Name: computational analysis of the caenorhabditis elegans germline to study the distribution of nuclei, proteins, and the cytoskeleton
Uploaded: 2018-04-19T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 1 s
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彼らのテクニカル サポートありがとうモナッシュ マイクロ イメージング。いくつかの系統は、線虫の遺伝学センター研究インフラストラクチャ プログラム (P40 OD010440) の NIH のオフィスによって資金が供給されるによって提供されました。この作品は、モナッシュ大学生物医学発見交わり、NHMRC プロジェクト助成金 (GNT1105374)、NHMRC 上級研究員 (GNT1137645) と veski 社革新交わりによって支えられた: ロジャー ・ ポコックに VIF 23。

1. 準備とワームの飼育
注: すべての製品情報材料の表を参照してください。
<ol><li>OP50大腸菌文化: 文化ホストゲノム スープ (LB) (1% トリプトン、0.5% 酵母、0.5% の塩化ナトリウム、pH 7.0) 37 ° C 抗生物質なしで一晩で OP50 細菌。</li>
	<li>OP50 細菌線虫成長メディア (NGM) 板 (1.5 g の塩化ナトリウム、寒天、ペプトン、1 M CaCl2エタノール、1 M MgSO4の 1 mL 中 5 mg/mL のコレステロールの 1 mL の 1 mL の 1.25 g の 8.5 g の 400 μ L をシードします。、と 25 mL の 1 M KPO4バッファー)、空気乾燥 48 時間の細菌。</li>
	<li>シード NGM プレート ワームをピックアップし、15 ° C、20 ° c. で孵化させなさい<ol>
<li>大人の両性生殖細胞の分析、細菌の芝生に栄養の十分な L4 ワームをピックアップ、20 ° C で一晩インキュベート</li>
		<li>両性具有で精子数をスコアリングのため、ワームが L4/大人脱皮まで 12 h 20 ° C で L4 ワームを孵化させなさい。L4 段階にワームを同期するには、漂白剤溶液 (1 M NaOH と 1:1 の比率で漂白剤) でたくさんの卵と成虫を選ぶことによって卵を準備します。卵を孵化・ L4 動物実験のための選択を許可します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>テフロン顕微鏡スライドを準備するには、スライドにポリ L リジン溶液の 25 μ L を配置し、ピペット チップを使用して、ソリューションを拡散します。ペーパー タオルで余分なポリ L リジンを除去した後、自然乾燥し、15 〜 20 分の 65 ° C でスライドをインキュベートするスライドを許可します。</li>
</ol>2. 生殖解剖と染色6,13
<ol><li>22 × 22 mm coverslip の 0.01 %tetramisole (麻酔) の 10 μ L を発見し、それに 1 日の古い大人のワームをピックアップします。</li>
	<li>(5 mL) 注射器や針 (24"× 1") を使用してそれが鎮静になるように末尾にワームを解剖し、生殖細胞が破損していないことを確認します。 注: 解剖遂行されなければならない前にワームが完全に麻痺するワームとワームの動きに否定的な圧力援助生殖細胞の放出するようです。精子をスコアリングのため注意が必要、交尾を害することのない針で解剖時に。解離ポイント以外の針で、交尾後、生殖を触れないでください。生殖細胞のコンパートメントに分割がある場合、生殖細胞から任意放電が観察される、生殖細胞は分析のため使用しないでください。</li>
	<li>場所ポリ L リジン コーティング スライドの反転 coverslip スライドに切り裂かれた生殖細胞を維持します。</li>
	<li>1 分はすぐに針を用いたスライドの germlines coverslip を削除するため、液体窒素で観察して配置、スライドの隅にペーパー タワーを置くことによって、coverslip の下で余分な液体を削除します。</li>
	<li>-20 ° C のメタノール、商工会議所で 30-60 秒のためにスライドを転送し、作りたての定着液 (リン酸緩衝生理食塩水 (PBS) 含む 0.08 M HEPES pH 6.9、1.6 mM MgSO4、0.8 mM エチレング リコール bis(beta-aminoethyl × 1 で 30 分間インキュベートエーテル)-N, N, N', N'-四酸 (グリコールエーテルジアミン四酢酸)、および 3.7% パラホルムアルデヒド) 室温で。</li>
	<li>1x PBS、pH 7.4 を含む商工会議所で配置することによって、スライドを洗う 0.1 %10 分トゥイーン 20 手順を繰り返しますこの一度。</li>
	<li>解決を妨げるの 30 μ L で germlines をブロック (ヤギ血清の 1700 μ L でヤギ血清の 900 μ L を追加することによって準備の 30% 蒸留 H2O および 10 x PBS の 300 μ L) 30 分間室温でプラスチックの箱で湿らせたペーパー タオルを使用して湿気のある商工会議所で。</li>
	<li>各サンプルに 1: 300 比で 30% ヤギ血清で REC 8 抗体溶液の 50 μ L を追加します。4 ° C で一晩インキュベートします。</li>
	<li>スライドを洗う 1x PBS で 0.1% を含む商工会議所に配置 10 分トゥイーン 20 手順を一度し、スライドの隅にペーパー タオルを置くことで余分な液体を削除します。</li>
	<li>緑蛍光 (発光波長 488 nm) 共役二次抗体 (1: 1000)、ファロイジンをアクチン染色 (1:4000)、および DAPI (DNA 染色、1:4000) を 30% ヤギ血清の希釈、二次抗体溶液を準備します。</li>
	<li>二次抗体溶液 50 μ L をスライドに追加します。</li>
	<li>室温で 1 時間インキュベートします。</li>
	<li>スライドを洗う 1x PBS で 0.1% を含む商工会議所に置くことによって 2 回 10 分のトゥイーン 20 余分な液体を拭き取る。</li>
