Name: transcranial electrical brain stimulation in alert rodents
Uploaded: 2017-11-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 8 s
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Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG RE 2740/3-1) unterstützt. Wir danken Frank Huethe und Thomas Günther für die Eigenproduktion von maßgeschneiderten tES auf- und DC-Stimulator.

für die Forschung mit Tieren, die relevanten Genehmigungen (länderspezifisch) müssen vor Beginn der Experimente eingeholt werden. Alle Tierversuche hier berichtet erfolgt gemäß der EU Richtlinie 2010/63/EU, die aktualisierte deutsche Tierschutzgesetz (&#34; Tierschutzgesetz &#34;) vom Juli 2013, und die aktualisierte deutsche Tierforschung Vorschriften des August 2013. Tierische Protokolle von den örtlichen Behörden genehmigt worden &#34; Kommission für Tier-Experimente der Freiburger Rat &#34; und &#34; Kommission für Tier-Experimente an das Universitätsklinikum Freiburg &#34;.
 1. Vorbereitung der Instrumentation und Material für Chirurgie <ol><li>stellen sicher, dass die in Abbildung 1 aufgeführten Elemente verfügbar und bereits platzierten für Chirurgie sind.</li>
	<li>Eine dünne rechteckige Platin-Platte vorbereiten (z. B. 10 x 6 x 0,15 mm), die dienen als Gegenelektrode subkutan auf die Brust gelegt, und zwei kleine Löcher in zwei gegenüberliegenden Ecken der Platte.</li>
	<li>Löten ein isoliertes Kabel mit einer Länge von ca. 10 cm mit ein bleifreies Lötzinn an einer der Ecken (ohne Loch) der Platin-Platte.</li>
	<li>Tragen einen kleinen Tropfen des Histo-Acryl-Klebstoff auf die Lötstelle zur Isolierung.</li>
</ol> 2. Vorbereitung des Nagers für Chirurgie <ol><li>weist eine Studie Nummer zu der Nager und beachten Sie diese auf die vorbereiteten Operation Card</li>
	<li>Wiegen das Nagetier und beachten Sie das Gewicht auf der Chirurgie-Karte. Berechnen Sie die Dosis von Injektion Anästhetika (z. B. Ketamin 100 mg/kg Körpergewicht plus Xylazin 70 mg/kg Körpergewicht für Ratten).</li>
	<li>Induzieren Anästhesie durch intraperitoneale (i.p.) Injektion von den berechneten Betrag von Anästhetika. 
	Hinweis: Bei Inhalation Anästhesie statt (z. B. Isofluran), legen Sie das Nagetier in eine Induktion-Kammer mit kontinuierlichen Strom von ~ 4 % in 1-2 L/min Sauerstoff.</li>
	<li>Check-Tiefe der Narkose reflexartig die Zehen Prise ab 5 min post Injektion. Wenn der Zeh Prise Reflex noch vorhanden ist, zu erreichen, Verlängerung und Vertiefung der Narkose durch Injektion von 30 % der Anfangsdosis.
	<ol><li>Zu jedem Zeitpunkt in das Experiment der Zehe Prise Reflex zurück, sollten 30 % der Anfangsdosis von Betäubung injiziert werden.</li>
		<li>Bei Inhalation Anästhesie, Verlust der posturalen Reflex der Nager in der Induktion Kammer suchen und überprüfen Sie die Tiefe der Narkose durch den Mangel an einer Zehe Prise Reflex. Wenn Reflexe noch vorhanden sind, verlängern Sie die Dauer in der Anästhesie-Kammer. Während das ganze Experiment, anpassen den Prozentsatz von Isofluran in die Tiefe der Narkose bis zum Erreichen einer Wartung Konzentration von ~1-1.5% Isoflurane.</li>
		<li>Tritt die Häufigkeit der Atmung sinkt und keuchend, senken den Prozentsatz; wenn das Nagetier die Zehe Prise Reflex gewinnt oder spontane Bewegung zeigt, Erhöhung des Anteils der Inhalation Narkose.</li>
	</ol></li> <li>Als Reflexe fehlen, legen Sie das Nagetier auf dem Labortisch oder halten Sie es in der hand. 
	Hinweis: Bei der Verwendung von Inhalation Anästhesie zur Verfügung stellen, weiter reduzierte Isofluran (jetzt zwischen 2-3 %) mittels einer Düse mit dem Vernebler verbunden.</li>
	<li>Entfernen die Haare auf die Ratte &#39; Kopf durch das Rasieren der Gegend von Ohr zu Ohr und zwischen die rostral Augenhöhe auf knapp hinter den Ohren mit einer Haarschneidemaschine. Entfernen Sie dann die Haare auf der Brust durch das Rasieren des Bereich zwischen die Vorderbeine aus dem Xiphoid bis die Schlüsselbeine. 
	Hinweis: Halten Sie die Haut unter Spannung erleichtert die Rasur.</li>
	<li>Decken die Augen der Ratte mit einem Tropfen Augensalbe, die Hornhaut zu schützen.</li>
	<li>Markieren die Ratte &#39; s Ohr entsprechend der Anzahl der zugewiesenen Studie. 
	Hinweis: Abhängig von der Länge der Studie, eine Rute Mark könnten ausreichen, ansonsten standardisierten Zweckbindung vorzuziehen ist.</li>
</ol> 3. Chirurgischer Eingriff: Brust Elektrode Implantation Hinweis: dieser Schritt kann übersprungen werden, wenn die Gegenelektrode extern auf die rasierte Brust mit einer Weste platziert wird.
<ol><li>Ort der Nager anfällig (auf der Brust) auf dem OP-Tisch. 
	Hinweis: Im Falle einer Inhalation Anästhesie, halten die Ratte &#39; s Schnauze platziert in der Anästhesie-Düse, die Isofluran Konzentration auf 1,5-2 % weiter zu reduzieren.</li>
	<li>Desinfizieren den rasierten Scalp mit einem Desinfektionsspray oder mit einem Tupfer getränkt in Antiseptikum (z. B. Ethanol 70 %) und an der Luft trocknen lassen. Zwei Mal wiederholen.</li>
	<li>Schneiden Sie die Haut mit einem Skalpell in einer Linie von der Höhlung Augenhöhe zu Mitte Ohrhöhe. 
	Hinweis: Dies ermöglicht für den Tunnelbau des Anschlusskabels aus der implantierten Brust-Elektrode an der Spitze des Kopfes und auch den gewünschten Schnitt für die Platzierung der DCS Elektrode Socket.</li>
	<li>Die Ratte, Rückenlage, so drehen, dass die Brust ausgesetzt ist.</li>
	<li>Der Haut der Brust zu desinfizieren, wie unter Schritt 3.2.</li>
	<li>Erhöhen die laterale Haut der rechten Brust mit einem Gewebe-Zangen und schneiden ein Knopfloch mit einer kleinen Schere von ca. 0,5 cm medial aus der rechten Achselhöhle. Dann machen Sie einen gerade sagittalen Schnitt im kranialen Ausrichtung mit der Schere.</li>
	<li>Bilden eine subkutane Tasche von atraumatisch trennen die Haut von dem linken großen Brustmuskel. Tun Sie dies, indem immer wieder öffnen die kleine Schere (oder eine Kochsalzlösung getränkten Wattestäbchen).</li>
