Name: transcranial electrical brain stimulation in alert rodents
Uploaded: 2017-11-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 8 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents at JoVE.com

Questo lavoro è stato supportato dalla Fondazione di ricerca tedesco (DFG RE 2740/3-1). Ringraziamo Frank Huethe e Thomas Günther per la produzione in-House del set-up su misura tES e DC-stimolatore.

per la ricerca che coinvolgono gli animali, le approvazioni relative (specifico per paese) devono essere ottenute prima di iniziare gli esperimenti. Tutti gli esperimenti animali segnalati qui sono eseguiti secondo la direttiva 2010/63/UE, la legge di protezione animale tedesco aggiornato (&#34; Tierschutzgesetz &#34;) del luglio 2013 e il regolamento aggiornato ricerca animale tedesco dell'agosto 2013. Protocolli di animali sono stati approvati dalle autorità locali &#34; Commissione per la sperimentazione animale del Consiglio regionale di Freiburg &#34; e &#34; della Commissione per la sperimentazione animale dell'Università medica Center Friburgo &#34;.
 1. preparazione della strumentazione e materiale per la chirurgia <ol><li>assicurarsi che gli elementi elencati nella Figura 1 sono disponibili e già posizionato per chirurgia.</li>
	<li>Preparare una piastra rettangolare sottile di platino (ad esempio, 10 x 6 x 0,15 mm), che servirà come l'elettrodo contatore posizionato sottocute sul petto e due piccoli fori in due angoli opposti della piastra del punzone.</li>
	<li>Saldare un cavo isolato con una lunghezza di ~ 10 cm utilizzando una stagno-saldatura senza piombo a uno degli angoli (senza foro) della piastra platino.</li>
	<li>Applicare una piccola goccia di colla histo-acrilico sul giunto di saldatura per isolamento.</li>
</ol> 2. Preparazione del roditore per chirurgia <ol><li>assegnare un numero di studio per il roditore e notare che questo sul preparato chirurgia card.</li>
	<li>Pesare il roditore e annotare il peso sulla scheda di chirurgia. Calcolare la dose di anestetici di iniezione (ad es., ketamina 100 mg/kg di peso corporeo più xilazina 70 mg/kg di peso corporeo per i ratti).</li>
	<li>Indurre anestesia tramite l'iniezione intraperitoneale (i.p.) della quantità calcolata di anestetici. 
	Nota: Quando si utilizza invece l'anestesia per inalazione (ad es., isoflurano), posizionare il roditore in un'aula di induzione con flusso continuo di ~ 4% in 1-2 L/min di ossigeno.</li>
	<li>Controllo profondità dell'anestesia dal riflesso del pizzico di punta a partire 5 min dopo l'iniezione. Se il riflesso di pizzico di punta è ancora presente, raggiungere il prolungamento e l'approfondimento dell'anestesia tramite iniezione del 30% della dose iniziale.
	<ol><li>Se in qualsiasi momento nell'esperimento restituisce il riflesso di pizzico di punta, il 30% della dose iniziale di anestesia deve essere iniettato.</li>
		<li>Quando si utilizza l'anestesia per inalazione, guardare per la perdita del riflesso posturale del roditore nella camera di induzione e controllare la profondità dell'anestesia dalla mancanza di un riflesso di pizzico di punta. Se i riflessi sono ancora presenti, è possibile estendere la durata nella camera di anestesia. In tutto l'intero esperimento, adattare la percentuale di isoflurane alla profondità dell'anestesia fino a raggiungere una concentrazione di manutenzione di isoflurane ~1-1.5%.</li>
		<li>Quando la frequenza di respirazione diminuisce ansimante e si verifica, abbassare la percentuale; quando il roditore riacquista il riflesso di pizzico di punta o Mostra movimento spontaneo, aumentare la percentuale di inalazione anestetica.</li>
	</ol></li> <li>, Non appena i riflessi sono assenti, posizionare il roditore sul banco di laboratorio o tenerlo in mano. 
	Nota: Quando si utilizza l'anestesia per inalazione, fornire flusso costante ridotta isoflurano (ora tra 2-3%) utilizzando un ugello collegato al nebulizzatore.</li>
	<li>Rimuovere i capelli sul ratto &#39; testa di s con la rasatura della zona da orecchio a orecchio e tra il livello rostrale occhio appena dietro le orecchie con un clipper. Quindi rimuovere i peli sul petto con la rasatura della zona tra le zampe anteriori da xifoideo fino alle clavicole. 
	Nota: Mantenere la pelle in tensione facilita la rasatura.</li>
	<li>Coprire gli occhi del ratto con una goccia di unguento oculare per proteggere la cornea.</li>
	<li>Mark ratto &#39; orecchio s secondo il numero assegnato Studio. 
	Nota: A seconda della durata dello studio, un marchio di coda potrebbe essere sufficiente, altrimenti lo stanziamento standardizzato è preferibile.</li>
</ol> 3. Chirurgico: L'impianto petto elettrodo Nota: questo passaggio può essere ignorato quando il controelettrodo è posizionato esternamente sul petto rasato con un giubbotto di.
<ol><li>Posto il roditore incline (sul petto) sulla tabella di funzionamento. 
	Nota: In caso di anestesia per inalazione, ratto di tenere &#39; muso s inserito nella bocchetta di anestesia, riducendo ulteriormente la concentrazione di isoflurane 1.5-2%.</li>
	<li>Disinfettare il cuoio capelluto rasato con un disinfettante spray o con un tampone imbevuto di agente antisettico (per esempio etanolo 70%) e lasciare asciugare all'aria. Ripetere due volte.</li>
	<li>Tagliare la pelle con un bisturi in una sola riga dal livello rostrale occhio al livello dell'orecchio medio. 
	Nota: Questo permette per il tunneling del cavo dell'elettrodo impiantato petto verso la parte superiore della testa ed è anche il taglio desiderato per il posizionamento di presa elettrodo DCS.</li>
	<li>Girare il ratto alla posizione supina, in modo che il petto è esposto.</li>
	<li>Disinfettare la pelle del torace, come descritto al punto 3.2.</li>
	<li>Elevare la pelle laterale della cassa di destra con un forcipe del tessuto e tagliare un'asola con piccole forbici di circa 0,5 cm mediale da axilla di destra. Poi fate un taglio dritto sagittale orientamento cranica con le forbici.</li>
	<li>Formare una tasca sottocutanea di atraumatico scollegare la pelle dal muscolo pettorale del sinistro. Farlo aprendo ripetutamente le piccole forbici (o un batuffolo di cotone imbevuto di soluzione fisiologica).</li>
	<li>Girare l'animale sul suo lato destro al tunnel del percorso dei cavi dall'angolo occipitale sinistra della pelle testa aperta lungo il collo per uscire nel sacchetto pettorale penetrando la fascia superficiale usando il forcipe omeostatico.</li>
	<li>Aprire con cautela il forcipe omeostatico per afferrare l'estremità del cavo dell'elettrodo collegato all'elettrodo di platino senza fili taglienti di allontanarsi. Tirare il cavo attraverso il tunnel fino a quando l'elettrodo entra il sacchetto, orientato con il punto di saldatura verso l'arto posteriore sinistro di roditori. Riportare il roditore alla posizione prona.</li>
	<li>Fissare la piastra di platino con una sutura non assorbibile intrecciata sintetica sterile alla fascia pettorale presso i due opposti fori di angolo (4-5 nodi sono raccomandati per la stabilità).</li>
	<li>Allo stesso modo collegare il cavo alla fascia con un nodo sciolto, formando un ciclo leggero prima dell'ingresso del tunnel nel tessuto.</li>
	<li>Chiudere la pelle con 3-4 suture cutanee a seconda delle dimensioni del taglio (lo stesso materiale di sutura può essere utilizzato per quanto riguarda l'elettrodo e cavo).</li>
</ol> 4. Procedura chirurgica: Posizionamento del tES epicranica Socket <ol><li>posto l'animale in una cornice stereotassica. 
	Nota: Se usando l'anestesia per inalazione, abbassare la concentrazione di anestetico a un flusso di isoflurane manutenzione del ~1.5-1%, regolato per la punta pizzico reflex e il pattern respiratorio.</li>
	<li>Disinfettare il cuoio capelluto rasato come descritto al punto 3.2.</li>
	<li>Tagliare la pelle con un bisturi in una sola riga dal livello rostrale occhio al livello dell'orecchio medio. 
	Nota: Se il petto elettrodo placemENT è stata eseguita, già stata eseguita la procedura 4.2 e 4.3.</li>
	<li>Raschiare fuori il periostio (tessuto connettivo sul cranio) ai lati con il bisturi e accuratamente pulire con cotone scambia. Fissare il tessuto connettivo ai 4 angoli del taglio con morsetti bulldog e farli appendere lateralmente per mantenere il campo di chirurgia aperta.</li>
	<li>Soluzione fisiologica 0,9% applica per pulire la superficie dell'osso e dei tessuti con tamponi di cotone. Quindi pulire la superficie dell'osso con 3% H 2 O 2. Evitare il contatto con il tessuto. Con la presente l'osso è più accuratamente pulito e sanguinamento minore dall'osso verrà arrestato. Inoltre, i residui del periostio diventano visibili. Rimuovere questi residui con un batuffolo di cotone, applicare una pressione moderata. 
	Nota: La rimozione dei residui periostio aumenterà adesione e durata del socket tES incollato sull'osso.