	<li>スライドに試薬を固定の 30 μ L を追加し、上 1.5 μ m coverslip x 12 mm2の場所 4 ° C でスライドを一晩乾燥します。</li>
</ol>3. 共焦点顕微鏡
<ol><li>共焦点顕微鏡、レーザー、共振型スキャナーと共焦点顕微鏡のソフトウェアを入れます。63 X 目的上スライド ホルダーにステンド グラス germlines とスライドを配置します。</li>
	<li>生殖細胞、生殖細胞の上にフォーカスを検索し、共焦点顕微鏡のソフトウェアを使用してそれをマークします。同様に生殖細胞の下部に焦点を当てるし、合計生殖厚さを確立するマークします。</li>
	<li>0.5 μ m. マーク完全な生殖と開始取得まで各スライスの厚さを定義することによって全体の生殖のイメージ。8 回各スライスをスキャンし、画像の品質を改善するために値を平均します。共振型スキャナーは、画像中に漂白を避けるために高速スキャンが許可されます。顕微鏡に共振型スキャナーがあるない場合は、漂白を避けるために 4 つのスキャンの数を減らします。</li>
</ol>4 核の画像解析のポスト数と分布
注: は、ソフトウェア ツールと使用するボタンのスクリーン ショットのための補足図 1を参照してください。
<ol><li>8.4.1 Imaris またはそれ以降のバージョンのソフトウェアに画像をインポートします。</li>
	<li>各地域の核形態を識別することによって分裂地域、移行ゾーン、減数分裂地域、卵母細胞領域、および生殖細胞の交尾を定義します。</li>
	<li>ソフトウェアの表面機能ボタン (補足図 1 a) を使用すると、関心領域を選択します。</li>
	<li>自動サーフェス作成ウィザードをキャンセルし、三次元のスタックからのイメージの最初と最後のスライスの関心領域を手動で描画します。</li>
	<li>作成するサーフェスをクリックします。 注: ソフトウェアは自動的に最初と最後のスタックとスタックを開発します。</li>
	<li>DAPI を除くすべてのチャンネルをマスクマスク チャンネルボタン (補足図 1 b ・ C) をクリックします。</li>
	<li>スポット機能ボタン (補足図 1 a) を使用して核の大きさのパラメーターを定義します。分裂の地域未定義 Z 直径はそのまま XY 直径 2 μ m を定義します。移行ゾーンの (補足図 1) は、1.5 μ m として XY 直径 2 μ m と Z の直径を定義します。 注: は、倍率と顕微鏡の仕様によると直径をトラブルシューティングします。現在のプロトコル使用目的だった 63 X、余分なイメージング中に 1.70 倍の倍率です。目的変更、例えば 40 X、直径はそれに応じて変更する必要があります。正しいパラメーターを確立する野生型 germlines で、トラブルシューティングを実行する必要があります。野生型生殖腕の分裂の地域は、約 250 の核を持っています。直径は、この値を達成するために変更する必要があります。直径の最適な値を決定するために少なくとも 15 germlines を使用します。同様のアプローチは遷移帯 (150-170 核) と減数分裂地域 (600-700 核) を調整するために使わなければなりません。</li>
	<li>最小しきい値 (補足図 1E) を定義することにより、スポットの検出を制限します。使用 DAPI 染色生殖細胞外表示されます最初のスポットまで、立体造形最小しきい値を増やすことにより最小しきい値を確立する野生型 germlines です。</li>
	<li>画像を保存し、ソフトウェアによって自動的に生成されたテーブルから核の数を取得します。TIF ファイルとしてイメージをエクスポートします。</li>
</ol>5. 投稿精子と染色体数をスコアリングのための画像解析
<ol><li>三次元レンダリングを実行するには、関心領域として、交尾を選択します。各精子を検出、0.75 - 間のスポット径を定義する x 1.0 μ m、Y 軸、Z 直径は未定義のまま。補足図 1に示すように、スポット機能ボタンを使用します。</li>
	<li>背景を刻 々 と過ぎで背景を引くボックスやソフトウェア (補足図 1) によって計算されたバック グラウンド補正値を使用して減算を行います。 注: Imaris ソフトウェアおすすめ高強度ポイントまず、関心の領域と背景の間に有意差がある限り、従って背景の影響も最小です。2 番目のメソッドは、バック グラウンドの値を必要に応じてそのバック グラウンド補正を手動で定義するを与えることができます。手動によるバック グラウンド補正は独立した試料の強度の比較が必要な場合は適切ななります。</li>
	<li>交尾 (補足図 1E) ですべての DAPI 染色精子を検出する三次元レンダリングしきい値を調整します。</li>
	<li>染色体を数える、スポット径を定義 < x 0.75 μ m と三次元モデルを開発する前に Y 軸。</li>
	<li>画像を保存し、TIF ファイルとしてエクスポートします。</li>
</ol>6 ポスト生殖細胞の細胞骨格の再構成のための画像解析
<ol><li>生殖細胞への関心の領域を識別してマスクのチャンネルボタンを押してファロイジンを除くすべてのチャンネルをマスクします。</li>
	<li>0.25 μ m の表面の詳細を定義するには、表面機能ボタン (補足図 1) を使用します。 注: つまり、三次元モデルにすべての 0.25 μ m になります。表面のディテールをすべての 0.25 μ m の 3次元形状モデルが作成されます生殖細胞の任意の領域の一定にすることができます。ただし、卵母細胞領域の表面のディテールを延長できます 0.35 - この地域で明確に定義されたアクチン繊維の存在により 0.5 μ m。</li>
	<li>背景を刻 々 と過ぎで背景を引くボックスやソフトウェア (補足図 1) によって計算されたバック グラウンド補正値を使用して減算を行います。</li>
	<li>立体構造解析 (補足図 1E) を必要に応じてしきい値を調整します。</li>