	<li>Drehen Sie das Tier auf der rechten Seite den Kabel weg vom okzipitalen links geöffnete Kopfhaut entlang den Hals in die Brust Tasche verlassen durch Eindringen der oberflächlichen Faszie mit homöostatischen Pinzette getunnelt.</li>
	<li>Öffnen Sie vorsichtig die homöostatische Zange um das Ende der Elektrodenkabel der Platin-Elektrode ohne scharfen Drähte zum Irrenden erklärt greifen. Ziehen Sie das Kabel durch den Tunnel, bis die Elektrode den Beutel, ausgerichtet mit der Lötstelle in Richtung der linken Megalosauridae Nagetiere tritt. Drehen Sie das Nagetier zurück auf die Bauchlage.</li>
	<li>Platin-Platte mit einer sterilen synthetische geflochtene nicht resorbierbaren Naht, die pectoralen Faszie zu beheben, an den beiden gegenüberliegenden Ecke Löcher (4-5 Knoten sind empfohlen für Stabilität).</li>
	<li>In ähnlicher Weise schließen Sie das Kabel an die Faszie mit einem lockeren Knoten bilden eine kleine Schleife vor dem Eingang des Tunnels Gewebe.</li>
	<li>In der Nähe der Haut mit 3-4 kutane Nähte abhängig von der Größe des Schnittes (das gleiche Nahtmaterial kann die Elektrode und Kabel verwendet werden).</li>
</ol> 4. Chirurgischer Eingriff: Platzierung des Epicranial tES Sockel <ol><li>Ort das Tier in einem stereotaktischen Rahmen. 
	Hinweis: Wenn mit Inhalation Anästhesie, senken die Konzentration des Betäubungsmittels zu einem Wartung Isofluran ~1.5-1 %, angepasst auf die Zehe Prise Reflex und Atemmuster.</li>
	<li>Den rasierten Scalp zu desinfizieren, wie unter Schritt 3.2.</li>
	<li>Schneiden Sie die Haut mit einem Skalpell in einer Linie von der Höhlung Augenhöhe zu Mitte Ohrhöhe. 
	Hinweis: Wenn die Brust Elektrode PlacemHNO durchgeführt wurde, 4.2 und 4.3 Schritte bereits durchgeführt wurden.</li>
	<li>Kratzen aus der Knochenhaut (Bindegewebe am Schädel) an den Seiten mit dem Skalpell und gründlich abwischen mit Baumwolle tauscht. Das Bindegewebe an den 4 Ecken des Schnittes mit Bulldog Klammern fixieren und lassen Sie sie seitlich hängen, um das OP-Feld offen zu halten.</li>
	<li>Anwenden 0,9 % Kochsalzlösung, die Knochenoberfläche und Gewebe mit Wattestäbchen reinigen. Reinigen Sie dann die Knochenoberfläche mit 3 % H 2 O 2. Vermeiden Sie den Kontakt mit dem Gewebe. Hiermit der Knochen wird gründlicher gereinigt und kleinere Blutungen aus dem Knochen wird gestoppt. Darüber hinaus werden Residuen der Knochenhaut sichtbar. Diese Rückstände zu entfernen, mit einem Wattestäbchen mit moderaten Druck. 
	Hinweis: Entfernung der Knochenhaut Residuen erhöht Haftung und Haltbarkeit der tES-Buchse auf den Knochen geklebt.
	<ol><li>Im Falle von Blutungen nicht mehr aufzuhalten, einem Knochenbohrer und berühren es für 1-3 s mit leichtem Druck auf den Knochen. Dieses mechanische Verfahren wird in den meisten Fällen die Blutung ohne signifikante Erwärmung. Verwenden Sie niemals Elektrokauter am Knochen; sogar kurze Anwendung führt zu Gewebeschäden Brain (Elektrokauter sollte ausschließlich für Wunde Gewebe Blutungen verwendet werden).</li>
	</ol></li> <li>Befestigungsschrauben Set-up Einhaltung verbessert werden, wählen Sie einen Bohrer passt die Größe der Schraube. Legen Sie zwei Burr Löcher auf zwei verschiedenen Knochenplatten durch Vorbohren mit einer Handbohrmaschine und dann durch leichte vertikale Druckverteilung mit der Knochenbohrer. Nähe an die gewünschte Position der tES-Buchse zu vermeiden, da es die Elektrode einschrauben behindern könnten (z. B. für linken primären motorischen kortikalen tES, wählen Sie rechts frontal und posterioren parietalen Schneckenposition).</li>
	<li>Im Falle eines implantierten Gegenelektrode burr ein drittes Loch befindet sich im rechten hinteren Parietal Knochen für zukünftige Fixierung des Kabels getunnelte.</li>
	<li>Setzen die Kunststoffschrauben an Grat Löcher und Schrauben bis die ersten Reibung zu spüren ist. Führen Sie dann drei weitere 180° Schraube dreht. Überprüfen Sie mit der Pinzette für die Stabilität der Schraube und fügen Sie eine weitere Umdrehung, wenn nicht fest genug. 
	Hinweis: Für Erwachsenen Ratten wird dadurch epidurale Platzierung der Schrauben ohne Beschädigung der Dura oder Gehirn (bauartbedingt Gewinde, die Wende, die Anzahl variieren kann). Die Verwendung von Edelstahl-Schrauben sollte auch machbar, da selbst bei DCS Stromdichten oberhalb der Neurodegeneration, Schraube Platzierung nicht Läsion Lage oder Umfang unter den Schrauben Radardetektoren.</li>
	<li>Turn auf der Lötkolben und vor Hitze für ca. 5 min. Wickeln Sie das Kabel verlassen den Gewebe Tunnel okzipital um die rechten parietalen Schraube und dann schneiden Sie es, so dass ca. 1 cm langes Kabel hinter der Wicklung. Die Isolierung am Ende des Kabels mit einem Skalpell vorsichtig Streifen.</li>
	<li>Das umständliche Kabel an die Schraube und die Knochen mit Cyanoacrylic Leim befestigen.</li>
	<li>Eine kleine Menge von bleifreiem Lötzinn auftragen, an den Anschluss und die blanken Drähte von der Theke Elektrodenkabel und verbinden beide durch kurzes Drücken beide bereits gelöteten Teile zusammen während der Lötspitze zu berühren, bis das Lötzinn schmilzt (ca. 2-3 s). Entfernen Sie die Lötspitze sofort um Metall Überhitzung des Kabels mit nachfolgenden Gewebeschäden zu vermeiden.</li>
	<li>Holen die benutzerdefinierte gemacht tES Elektrode Buchse ( Abbildung 1 b, rot) mit gebogenen, gezackten Spitze Pinzetten und dünn auftragen des Leims Cyanoacrylic bis zum unteren Rand des Sockels. Platzieren Sie für die Platzierung über dem motorischen Kortex und mit einem 4 mm Durchmesser Socket die Mitte Socket Stelle am vorderen 2 mm und 2 mm seitlich aus der Bregma. Für diese Position inneren medialen Rand des Sockels sollte direkt an die sagittale Naht beenden und die Caudale Grenze sollte auf der Höhe der Bregma enden. Drücken Sie die Buchse kurz auf den Knochen (die meisten Cyanoacrylic-Klebstoffe härten durch Druck). 