	<ol><li>In caso di emorragia inarrestabile, utilizzare un trapano di osso e toccarlo per 1-3 e con una leggera pressione sull'osso. Nella maggior parte dei casi questa procedura meccanica si ferma l'emorragia senza riscaldamento significativo. Non usare mai l'elettrocauterio sull'osso; applicazione anche breve si tradurrà in danno di tessuto cerebrale (elettrocauterizzazione deve essere utilizzato esclusivamente per la ferita del tessuto sanguinante).</li>
	</ol></li> <li>Come viti di fissazione migliorerà l'aderenza di set-up, scegliete una punta di trivello la dimensione della vite di montaggio. Posizionare due fori della bava su due placche ossee differenti di pre-forare con un trapano a mano e quindi dall'applicazione di leggera pressione verticale con la punta dell'osso. Evitare la vicinanza nella posizione desiderata della presa tES, come esso potrebbe ostacolare avvittare l'elettrodo (ad es., per la sinistra tES corticale motore primario, scegliere posizione vite parietale destra frontale e posteriore).</li>
	<li>In caso di un elettrodo contatore impiantati, Bava un terzo foro situato nell'osso parietale posteriore di destra per la fissazione del futura del cavo con tunnel.</li>
	<li>Posizionare le viti di plastica nei fori della bava e avvitare fino a sentita il primo attrito. Quindi eseguire tre giri di vite ulteriori 180 °. Verifica con il forcipe per la stabilità della vite e aggiungere un altro giro se non abbastanza stretto. 
	Nota: Per i ratti adulti ciò garantirà epidurale posizionamento delle viti senza danneggiare la dura o il cervello (secondo il disegno del filetto di vite, il turno numero potrebbe variare). L'utilizzo di viti in acciaio inox anche dovrebbe essere fattibile, poiché anche a densità di corrente DCS sopra la soglia di neurodegenerazione, posizionamento delle viti ha fatto non perturbare le posizione della lesione o misura sotto le viti.</li>
	<li>Disabilita il saldatore e pre-riscaldare per circa 5 min. avvolgere il cavo di uscita del tunnel di tessuto occipitally intorno alla vite del parietale di destra e poi tagliarla, lasciando circa 1 cm cavo dietro l'avvolgimento. Striscia con attenzione l'isolante all'estremità del cavo con un bisturi.</li>
	<li>Fissare il cavo senza fiato per la vite e l'osso con colla cyanoacrylic.</li>
	<li>Applicare una piccola quantità di piombo stagno-saldatura per il connettore e i fili scoperti del cavo elettrodo contatore e collegare entrambi premendo brevemente entrambi parti pre-saldate insieme mentre si tocca la punta del saldatore fino a quando si scioglie la latta-saldatura (circa 2-3 s). Rimuovere la punta di saldatura immediatamente per evitare un riscaldamento eccessivo del metallo del cavo con danno tissutale conseguente.</li>
	<li>Pick up il socket di elettrodo personalizzato fatto tES ( Figura 1B, in rosso) con una pinza a punta piegata, seghettate e applicare un sottile strato di colla cyanoacrylic al bordo inferiore dello zoccolo. Per il posizionamento sopra la corteccia motoria e tramite un socket di diametro 4 mm, posizionare il punto di presa metà a 2 mm anteriore e laterale di 2 mm dal bregma. Per questa posizione, il bordo mediale interno del socket dovrebbe terminare direttamente con la sutura sagittale e il bordo caudale deve terminare all'altezza di bregma. Premere la presa brevemente sull'osso (la maggior parte cyanoacrylic Colle induriscono di pressione). 
	Nota: Posizionare una fonte di luce direttamente sopra la presa può facilitare immissione il socket.</li>
	<li>Assicurarsi che l'osso all'interno dell'area della presa è privo di colla (controllando con la luce perché la colla è riflettente). Nel caso di colla fuoriuscita, staccare la presa, raschiare la colla con il bisturi e ripetere il passaggio 4,12.</li>
	<li>Dopo la presa è a posto e la zona di stimolazione futuro è priva di colla, in primo luogo sigillare il bordo laterale del socket per il tessuto vicino con una piccola goccia di colla cyanoacrylic per evitare un ponte fluido che poteva portare allo smistamento di corrente in questa posizione. Non applicare colla troppo in quanto esso può confluire nell'area di stimolazione (in questo caso, tornare al passaggio 4,12). 
	Nota: Mantenere l'area di stimolazione libera di colla è fondamentale in quanto una riduzione dell'area di stimolazione potrebbe aumentare notevolmente la densità di corrente (A/m ²).</li>
	<li>Coprire tutte le viti con colla cyanoacrylic.</li>
	<li>Mescolare il cemento acrilico dentale due componenti in un tubo di silicone o vetro. Non appena diventa viscoso, applicare con una spatola dentale per sigillare i bordi restanti del socket per l'osso. Evitare qualsiasi flusso di cemento dentale acrilico in area di stimolazione.</li>
	<li>Infine coprire l'intero cranio, viti, Cavo elettrodo contatore e la presa fino a &#8531; della presa con cemento acrilico dentale. Assicurarsi che il cemento abbia la giusta viscosità: se troppo fluido, fluirà nel tessuto circostante; Se troppo duro è difficile per distribuirlo uniformemente.</li>
	<li>Quando tutti l'osso è coperto e il cemento è indurito, rimuovere i morsetti bulldog; la pelle deve toccare appena il cemento costruito affinché la sutura non è necessaria. (Se il taglio iniziale è stato scelto troppo lungo e il tessuto connettivo o muscolo è visibile, applicare una sutura come descritto al punto 3.12).</li>
	<li>Applicare uno strato di iodio con un tampone di cotone intorno al bordo del taglio pelle e iniettare per via sottocutanea carprofen (5 mg/kg di peso corporeo disciolti in 5-7.5 mL di soluzione fisiologica allo 0,9% per la sostituzione del fluido e trattamento di dolore). 
	Nota: Se si utilizza l'anestesia per inalazione, spegnerlo ora.</li>
	<li>Inserire il roditore in una casella scaldavivande per recupero dall'anestesia, fino a quando il roditore è sveglio e viene ripristinata la stabilità posturale. 
	Nota: Controllare l'animale &#39; sviluppo di peso s, ferita criteri statali e generale benessere tutti i giorni secondo l'istituzione &#39; raccomandazione s.</li>
</ol> 5. Procedura di stimolazione elettrica transcranica Nota: anestesia colpisce tES effetti, eseguire la stimolazione in roditori avvisi quando possibile è consigliabile. Consentire il roditore a recuperare per almeno 5 giorni (guarigione della ferita testa e torace) prima di iniziare gli esperimenti. Gli esperimenti possono essere eseguiti ai punti di tempo precedenti dopo l'intervento chirurgico quando si utilizza un elettrodo contatore esterno fissato con un gilet, come la ferita al petto è più irritabile; ma gli animali devono essere abituati al gilet elettrodo per diversi giorni e potrebbero verificarsi interferenze con mansioni comportamentistiche.
<ol><li>Riempire la presa di elettrodo tES metà con soluzione fisiologica allo 0,9% e rimuovere le bolle d'aria.</li>
	<li>EssereFore cathodal tDCS sessioni, sempre controllare la clorazione e se necessario (ad esempio una superficie d'argento lucida), ri-cloro l'elettrodo Ag/AgCl. Prima delle sessioni di tDCS anodica, rimuovere eventuali depositi di AgCl in eccesso da precedenti stimolazioni con carta vetrata per consentire buona conducibilità durante la stimolazione. Avvitare il tappo a vite elettrodo tES ( Figura 1B, pezzo grigio). 
	Attenzione: Il mancato ri-cloro l'elettrodo tra le sessioni cathodal tDCS porterà all'esaurimento di clorurazione durante la stimolazione e ad accumulo tossico di reazione elettrochimica. Questo può indurre danni ai tessuti. Ri-clorazione non è necessaria all'interno di una singola sessione se stimolazione durata è inferiore a 20 min.</li>
	<li>Collegare i cavi ai due connettori sulla testa (per stimolazione anodica, il cavo anodica sia collegato al connettore sul tappo a vite, per cathodal stimolazione, è opposto). 
	Nota: Quando si utilizza un elettrodo contatore posizionato esternamente, coprire il controelettrodo con gel conduttivo e posto il roditore &#39; petto s. Questo è più facile se l'elettrodo è prefissato in una posizione ideale in un piccolo roditore gilè, che il roditore può indossare durante la stimolazione.</li>
	<li>Luogo il roditore nella gabbia sperimentale, con i cavi collegato a un girevole sopra la gabbia che consente il libero movimento.</li>
	<li>Accendere lo stimolatore e regolare i parametri di stimolazione (intensità di stimolazione, durata, rampa su e giù per tempo).</li>
	<li>Quando non si utilizza un dispositivo di stimolazione disponibile in commercio con un arresto di sicurezza e allarme di sconnessione, includono un metro nel circuito per controllare il flusso di corrente costante. 
	Nota: Con questo set-up, stimolazione può essere applicata durante le prestazioni o la formazione di mansioni comportamentistiche.</li>
	<li>Controllare i segni di stress o disagio del roditore durante la stimolazione.</li>
	<li>Dopo la fine della stimolazione, scollegare i cavi, svitare il tappo di elettrodi sulla testa e pulire e asciugare la presa con un batuffolo di cotone. Tornare il roditore nell'ambiente domestico o procedere con una procedura del comportamento, se lo si desidera.</li>
</ol>