	<li>先進の 3次元画像を保存し、TIF ファイルとしてエクスポートします。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Hubbard, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caenorhabditis+elegans+germ+line:+a+model+for+stem+cell+biology.">Caenorhabditis elegans germ line: a model for stem cell biology.</a> Dev Dyn. 236 (12), 3343-3357 (2007).</li><li>Joshi, P. M., Riddle, M. R., Djabrayan, N. J., Rothman, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caenorhabditis+elegans+as+a+model+for+stem+cell+biology.">Caenorhabditis elegans as a model for stem cell biology.</a> Dev Dyn. 239 (5), 1539-1554 (2010).</li><li>Kershner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Germline+stem+cells+and+their+regulation+in+the+nematode+Caenorhabditis+elegans.">Germline stem cells and their regulation in the nematode Caenorhabditis elegans.</a> Adv Exp Med Biol. 786, 29-46 (2013).</li><li>Byrd, D. T., Knobel, K., Affeldt, K., Crittenden, S. 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J., Schedl, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-pathway+control+of+the+proliferation+versus+meiotic+development+decision+in+the+Caenorhabditis+elegans+germline.">Multi-pathway control of the proliferation versus meiotic development decision in the Caenorhabditis elegans germline.</a> Dev Biol. 268 (2), 342-357 (2004).</li><li>Crittenden, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+conserved+RNA-binding+protein+controls+germline+stem+cells+in+Caenorhabditis+elegans.">A conserved RNA-binding protein controls germline stem cells in Caenorhabditis elegans.</a> Nature. 417 (6889), 660-663 (2002).</li><li>Eckmann, C. R., Crittenden, S. L., Suh, N., Kimble, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GLD-3+and+control+of+the+mitosis/meiosis+decision+in+the+germline+of+Caenorhabditis+elegans.">GLD-3 and control of the mitosis/meiosis decision in the germline of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 168 (1), 147-160 (2004).</li><li>Schumacher, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Translational+repression+of+C.+elegans+p53+by+GLD-1+regulates+DNA+damage-induced+apoptosis.">Translational repression of C. elegans p53 by GLD-1 regulates DNA damage-induced apoptosis.</a> Cell. 120 (3), 357-368 (2005).</li><li>McMullen, P. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macro-level+modeling+of+the+response+of+C.+elegans+reproduction+to+chronic+heat+stress.">Macro-level modeling of the response of C. elegans reproduction to chronic heat stress.</a> PLoS Comput Biol. 8 (1), 1002338 (2012).</li><li>Hubbard, E. J., Korta, D. Z., Dalfo, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+control+of+germline+development.">Physiological control of germline development.</a> Adv Exp Med Biol. 757, 101-131 (2013).</li><li>Wolke, U., Jezuit, E. A., Priess, J. 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R., Francis, R., Schedl, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GLD-1,+a+cytoplasmic+protein+essential+for+oocyte+differentiation,+shows+stage-+and+sex-specific+expression+during+Caenorhabditis+elegans+germline+development.">GLD-1, a cytoplasmic protein essential for oocyte differentiation, shows stage- and sex-specific expression during Caenorhabditis elegans germline development.