	Hinweis: Platzieren eine Lichtquelle direkt über die Steckdose Platzierung des Sockets erleichtern kann.</li>
	<li>Achten Sie darauf, die der Knochen im Bereich des Sockels frei von Kleber (durch Überprüfung mit Licht, weil der Kleber reflektierende ist). Im Falle Leim zu verschütten, entfernen Sie den Sockel, kratzen Sie den Kleber mit dem Skalpell, und wiederholen Sie Schritt 4.12.</li>
	<li>Nach die Steckdose vorhanden ist und die zukünftige Stimulation Gegend frei von Kleber ist, zuerst versiegeln die seitlichen Grenze des Sockels des benachbarten Gewebes mit einem kleinen Tropfen Cyanoacrylic Kleber eine flüssige Brücke zu vermeiden, die zu rangieren der aktuellen an dieser Stelle führen könnte. Gelten Sie nicht zu viel Kleber, wie es in den Bereich der Stimulation fließen kann (in diesem Fall zurück Schritt 4.12). 
	Hinweis: Halten Sie die Stimulation Bereich frei von Kleber ist entscheidend, da eine Reduzierung des Bereichs Stimulation Stromdichte drastisch erhöhen könnte (A/m ²).</li>
	<li>Decken alle Schrauben mit Cyanoacrylic Leim.</li>
	<li>Mix der Zweikomponenten-dental Acryl Zement in einer kleinen Silikonschlauch oder Glas. Sobald es zähflüssig ist, wenden Sie es mit einem dental Spatel, die restlichen Grenzen des Sockels bis auf die Knochen zu versiegeln. Vermeiden Sie jede Strömung zahnärztliche Acryl Zement im Bereich Stimulation.</li>
	<li>Schließlich decken den gesamten Schädel, Schrauben, Zähler Elektrodenkabel und der Steckdose bis zu &#8531; des Sockels mit dental Acryl Zement. Sicherzustellen, dass der Zement die richtige Viskosität hat: Wenn zu flüssig, es in das umliegende Gewebe fließt; Wenn zu hart, es ist schwierig, sie gleichmäßig zu verteilen.</li>
	<li>Wenn der Knochen bedeckt und der Zement ausgehärtet ist, entfernen Sie die Bulldogge Klammern; die Haut sollte nur die bebauten Zement berühren, damit Nähen nicht benötigt wird. (Der erste Schnitt war zu lang gewählt und das Bindegewebe oder Muskulatur sichtbar ist, wenden Sie eine Naht im Schritt 3.12 beschriebenen).</li>
	<li>Eine Schicht von Jod mit einem Wattestäbchen rund um die Grenze der geschnittenen Haut und subkutan injizieren Carprofen (5 mg/kg Körpergewicht in 5-7,5 mL 0,9 % Kochsalzlösung für Schmerzen Behandlung und Flüssigkeit Ersatz aufgelöst). 
	Hinweis: Wenn Sie einatmen Anästhesie verwenden, schalten Sie ihn aus jetzt.</li>
	<li>Den Nager in einem wärmenden Kasten für die Wiederherstellung aus der Narkose zu platzieren, bis das Nagetier wach ist und posturale Stabilität wiederhergestellt. 
	Hinweis: Überprüfen Sie das Tier &#39; s Gewicht Entwicklung, Wunde Staats- und allgemeine Wohlbefinden Kriterien täglich nach der Institution &#39; s Empfehlung.</li>
</ol> 5. Transkranielle elektrische Stimulation Verfahren Hinweis: Anästhesie tES Auswirkungen betrifft, Durchführung der Stimulation in alert Nagetiere, wann immer möglich wird empfohlen. Das Nagetier wieder für mindestens 5 Tage (Heilung der Wunde Kopf- und Brustbereich) vor Beginn der Experimente zu ermöglichen. Experimente können zu früheren Zeitpunkten nach der Operation durchgeführt werden, wenn eine externe Gegenelektrode befestigt mit einer Weste mit, wie die Brust Wunde am meisten gereizt; aber Tiere müssen an die Elektrode Weste für mehrere Tage gewöhnt werden und Störungen mit Verhaltensstörungen Aufgaben auftreten.
<ol><li>TES Elektrode Socket Hälfte mit 0,9 % Kochsalzlösung füllen und Luftblasen zu entfernen.</li>
	<li>WerdenFore cathodal tDCS Sitzungen immer Chlorierung zu überprüfen und bei Bedarf (z. B. eine glänzende silberne Oberfläche), chloren Re Ag/AgCl-Elektrode. Entfernen Sie vor anodal tDCS Sitzungen mögliche überschüssige AgCl Ablagerungen aus vorherigen Stimulationen mit Sandpapier, um gute Leitfähigkeit während der Stimulation zu ermöglichen. Schraube in der tES-Elektrode-Schraubkappe ( Abbildung 1 b, grau Stück). 
	Achtung: Die Nichtbeachtung die Elektrode zwischen cathodal tDCS Sitzungen erneut chloren wird bis zur Erschöpfung der Chlorierung während der Stimulation und toxische Aufbau durch elektrochemische Reaktion führen. Dies wird Gewebeschäden verursachen. Re Chlorierung nicht innerhalb einer einzigen Sitzung erforderlich, wenn die Stimulation dauert kürzer als 20 min.</li>
	<li>Schließen Sie die Kabel an die beiden Anschlüsse auf dem Kopf (für anodal Stimulation der anodal Kabel an den Anschluss der Schraubkappe für cathodal Stimulation ist es gegenüber). 
	Hinweis: Bei Verwendung eines extern platzierte Gegenelektrode decken Gegenelektrode mit leitfähigen Gel und auf das Nagetier &#39; s Brust. Dies ist am einfachsten, wenn die Elektrode in einem kleinen Nagetier Weste vorfixiert ist, dass der Nager während der Stimulation tragen können.</li>
	<li>Ort der Nager in den experimentellen Käfig mit den Kabeln verbunden mit einem Wirbel oberhalb der Käfig, der für freie Bewegung erlaubt.</li>
	<li>Schalten Sie den Stimulator und passen Sie die Stimulationsparameter (Anregung Intensität, Dauer, Rampe nach oben und unten Zeit).</li>
	<li>Bei Nichtgebrauch im Handel erhältlichen Stimulationsvorrichtung mit Sicherheit Herunterfahren und Abschalten Alarm, umfassen einen Meter in der Schaltung des konstanten Stromflusses überprüfen. 
	Hinweis: Mit diesem Set-up Stimulation kann angewendet werden bei Leistung oder Training von Verhaltensstörungen Aufgaben.</li>
	<li>Suchen Sie nach Anzeichen von Stress oder Unbehagen des Nagers während der Stimulation.</li>
	<li>Nach dem Ende der Stimulation, trennen Sie die Kabel, Schrauben Sie die Elektrode Kappe auf dem Kopf, und reinigen und trocknen Sie die Steckdose mit einem Wattestäbchen. Das Nagetier in das häusliche Umfeld zurückkehren oder fahren Sie mit einem Verhalten fort, falls gewünscht.</li>
</ol>