<ol>
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K., Jankord, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulating+Hippocampal+Plasticity+with+In+Vivo+Brain+Stimulation.">Modulating Hippocampal Plasticity with In Vivo Brain Stimulation.</a> J Neurosci. 35 (37), 12824-12832 (2015).</li><li>Wachter, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+direct+current+stimulation+induces+polarity-specific+changes+of+cortical+blood+perfusion+in+the+rat.">Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat.</a> Exp Neurol. 227 (2), 322-327 (2011).</li><li>Koo, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=After-effects+of+anodal+transcranial+direct+current+stimulation+on+the+excitability+of+the+motor+cortex+in+rats.">After-effects of anodal transcranial direct current stimulation on the excitability of the motor cortex in rats.</a> Rest Neurol Neurosci. 34 (5), 859-868 (2016).</li><li>Liebetanz, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=After-effects+of+transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS)+on+cortical+spreading+depression.">After-effects of transcranial direct current stimulation (tDCS) on cortical spreading depression.</a> Neurosci Lett. 398 (1-2), 85-90 (2006).</li><li>Fregni, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+transcranial+direct+current+stimulation+coupled+with+repetitive+electrical+stimulation+on+cortical+spreading+depression.">Effects of transcranial direct current stimulation coupled with repetitive electrical stimulation on cortical spreading depression.</a> Exp Neurol. 204 (1), 462-466 (2007).</li><li>Cambiaghi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flash+visual+evoked+potentials+in+mice+can+be+modulated+by+transcranial+direct+current+stimulation.">Flash visual evoked potentials in mice can be modulated by transcranial direct current stimulation.</a> Neurosci. 185, 161-165 (2011).</li><li>Dockery, C. A., Liebetanz, D., Birbaumer, N., Malinowska, M., Wesierska, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cumulative+benefits+of+frontal+transcranial+direct+current+stimulation+on+visuospatial+working+memory+training+and+skill+learning+in+rats.">Cumulative benefits of frontal transcranial direct current stimulation on visuospatial working memory training and skill learning in rats.</a> Neurobiol Learn Mem. 96 (3), 452-460 (2011).</li><li>Faraji, J., Gomez-Palacio-Schjetnan, A., Luczak, A., Metz, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+the+silence:+Bilateral+somatosensory+stimulation+enhances+skilled+movement+quality+and+neural+density+in+intact+behaving+rats.">Beyond the silence: Bilateral somatosensory stimulation enhances skilled movement quality and neural density in intact behaving rats.</a> Behav Brain Res. 253, 78-89 (2013).</li><li>Pikhovych, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+Direct+Current+Stimulation+Modulates+Neurogenesis+and+Microglia+Activation+in+the+Mouse+Brain.">Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Neurogenesis and Microglia Activation in the Mouse Brain.</a> Stem Cells In. , 1-10 (2016).</li><li>Rueger, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-session+transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS)+elicits+inflammatory+and+regenerative+processes+in+the+rat+brain.">Multi-session transcranial direct current stimulation (tDCS) elicits inflammatory and regenerative processes in the rat brain.</a> PloS one. 7 (8), e43776 (2012).</li><li>Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., K&#246;nig, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+limits+of+cathodal+transcranial+direct+current+stimulation+in+rats.">Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats.</a> Clinical Neurophysiol. 120 (6), 1161-1167 (2009).</li><li>Yoon, K. J., Oh, B. -. M., Kim, D. -. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+improvement+and+neuroplastic+effects+of+anodal+transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS)+delivered+1+day+vs.+1+week+after+cerebral+ischemia+in+rats.">Functional improvement and neuroplastic effects of anodal transcranial direct current stimulation (tDCS) delivered 1 day vs. 1 week after cerebral ischemia in rats.</a> Brain Res. 1452, 61-72 (2012).</li><li>Spezia Adachi, L. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exogenously+induced+brain+activation+regulates+neuronal+activity+by+top-down+modulation:+conceptualized+model+for+electrical+brain+stimulation.">Exogenously induced brain activation regulates neuronal activity by top-down modulation: conceptualized model for electrical brain stimulation.</a> Exp Brain Res. 233 (5), 1377-1389 (2015).</li><li>Jackson, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+parameter+considerations+of+anodal+transcranial+Direct+Current+Stimulation+in+rats.">Safety parameter considerations of anodal transcranial Direct Current Stimulation in rats.</a> Brain, behavior, and immunity. , (2017).</li><li>Ordek, G., Groth, J. D., Sahin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+ketamine/xylazine+anesthesia+on+the+cerebral+and+cerebellar+cortical+activities+in+the+rat.">Differential effects of ketamine/xylazine anesthesia on the cerebral and cerebellar cortical activities in the rat.</a> J Neurophysiol. 109 (5), 1435-1443 (2013).</li><li>Sykes, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differences+in+Motor+Evoked+Potentials+Induced+in+Rats+by+Transcranial+Magnetic+Stimulation+under+Two+Separate+Anesthetics:+Implications+for+Plasticity+Studies.">Differences in Motor Evoked Potentials Induced in Rats by Transcranial Magnetic Stimulation under Two Separate Anesthetics: Implications for Plasticity Studies.</a> Front Neural Circ. 10, 80 (2016).</li><li>Zhang, D. X., Levy, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ketamine+blocks+the+induction+of+LTP+at+the+lateral+entorhinal+cortex-dentate+gyrus+synapses.">Ketamine blocks the induction of LTP at the lateral entorhinal cortex-dentate gyrus synapses.</a> Brain Res. 593 (1), 124-127 (1992).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Questo protocollo descrive materiali tipici e procedure dettagliate per realizzazione chirurgica di un assetto permanente tES, nonché per stimolazione successiva in avvisi roditori. Durante la preparazione di un roditore tES sperimentare, diversi aspetti metodologici (sicurezza e tollerabilità di tES, parametro di risultato), nonché aspetti concettuali (comparabilità con la condizione umana, gli effetti previsti di stimolazione su un cervello particolare Regione) devono essere presi in considerazione. Da un punto di ...