</a> Dev Biol. 180 (1), 165-183 (1996).</li><li>Hasegawa, E., Karashima, T., Sumiyoshi, E., Yamamoto, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+CPB-3+interacts+with+DAZ-1+and+functions+in+multiple+steps+of+germline+development.">C. elegans CPB-3 interacts with DAZ-1 and functions in multiple steps of germline development.</a> Dev Biol. 295 (2), 689-699 (2006).</li><li>Austin, J., Kimble, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=glp-1+is+required+in+the+germ+line+for+regulation+of+the+decision+between+mitosis+and+meiosis+in+C.+elegans.">glp-1 is required in the germ line for regulation of the decision between mitosis and meiosis in C. elegans.</a> Cell. 51 (4), 589-599 (1987).</li><li>Berry, L. W., Westlund, B., Schedl, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Germ-line+tumor+formation+caused+by+activation+of+glp-1,+a+Caenorhabditis+elegans+member+of+the+Notch+family+of+receptors.">Germ-line tumor formation caused by activation of glp-1, a Caenorhabditis elegans member of the Notch family of receptors.</a> Development. 124 (4), 925-936 (1997).</li><li>Fox, P. M., Schedl, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+Germline+Stem+Cell+Differentiation+Following+Loss+of+GLP-1+Notch+Activity+in+Caenorhabditis+elegans.">Analysis of Germline Stem Cell Differentiation Following Loss of GLP-1 Notch Activity in Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 201 (1), 167-184 (2015).</li><li>Pasierbek, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Caenorhabditis+elegans+cohesion+protein+with+functions+in+meiotic+chromosome+pairing+and+disjunction.">A Caenorhabditis elegans cohesion protein with functions in meiotic chromosome pairing and disjunction.</a> Genes and Development. 15 (11), 1349-1360 (2001).</li><li>Klass, M., Wolf, N., Hirsh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+male+reproductive+system+and+sexual+transformation+in+the+nematode+Caenorhabditis+elegans.">Development of the male reproductive system and sexual transformation in the nematode Caenorhabditis elegans.</a> Dev Biol. 52 (1), 1-18 (1976).</li><li>Korta, D. Z., Tuck, S., Hubbard, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=S6K+links+cell+fate,+cell+cycle+and+nutrient+response+in+C.+elegans+germline+stem/progenitor+cells.">S6K links cell fate, cell cycle and nutrient response in C. elegans germline stem/progenitor cells.</a> Development. 139 (5), 859-870 (2012).</li><li>Laband, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chromosome+segregation+occurs+by+microtubule+pushing+in+oocytes.">Chromosome segregation occurs by microtubule pushing in oocytes.</a> Nat Commun. 8 (1), 1499 (2017).</li></ol>