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	<li>Bikson, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+of+Transcranial+Direct+Current+Stimulation:+Evidence+Based+Update+2016.">Safety of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence Based Update 2016.</a> Brain Stimul. 9 (5), 641-661 (2016).</li><li>Bindman, L. J., Lippold, O. C., Redfearn, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+action+of+brief+polarizing+currents+on+the+cerebral+cortex+of+the+rat+(1)+during+current+flow+and+(2)+in+the+production+of+long-lasting+after-effects.">The action of brief polarizing currents on the cerebral cortex of the rat (1) during current flow and (2) in the production of long-lasting after-effects.</a> J Physiol. 172, 369-382 (1964).</li><li>Gartside, I. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+sustained+increases+of+firing+rate+of+neurones+in+the+rat+cerebral+cortex+after+polarization:+role+of+protein+synthesis.">Mechanisms of sustained increases of firing rate of neurones in the rat cerebral cortex after polarization: role of protein synthesis.</a> Nature. 220 (5165), 382-383 (1968).</li><li>Purpura, D. P., McMurtry, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+activities+and+potential+changes+during+polarization+of+motor+cortex.">Intracellular activities and potential changes during polarization of motor cortex.</a> Neurophysiol. 28 (1), 166-185 (1965).</li><li>Nitsche, M., Paulus, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitability+changes+induced+in+the+human+motor+cortex+by+weak+transcranial+direct+current+stimulation.">Excitability changes induced in the human motor cortex by weak transcranial direct current stimulation.</a> J Physiol. 527 (Pt 3), 633-639 (2000).</li><li>Nitsche, M. A., Paulus, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sustained+excitability+elevations+induced+by+transcranial+DC+motor+cortex+stimulation+in+humans.">Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans.</a> Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).</li><li>Cambiaghi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+transcranial+direct+current+stimulation+modulates+motor+excitability+in+mice.">Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice.</a> Eur J Neuro. 31 (4), 704-709 (2010).</li><li>Fritsch, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+current+stimulation+promotes+BDNF-dependent+synaptic+plasticity:+potential+implications+for+motor+learning.">Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning.</a> Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).</li><li>Ranieri, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+LTP+at+rat+hippocampal+CA3-CA1+synapses+by+direct+current+stimulation.">Modulation of LTP at rat hippocampal CA3-CA1 synapses by direct current stimulation.</a> J Neurophysiol. 107 (7), 1868-1880 (2012).</li><li>Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Current+Stimulation+Modulates+LTP+and+LTD:+Activity+Dependence+and+Dendritic+Effects.">Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects.</a> Brain Stimul. 10 (November), 51-58 (2016).</li><li>Sun, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+current+stimulation+induces+mGluR5-dependent+neocortical+plasticity.">Direct current stimulation induces mGluR5-dependent neocortical plasticity.</a> Ann Neurol. 80 (2), 233-246 (2016).</li><li>Podda, M. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anodal+transcranial+direct+current+stimulation+boosts+synaptic+plasticity+and+memory+in+mice+via+epigenetic+regulation+of+Bdnf+expression.">Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression.</a> Sci Rep. 6, 22180 (2016).</li><li>Reis, J., Fritsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+motor+performance+and+motor+learning+by+transcranial+direct+current+stimulation.">Modulation of motor performance and motor learning by transcranial direct current stimulation.</a> Curr opin Neurology. 24 (6), 590-596 (2011).</li><li>Buch, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+tDCS+on+motor+learning+and+memory+formation+a+consensus+and+critical+position+paper.">Effects of tDCS on motor learning and memory formation a consensus and critical position paper.</a> Clin Neurophysiol. 128 (4), 589-603 (2017).</li><li>Reis, J., Fischer, J. T., Prichard, G., Weiller, C., Cohen, L. G., Fritsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-+but+not+sleep-dependent+consolidation+of+tDCS-enhanced+visuomotor+skills.">Time- but not sleep-dependent consolidation of tDCS-enhanced visuomotor skills.</a> Cerebral cortex. 25 (1), 109-117 (2015).</li><li>Monai, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+imaging+reveals+glial+involvement+in+transcranial+direct+current+stimulation-induced+plasticity+in+mouse+brain.">Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain.</a> Nature Comm. 7, 11100 (2016).</li><li>Gellner, A. -. K., Reis, J., Fritsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glia:+A+Neglected+Player+in+Non-invasive+Direct+Current+Brain+Stimulation.">Glia: A Neglected Player in Non-invasive Direct Current Brain Stimulation.</a> Front Cell Neurosci. 10, 188 (2016).</li><li>Takano, Y., Yokawa, T., Masuda, A., Niimi, J., Tanaka, S., Hironaka, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rat+model+for+measuring+the+effectiveness+of+transcranial+direct+current+stimulation+using+fMRI.">A rat model for measuring the effectiveness of transcranial direct current stimulation using fMRI.</a> Neurosci Lett. 491 (1), 40-43 (2011).</li><li>Islam, N., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anodal+polarization+induces+protein+kinase+C+gamma+(PKC+gamma)-like+immunoreactivity+in+the+rat+cerebral+cortex.">Anodal polarization induces protein kinase C gamma (PKC gamma)-like immunoreactivity in the rat cerebral cortex.</a> Neurosci Res. 21, 169-172 (1994).</li><li>Islam, N., Aftabuddin, M., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increase+in+the+calcium+level+following+anodal+polarization+in+the+rat+brain.">Increase in the calcium level following anodal polarization in the rat brain.</a> Brain Res. 684 (2), 206-208 (1995).</li><li>Rohan, J. G., Carhuatanta, K. A., McInturf, S. M., Miklasevich, M. K., Jankord, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulating+Hippocampal+Plasticity+with+In+Vivo+Brain+Stimulation.">Modulating Hippocampal Plasticity with In Vivo Brain Stimulation.</a> J Neurosci. 35 (37), 12824-12832 (2015).</li><li>Wachter, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+direct+current+stimulation+induces+polarity-specific+changes+of+cortical+blood+perfusion+in+the+rat.">Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat.</a> Exp Neurol. 227 (2), 322-327 (2011).</li><li>Koo, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=After-effects+of+anodal+transcranial+direct+current+stimulation+on+the+excitability+of+the+motor+cortex+in+rats.">After-effects of anodal transcranial direct current stimulation on the excitability of the motor cortex in rats.</a> Rest Neurol Neurosci. 34 (5), 859-868 (2016).</li><li>Liebetanz, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=After-effects+of+transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS)+on+cortical+spreading+depression.">After-effects of transcranial direct current stimulation (tDCS) on cortical spreading depression.</a> Neurosci Lett. 398 (1-2), 85-90 (2006).</li><li>Fregni, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+transcranial+direct+current+stimulation+coupled+with+repetitive+electrical+stimulation+on+cortical+spreading+depression.">Effects of transcranial direct current stimulation coupled with repetitive electrical stimulation on cortical spreading depression.</a> Exp Neurol. 204 (1), 462-466 (2007).</li><li>Cambiaghi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flash+visual+evoked+potentials+in+mice+can+be+modulated+by+transcranial+direct+current+stimulation.">Flash visual evoked potentials in mice can be modulated by transcranial direct current stimulation.</a> Neurosci. 185, 161-165 (2011).</li><li>Dockery, C. A., Liebetanz, D., Birbaumer, N., Malinowska, M., Wesierska, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cumulative+benefits+of+frontal+transcranial+direct+current+stimulation+on+visuospatial+working+memory+training+and+skill+learning+in+rats.">Cumulative benefits of frontal transcranial direct current stimulation on visuospatial working memory training and skill learning in rats.</a> Neurobiol Learn Mem. 96 (3), 452-460 (2011).</li><li>Faraji, J., Gomez-Palacio-Schjetnan, A., Luczak, A., Metz, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+the+silence:+Bilateral+somatosensory+stimulation+enhances+skilled+movement+quality+and+neural+density+in+intact+behaving+rats.">Beyond the silence: Bilateral somatosensory stimulation enhances skilled movement quality and neural density in intact behaving rats.</a> Behav Brain Res. 253, 78-89 (2013).</li><li>Pikhovych, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcranial+Direct+Current+Stimulation+Modulates+Neurogenesis+and+Microglia+Activation+in+the+Mouse+Brain.">Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Neurogenesis and Microglia Activation in the Mouse Brain.</a> Stem Cells In. , 1-10 (2016).</li><li>Rueger, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-session+transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS)+elicits+inflammatory+and+regenerative+processes+in+the+rat+brain.">Multi-session transcranial direct current stimulation (tDCS) elicits inflammatory and regenerative processes in the rat brain.</a> PloS one. 7 (8), e43776 (2012).</li><li>Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., K&#246;nig, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+limits+of+cathodal+transcranial+direct+current+stimulation+in+rats.">Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats.</a> Clinical Neurophysiol. 120 (6), 1161-1167 (2009).</li><li>Yoon, K. J., Oh, B. -. M., Kim, D. -. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+improvement+and+neuroplastic+effects+of+anodal+transcranial+direct+current+stimulation+(tDCS)+delivered+1+day+vs.+1+week+after+cerebral+ischemia+in+rats.">Functional improvement and neuroplastic effects of anodal transcranial direct current stimulation (tDCS) delivered 1 day vs. 1 week after cerebral ischemia in rats.</a> Brain Res. 1452, 61-72 (2012).</li><li>Spezia Adachi, L. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exogenously+induced+brain+activation+regulates+neuronal+activity+by+top-down+modulation:+conceptualized+model+for+electrical+brain+stimulation.">Exogenously induced brain activation regulates neuronal activity by top-down modulation: conceptualized model for electrical brain stimulation.</a> Exp Brain Res. 233 (5), 1377-1389 (2015).</li><li>Jackson, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+parameter+considerations+of+anodal+transcranial+Direct+Current+Stimulation+in+rats.">Safety parameter considerations of anodal transcranial Direct Current Stimulation in rats.</a> Brain, behavior, and immunity. , (2017).</li><li>Ordek, G., Groth, J. D., Sahin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+ketamine/xylazine+anesthesia+on+the+cerebral+and+cerebellar+cortical+activities+in+the+rat.">Differential effects of ketamine/xylazine anesthesia on the cerebral and cerebellar cortical activities in the rat.</a> J Neurophysiol. 109 (5), 1435-1443 (2013).</li><li>Sykes, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differences+in+Motor+Evoked+Potentials+Induced+in+Rats+by+Transcranial+Magnetic+Stimulation+under+Two+Separate+Anesthetics:+Implications+for+Plasticity+Studies.">Differences in Motor Evoked Potentials Induced in Rats by Transcranial Magnetic Stimulation under Two Separate Anesthetics: Implications for Plasticity Studies.</a> Front Neural Circ. 10, 80 (2016).</li><li>Zhang, D. X., Levy, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ketamine+blocks+the+induction+of+LTP+at+the+lateral+entorhinal+cortex-dentate+gyrus+synapses.">Ketamine blocks the induction of LTP at the lateral entorhinal cortex-dentate gyrus synapses.</a> Brain Res. 593 (1), 124-127 (1992).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Dieses Protokoll beschreibt typische Materialien und Verfahrensschritte für chirurgische Realisierung einer ständigen tES Aufstellung sowie für die anschließende Stimulation in alert Nagetiere. Während der Vorbereitung ein Nagetier, tES experimentieren, mehrere methodische Aspekte (Sicherheit und Verträglichkeit des tES, Ergebnis-Parameter) sowie konzeptionelle Aspekte (Vergleichbarkeit mit der conditio humana, erwartete Effekte der Stimulation auf ein bestimmtes Gehirn Region) müssen berücksichtigt werden. Aus m...