L'amministrazione di transcranial di correnti elettriche al cervello (tES) è stato utilizzato per decenni per studiare la funzione del cervello e per modificare il comportamento. Più recentemente, l'applicazione diretta di correnti, o meno frequentemente correnti alternate (tACS e tRNS), non invasivo attraverso il cranio intatto mediante l'uso di due o più elettrodi (anode(s) e cathode(s)) ha guadagnato l'interesse scientifico e clinico. In particolare, tDCS è stato utilizzato in più di 33.200 sessioni in soggetti sani e pazienti con malattie neuropsichiatriche ed è emerso come un sicuro e facile, conveniente applicazione sul comodino, con potenziale terapeutico possibile, nonché a lunga durata effetti comportamentali1. Questo ha reso chiaramente la maggiore necessità e interesse scientifico per gli studi meccanicistici, compresi gli aspetti di sicurezza. Questo articolo si concentra sulla forma più comunemente usata di stimolazione, tDCS.
Tra le specie, tDCS modula l'eccitabilità corticale e plasticità sinaptica. Eccitabilità cambiamenti sono stati segnalati come alterazione di polarità-dipendente di tasso di infornamento di un neurone spontanea in ratti e gatti2,3,4, o cambiamenti nel motore ampiezze (MEP) potenziali evocate in esseri umani e topi ( entrambi aumentati dopo anodica e in diminuzione dopo tDCS cathodal: umano5,6; del mouse7). Anodica DCS aumentata efficacia sinaptica del motore corticale o hippocampal sinapsi in vitro per diverse ore dopo la stimolazione o potenziamento a lungo termine (LTP), quando co-applicato con un input sinaptico debole specifico o quando somministrato prima di una plasticità induzione della stimolazione8,9,10,11,12. Secondo, i benefici della stimolazione con successo di formazione motorie o cognitive spesso si rivelano solo se tDCS è co-applicata con formazione8,13,14,15. Mentre questi risultati precedenti sono principalmente attribuiti alle funzioni dei neuroni, si deve osservare che le cellule non neuronali (glia) possono anche contribuire agli effetti funzionali del TDC. Per esempio, livelli di calcio intracellulare astrocytic aumentato durante tDCS anodica in topi avviso16. Allo stesso modo, tDCS anodica a densità di corrente di sotto della soglia per la neurodegenerazione indotta un'attivazione dipendente dalla dose di microglia17. Tuttavia, la modulazione delle interazioni neuroni-glia di tDCS necessita di ulteriori indagini specifiche.
Presa insieme, animale ricerca avanzato chiaramente la nostra comprensione dell'effetto modulatory di tDCS sull'eccitabilità e plasticità. Tuttavia, c'è un observable "divario traslazionale inversa" nell'aumento esponenziale delle pubblicazioni di studi tDCS umana in contrasto con il lento e lieve incremento nelle indagini i meccanismi di tES in vitro e in vivo modelli animali. Inoltre, roditore tES modelli vengono eseguite con elevata variabilità in laboratori di ricerca (che vanno da transdermico epicranica stimolazione) e stimolazione segnalati procedure spesso non sono completamente trasparente che ostacolano la comparabilità e replicabilità di dati di ricerca di base, nonché l'interpretazione dei risultati.
Qui, descriviamo in dettaglio l'implementazione chirurgica di un assetto di stimolazione transcranica cervello targeting la corteccia motoria primaria, che consente la traduzione alla condizione umana tDCS, riducendo al minimo la variabilità e permette la stimolazione ripetuta senza ostacolando il comportamento. Viene fornito un protocollo passo-passo per successive tES in ratti avvisi. Aspetti metodologici e concettuali della applicazione sicura di tES in avvisi roditori sono discussi.