著者は利害の衝突を宣言しません。

このプロトコルの目標は、精度を向上させる・生殖細胞の解析に必要な時間を短縮することです。切り裂かれた germlines の標準的な準備の後、生殖核の三次元モデルは計算のレンダリングによって準備されます。空間における生殖核分布の観測を可能にしながら、三次元レンダリングは生殖細胞の特定の領域での核の数を計算します。本手法の重要な側面は、原子核のサイズと形状パラメー?...

シグナル伝達経路の哺乳類の保全は、複数の生物学的プロセス1,2を研究するエクセレント モデル線虫をなります。私たちの研究室では、線虫の生殖を使用して、遺伝子発現、アポトーシス、幹細胞の開発を研究します。生殖細胞は立体構造が、多くの研究は三次元解析の時間のかかり、労働集約的な性質のため二次元です。二次元解析が生殖細胞の生体内でイベントを偽ることがあります可能性が高いです。線虫 c. エレガンス大人の両性具有者がそれぞれの家は遠位生殖細胞未分化状態3,4を維持体の遠位先端細胞 (DTC)、2 つの生殖腕。これらの生殖細胞はその影響をエスケープ、DTC から離れるにつれて分化を開始して生殖細胞の近位端に達する彼らと卵子と精子になります。このプロセス中に胚細胞核は減数分裂5,6に移行する前に有糸分裂を経る。精子の生産はその後卵母細胞は成人で作成される開発の幼虫 4 (L4) によって完了です。精子は、卵子の胚を生成する肥やす交尾に格納されます。
線虫核の数, アポトーシス イベント、染色体ダイナミクスとタンパク質の発現や局在7 の番号変更を伴う生殖細胞の発生に影響を与えることができる複数の遺伝子と環境要因があります。 ,8,9,10,11。これらのイベントの分析には、核の形態と分布に基づく分化の各段階の身分証明書が必要です。大規模なサンプル サイズを手動でこれらのパラメーターを正確に分析するには、手間と時間がかかるです。カウント核、核の分布、蛋白質の表現、線虫の生殖の三次元検査のための自動方法を開発したこれらの欠点を回避するために、解析の整合性を有効にするには、細胞骨格と構造体です。三次元レンダリングと共焦点顕微鏡を用いて生殖細胞分化の各段階の身分証明書のサイズと形状パラメーターを生成されます。さらに、このメソッドは、生殖細胞の核と精子のカウントに加えて各卵母細胞における染色体数の得点できます。
生殖細胞の 1 つ重要な構造が細胞骨格、生殖細胞コンパートメント、エイズ細胞質ストリーミングと生殖核12保護に安定性を提供します。計算のレンダリングを使用すると、生殖細胞骨格の 3次元再構築を実施し、生殖細胞内の異なる細胞骨格機能を識別.ここでは、線虫の生殖の共焦点イメージングにより包括的な分析と組み合わせる方法計算の分析を説明するためにステップバイ ステップのプロトコルについて述べる。
急速な線虫の生殖 (図 1) の三次元解析法を提案します。三次元解析を使用して、セル (図 2) 生殖細胞系列の細胞骨格 (の再構築の自動化 (図 2および図 3) 生殖核の三次元分布カウントを研究することが可能です。図 3)、タンパク質 (図 4) や、交尾で精子と卵母細胞 (図 5) の染色体数を得点の分布。メソッドは、生殖細胞を簡単かつ正確な数量化できるだけでなく、生理学的に関連する表現型を識別します。

