Name: transcranial electrical brain stimulation in alert rodents
Uploaded: 2017-11-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 8 s
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この作品は、ドイツ研究振興協会 (DFG 日時 2740/3-1) によって支えられました。カスタムメイド tES セットアップと直流刺激装置の内製化は、フランク Huethe とトーマス ・ ギュンターをありがとうございます。

動物を含む研究、実験を開始する前に関連する (国別) の承認を受けなければなりません。EU ディレクティブ 2010/63/EU は、更新されたドイツの動物保護法によるとここで報告されるすべての動物実験を行った (&#34; Tierschutzgesetz &#34;) 2013 年 7 月および 2013 年 8 月の更新されたドイツの動物実験規制。動物のプロトコルは、地方自治体によって承認されている &#34; フライブルクの地域協議会の動物実験委員会 &#34;、&#34; 医療センター フライブルク大学の動物実験委員会 &#34;.
 1 計測の準備と手術材料 <ol><li> 図 1 に掲げる利用可能で手術のためすでに配置されているを確認してください。</li>。
	<li>シンの長方形プラチナ プレートの準備 (例えば 10 × 6 × 0.15 mm)、胸の皮下配置カウンター電極として、パンチ プレートの 2 つの正反対のコーナーで 2 つの小さな穴が</li>。
	<li>プラチナ プレート (穴なしのコーナーの 1 つに鉛フリー錫のはんだを使用した 〜 10 cm の長さの絶縁ケーブルをはんだ付けします</li>。
	<li>分離のはんだ付け継手に関する病理組織アクリル接着剤の小滴を適用します</li>。
</ol> 2。げっ歯類の手術に備えて <ol><li>齧歯類の研究数を代入し、準備手術でこれを注意してくださいカード</li>
	<li>、齧歯動物の重量を量る術カードの重量に注意します。(例えば、 ケタミン 100 mg/kg 体重とラットのキシラジン 70 mg/kg 体重) の注射麻酔薬の投与量を計算します</li>。
	麻酔薬の計算額の腹腔注入による <li>誘発麻酔 。
	注: 代わりに吸入麻酔を使用する場合 (例えば イソフルラン) ~ 4 %1 2 L/分の酸素の連続的な流れに誘導の商工会議所に齧歯類</li>。
	<li>チェック開始 5 分つま先ピンチ反射によって麻酔深度ポスト噴射。つま先ピンチ反射がまだ存在する場合に達すると初期投与量の 30% の注射による麻酔の深化と延長。
	<ol><li>麻酔の初期投与量の 30% を注入する必要があります実験で任意の時点でつま先ピンチ反射が返された場合です</li>。
		吸入麻酔を使用する場合 <li>誘導室で齧歯動物の姿勢反射の損失をしつま先ピンチ反射の欠如によって麻酔の深さを確認します。反射がまだ存在する場合は、麻酔室に期間を延長します。~1-1.5% イソフルランの維持濃度に到達するまで適応イソフルラン麻酔の深さの割合を全体の実験中です</li>。
		<li>減少を呼吸とあえぎの周波数が発生すると、齧歯類つま先ピンチ反射を回復または自発的な動きを示しています; 割合を下げる、吸入麻酔薬の割合を増やします</li>。
	</ol></li> <li>反射がないとすぐに研究室のベンチに齧歯類を配置または手でそれを保持します 。
	注: 吸入麻酔を使用している場合は、噴霧器に接続されているノズルを使用して (今 2-3%) の間継続的な削減イソフルラン フローを提供。</li>。
	<li>はラットに髪を削除 &#39; s 頭エリアを耳から耳まで削って、および、クリッパーでは、耳のすぐ後ろに吻側の目のレベルの間。鎖骨まで剣から前肢の間の領域を削って、胸の毛を削除します 。
	注: 張力の下で肌を保つ、シェービングが容易になります</li>。
	<li>角膜を保護するために眼軟膏のドロップでラットの目をカバーします</li>。
	<li>マーク ラット &#39; 割り当てられた研究数に応じて s 耳 。
	注: 研究の長さにもよります尾マークは十分な可能性があります、それ以外の場合、標準化された使途が望ましい</li>。
</ol> 3。手術: 胸部電極注入 注: 外部からベストと剃毛胸に対向電極を配置する場合、この手順をスキップできます。
<ol><li>場所 (胸元) 齧歯動物なりやすい操作テーブルの上です 。
	注: 場合吸入麻酔ラットを維持 &#39; s 鼻がさらに 1.5-2% のイソフルラン麻酔濃度を減らす麻酔ノズルに配置します</li>。
	<li>消毒消毒スプレーまたは、空気乾燥が防腐剤 (例えば、 エタノール 70%) に浸した綿棒で坊主の頭皮です。2 回繰り返します</li>。
	<li>中間の耳レベルに吻側の目線から 1行でメスで皮膚をカットします 。
	注: これは頭のてっぺんに向かって注入胸部電極から接続ケーブルのトンネルし、も DC 電極ソケット配置の希望カット</li>。
	<li>胸を露出するように仰臥位にラットを有効にします</li>。
