガロースは、撮像期間中にドリフトを防ぐためにディスクを埋め込むために使用されました。このレポートは、一例として目触角ディスクを使用します。感光R3 / 4特異mδ0.5-GA4の発現は、その感光体differenを実証するために行きましたtiationと個眼回転は10時間ライブイメージング期間中観察することができます。これは、この簡単な方法を説明する詳細なプロトコルです。

<html>この例では、R3 / R4の感光体は、感光体の分化をモニターするためにmδ0.5-GA4で標識しました。 mδ0.5-GA4は、R3及びR4のための、ならびに個眼回転処理のための優れたマーカー製造、R4における強い発現およびR 11における弱い発現を駆動します。 映画1において、R3及びR4は、GFPで標識しました。 10時間ライブイメージングセッションの開始時に、個眼クラスター（ 図2Aおよびムービー1）と終了時の個眼クラスターの14行（ 図 2B）の8行がありました。個眼分化の速度は、 インビボディスク7、8、9、10、11で1.5~2時間/行の速度に近いある行当たり1.67時間でしたS = &quot;外部参照&quot;&gt; 12、13、14。 R3及びR4の相対位置に基づいて、個眼回転がライブイメージング（ 図2A「A 『』、B」、およびB 『』）の間にex vivoで培養されたディスクで発生しました。単一R3 / R4クラスタは映画2の最初のフレームに白い球を標識しました。初めに、R3 / R4軸は、赤道（ 図2Cおよびムービー2）に対して垂直であるように見えます。その後、それぞれ、（ 図2C &#39;&#39; &#39;）、H 3（ 図2C&#39;）、6（ 図2C &#39;&#39;）で15°、30°、及び45°回転して見える、及び9。このデータは、この方法は、10時間ライブイメージング中に感光体の分化を維持することができることを示唆しています。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/55748/55748fig1.jpg" /> Figu1再：チャンバーアセンブリの概略図。チャンバアセンブリの概略図：（1）ステージアクセプターダブル層のOリング付きカバースリップを置きます。 （2）カバースリップ上のシリコンOリングを置き。 （3）ベースを置き。 （4）シールロッカーをロックします。 （5）Oリングの中心にサンプルをロードし、カバーを置きます。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55748/55748fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/55748/55748fig2.jpg" /> 図2：R3 / R4分化及び回転のライブイメージング。 R3 / R4は、ライブイメージングの10時間の間、核状GFPを発現mδ0.5-GAL4で標識されました。すべての数値は作品1から捕獲されました。 （A）最初に撮影した画像。 （ <strong<html> &gt; A&#39;-A &quot;）左（ A &#39; ）と右（ A&quot; ）の囲まれた領域から拡大された画像。 （ B ）10時間の終わりに撮影された画像。 （ B&#39;-B &quot; ）左（ B &#39; ）と右（ B&quot; ）の囲み領域から拡大した画像。 （ CC &#39;&#39; &#39; ）R3 / R4ペアの回転を示すために、単一のR3 / R4ペア（A&#39;に矢印でマークされています）が時間経過しています。スケールバーは、それぞれA、B、Cで15μm、10μm、5μmです。すべての数値は最大強度のz投影です。時間スケールはh：分で表示されます。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55748/55748fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> <img alt="映画1" src="/files/ftp_upload/55748/55748mov1.jpg" /> 映画1：rce.jove.com/files/ftp_upload/55748/Movie_1.avi」ターゲット= 『_空白』&gt;この映画をダウンロードするにはこちらをクリックしてください。 <img alt="映画2" src="/files/ftp_upload/55748/55748mov2.jpg" /> 映画1： <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55748/Movie_2.avi" target="_blank">この映画をダウンロードするにはこちらをクリックしてください。</a>

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Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

このプロトコルは、長期のex vivo培養およびショウジョウバエ成虫ディスクのライブイメージングのための詳細な方法を記載しています。それは目のディスクのライブイメージングの10時間の期間内に光受容体の分化と個眼回転を示します。プロトコルは簡単で、高価なセットアップを必要としません。