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;C. elegans&lt;/em&gt; strains: wild type (N2, Bristol), &lt;em&gt;rnp-8(tm2435) I/hT2[bli-4(e937) let-?(q782) qIs48] (I;III), cpb-3(bt17) I, glp-1 (e2141) III&amp;nbsp;&lt;/em&gt;</td><td>Caenorhabditis Genetics Center (CGC)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>OP50 &lt;em&gt;Escherichia coli&lt;/em&gt; bacteria</td><td>Homemade</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nematode Growth Media (NGM) plates</td><td>Homemade</td><td></td><td></td></tr><tr><td>polyclonal rabbit anti-REC-8&amp;nbsp;</td><td>SDIX</td><td>29470002</td><td></td></tr><tr><td>Alexa 488 conjugated antibody raised in goat</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>A-21236</td><td></td></tr><tr><td>Cytoskeletal dye phalloidin&amp;nbsp;</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>A-12380</td><td></td></tr><tr><td>DAPI&amp;nbsp;</td><td>Thermofisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>62248</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-lysine&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5899</td><td></td></tr><tr><td>Tetramisol&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5899</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>1M HEPES buffer, pH 7.4&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G0887</td><td></td></tr><tr><td>10X PBS pH 7.4&amp;nbsp;</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>AM9625</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P1389</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E3889</td><td></td></tr><tr><td>37% Paraformaldehyde solution</td><td>Merck Millipore</td><td>1040031000</td><td></td></tr><tr><td>Normal goat serum</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G9023</td><td></td></tr><tr><td>Fluoroshield fixing reagent&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F6182</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol&amp;nbsp;</td><td>Millipore&amp;nbsp;</td><td>1009832511</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>34860</td><td></td></tr><tr><td>20&amp;deg;C &amp;amp; 25&amp;deg;CIncubator&amp;nbsp;</td><td>Any brand</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Light microscope</td><td>Any brand</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Confocal microscope&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Any brand (Leica, Zeiss)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Computer equipped with Imaris suit 8.4.1 or later version, full licence to use the software and Matlab software.</td><td>Bitplane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phospho buffered saline, pH 7.4</td><td>Homemade</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Teflon microscope slides&amp;nbsp;</td><td>Tekdon&amp;nbsp;</td><td>&amp;nbsp;941-322-8288</td><td></td></tr></tbody></table>

computational analysis of the caenorhabditis elegans germline to study the distribution of nuclei, proteins, and the cytoskeleton

線虫(C. elegans) 生殖細胞、幹細胞の開発、アポトーシスと染色体のダイナミクスを含むいくつかの重要な生物学的プロセスの研究に使用されます。生殖細胞はエクセレント モデルが、解析は、しばしば 2 つの時間と労力を三次元解析による寸法です。このような研究の主要な読み出しは、核と生殖細胞内のタンパク質分布の位です。生殖細胞数と生殖細胞の各地域で核の位置を決定する共焦点顕微鏡と計算のアプローチを使用しての自動解析を実行する方法を紹介します。本手法は、また異なる遺伝背景の蛋白質の表現を立体的に調べることができる生殖細胞蛋白質の分布を分析します。さらに、我々 の研究は、特定の空間発達要件に対応することができる生殖の異なる領域で細胞骨格のアーキテクチャでバリエーションを示します。最後に、提案手法は、各生殖の交尾で精子の自動カウントできます。一緒に取られて、私たちのメソッドは、線虫の生殖の迅速かつ再現性のある表現型分析できます。

図 1は、生殖細胞の三次元分析に必要な時間を示します。20 ° C で培養した L4 両性具有は、germlines を分離するために解剖、DAPI、ファロイジン、および生殖細胞のタンパク質に対する抗体で染色しました。共焦点顕微鏡を用いた Germlines が作成されます。完全な生殖核の位置と数をカウント、特定蛋白質の分布、細胞骨格構造やスコア分析に 10-15 ...