Die transkranielle Verwaltung der elektrischen Ströme im Gehirn (tES) hat seit Jahrzehnten, Gehirnfunktion zu studieren und um Verhalten zu ändern verwendet worden. Seit kurzem auch die Anwendung direkter Strömungen oder seltener Wechselströme (TAC und tRNS), nicht-invasiv durch den intakten Schädel durch den Einsatz von zwei oder mehr Elektroden (Anode(s) und cathode(s)) wissenschaftliche und klinische Interesse gewonnen hat. Insbesondere tDCS wurde in mehr als 33.200 Sitzungen bei gesunden Probanden und Patienten mit neuropsychiatrischen Erkrankungen eingesetzt und entstanden als eine sichere und einfache, kostengünstige am Krankenbett Anwendung mit möglichen therapeutischen Möglichkeiten sowie langlebige Auswirkungen auf das Verhalten1. Dies ergab deutlich erhöhten Bedarf und wissenschaftliche Interesse an mechanistische Studien, einschließlich Sicherheitsaspekte. Dieser Artikel konzentriert sich auf die am häufigsten verwendete Form der Stimulation, tDCS.
Arten moduliert tDCS kortikale Erregbarkeit und synaptische Plastizität. Erregbarkeit Veränderungen wurden als Polarität-abhängige Veränderung der spontanen neuronalen Feuerrate in Ratten und Katzen2,3,4, oder Änderungen im motor evozierte potential (MEP) Amplituden in Menschen und Mäusen (gemeldet beide nach anodal und verminderte nach cathodal tDCS erhöht: menschliche5,6; Maus (7). Anodal DCS erhöhte synaptische Wirksamkeit des Motors kortikalen oder hippocampal Synapsen in Vitro für mehrere Stunden nach Stimulation oder lange Begriff Potenzierung (LTP), wenn Co angewendet mit einem bestimmten schwach synaptischen Eingang oder wenn Sie zuvor eine Plastizität auslösende Stimulation8,9,10,11,12. Gemäß, die Vorteile der Stimulation auf motorische oder kognitive Trainingserfolg zeigen oft nur wenn tDCS Co angewandte mit8,13,14,15Ausbildung ist. Während diese bisherigen Erkenntnissen vor allem auf Funktionen von Neuronen zurückzuführen sind, sollte angemerkt werden, dass nicht-neuronalen Zellen (Glia) auch zu funktionellen Auswirkungen von tDCS beitragen können. Beispielsweise erhöht astrocytic intrazellulären Kalziumspiegel während anodal tDCS alert Mäuse16. In ähnlicher Weise induzierte anodal tDCS bei Stromdichten unterhalb des Grenzwerts für Neurodegeneration eine Dosis abhängige Aktivierung der Mikroglia17. Jedoch Bedarf die Modulation der Neuron-Glia-Interaktion durch tDCS weiterer Untersuchung.
Genommen zusammen, tierischen Forschung erweiterte eindeutig unser Verständnis für die modulierende Wirkung von tDCS auf Erregbarkeit und Plastizität. Allerdings gibt es eine "inverse translationale Lücke" Observable in den exponentiellen Anstieg des menschlichen tDCS Studien im Gegensatz zu den langsamen und geringfügige Zunahme der zugrunde liegenden Mechanismen des tES in in-vitro- und in-vivo Untersuchungen Tiermodelle. Darüber hinaus Nagetier tES Modelle sind mit hohen Variabilität in Forschungslabors (reichend von transdermalen Epicranial Stimulation) durchgeführt und gemeldeten Stimulation sind häufig nicht vollständig transparent, erschweren die Vergleichbarkeit und Replizierbarkeit der Grundlagenforschung sowie Interpretation der Ergebnisse.
Hier beschreiben wir ausführlich die chirurgische Umsetzung einer transkraniellen Gehirn Stimulation Aufstellung Primärbewegungsrinde, die Übersetzung der menschlichen tDCS-Bedingung bei gleichzeitiger Minimierung der Variabilität ermöglicht und erlaubt wiederholte Stimulation ohne targeting Verhalten zu behindern. Ein Schritt für Schritt Protokoll für nachfolgende tES in alert Ratten steht zur Verfügung. Methodische und konzeptionelle Aspekte der sicheren Anwendung der tES in alert Nagetiere werden diskutiert.