	<li>3.2 で説明されているように胸の皮膚を消毒します</li>。
	<li>は、ティッシュ鉗子で右胸の横の皮膚を昇格および右腋窩から内側約 0.5 cm の小さなハサミでボタンホールをカットします。はさみで頭蓋の姿勢でまっすぐ矢状切口を行います</li>。
	<li>は、atraumatically 左大胸筋から皮膚の切断によって皮下の袋を形成します。そう繰り返し小さなはさみを開くことによって (または生理食塩水浸した綿棒).</li>
	<li>トンネルの恒常性の鉗子を用いた浅筋膜を貫通して胸のポーチに終了する首に沿って開かれた頭皮の後頭部左からケーブルのパスを右側を下に動物を有効にします</li>。
	<li>は、慎重に浮遊する鋭い線をさせず白金電極に接続されている電極ケーブルの端をつかむため恒常性の鉗子を開きます。電極にポーチ、齧歯動物の左後肢に向けてはんだ付けのポイントに入るまでは、トンネルを通ってケーブルを引き出します。腹臥位に戻って、齧歯動物を有効にします</li>。
	<li>角穴 (4-5 ノットは安定性のため推奨) に反対 2 で胸筋筋膜に無菌合成編組非吸収性縫合糸でプラチナ プレートを修正します</li>。
	<li>同様に筋膜組織のトンネルの入り口の手前のわずかなループを形成、緩い結び目によってケーブルに接続します</li>。
	<li>(同じ縫合材料は電極とケーブルも使用可能)、カットのサイズによっては 3-4 皮膚縫合で皮膚を閉じます</li>。
</ol> 4。手術: 帽状 tES ソケットの配置 <ol><li>定位脳手術フレームで動物の場所 。
	メモ: ~1.5-1% のメンテナンス イソフルラン流れに麻酔薬の濃度を下げると吸入麻酔を使用して場合は、つま先ピンチ反射、呼吸パターンを調整します</li>。
	<li>3.2 で説明されているように坊主の頭皮を消毒します</li>。
	<li>中間の耳レベルに吻側の目線から 1行でメスで皮膚をカットします 。
	注: 場合胸部電極 placem耳鼻咽喉科を行った、4.2 および 4.3 の手順が既に実行されています</li>。
	メスと徹底的に両側に骨膜 (頭蓋骨の結合組織) をこすり <li>コットンで拭き取るを入れ替えます。ブルドッグのクランプでカットの 4 つのコーナーで膠原病をこだわるし、手術フィールドを開いたままに横に垂らすことができます</li>。
	<li>適用 0.9% 食塩水骨表面と綿棒で組織をきれいにします。3% H 2 O 2 骨表面をきれい。組織との接触を避けてください。これによって骨はより徹底的に掃除し、骨から少量の出血を停止します。また、骨膜の残差が表示されます。綿棒を適度な圧力を適用することでこれらの残差を削除します 。
	注: 骨膜残差の除去により接着や骨に接着 tES ソケットの耐久性が高くなります。
	<ol><li>止め出血の場合骨ドリルを使用し、骨にわずかな圧力で 1-3 s のそれに触れます。この機械的手順がほとんどの場合に重要な加熱をせずに出血を停止しています。決して骨; 電気焼灼器を使用します。でも簡単なアプリケーションは、脳組織の損傷になります (電気焼灼器のみ使用してください傷組織の出血のため).</li>
	</ol></li> <li>固定ネジは、セットアップの順守を改善する、継手のねじサイズ ドリル ビットを選択します。事前手ドリルで掘削し、骨ドリルで若干垂直圧力アプリケーションにより、2 つの異なる骨プレートに 2 つのぎざぎざの穴を配置します。TES ソケットの目的の位置に近接をようにそれが電極にねじを妨げる可能性があります (例えば、 左一次運動皮質 tES の右正面と後部の頭頂部のネジの位置を選択) します</li>。
	<li>埋込カウンター電極の場合はり将来トンネルのケーブル固定用右後方の頭頂骨に位置する第 3 の穴</li>。
	<li>バリの穴にプラスチックのネジを置くし、ネジまで最初の摩擦を感じた。3 つの追加の 180 ° スクリュー ターンを実行します。スクリューの安定性のための鉗子でチェックし、ないタイトな十分な場合は 1 つのより多くのターンを追加します 。
	注: ラットのこれにより、ネジの配置を硬膜外硬膜や脳 (ねじの設計回転数が異なる場合があります) によって損なうことがなく。神経変性のしきい値を超える DC 電流密度でも病変の場所やネジの下程度ねじ配置しなかった混乱ないのでステンレスのネジを使用は現実的であります</li>。
	はんだごてと約 5 分間予熱 <li>ターンは右頭頂葉のねじ周り occipitally 組織トンネルを抜けたケーブルを風し、巻線の背後にある約 1 cm のケーブルを残して、それをカットします。メスのケーブルの端を慎重にワイヤーストリッパします</li>。
	<li>シアノ アクリル接着剤でネジや骨に息切れのケーブルを固定します</li>。
	<li>コネクタとカウンター電極ケーブルの裸線鉛フリーはんだの少量を適用し、錫はんだが溶けるまでコテの先を触れながら一緒に両方の前はんだ付け部分を押して両方を接続 (約 2-3 秒)。その後組織の損傷、ケーブルの過度の金属加熱を避けるためにすぐにはんだ付けのヒントを削除します</li>。