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Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

核の分布、蛋白質および細胞骨格を研究する線虫生殖細胞の解析

線虫生殖.の三次元再構成のための自動化手法を提案します。本手法は、数と生殖と生殖細胞蛋白質の分布の解析と細胞骨格構造内にある各核の位置を決定します。

The Caenorhabditis elegans (C. elegans) germline is used to study several biologically important processes including stem cell development, apoptosis, and ...

computational-analysis-caenorhabditis-elegans-germline-to-study

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

6.2K ビュー.  Monash University. 線虫生殖.の三次元再構成のための自動化手法を提案します。本手法は、数と生殖と生殖細胞蛋白質の分布の解析と細胞骨格構造内にある各核の位置を決定します。

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The C. elegans Intestine As a Model for Intercellular Lumen Morphogenesis and In Vivo Polarized Membrane Biogenesis at the Single-cell Level: Labeling by Antibody Staining, RNAi Loss-of-function Analysis and Imaging

Multicellular tubes, fundamental units of all internal organs, are composed of polarized epithelial or endothelial cells, with apical membranes lining the lumen and basolateral membranes contacting each other and/or the extracellular matrix. How this distinctive membrane asymmetry is established and maintained during organ morphogenesis is still an unresolved question of cell biology. This protocol describes the C. elegans intestine as a&#160;model for the analysis of polarized membrane biogenesis during tube morphogenesis, with emphasis on apical membrane and lumen biogenesis. The C. elegans twenty-cell single-layered intestinal epithelium is arranged into a simple bilaterally symmetrical tube, permitting analysis on a single-cell level. Membrane polarization occurs concomitantly with polarized cell division and migration during early embryogenesis, but de novo polarized membrane biogenesis continues throughout larval growth, when cells no longer proliferate and move. The latter setting allows one to separate subcellular changes that simultaneously mediate these different polarizing processes, difficult to distinguish in most polarity models. Apical-, basolateral membrane-, junctional-, cytoskeletal- and endomembrane components can be labeled and tracked throughout development by GFP fusion proteins, or assessed by in situ antibody staining. Together with the organism&#39;s genetic versatility, the C. elegans intestine thus provides a unique in vivo model for the visual, developmental, and molecular genetic analysis of polarized membrane and tube biogenesis. The specific methods (all standard) described here include how to: label intestinal subcellular components by antibody staining; analyze genes involved in polarized membrane biogenesis by loss-of-function studies adapted to the typically essential tubulogenesis genes; assess polarity defects during different developmental stages; interpret phenotypes by epifluorescence, differential interference contrast (DIC) and confocal microscopy; quantify visual defects. This protocol can be adapted to analyze any of the often highly conserved molecules involved in epithelial polarity, membrane biogenesis, tube and lumen morphogenesis.

The C. elegans Intestine As a Model for Intercellular Lumen Morphogenesis and In Vivo Polarized Membrane Biogenesis at the Single-cell Level: Labeling by Antibody Staining, RNAi Loss-of-function Analy

The transparent C. elegans intestine can serve as an "in vivo tissue chamber" for studying apicobasal membrane and lumen biogenesis at the single-cell and subcellular level during multicellular tubulogenesis. This protocol describes how to combine standard labeling, loss-of-function genetic/RNAi and microscopic approaches to dissect these processes on a molecular level.

細胞間腔の形態形成と単一細胞レベルでのIn Vivo偏光膜生合成のためのモデルとして線虫腸: 抗体の汚損、RNAi 損失の機能解析、イメージングによるラベリング

Multicellular tubes, fundamental units of all internal organs, are composed of polarized epithelial or endothelial cells, with apical membranes lining the ...