長期のライブイメージング<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;アイディスク

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

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Developmental Biology

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

8.4K ビュー.  National Yang-Ming University. このプロトコルは、長期のex vivo培養およびショウジョウバエ成虫ディスクのライブイメージングのための詳細な方法を記載しています。それは目のディスクのライブイメージングの10時間の期間内に光受容体の分化と個眼回転を示します。プロトコルは簡単で、高価なセットアップを必要としません。 

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Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

のライブイメージング<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;蛹アイ

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

発生生物学

Live Imaging of Glial Cell Migration in the Drosophila Eye Imaginal Disc

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons. While recent progress has been made to describe the live migration of glial cells in the developing pupal wing (1), studies of Drosophila glial cell migration have typically involved the examination of fixed tissue. Live microscopic analysis of motile cells offers the ability to examine cellular behavior throughout the migratory process, including determining the rate of and changes in direction of growth. Paired with use of genetic tools, live imaging can be used to determine more precise roles for specific genes in the process of development. Previous work by Silies et al. (2) has described the migration of glia originating from the optic stalk, a structure that connects the developing eye and brain, into the eye imaginal disc in fixed tissue. Here we outline a protocol for examining the live migration of glial cells into the Drosophila eye imaginal disc. We take advantage of a Drosophila line that expresses GFP in developing glia to follow glial cell progression in wild type and in mutant animals.

Here we describe a protocol to examine the migration of glial cells into the developing Drosophila eye using live microscopic analysis paired with GFP tagged glial cells.

ショウジョウバエの眼成虫ディスクに付属してグリア細胞の移行のイメージングを生きる

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons.  While ...

生物学

A Novel RFP Reporter to Aid in the Visualization of the Eye Imaginal Disc in Drosophila

The Drosophila eye is a powerful model system for studying areas such as neurogenesis, signal transduction and neurodegeneration. Many of the discoveries made using this system have taken advantage of the spatiotemporal nature of photoreceptor differentiation in the developing eye imaginal disc. To use this system it is first necessary for the researcher to learn to identify and dissect the eye disc. We describe a novel RFP reporter to aid in the identification of the eye disc and the visualization of specific cell types in the developing eye. We detail a methodology for dissection of the eye imaginal disc from third instar larvae and describe how the eye-RFP reporter can aid in this dissection. This eye-RFP reporter is only expressed in the eye and can be visualized using fluorescence microscopy either in live tissue or after fixation without the need for signal amplification. We also show how this reporter can be used to identify specific cells types within the eye disc. This protocol and the use of the eye-RFP reporter will aid researchers using the Drosophila eye to address fundamentally important biological questions.

A Novel RFP Reporter to Aid in the Visualization of the Eye Imaginal Disc in Drosophila

We describe a novel red fluorescent protein (RFP) reporter that is expressed specifically in the Drosophila eye. We detail a methodology for dissection of the eye imaginal disc and how this reporter can be used to aid in the dissection and identification of specific cell types in the developing eye.

のアイ成虫原基の可視化を支援するために新しいRFPレポーターショウジョウバエ</em

The Drosophila eye is a powerful model system for studying areas such as neurogenesis, signal transduction and neurodegeneration. Many of the discoveries ...

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three preparations of the brain and visual system that cover the range from the developing eye disc-brain complex in the developing pupae to individual eye and brain dissection from adult flies. All protocols are optimized for the live culture of the preparations. However, we also present the conditions for fixed tissue immunohistochemistry where applicable. Finally, we show live imaging conditions for these preparations using conventional and resonant 4D confocal live imaging in a perfusion chamber. Together, these protocols provide a basis for live imaging on different time scales ranging from functional intracellular assays on the scale of minutes to developmental or degenerative processes on the scale of many hours.

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

This protocol describes three Drosophila preparations: 1) adult brain dissection, 2) adult retina dissection and 3) developing eye disc- brain complexes dissection. Emphasis is laid on special preparation techniques and conditions for live imaging, although all preparations can be used for fixed tissue immunohistochemistry.

開発と大人の準備ショウジョウバエ</emライブイメージングのための>脳と網膜

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three ...