	<li>は曲がって、鋸歯状の先端の鉗子でカスタムした tES 電極ソケット ( 図 1 b 赤で) をピックアップし、ソケットの下縁にシアノ アクリル接着剤の薄い層を適用します。運動皮質と 4 mm 径のソケットを使用して上に設置、2 mm 前方で前から 2 mm 外側ソケット中点を配置します。この位置に矢状縫合で直接ソケットの内側縁の内側を終了し、尾の境界は前の高さで終わる必要があります。(ほとんどのシアノ アクリル接着剤硬化圧力によって) 骨に簡単にソケットを押します 。
	注: ソケットの真上に光源を配置することが簡単にソケットを配置します</li>。
	<li>(接着剤は反射するので光でチェック) でソケットの領域内で骨は接着剤の無料を確認します。接着剤の場合流出、ソケットを削除、メスと接着剤をこすり、手順 4.12</li>。
	<li>ソケットが場所にあり今後刺激エリア無料、接着剤の後はまず流体橋この場所で現在の分流につながる可能性を避けるためにシアノ アクリル接着剤の小さなドロップで周辺の組織にソケットの外側縁をシールします。刺激エリアへと流れ込む場合があります、あまりにも多くの接着剤は適用されません (この場合、4.12 の手順に戻る) です 。
	注: 刺激区域を接着剤の自由を保つ刺激面積の削減が電流密度を大幅に向上可能性がありますので重大である (A/m ²).</li>
	<li>シアノ アクリル接着剤ですべてのネジをカバーします</li>。
	<li>は、小さなシリコン チューブやガラスの二成分歯科アクリル セメントを混ぜます。それは粘性になると、すぐに骨にソケットの残りのボーダーを密封する歯科ヘラで適用します。刺激領域にアクリル セメントの任意のフローを避ける</li>。
	<li>最後にカバー全体の頭蓋骨、ネジ、カウンター電極ケーブル、ソケットまで &#8531; 歯科用アクリル セメント ソケットの。セメントが正しい粘度を持っているを確認: かどうかも流体に流れ周囲の組織へ難しい場合、それはそれを均等に分散することは困難です</li>。
	<li>すべての骨は覆われ、セメントが硬化するとき削除ブルドッグ クランプ; 皮膚既成セメントをタッチする必要がありますだけ縫合が必要ないように。(最初のカットはあまりにも長いと結合組織、筋が表示される場合は、3.12 の手順で説明するように縫合糸を適用する).</li>
	<li>カット肌の境界線を綿棒でヨウ素の 1 つの層を適用し、カルプロフェン (5 mg/kg 体重の痛み治療と流体交換 0.9% 生理食塩水 5 7.5 mL に溶解) を皮下注入します 。
	注: 吸入麻酔を使用している場合それをオフになりました</li>。
	齧歯類が目を覚まし、姿勢の安定性が復元されるまで、<li>が麻酔からの回復のため地球温暖化ボックスに齧歯類を配置します 。
	メモ: 確認動物 &#39; s 重量開発傷機関による毎日の州、および一般的な福利基準 &#39; s 推薦</li>。
</ol> 5。経頭蓋電気刺激プロシージャ 注: 麻酔 tES の効果に影響を与える、可能な限り警告齧歯動物での刺激を実行する勧めします。実験を開始する前に、少なくとも 5 日間 (頭と胸の傷の治癒) 回復する齧歯動物を許可します。実験後に実行できる以前の時点で外科胸の傷は最も過敏な; として、ベストと固定外部カウンター電極を使用する場合しかし、動物はいくつかの日のために電極のベストに慣れる必要があり、行動課題との干渉が発生する可能性が。
<ol><li>0.9% 生理食塩水と半分 tES 電極ソケットを記入し、空気の泡を削除します</li>。
	<li>します。フォア, tDCS セッションは常に塩素処理をチェックし、銀/塩化銀電極が再度塩素 (光沢のある銀面など)、必要な場合。Anodal tDCS セッション前に良好な伝導性の刺激の間ようにサンドペーパーで前の刺激から可能な余分な塩化銀沈殿物を削除します。TES 電極スクリュー キャップ ( 図 1 b、灰色部分) のネジします 。
	注意: 電気化学反応による刺激中に塩素化の枯渇し、有毒なビルドアップは再, tDCS セッション間電極を塩素消毒するため障害にはつながるが。これは組織の損傷を誘発します。刺激持続時間が 20 分に満たない場合、単一セッション内で再塩素処理は必要ありません</li>
	<li>は、頭の上の 2 つのコネクタにケーブルを接続 (anodal 刺激のため anodal のケーブルが接続されている反対だし, 刺激のため、スクリュー キャップのコネクタ). 
	注: 外部に設置カウンター電極を使用する場合カバー導電性ゲルと齧歯類の場所で対向電極 &#39; s 胸。これは簡単にする電極は、齧歯動物は刺激中に着ることができる小さい齧歯動物のベストの固定済みです</li>。
	<li>自由のための動きができるケージの上回転に接続されているケーブルと実験ケージに齧歯動物の場所</li>。
	<li>刺激をオンにし、(刺激強度、期間、時間上下ランプ) 刺激パラメーターを調整します</li>。
	<li>安全シャット ダウンと断線警報、市販の刺激装置を使用していないときに、一定の電流をチェックする回路メーター 。
	注: このセットアップで、刺激することができます適用されるパフォーマンスまたは行動のタスクのトレーニング中にします</li>。
	<li>刺激時にストレスの兆候や齧歯類の不快感を確認します</li>。
	<li>刺激終了後ケーブルを外し、頭に電極キャップをはずし、きれい、綿棒を使ってソケットを乾燥します。家庭環境に齧歯類を返したり、場合必要な行動手順を続行します</li>。
</ol>