<table><tbody><tr><td>Softasept N</td><td>B. Braun Melsungen AG,&lt;br/&gt; Melsungen, Deutschland</td><td>3887138</td><td>antiseptic agent</td></tr><tr><td>Ethanol 70 %</td><td>Carl Roth GmbH &amp;amp; Co. KG, Karlsruhe, Deutschland</td><td>T913.1</td><td></td></tr><tr><td>arched tip forceps</td><td>FST Fine science tools, Heidelberg, Deutschland</td><td>11071-10</td><td></td></tr><tr><td>Iris Forceps, 10cm, Straight, Serrated</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>15914</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel Handle #3, 13cm</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>500236</td><td></td></tr><tr><td>Standard Scalpel Blade #10</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>500239</td><td></td></tr><tr><td>Zelletten cellulose swabs</td><td>Lohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland</td><td>13349</td><td>5 x 4 cm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>AbbVie Deutschland GmbH &amp;amp; Co</td><td>N01AB06</td><td></td></tr><tr><td>Iris Scissors, 11.5cm, Straight</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>501758</td><td>small scissors</td></tr><tr><td>cotton swab/cotton buds</td><td>Carl Roth GmbH &amp;amp; Co. KG, Karlsruhe, Deutschland</td><td>EH12.1</td><td>Rotilabo</td></tr><tr><td>Kelly Hemostatic Forceps, 14cm, Straight</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>501241</td><td>surgical clamp</td></tr><tr><td>electrode plate (platinum)</td><td>custom made</td><td>Wissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland</td><td>10x6 mm, 0.15 mm thickness</td></tr><tr><td>insulated copper strands (~1 mm diameter)</td><td>Reichelt elektronik GmbH &amp;amp; Co. KG, Sande, Germany</td><td>LITZE BL</td><td>electrode cable</td></tr><tr><td>Weller EC 2002 M soldering station</td><td>Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany</td><td>EC2002M1D</td><td></td></tr><tr><td>Iso-Core EL 0,5 mm</td><td>FELDER GMBH L&amp;ouml;ttechnik, Oberhausen, Deutschland</td><td>20970510</td><td>lead free solder</td></tr><tr><td>MERSILENE Polyester Fiber Suture</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td><td>R871H</td><td>nonabsorbable braided suture, 4-0</td></tr><tr><td>Histoacryl</td><td>B. Braun Melsungen AG,&lt;br/&gt; Melsungen, Deutschland</td><td>9381104</td><td>cyanoacrylate</td></tr><tr><td>Ketamin 10%</td><td>Medistar GmbH, Germany</td><td>n/a</td><td>anesthetics</td></tr><tr><td>Rompun 2% (Xylazine)</td><td>Bayer GmbH, Germany</td><td>n/a</td><td>anesthetics</td></tr></tbody></table>