Real-Time Imaging of Germline Stem Cells in Drosophila Ex Vivo Germaria Culture

Extended Live Imaging of Female Drosophila melanogaster Germline Stem Cell Niches

Live imaging methods allow the analysis of dynamic cellular processes in detail and in real-time. The Drosophila ovary represents an excellent model to explore the dynamics of a myriad of developmental processes, such as cell division, stemness, differentiation, migration, apoptosis, autophagy, cellular adhesion, etc., over time. Recently, we have implemented an extended ex vivo culture and live imaging of the female Drosophila GSC niche. Using a Drosophila line harboring a GFP::Par-1 transgene as an example, this method allows the visualization of the GSCs&#39; asymmetric division within their niche and the description of the changes in the spectrosome morphology along the cell cycle. Here, we present a detailed protocol for the ex vivo culture of Drosophila germaria, enabling prolonged visualization of the female GSC niche. Importantly, this protocol is broadly applicable to live imaging GSCs with multiple fluorescently tagged proteins of interest that are available in stock centers and/or in the Drosophila research community.

Here, we provide a detailed protocol to perform live imaging of the asymmetric division of germline stem cells (GSCs) in the Drosophila ovarian niche. We use a transgenic line that ubiquitously expresses a green fluorescent protein (GFP) fusion of the spectrosome protein Par-1.

Live imaging methods allow the analysis of dynamic cellular processes in detail and in real-time. The Drosophila ovary represents an excellent model to ...

<meta charset="utf8"></head><body>蛹を伴わない ショウジョウバエ の蛹脚形態形成の拡張ライブイメージング

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which fate-determined cells form three-dimensional organismal shapes remains unclear. Recent advances in confocal microscopy have facilitated efforts to observe cell dynamics during development through live imaging. The Drosophila melanogaster pupa is ideal for live imaging due to its immobility, transparent pupal cuticle, and the availability of fluorescent reporter lines. A primary challenge for imaging is the puparium, the cuticle surrounding the pupa, which obstructs optical imaging. While previous methods involved either partial or complete removal of the puparium, maintaining pupal viability for extended periods after this procedure has remained challenging. Here, a simple method is presented for days-long live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete puparium removal. The method includes removing the puparium from a pupa adhered to double-sided tape, followed by assembling a small chamber on a glass-bottom dish to enclose the pupa and a drop of water. This setup is straightforward, reliable, and supports extended pupal survival by preventing desiccation. Long-term live imaging of the Drosophila pupa has significantly contributed to capturing how the adult leg undergoes dramatic three-dimensional structural changes over 2-3 days. These changes include the transient formation of an intriguing structure (the Parthenon-like structure) by epithelial cells, rapid tissue narrowing, joint formation, and bristle elongation. This method is applicable to the observation of various tissues and can potentially be combined with other techniques, such as optical gene induction, to advance the understanding of cell dynamics during the final shape formation of tissues in the pupal stage.

<meta charset="utf8"></head><body>著者スポットライト: ショウジョウバエ の発生における動的上皮構造の解明

Here, a protocol is presented for long-term live imaging of the Drosophila leg during the pupal stage, involving complete removal of the puparium. This protocol can also be applied to other tissues.

蛹摘出後の ショウジョウバエ の蛹の脚の発達の長期ライブイメージング

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

Live Imaging of GFP-labeled Proteins in Drosophila Oocytes

The Drosophila oocyte has been established as a versatile system for investigating fundamental questions such as cytoskeletal function, cell organization, and organelle structure and function. The availability of various GFP-tagged proteins means that many cellular processes can be monitored in living cells over the course of minutes or hours, and using this technique, processes such as RNP transport, epithelial morphogenesis, and tissue remodeling have been described in great detail in Drosophila oocytes1,2.
The ability to perform video imaging combined with a rich repertoire of mutants allows an enormous variety of genes and processes to be examined in incredible detail. One such example is the process of ooplasmic streaming, which initiates at mid-oogenesis3,4. This vigorous movement of cytoplasmic vesicles is microtubule and kinesin-dependent5 and provides a useful system for investigating cytoskeleton function at these stages.
Here I present a protocol for time lapse imaging of living oocytes using virtually any confocal microscopy setup.