<ol>
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A., Liebetanz, D., Birbaumer, N., Malinowska, M., Wesierska, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cumulative+benefits+of+frontal+transcranial+direct+current+stimulation+on+visuospatial+working+memory+training+and+skill+learning+in+rats.">Cumulative benefits of frontal transcranial direct current stimulation on visuospatial working memory training and skill learning in rats.</a> Neurobiol Learn Mem. 96 (3), 452-460 (2011).</li><li>Faraji, J., Gomez-Palacio-Schjetnan, A., Luczak, A., Metz, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+the+silence:+Bilateral+somatosensory+stimulation+enhances+skilled+movement+quality+and+neural+density+in+intact+behaving+rats.">Beyond the silence: Bilateral somatosensory stimulation enhances skilled movement quality and neural density in intact behaving rats.</a> Behav Brain Res. 253, 78-89 (2013).</li><li>Pikhovych, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+Direct+Current+Stimulation+Modulates+Neurogenesis+and+Microglia+Activation+in+the+Mouse+Brain.">Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Neurogenesis and Microglia Activation in the Mouse Brain.</a> Stem Cells In. , 1-10 (2016).</li><li>Rueger, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-session+transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS)+elicits+inflammatory+and+regenerative+processes+in+the+rat+brain.">Multi-session transcranial direct current stimulation (tDCS) elicits inflammatory and regenerative processes in the rat brain.</a> PloS one. 7 (8), e43776 (2012).</li><li>Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., K&#246;nig, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+limits+of+cathodal+transcranial+direct+current+stimulation+in+rats.">Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats.</a> Clinical Neurophysiol. 120 (6), 1161-1167 (2009).</li><li>Yoon, K. J., Oh, B. -. M., Kim, D. -. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+improvement+and+neuroplastic+effects+of+anodal+transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS)+delivered+1+day+vs.+1+week+after+cerebral+ischemia+in+rats.">Functional improvement and neuroplastic effects of anodal transcranial direct current stimulation (tDCS) delivered 1 day vs. 1 week after cerebral ischemia in rats.</a> Brain Res. 1452, 61-72 (2012).</li><li>Spezia Adachi, L. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exogenously+induced+brain+activation+regulates+neuronal+activity+by+top-down+modulation:+conceptualized+model+for+electrical+brain+stimulation.">Exogenously induced brain activation regulates neuronal activity by top-down modulation: conceptualized model for electrical brain stimulation.</a> Exp Brain Res. 233 (5), 1377-1389 (2015).</li><li>Jackson, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+parameter+considerations+of+anodal+transcranial+Direct+Current+Stimulation+in+rats.">Safety parameter considerations of anodal transcranial Direct Current Stimulation in rats.</a> Brain, behavior, and immunity. , (2017).</li><li>Ordek, G., Groth, J. D., Sahin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+ketamine/xylazine+anesthesia+on+the+cerebral+and+cerebellar+cortical+activities+in+the+rat.">Differential effects of ketamine/xylazine anesthesia on the cerebral and cerebellar cortical activities in the rat.</a> J Neurophysiol. 109 (5), 1435-1443 (2013).</li><li>Sykes, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differences+in+Motor+Evoked+Potentials+Induced+in+Rats+by+Transcranial+Magnetic+Stimulation+under+Two+Separate+Anesthetics:+Implications+for+Plasticity+Studies.">Differences in Motor Evoked Potentials Induced in Rats by Transcranial Magnetic Stimulation under Two Separate Anesthetics: Implications for Plasticity Studies.</a> Front Neural Circ. 10, 80 (2016).</li><li>Zhang, D. X., Levy, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ketamine+blocks+the+induction+of+LTP+at+the+lateral+entorhinal+cortex-dentate+gyrus+synapses.">Ketamine blocks the induction of LTP at the lateral entorhinal cortex-dentate gyrus synapses.</a> Brain Res. 593 (1), 124-127 (1992).</li></ol>