<table><tbody><tr><td>Softasept N</td><td>B. Braun Melsungen AG,&lt;br/&gt; Melsungen, Deutschland</td><td>3887138</td><td>antiseptic agent</td></tr><tr><td>Ethanol 70 %</td><td>Carl Roth GmbH &amp;amp; Co. KG, Karlsruhe, Deutschland</td><td>T913.1</td><td></td></tr><tr><td>arched tip forceps</td><td>FST Fine science tools, Heidelberg, Deutschland</td><td>11071-10</td><td></td></tr><tr><td>Iris Forceps, 10cm, Straight, Serrated</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>15914</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel Handle #3, 13cm</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>500236</td><td></td></tr><tr><td>Standard Scalpel Blade #10</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>500239</td><td></td></tr><tr><td>Zelletten cellulose swabs</td><td>Lohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland</td><td>13349</td><td>5 x 4 cm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>AbbVie Deutschland GmbH &amp;amp; Co</td><td>N01AB06</td><td></td></tr><tr><td>Iris Scissors, 11.5cm, Straight</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>501758</td><td>small scissors</td></tr><tr><td>cotton swab/cotton buds</td><td>Carl Roth GmbH &amp;amp; Co. KG, Karlsruhe, Deutschland</td><td>EH12.1</td><td>Rotilabo</td></tr><tr><td>Kelly Hemostatic Forceps, 14cm, Straight</td><td>World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA</td><td>501241</td><td>surgical clamp</td></tr><tr><td>electrode plate (platinum)</td><td>custom made</td><td>Wissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland</td><td>10x6 mm, 0.15 mm thickness</td></tr><tr><td>insulated copper strands (~1 mm diameter)</td><td>Reichelt elektronik GmbH &amp;amp; Co. KG, Sande, Germany</td><td>LITZE BL</td><td>electrode cable</td></tr><tr><td>Weller EC 2002 M soldering station</td><td>Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany</td><td>EC2002M1D</td><td></td></tr><tr><td>Iso-Core EL 0,5 mm</td><td>FELDER GMBH L&amp;ouml;ttechnik, Oberhausen, Deutschland</td><td>20970510</td><td>lead free solder</td></tr><tr><td>MERSILENE Polyester Fiber Suture</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany</td><td>R871H</td><td>nonabsorbable braided suture, 4-0</td></tr><tr><td>Histoacryl</td><td>B. Braun Melsungen AG,&lt;br/&gt; Melsungen, Deutschland</td><td>9381104</td><td>cyanoacrylate</td></tr><tr><td>Ketamin 10%</td><td>Medistar GmbH, Germany</td><td>n/a</td><td>anesthetics</td></tr><tr><td>Rompun 2% (Xylazine)</td><td>Bayer GmbH, Germany</td><td>n/a</td><td>anesthetics</td></tr></tbody></table>