transcranial electrical brain stimulation in alert rodents

Stimolazione elettrica cerebrale transcranica può modulare l'eccitabilità corticale e plasticità in esseri umani e roditori. La forma più comune di stimolazione in esseri umani è la stimolazione transcranica corrente continua (tDCS). Meno frequentemente, corrente alternata la stimolazione transcranica (TAC) o la stimolazione transcranica rumore casuale (tRNS), una forma specifica di TAC utilizzando una corrente elettrica applicata in modo casuale all'interno di una gamma di frequenza pre-definito, viene utilizzata. L'aumento della ricerca di stimolazione non invasiva elettrica del cervello in esseri umani, sia per scopi sperimentali e clinici, ha dato una maggiore necessità di studi di base, meccanicistico, sicurezza negli animali. Questo articolo descrive un modello di stimolazione elettrica cerebrale transcranica (tES) attraverso il cranio intatto il sistema motorio nei roditori avvisi di targeting. Il protocollo fornisce istruzioni dettagliate per il set-up chirurgico di un socket di elettrodo permanente epicranica combinato con un controelettrodo impiantato sul petto. Inserendo un elettrodo di stimolazione nella presa epicranica, tipi differenti di stimolazione elettrica, paragonabili a tDCS tACS e tRNS in esseri umani, possono essere consegnati. Inoltre, vengono introdotti i passaggi pratici per tES in avvisi roditori. La densità di corrente applicata, la stimolazione durata e tipo di stimolazione possono essere scelti a seconda delle esigenze sperimentali. Le avvertenze, i vantaggi e gli svantaggi di questo set-up sono discusse, così come aspetti di tollerabilità e sicurezza.

L'implementazione descritta di un set-up per tES affidabile ripetuta nei roditori avvisi sono facilmente integrabili in meccanicistici esperimenti, studi di dose-risposta o esperimenti tra cui mansioni comportamentistiche. Ad oggi, la comparabilità dei dati dagli studi sugli animali usando tES (non invasiva) è ostacolata dalla variabilità delle configurazioni di stimolazione tES tra laboratori e da differenze nei parametri di stimolazione (ad es., varie densità di corrente ap...