著者が明らかに何もありません。

このプロトコルでは、典型的な材料および警告の齧歯動物の後続刺激のためだけでなく、恒久的な tES セットアップの手術実現のための手順について説明します。概念的な面 (人間の条件、特定の頭脳の刺激の予想される効果との比較と同様に、いくつかの方法論的側面 (安全性と忍容性 tes の結果パラメーター) tES 実験、齧歯類の準備中考慮する必要は地域)。方法論的観点から注入された胸?...

脳の機能を研究し、動作を変更する、(tES) の脳に電流の経頭蓋管理は何十年も使用されています。もっと最近、適用する直接電流、または頻度の低い交流電流 (tACS、tRNS) そのまま頭蓋骨を非侵襲的で 2 つ以上の電極の使用 (anode(s) と cathode(s)) は、科学的・臨床的関心を得ています。特に、tDCS 健常者と脳神経疾患を持つ患者でより 33,200 セッションで使用されている、安全かつ簡単に、治療可能性と長期的な費用対効果のベッドサイド アプリケーションが浮上して1の行動の影響。これは明らかに高められた必要性と安全性の側面を含む機構の研究の科学的関心をもたらした。この記事は、刺激、tDCS の最もよく使用されるフォームに焦点を当てください。
種を渡って tDCS は皮質興奮性とシナプス可塑性を変調します。興奮性の変化は、ラットおよび猫2,3,4、神経の自発発火率の極性依存性の変化として、または人間とマウス (運動誘発電位 (MEP) 振幅の変化として報告されています。両方は anodal と減少した後, tDCS 後増加: 人間5,6;マウス7)。Anodal DC モーター皮質のシナプス伝達効率の増加または海馬シナプス体外数時間刺激または長い長期増強 (LTP) 後に、共同可塑性の前に与えられたり、特定の弱いシナプス入力とを適用刺激8,9,10、11,12を誘導します。に従って、運動や認知トレーニングの成功に刺激の利点は、しばしば明らかにのみかどうか tDCS は共同訓練8,13,14,15を適用します。これらの前の調査結果は、主に神経細胞の機能に帰因する間、こと非神経細胞 (グリア細胞) tDCS の機能効果にまた貢献するかもしれない注意必要があります。たとえば、アラート マウス16anodal tDCS にアストロ サイトの細胞内カルシウム濃度が増加しました。同様に、神経変性のしきい値電流密度で anodal tDCS はミクログリア17の線量依存アクティベーションを誘発しました。ただし、tDCS によるニューロン ・ グリア相互作用の変調はさらに具体的な調査必要があります。
撮影一緒に、動物の研究は明らかに興奮性と可塑性に Tdc の変調効果への理解を高度な。ただし、遅いと対照をなして人間 tDCS 研究の出版物の急激な増加との in vitroおよびin vivo での tES の基になるメカニズムの調査でマイナーな増加は「逆トランスレーショナルリサーチ ギャップ」観測動物モデル。また、tES の齧歯動物モデルが高い可変性 (帽状刺激する経皮からまで)、研究所全体で実行され、報告された刺激プロシージャは完全に透明な比較可能性を妨げて、頻繁にしないと注目の結果の解釈と同様、基礎研究データ。
ここでは、我々 は詳細にターゲットの可変性を最小限に抑えながら人間 tDCS 条件に翻訳をでき、繰り返し刺激することがなく、一次運動野、経頭蓋脳刺激セットアップの外科の実装を記述します。行動を妨げます。警告ラットにおける後続の tES のステップバイ ステップのプロトコルを提供しています。アラートの齧歯動物の tES の安全なアプリケーションの方法論的・概念的な側面を説明します。

<table><tbody><tr><td>Softasept N</td><td>B. Braun Melsungen AG,&lt;br/&gt; Melsungen, Deutschland</td><td>3887138</td><td>antiseptic agent</td></tr><tr><td>Ethanol 70 %</td><td>Carl Roth GmbH &amp;amp; Co. KG, Karlsruhe, Deutschland</td><td>T913.1</td><td></td></tr><tr><td>arched tip forceps</td><td>FST Fine science tools, Heidelberg, Deutschland</td><td>11071-10</td><td></td></tr><tr><td>Iris Forceps, 10cm, Straight, Serrated</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>15914</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel Handle #3, 13cm</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>500236</td><td></td></tr><tr><td>Standard Scalpel Blade #10</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>500239</td><td></td></tr><tr><td>Zelletten cellulose swabs</td><td>Lohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland</td><td>13349</td><td>5 x 4 cm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>AbbVie Deutschland GmbH &amp;amp; Co</td><td>N01AB06</td><td></td></tr><tr><td>Iris Scissors, 11.5cm, Straight</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>501758</td><td>small scissors</td></tr><tr><td>cotton swab/cotton buds</td><td>Carl Roth GmbH &amp;amp; Co. KG, Karlsruhe, Deutschland</td><td>EH12.1</td><td>Rotilabo</td></tr><tr><td>Kelly Hemostatic Forceps, 14cm, Straight</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>501241</td><td>surgical clamp</td></tr><tr><td>electrode plate (platinum)</td><td>custom made</td><td>Wissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland</td><td>10x6 mm, 0.15 mm thickness</td></tr><tr><td>insulated copper strands (~1 mm diameter)</td><td>Reichelt elektronik GmbH &amp;amp; Co. KG, Sande, Germany</td><td>LITZE BL</td><td>electrode cable</td></tr><tr><td>Weller EC 2002 M soldering station</td><td>Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany</td><td>EC2002M1D</td><td></td></tr><tr><td>Iso-Core EL 0,5 mm</td><td>FELDER GMBH L&amp;ouml;ttechnik, Oberhausen, Deutschland</td><td>20970510</td><td>lead free solder</td></tr><tr><td>MERSILENE Polyester Fiber Suture</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td><td>R871H</td><td>nonabsorbable braided suture, 4-0</td></tr><tr><td>Histoacryl</td><td>B. Braun Melsungen AG,&lt;br/&gt; Melsungen, Deutschland</td><td>9381104</td><td>cyanoacrylate</td></tr><tr><td>Ketamin 10%</td><td>Medistar GmbH, Germany</td><td>n/a</td><td>anesthetics</td></tr><tr><td>Rompun 2% (Xylazine)</td><td>Bayer GmbH, Germany</td><td>n/a</td><td>anesthetics</td></tr></tbody></table>