transcranial electrical brain stimulation in alert rodents

Transkranielle elektrische Hirnstimulation kann kortikale Erregbarkeit und Plastizität bei Menschen und Nagern modulieren. Die häufigste Form der Stimulation beim Menschen ist die transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS). Weniger häufig wird Transcranial Wechselstrom Anregung (TAC) oder Transcranial Zufallsrauschen Anregung (tRNS), eine spezifische Form der TAC mit elektrischem Strom zufällig in einem vorgegebenen Frequenzbereich eingesetzt. Die Zunahme der nicht-invasive elektrische Stimulation Hirnforschung beim Menschen, sowohl für experimentelle und klinische Zwecke, hat einen erhöhten Bedarf an grundlegenden, mechanistischen, Sicherheitsstudien an Tieren erbracht. Dieser Artikel beschreibt ein Modell für die transkranielle elektrische Hirnstimulation (tES) durch den intakten Schädel Ausrichtung auf das motorische System in alert Nagetiere. Das Protokoll enthält detaillierte Anweisungen für die chirurgische Einrichtung eines ständigen Epicranial Elektrode Sockets in Kombination mit einem implantierten Gegenelektrode auf der Brust. Durch die Platzierung einer Stimulationselektrode in die Epicranial-Buchse, können verschiedene elektrische Stimulation Typen, vergleichbar mit tDCS, TAC und tRNS beim Menschen geliefert werden. Darüber hinaus werden die praktischen Schritte für tES in alert Nagetiere eingeführt. Die angewandte Stromdichte, Stimulation Dauer und Art der Stimulation können abhängig von den experimentellen Anforderungen gewählt werden. Die Vorbehalte, vor- und Nachteile dieses Aufbaus werden, sowie Sicherheit und Verträglichkeit Aspekte besprochen.

Die beschriebene Umsetzung einer Aufstellung für zuverlässige wiederholte tES in alert Nagetiere kann mechanistische Experimente, Dosis-Wirkungs-Studien oder Experimente, einschließlich Verhaltens Aufgaben leicht integriert werden. Bis heute ist die Vergleichbarkeit der Daten aus tierexperimentellen Studien mit (nicht-invasive) tES behindert durch die Variabilität der tES Stimulation Aufbauten zwischen Labors und durch Unterschiede in der Stimulationsparameter (z. B. verschie...

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Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

Transkranielle elektrische Hirnstimulation in Alert Nagetiere

Dieses Protokoll beschreibt eine chirurgische Einrichtung für eine permanente Epicranial Elektrode Steckdose und einer implantierten Brust-Elektrode bei Nagetieren. Durch die Platzierung einer zweiten Elektrode in die Steckdose, können verschiedene Arten von transkranielle elektrische Hirnstimulation auf das motorische System alert Tiere durch den intakten Schädel geliefert werden.

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...

transcranial-electrical-brain-stimulation-in-alert-rodents

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.6K Aufrufe.  Albert-Ludwigs-University Freiburg. Dieses Protokoll beschreibt eine chirurgische Einrichtung für eine permanente Epicranial Elektrode Steckdose und einer implantierten Brust-Elektrode bei Nagetieren. Durch die Platzierung einer zweiten Elektrode in die Steckdose, können verschiedene Arten von transkranielle elektrische Hirnstimulation auf das motorische System alert Tiere durch den intakten Schädel geliefert werden.

Serie: Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

Repetitive Transcranial Magnetic Stimulation to the Unilateral Hemisphere of Rat Brain

Previous rodent models of repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) adopted whole-brain stimulation instead of unilateral hemispheric rTMS, which is unlike the protocols used for human subjects. We report a successful application of rTMS to the unilateral hemisphere of rat brain. The rTMS was delivered with a low-frequency (1 Hz), high-frequency (20 Hz), or sham stimulation protocol to one side of the brain by using a small 25-mm figure-8 coil. We placed the center of the coil 1 cm lateral to the vertex on the biauricular line and angulated the coil 45&#176; to the ground to minimize a potential direct effect of rTMS on the contralateral cortex. We also used an in-house water cooling system to enable repetitive magnetic stimulation for more than 20 min, even at a 20-Hz stimulation frequency. Increases in the transcriptions of immediate early genes (Arc, Junb, and Egr2) were greater after rTMS than after sham stimulation. After 5 consecutive days of 20-min 1-Hz rTMS, bdnf mRNA expression was significantly higher in stimulated cortex than in contralateral side. The model presented herein will elucidate the molecular mechanisms of rTMS by allowing analysis of the inter-hemispheric difference in its effect.

We applied repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) to the unilateral hemisphere of rat brain, by placing a 25-mm figure-8 coil 1 cm lateral to the vertex on the biauricular line and angulating the coil by 45&#176;. An in-house water cooling system was used for rTMS for more than 20 min.

Repetitive transkranielle Magnetstimulation auf die Einseitige Hemisphäre von Rattenhirn

Previous rodent models of repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS) adopted whole-brain stimulation instead of unilateral hemispheric rTMS, ...

Forschung

Verhalten

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

Ein kabelloses, bidirektionale Schnittstelle für In Vivo Aufnahme und Stimulation der neuronalen Aktivität in Ratten frei Verhalten

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

Deep Brain Stimulation mit gleichzeitiger fMRT in Nagetiere

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Neurowissenschaften

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, dystonia or tremor. DBS is based on the delivery of electrical stimuli to specific deep anatomic structures of the central nervous system. However, the mechanisms underlying the effect of DBS remain enigmatic. This has led to an interest in investigating the impact of DBS in animal models, especially in rats. As DBS is a long-term therapy, research should be focused on molecular-genetic changes of neural circuits that occur several weeks after DBS. Long-term DBS in rats is challenging because the rats move around in their cage, which causes problems in keeping in place the wire leading from the head of the animal to the stimulator. Furthermore, target structures for stimulation in the rat brain are small and therefore electrodes cannot easily be placed at the required position. Thus, a set-up for long-lasting stimulation of rats using platinum/iridium electrodes with an impedance of about 1 M&#937; was developed for this study. An electrode with these specifications allows for not only adequate stimulation but also recording of deep brain structures to identify the target area for DBS. In our set-up, an electrode with a plug for the wire was embedded in dental cement with four anchoring screws secured onto the skull. The wire from the plug to the stimulator was protected by a stainless-steel spring. A swivel was connected to the circuit to prevent the wire from becoming tangled. Overall, this stimulation set-up offers a high degree of free mobility for the rat and enables the head plug, as well as the wire connection between the plug and the stimulator, to retain long-lasting strength.

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Mikroelektroden-geführte Implantation von Elektroden in den Nucleus subthalamicus des Rats für die Langzeit-Tiefe Hirnstimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

Chronische Transkraniellen Elektrostimulation und Intracortical Aufnahme bei Ratten

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for several neuropsychiatric diseases. The biological effects of tDCS are not fully understood, which is in part explained due to the difficulty in obtaining human brain tissue. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode allowing the study of the long-lasting biological effects of tDCS. In this experimental model, tDCS changes the cortical gene expression and offers a prominent contribution to the understanding of the rationale for its therapeutic use.

Transcranial Direct Current Stimulation tDCS in Mice

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a therapeutic technique proposed to treat psychiatric diseases. An animal model is essential for understanding the specific biological alterations evoked by tDCS. This protocol describes a tDCS mouse model that uses a chronically implanted electrode.

Transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS) bei Mäusen

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for ...