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Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

Stimolazione elettrica cerebrale transcranica in roditori avvisi

Questo protocollo descrive un set-up chirurgico per un socket di elettrodo epicranica permanente e un elettrodo impiantato in roditori. Inserendo un secondo elettrodo nella presa, diversi tipi di stimolazione elettrica cerebrale transcranica possono essere consegnati per il sistema motorio in allerta animali attraverso il cranio intatto.

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...

transcranial-electrical-brain-stimulation-in-alert-rodents

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.6K Views.  Albert-Ludwigs-University Freiburg. Questo protocollo descrive un set-up chirurgico per un socket di elettrodo epicranica permanente e un elettrodo impiantato in roditori. Inserendo un secondo elettrodo nella presa, diversi tipi di stimolazione elettrica cerebrale transcranica possono essere consegnati per il sistema motorio in allerta animali attraverso il cranio intatto.

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Repetitive Transcranial Magnetic Stimulation to the Unilateral Hemisphere of Rat Brain

Previous rodent models of repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) adopted whole-brain stimulation instead of unilateral hemispheric rTMS, which is unlike the protocols used for human subjects. We report a successful application of rTMS to the unilateral hemisphere of rat brain. The rTMS was delivered with a low-frequency (1 Hz), high-frequency (20 Hz), or sham stimulation protocol to one side of the brain by using a small 25-mm figure-8 coil. We placed the center of the coil 1 cm lateral to the vertex on the biauricular line and angulated the coil 45&#176; to the ground to minimize a potential direct effect of rTMS on the contralateral cortex. We also used an in-house water cooling system to enable repetitive magnetic stimulation for more than 20 min, even at a 20-Hz stimulation frequency. Increases in the transcriptions of immediate early genes (Arc, Junb, and Egr2) were greater after rTMS than after sham stimulation. After 5 consecutive days of 20-min 1-Hz rTMS, bdnf mRNA expression was significantly higher in stimulated cortex than in contralateral side. The model presented herein will elucidate the molecular mechanisms of rTMS by allowing analysis of the inter-hemispheric difference in its effect.

We applied repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) to the unilateral hemisphere of rat brain, by placing a 25-mm figure-8 coil 1 cm lateral to the vertex on the biauricular line and angulating the coil by 45&#176;. An in-house water cooling system was used for rTMS for more than 20 min.

Repetitive stimolazione magnetica transcranica al unilaterale emisfero del cervello di ratto

Previous rodent models of repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) adopted whole-brain stimulation instead of unilateral hemispheric rTMS, ...

Ricerca

Comportamento

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

Una connessione Wireless, interfaccia bidirezionale per registrazione In Vivo e la stimolazione dell'attività neurale a comportarsi liberamente ratti

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

La stimolazione cerebrale profonda con simultanea fMRI in Roditori

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Neuroscienze

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, dystonia or tremor. DBS is based on the delivery of electrical stimuli to specific deep anatomic structures of the central nervous system. However, the mechanisms underlying the effect of DBS remain enigmatic. This has led to an interest in investigating the impact of DBS in animal models, especially in rats. As DBS is a long-term therapy, research should be focused on molecular-genetic changes of neural circuits that occur several weeks after DBS. Long-term DBS in rats is challenging because the rats move around in their cage, which causes problems in keeping in place the wire leading from the head of the animal to the stimulator. Furthermore, target structures for stimulation in the rat brain are small and therefore electrodes cannot easily be placed at the required position. Thus, a set-up for long-lasting stimulation of rats using platinum/iridium electrodes with an impedance of about 1 M&#937; was developed for this study. An electrode with these specifications allows for not only adequate stimulation but also recording of deep brain structures to identify the target area for DBS. In our set-up, an electrode with a plug for the wire was embedded in dental cement with four anchoring screws secured onto the skull. The wire from the plug to the stimulator was protected by a stainless-steel spring. A swivel was connected to the circuit to prevent the wire from becoming tangled. Overall, this stimulation set-up offers a high degree of free mobility for the rat and enables the head plug, as well as the wire connection between the plug and the stimulator, to retain long-lasting strength.

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Microelettrodo guidata impianto di elettrodi nel subtalamico Nucleo di Ratti per lungo termine stimolazione cerebrale profonda

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

Stimolazione elettrica transcranica cronica e registrazione intracorticale in ratti

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for several neuropsychiatric diseases. The biological effects of tDCS are not fully understood, which is in part explained due to the difficulty in obtaining human brain tissue. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode allowing the study of the long-lasting biological effects of tDCS. In this experimental model, tDCS changes the cortical gene expression and offers a prominent contribution to the understanding of the rationale for its therapeutic use.

Transcranial Direct Current Stimulation tDCS in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a therapeutic technique proposed to treat psychiatric diseases. An animal model is essential for understanding the specific biological alterations evoked by tDCS. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode.

Stimolazione transcranica corrente continua (tDCS) in topi

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for ...

Establishment of Acute Pontine Infarction in Rats by Electrical Stimulation

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided here is a protocol for successfully establishing a rat model of acute pontine infarction. Rats weighing about 250 g are used, and a probe with an insulated sheath is injected into the pons using a stereotaxic apparatus. A lesion is produced by the electrical stimulation with a single pulse. The Longa score, Berderson score, and beam balance test are used to assess neurological deficits. Additionally, the adhesive-removal somatosensory test is used to determine sensorimotor function, and the limb placement test is used to evaluate proprioception. MRI scans are then used to assess the infarction in vivo, and TTC staining is used to confirm the infarction in vitro. Here, a successful infarction is identified that is located in the anterolateral basis of the rostral pons. In conclusion, a new method is described to establish an acute pontine infarction rat model.

Presented here is a protocol for establishing acute pontine infarction in a rat model via electrical stimulation with a single pulse.