transcranial electrical brain stimulation in alert rodents

経頭蓋脳の電気的刺激は、大脳皮質興奮性、人間および齧歯動物の可塑性に調節することが。人間の刺激の最も一般的な形式は、経頭蓋直流電流刺激 (tDCS) です。頻度の少ない経頭蓋交流電流刺激 (tACS) または頭蓋雑音刺激 (tRNS)、事前定義された周波数範囲内でランダムに適用される電流を用いて tACS の特定のフォームが使用されます。実験的および臨床的目的の両方の人間の脳の非侵襲的電気的刺激の研究の増加動物の基礎、メカニズム、安全性研究のための高められた必要性をもたらした。ターゲット警告齧歯動物でモーターのシステムそのまま頭蓋骨を介して経頭蓋電気刺激 (tES) のモデルを説明します。プロトコルは、胸に注入されたカウンター電極と組み合わせて永久帽状電極ソケットの手術のセットアップの手順を説明します。帽状のソケットに刺激電極を配置すること、によって人間の tRNS、tACS、Tdc に匹敵する異なる電気刺激などを配信できます。また、アラートの齧歯動物の tES の実用的な手順を紹介しています。応用電流密度、刺激時間、および刺激の種類を実験のニーズに応じて選択できます。注意点、利点、およびこの設定の欠点は、安全性と忍容性の面だけでなく、議論が。

警告齧歯動物で信頼性の高い繰り返し tES のセットアップの説明の実装は、機構の実験、用量反応の研究、または行動のタスクを含む実験に簡単に統合できます。日には、(非侵襲的) tES を使用して動物の研究からのデータの比較は tES 刺激アップ研究室間の変動によって、刺激パラメーター (例えばで適用される様々 な電流密度の違いによって妨げられる法外?...

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Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

警告齧歯動物で経頭蓋脳の電気的刺激

このプロトコルでは、恒久的な帽状電極ソケットと齧歯動物に注入された胸電極の手術のセットアップについて説明します。ソケットに 2 つ目の電極を付けてそのまま頭蓋骨を介して警告動物のモーター システムを経頭蓋脳の電気的刺激の種類を配信できます。

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...

transcranial-electrical-brain-stimulation-in-alert-rodents

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.6K ビュー.  Albert-Ludwigs-University Freiburg. このプロトコルでは、恒久的な帽状電極ソケットと齧歯動物に注入された胸電極の手術のセットアップについて説明します。ソケットに 2 つ目の電極を付けてそのまま頭蓋骨を介して警告動物のモーター システムを経頭蓋脳の電気的刺激の種類を配信できます。

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Repetitive Transcranial Magnetic Stimulation to the Unilateral Hemisphere of Rat Brain

Previous rodent models of repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) adopted whole-brain stimulation instead of unilateral hemispheric rTMS, which is unlike the protocols used for human subjects. We report a successful application of rTMS to the unilateral hemisphere of rat brain. The rTMS was delivered with a low-frequency (1 Hz), high-frequency (20 Hz), or sham stimulation protocol to one side of the brain by using a small 25-mm figure-8 coil. We placed the center of the coil 1 cm lateral to the vertex on the biauricular line and angulated the coil 45&#176; to the ground to minimize a potential direct effect of rTMS on the contralateral cortex. We also used an in-house water cooling system to enable repetitive magnetic stimulation for more than 20 min, even at a 20-Hz stimulation frequency. Increases in the transcriptions of immediate early genes (Arc, Junb, and Egr2) were greater after rTMS than after sham stimulation. After 5 consecutive days of 20-min 1-Hz rTMS, bdnf mRNA expression was significantly higher in stimulated cortex than in contralateral side. The model presented herein will elucidate the molecular mechanisms of rTMS by allowing analysis of the inter-hemispheric difference in its effect.

We applied repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) to the unilateral hemisphere of rat brain, by placing a 25-mm figure-8 coil 1 cm lateral to the vertex on the biauricular line and angulating the coil by 45&#176;. An in-house water cooling system was used for rTMS for more than 20 min.

ラットの脳の片側半球に反復経頭蓋磁気刺激

Previous rodent models of repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) adopted whole-brain stimulation instead of unilateral hemispheric rTMS, ...