Establishment of Acute Pontine Infarction in Rats by Electrical Stimulation

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided here is a protocol for successfully establishing a rat model of acute pontine infarction. Rats weighing about 250 g are used, and a probe with an insulated sheath is injected into the pons using a stereotaxic apparatus. A lesion is produced by the electrical stimulation with a single pulse. The Longa score, Berderson score, and beam balance test are used to assess neurological deficits. Additionally, the adhesive-removal somatosensory test is used to determine sensorimotor function, and the limb placement test is used to evaluate proprioception. MRI scans are then used to assess the infarction in vivo, and TTC staining is used to confirm the infarction in vitro. Here, a successful infarction is identified that is located in the anterolateral basis of the rostral pons. In conclusion, a new method is described to establish an acute pontine infarction rat model.

Presented here is a protocol for establishing acute pontine infarction in a rat model via electrical stimulation with a single pulse.

Einrichtung eines akuten Pontininfarkts bei Ratten durch elektrische Stimulation

Pontine infarction is the most common stroke subtype in the posterior circulation, while there lacks a rodent model mimicking pontine infarction. Provided ...

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular functions of the brain and can adversely influence neurophysiological results. The use of awake animals for research studies is advantageous but poses the major challenge of keeping the animals calm and stationary to minimize motion artifacts throughout data acquisition. Awake imaging in smaller-sized rodents (e.g., mice) is very common but remains scant in rats as rats are bigger, stronger, and have a greater tendency to oppose movement restraints and head fixation over the long durations required for imaging. A new model of neuroimaging of awake, head-fixed rats using customized hand-sewn slings, 3D-printed head implants, head caps, and a headframe is described. The results acquired following a single trial of single-whisker stimulation suggest an increase in the intensity of the evoked functional response. The acquisition of the evoked functional response from awake, head-fixed rats is faster than that from anesthetized rats, reliable, reproducible, and can be used for repeated longitudinal studies.

A detailed new procedure for functional imaging of awake, head-fixed rats is described.

Kopfimplantate für die Neurobildgebung von wachen, kopffixierten Ratten

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

Stimulation des Gehirns von Mäusen mit einem kostengünstigen EEG und einer millimetergroßen Spule

Low-Cost Electroencephalographic Recording System Combined with a Millimeter-Sized Coil to Transcranially Stimulate the Mouse Brain In Vivo

A low-cost electroencephalographic (EEG) recording system is proposed here to drive transcranial magnetic stimulation (TMS) of the mouse brain in vivo, utilizing a millimeter-sized coil. Using conventional screw electrodes combined with a custom-made, flexible, multielectrode array substrate, multi-site recording can be carried out from the mouse brain. In addition, we explain how a millimeter-sized coil is produced using low-cost equipment usually found in laboratories. Practical procedures for fabricating the flexible multielectrode array substrate and the surgical implantation technique for screw electrodes are also presented, which are necessary to produce low-noise EEG signals. Although the methodology is useful for recording from the brain of any small animal, the present report focuses on electrode implementation in an anesthetized mouse skull. Furthermore, this method can be easily extended to an awake small animal that is connected with tethered cables via a common adapter and fixed with a TMS device to the head during recording.The present version of the EEG-TMS system, which can include a maximum of 32 EEG channels (a device with 16 channels is presented as an example with fewer channels) and one TMS channel device, is described. Additionally, typical results obtained by the application of the EEG-TMS system to anesthetized mice are briefly reported.

Autor im Rampenlicht: Kostengünstiges elektroenzephalographisches Aufzeichnungssystem in Kombination mit einer millimetergroßen Spule zur transkraniellen Stimulation des Mausgehirns in vivo  

A low-cost electroencephalographic recording system combined with a millimeter-sized coil is proposed to drive transcranial magnetic stimulation of the mouse brain in vivo. Using conventional screw electrodes with a custom-made, flexible, multielectrode array substrate, multi-site recording can be carried out from the mouse brain in response to transcranial magnetic stimulation.

Kostengünstiges elektroenzephalographisches Aufzeichnungssystem in Kombination mit einer millimetergroßen Spule zur transkraniellen Stimulation des Mäusegehirns in vivo

A low-cost electroencephalographic (EEG) recording system is proposed here to drive transcranial magnetic stimulation (TMS) of the mouse brain in vivo, ...

Kartierung des zerebralen Blutflusses und der elektrischen Felder: Elektrodenplatzierung bei Mäusen

Placement of Extracranial Stimulating Electrodes and Measurement of Cerebral Blood Flow and Intracranial Electrical Fields in Anesthetized Mice

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and variations in the substrate supply to the brain. This paper describes a protocol for measuring CBF responses to transcranial alternating current stimulation (tACS). Dose-response curves are estimated both from the CBF change occurring with tACS (mA) and from the intracranial electric field (mV/mm). We estimate the intracranial electrical field based on the different amplitudes measured by glass microelectrodes within each side of the brain. In this paper, we describe the experimental setup, which involves using either bilateral laser Doppler (LD) probes or laser speckle imaging (LSI) to measure the CBF; as a result, this setup requires anesthesia for the electrode placement and stability. We present a correlation between the CBF response and the current as a function of age, showing a significantly larger response at higher currents (1.5 mA and 2.0 mA) in young control animals (12-14 weeks) compared to older animals (28-32 weeks) (p &lt; 0.005 difference). We also demonstrate a significant CBF response at electrical field strengths &lt;5 mV/mm, which is an important consideration for eventual human studies. These CBF responses are also strongly influenced by the use of anesthesia compared to awake animals, the respiration control (i.e., intubated vs. spontaneous breathing), systemic factors (i.e., CO2), and local conduction within the blood vessels, which is mediated by pericytes and endothelial cells. Likewise, more detailed imaging/recording techniques may limit the field size from the entire brain to only a small region. We describe the use of extracranial electrodes for applying tACS stimulation, including both homemade and commercial electrode designs for rodents, the concurrent measurement of the CBF and intracranial electrical field using bilateral glass DC recording electrodes, and the imaging approaches. We are currently applying these techniques to implement a closed-loop format for augmenting the CBF in animal models of Alzheimer's disease and stroke.

Autor im Rampenlicht: Stimulationsbasierter Ansatz zur Verbesserung des zerebralen Blutflusses im Alzheimer-Modell 

We describe a protocol for assessing dose-response curves for extracranial stimulation in terms of brain electrical field measurements and a relevant biomarker-cerebral blood flow. Since this protocol involves invasive electrode placement into the brain, general anesthesia is needed, with spontaneous breathing preferred rather than controlled respirations.

[Platzierung von extrakraniellen Stimulationselektroden und Messung des zerebralen Blutflusses und intrakranieller elektrischer Felder bei anästhesierten Mäusen

The detection of cerebral blood flow (CBF) responses to various forms of neuronal activation is critical for understanding dynamic brain function and ...