Istituzione dell'infarto pontino acuto nei ratti mediante stimolazione elettrica

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided ...

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular functions of the brain and can adversely influence neurophysiological results. The use of awake animals for research studies is advantageous but poses the major challenge of keeping the animals calm and stationary to minimize motion artifacts throughout data acquisition. Awake imaging in smaller-sized rodents (e.g., mice) is very common but remains scant in rats as rats are bigger, stronger, and have a greater tendency to oppose movement restraints and head fixation over the long durations required for imaging. A new model of neuroimaging of awake, head-fixed rats using customized hand-sewn slings, 3D-printed head implants, head caps, and a headframe is described. The results acquired following a single trial of single-whisker stimulation suggest an increase in the intensity of the evoked functional response. The acquisition of the evoked functional response from awake, head-fixed rats is faster than that from anesthetized rats, reliable, reproducible, and can be used for repeated longitudinal studies.

A detailed new procedure for functional imaging of awake, head-fixed rats is described.

Protesi alla testa per il neuroimaging di ratti svegli e fissati con la testa

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

Stimolazione del cervello del topo con un EEG a basso costo e una bobina di dimensioni millimetriche

Low-Cost Electroencephalographic Recording System Combined with a Millimeter-Sized Coil to Transcranially Stimulate the Mouse Brain In Vivo

A low-cost electroencephalographic (EEG) recording system is proposed here to drive transcranial magnetic stimulation (TMS) of the mouse brain in vivo, utilizing a millimeter-sized coil. Using conventional screw electrodes combined with a custom-made, flexible, multielectrode array substrate, multi-site recording can be carried out from the mouse brain. In addition, we explain how a millimeter-sized coil is produced using low-cost equipment usually found in laboratories. Practical procedures for fabricating the flexible multielectrode array substrate and the surgical implantation technique for screw electrodes are also presented, which are necessary to produce low-noise EEG signals. Although the methodology is useful for recording from the brain of any small animal, the present report focuses on electrode implementation in an anesthetized mouse skull. Furthermore, this method can be easily extended to an awake small animal that is connected with tethered cables via a common adapter and fixed with a TMS device to the head during recording.The present version of the EEG-TMS system, which can include a maximum of 32 EEG channels (a device with 16 channels is presented as an example with fewer channels) and one TMS channel device, is described. Additionally, typical results obtained by the application of the EEG-TMS system to anesthetized mice are briefly reported.

Autore in primo piano: Sistema di registrazione elettroencefalografica a basso costo combinato con una bobina di dimensioni millimetriche per stimolare transcranicamente il cervello del topo in vivo  

A low-cost electroencephalographic recording system combined with a millimeter-sized coil is proposed to drive transcranial magnetic stimulation of the mouse brain in vivo. Using conventional screw electrodes with a custom-made, flexible, multielectrode array substrate, multi-site recording can be carried out from the mouse brain in response to transcranial magnetic stimulation.

Sistema di registrazione elettroencefalografica a basso costo combinato con una bobina di dimensioni millimetriche per stimolare transcranicamente il cervello del topo in vivo

A low-cost electroencephalographic (EEG) recording system is proposed here to drive transcranial magnetic stimulation (TMS) of the mouse brain in vivo, ...

Mappatura del flusso sanguigno cerebrale e dei campi elettrici: posizionamento degli elettrodi nei topi

Placement of Extracranial Stimulating Electrodes and Measurement of Cerebral Blood Flow and Intracranial Electrical Fields in Anesthetized Mice

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and variations in the substrate supply to the brain. This paper describes a protocol for measuring CBF responses to transcranial alternating current stimulation (tACS). Dose-response curves are estimated both from the CBF change occurring with tACS (mA) and from the intracranial electric field (mV/mm). We estimate the intracranial electrical field based on the different amplitudes measured by glass microelectrodes within each side of the brain. In this paper, we describe the experimental setup, which involves using either bilateral laser Doppler (LD) probes or laser speckle imaging (LSI) to measure the CBF; as a result, this setup requires anesthesia for the electrode placement and stability. We present a correlation between the CBF response and the current as a function of age, showing a significantly larger response at higher currents (1.5 mA and 2.0 mA) in young control animals (12-14 weeks) compared to older animals (28-32 weeks) (p &lt; 0.005 difference). We also demonstrate a significant CBF response at electrical field strengths &lt;5 mV/mm, which is an important consideration for eventual human studies. These CBF responses are also strongly influenced by the use of anesthesia compared to awake animals, the respiration control (i.e., intubated vs. spontaneous breathing), systemic factors (i.e., CO2), and local conduction within the blood vessels, which is mediated by pericytes and endothelial cells. Likewise, more detailed imaging/recording techniques may limit the field size from the entire brain to only a small region. We describe the use of extracranial electrodes for applying tACS stimulation, including both homemade and commercial electrode designs for rodents, the concurrent measurement of the CBF and intracranial electrical field using bilateral glass DC recording electrodes, and the imaging approaches. We are currently applying these techniques to implement a closed-loop format for augmenting the CBF in animal models of Alzheimer's disease and stroke.

Autore in primo piano: Approccio basato sulla stimolazione per migliorare il flusso sanguigno cerebrale nel modello di Alzheimer 

We describe a protocol for assessing dose-response curves for extracranial stimulation in terms of brain electrical field measurements and a relevant biomarker-cerebral blood flow. Since this protocol involves invasive electrode placement into the brain, general anesthesia is needed, with spontaneous breathing preferred rather than controlled respirations.

Posizionamento di elettrodi stimolanti extracranici e misurazione del flusso sanguigno cerebrale e dei campi elettrici intracranici in topi anestetizzati

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and ...