行動学

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

ワイヤレス、 In Vivo記録そして自由行動下ラットにおける神経活動の刺激のための双方向インタ フェース

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

げっ歯類での同時のfMRIと脳深部刺激

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

神経科学

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, dystonia or tremor. DBS is based on the delivery of electrical stimuli to specific deep anatomic structures of the central nervous system. However, the mechanisms underlying the effect of DBS remain enigmatic. This has led to an interest in investigating the impact of DBS in animal models, especially in rats. As DBS is a long-term therapy, research should be focused on molecular-genetic changes of neural circuits that occur several weeks after DBS. Long-term DBS in rats is challenging because the rats move around in their cage, which causes problems in keeping in place the wire leading from the head of the animal to the stimulator. Furthermore, target structures for stimulation in the rat brain are small and therefore electrodes cannot easily be placed at the required position. Thus, a set-up for long-lasting stimulation of rats using platinum/iridium electrodes with an impedance of about 1 M&#937; was developed for this study. An electrode with these specifications allows for not only adequate stimulation but also recording of deep brain structures to identify the target area for DBS. In our set-up, an electrode with a plug for the wire was embedded in dental cement with four anchoring screws secured onto the skull. The wire from the plug to the stimulator was protected by a stainless-steel spring. A swivel was connected to the circuit to prevent the wire from becoming tangled. Overall, this stimulation set-up offers a high degree of free mobility for the rat and enables the head plug, as well as the wire connection between the plug and the stimulator, to retain long-lasting strength.

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

微小電極は、長期的な脳深部刺激のためのラットの視床下核に電極の移植ガイド付き

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

慢性的な経頭蓋電気刺激およびラットの皮質内の記録

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for several neuropsychiatric diseases. The biological effects of tDCS are not fully understood, which is in part explained due to the difficulty in obtaining human brain tissue. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode allowing the study of the long-lasting biological effects of tDCS. In this experimental model, tDCS changes the cortical gene expression and offers a prominent contribution to the understanding of the rationale for its therapeutic use.

Transcranial Direct Current Stimulation tDCS in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a therapeutic technique proposed to treat psychiatric diseases. An animal model is essential for understanding the specific biological alterations evoked by tDCS. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode.

マウスにおける経頭蓋直流電流刺激 (tDCS)

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for ...

Establishment of Acute Pontine Infarction in Rats by Electrical Stimulation

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided here is a protocol for successfully establishing a rat model of acute pontine infarction. Rats weighing about 250 g are used, and a probe with an insulated sheath is injected into the pons using a stereotaxic apparatus. A lesion is produced by the electrical stimulation with a single pulse. The Longa score, Berderson score, and beam balance test are used to assess neurological deficits. Additionally, the adhesive-removal somatosensory test is used to determine sensorimotor function, and the limb placement test is used to evaluate proprioception. MRI scans are then used to assess the infarction in vivo, and TTC staining is used to confirm the infarction in vitro. Here, a successful infarction is identified that is located in the anterolateral basis of the rostral pons. In conclusion, a new method is described to establish an acute pontine infarction rat model.

Presented here is a protocol for establishing acute pontine infarction in a rat model via electrical stimulation with a single pulse.

電気刺激によるラットにおける急性ポンチン梗塞の確立

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided ...

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular functions of the brain and can adversely influence neurophysiological results. The use of awake animals for research studies is advantageous but poses the major challenge of keeping the animals calm and stationary to minimize motion artifacts throughout data acquisition. Awake imaging in smaller-sized rodents (e.g., mice) is very common but remains scant in rats as rats are bigger, stronger, and have a greater tendency to oppose movement restraints and head fixation over the long durations required for imaging. A new model of neuroimaging of awake, head-fixed rats using customized hand-sewn slings, 3D-printed head implants, head caps, and a headframe is described. The results acquired following a single trial of single-whisker stimulation suggest an increase in the intensity of the evoked functional response. The acquisition of the evoked functional response from awake, head-fixed rats is faster than that from anesthetized rats, reliable, reproducible, and can be used for repeated longitudinal studies.

A detailed new procedure for functional imaging of awake, head-fixed rats is described.

覚醒した頭部固定ラットのニューロイメージングのための頭部インプラント

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

低コストの脳波とミリサイズのコイルでマウスの脳を刺激

Low-Cost Electroencephalographic Recording System Combined with a Millimeter-Sized Coil to Transcranially Stimulate the Mouse Brain In Vivo

A low-cost electroencephalographic (EEG) recording system is proposed here to drive transcranial magnetic stimulation (TMS) of the mouse brain in vivo, utilizing a millimeter-sized coil. Using conventional screw electrodes combined with a custom-made, flexible, multielectrode array substrate, multi-site recording can be carried out from the mouse brain. In addition, we explain how a millimeter-sized coil is produced using low-cost equipment usually found in laboratories. Practical procedures for fabricating the flexible multielectrode array substrate and the surgical implantation technique for screw electrodes are also presented, which are necessary to produce low-noise EEG signals. Although the methodology is useful for recording from the brain of any small animal, the present report focuses on electrode implementation in an anesthetized mouse skull. Furthermore, this method can be easily extended to an awake small animal that is connected with tethered cables via a common adapter and fixed with a TMS device to the head during recording.The present version of the EEG-TMS system, which can include a maximum of 32 EEG channels (a device with 16 channels is presented as an example with fewer channels) and one TMS channel device, is described. Additionally, typical results obtained by the application of the EEG-TMS system to anesthetized mice are briefly reported.