Live Imaging of GFP-labeled Proteins in Drosophila Oocytes

A protocol for live imaging of GFP-tagged proteins or autofluorescent structures in individual Drosophila oocytes is described.

でGFP標識タンパク質のイメージングを生きる<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;卵母細胞

The  Drosophila oocyte has been established as a versatile system for investigating  fundamental questions such as cytoskeletal function, cell ...

The Tomato/GFP-FLP/FRT Method for Live Imaging of Mosaic Adult Drosophila Photoreceptor Cells

The Drosophila eye is widely used as a model for studies of development and neuronal degeneration. With the powerful mitotic recombination technique, elegant genetic screens based on clonal analysis have led to the identification of signaling pathways involved in eye development and photoreceptor (PR) differentiation at larval stages. We describe here the Tomato/GFP-FLP/FRT method, which can be used for rapid clonal analysis in the eye of living adult Drosophila. Fluorescent photoreceptor cells are imaged with the cornea neutralization technique, on retinas with mosaic clones generated by flipase-mediated recombination. This method has several major advantages over classical histological sectioning of the retina: it can be used for high-throughput screening and has proved an effective method for identifying the factors regulating PR survival and function. It can be used for kinetic analyses of PR degeneration in the same living animal over several weeks, to demonstrate the requirement for specific genes for PR survival or function in the adult fly. This method is also useful for addressing cell autonomy issues in developmental mutants, such as those in which the establishment of planar cell polarity is affected.

The Tomato/GFP-FLP/FRT Method for Live Imaging of Mosaic Adult Drosophila Photoreceptor Cells

The Tomato/GFP-FLP/FRT method involves visualizing mosaic photoreceptor cells in living Drosophila. It can be used to follow individual photoreceptor cell fates in the retina for days or weeks. This method is ideal for studies of retinal degeneration and neurodegenerative diseases or photoreceptor cell development.

モザイク大人のライブイメージングのためのトマト/ GFP-FLP / FRT方法<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;視細胞

The Drosophila eye is widely used as a model  for studies of development and neuronal degeneration. With the powerful mitotic  recombination technique, ...

長期のライブイメージング

要約

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ショウジョウバエの眼成虫ディスクに付属してグリア細胞の移行のイメージングを生きる

のアイ成虫原基の可視化を支援するために新しいRFPレポーターショウジョウバエ

開発と大人の準備ショウジョウバエ脳と網膜

Extended Live Imaging of Female Drosophila melanogaster Germline Stem Cell Niches

蛹摘出後のショウジョウバエの蛹の脚の発達の長期ライブイメージング

蛹摘出後のショウジョウバエの蛹の脚の発達の長期ライブイメージング

蛹摘出後のショウジョウバエの蛹の脚の発達の長期ライブイメージング

でGFP標識タンパク質のイメージングを生きる

モザイク大人のライブイメージングのためのトマト/ GFP-FLP / FRT方法

長期のライブイメージング

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ショウジョウバエの眼成虫ディスクに付属してグリア細胞の移行のイメージングを生きる

のアイ成虫原基の可視化を支援するために新しいRFPレポーターショウジョウバエ

開発と大人の準備ショウジョウバエ脳と網膜

Extended Live Imaging of Female Drosophila melanogaster Germline Stem Cell Niches

蛹摘出後の ショウジョウバエ の蛹の脚の発達の長期ライブイメージング

蛹摘出後の ショウジョウバエ の蛹の脚の発達の長期ライブイメージング

蛹摘出後の ショウジョウバエ の蛹の脚の発達の長期ライブイメージング

でGFP標識タンパク質のイメージングを生きる

モザイク大人のライブイメージングのためのトマト/ GFP-FLP / FRT方法

蛹摘出後のショウジョウバエの蛹の脚の発達の長期ライブイメージング

蛹摘出後のショウジョウバエの蛹の脚の発達の長期ライブイメージング

蛹摘出後のショウジョウバエの蛹の脚の発達の長期ライブイメージング