著者スポットライト:ミリサイズコイルと組み合わせた低コストの脳波記録システムによるマウス脳の経頭蓋刺激 In vivo  

A low-cost electroencephalographic recording system combined with a millimeter-sized coil is proposed to drive transcranial magnetic stimulation of the mouse brain in vivo. Using conventional screw electrodes with a custom-made, flexible, multielectrode array substrate, multi-site recording can be carried out from the mouse brain in response to transcranial magnetic stimulation.

ミリサイズのコイルと組み合わせた低コスト脳波記録システムにより、マウス脳をin vivoで経頭的に刺激する

A low-cost electroencephalographic (EEG) recording system is proposed here to drive transcranial magnetic stimulation (TMS) of the mouse brain in vivo, ...

脳血流と電場のマッピング:マウスにおける電極配置

Placement of Extracranial Stimulating Electrodes and Measurement of Cerebral Blood Flow and Intracranial Electrical Fields in Anesthetized Mice

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and variations in the substrate supply to the brain. This paper describes a protocol for measuring CBF responses to transcranial alternating current stimulation (tACS). Dose-response curves are estimated both from the CBF change occurring with tACS (mA) and from the intracranial electric field (mV/mm). We estimate the intracranial electrical field based on the different amplitudes measured by glass microelectrodes within each side of the brain. In this paper, we describe the experimental setup, which involves using either bilateral laser Doppler (LD) probes or laser speckle imaging (LSI) to measure the CBF; as a result, this setup requires anesthesia for the electrode placement and stability. We present a correlation between the CBF response and the current as a function of age, showing a significantly larger response at higher currents (1.5 mA and 2.0 mA) in young control animals (12-14 weeks) compared to older animals (28-32 weeks) (p &lt; 0.005 difference). We also demonstrate a significant CBF response at electrical field strengths &lt;5 mV/mm, which is an important consideration for eventual human studies. These CBF responses are also strongly influenced by the use of anesthesia compared to awake animals, the respiration control (i.e., intubated vs. spontaneous breathing), systemic factors (i.e., CO2), and local conduction within the blood vessels, which is mediated by pericytes and endothelial cells. Likewise, more detailed imaging/recording techniques may limit the field size from the entire brain to only a small region. We describe the use of extracranial electrodes for applying tACS stimulation, including both homemade and commercial electrode designs for rodents, the concurrent measurement of the CBF and intracranial electrical field using bilateral glass DC recording electrodes, and the imaging approaches. We are currently applying these techniques to implement a closed-loop format for augmenting the CBF in animal models of Alzheimer's disease and stroke.

著者スポットライト:アルツハイマー病モデルにおける脳血流を改善するための刺激ベースのアプローチ 

We describe a protocol for assessing dose-response curves for extracranial stimulation in terms of brain electrical field measurements and a relevant biomarker-cerebral blood flow. Since this protocol involves invasive electrode placement into the brain, general anesthesia is needed, with spontaneous breathing preferred rather than controlled respirations.

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and ...

警告齧歯動物で経頭蓋脳の電気的刺激

要約

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ラットの脳の片側半球に反復経頭蓋磁気刺激

ワイヤレス、 In Vivo記録そして自由行動下ラットにおける神経活動の刺激のための双方向インタフェース

げっ歯類での同時のfMRIと脳深部刺激

微小電極は、長期的な脳深部刺激のためのラットの視床下核に電極の移植ガイド付き

慢性的な経頭蓋電気刺激およびラットの皮質内の記録

マウスにおける経頭蓋直流電流刺激 (tDCS)

電気刺激によるラットにおける急性ポンチン梗塞の確立

覚醒した頭部固定ラットのニューロイメージングのための頭部インプラント

ミリサイズのコイルと組み合わせた低コスト脳波記録システムにより、マウス脳をin vivoで経頭的に刺激する

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

警告齧歯動物で経頭蓋脳の電気的刺激

要約

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ラットの脳の片側半球に反復経頭蓋磁気刺激

ワイヤレス、 In Vivo記録そして自由行動下ラットにおける神経活動の刺激のための双方向インタ フェース

げっ歯類での同時のfMRIと脳深部刺激

微小電極は、長期的な脳深部刺激のためのラットの視床下核に電極の移植ガイド付き

慢性的な経頭蓋電気刺激およびラットの皮質内の記録

マウスにおける経頭蓋直流電流刺激 (tDCS)

電気刺激によるラットにおける急性ポンチン梗塞の確立

覚醒した頭部固定ラットのニューロイメージングのための頭部インプラント

ミリサイズのコイルと組み合わせた低コスト脳波記録システムにより、マウス脳をin vivoで経頭的に刺激する

麻酔マウスにおける頭蓋外刺激電極の配置と脳血流および頭蓋内電界の測定

ワイヤレス、 In Vivo記録そして自由行動下ラットにおける神経活動の刺激のための双方向インタフェース