発生生物学

C. elegans Gonad Dissection and Freeze Crack for Immunofluorescence and DAPI Staining

The C. elegans germline makes an excellent model for studying meiosis, in part due to the ease of conducting cytological analyses on dissected animals. Whole mount preparations preserve the structure of meiotic nuclei, and importantly, each gonad arm contains all stages of meiosis, organized in a temporal-spatial progression that makes it easy to identify nuclei at different stages. Adult hermaphrodites have two gonad arms, each organized as a closed tube with proliferating germline stem cells at the distal closed end and cellularized oocytes at the proximal open end, which join in the center at the uterus. Dissection releases one or both gonad arms from the body cavity, allowing the entirety of meiosis to be visualized. Here, a common protocol for immunofluorescence against a protein of interest is presented, followed by DAPI staining to mark all chromosomes. Young adults are immobilized in levamisole and quickly dissected using two syringe needles. After germline extrusion, the sample is fixed before undergoing a freeze crack in liquid nitrogen, which helps permeabilize the cuticle and other tissues. The sample can then be dehydrated in ethanol, rehydrated, and incubated with primary and secondary antibodies. DAPI is added to the sample in the mounting medium, which allows reliable visualization of DNA and makes it easy to find animals to image under a fluorescent microscope. This technique is readily adopted by those familiar with handling C. elegans after a few hours spent practicing the dissection method itself. This protocol has been taught to high-schoolers and undergraduates working in a research lab and incorporated into a course-based undergraduate research experience at a liberal arts college.

C. elegans Gonad Dissection and Freeze Crack for Immunofluorescence and DAPI Staining

This is a commonly used method for C. elegans gonad dissection followed by freeze crack, which produces germline samples for immunofluorescence via antibody staining, or for simple DAPI staining to visualize DNA. This protocol has been successful for undergraduates in a research lab and in a course-based undergraduate research experience.

C.エレガンス 免疫蛍光およびDAPI染色のための生殖腺解離および凍結亀裂

The C. elegans germline makes an excellent model for studying meiosis, in part due to the ease of conducting cytological analyses on dissected animals. ...

遺伝学

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of diverse human diseases. Worms are particularly well-suited for high-throughput genetic and drug screens to gain deeper insight into therapeutic targets and therapies by exploiting their fast development cycle, large brood size, short lifespan, microscopic transparency, low maintenance costs, robust suite of genomic tools, mutant repositories, and experimental methodologies to interrogate both in vivo and ex vivo physiology. Worm locomotor activity represents a particularly relevant phenotype that is frequently impaired in mitochondrial disease, which is highly heterogeneous in causes and manifestations but collectively shares an impaired capacity to produce cellular energy. While a suite of different methodologies may be used to interrogate worm behavior, these vary greatly in experimental costs, complexity, and utility for genomic or drug high-throughput screens. Here, the relative throughput, advantages, and limitations of 16 different activity analysis methodologies were compared that quantify nematode locomotion, thrashing, pharyngeal pumping, and/or chemotaxis in single worms or worm populations of C. elegans at different stages, ages, and experimental durations. Detailed protocols were demonstrated for two semi-automated methods to quantify nematode locomotor activity that represent novel applications of available software tools, namely, ZebraLab (a medium-throughput approach) and WormScan (a high-throughput approach). Data from applying these methods demonstrated similar degrees of reduced animal activity occurred at the L4 larval stage, and progressed in day 1 adults, in mitochondrial complex I disease (gas-1(fc21)) mutant worms relative to wild-type (N2 Bristol) C. elegans. This data validates the utility for these novel applications of using the ZebraLab or WormScan software tools to quantify worm locomotor activity efficiently and objectively, with variable capacity to support high-throughput drug screening on worm behavior in preclinical animal models of mitochondrial disease.

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

This study presents protocols for two semi-automated locomotor activity analysis approaches in C. elegans complex I disease gas-1(fc21) worms, namely, ZebraLab (a medium-throughput assay) and WormScan (a high-throughput assay) and provide comparative analysis among a wide array of research methods to quantify nematode behavior and integrated neuromuscular function.

ミトコンドリア病の ケノハブディティス・エレガンス モデルにおける動物活動量の定量化に関する実験法の比較分析

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of ...

行動学

In Situ Detection of Ribonucleoprotein Complex Assembly in the C. elegans Germline using Proximity Ligation Assay

Understanding when and where protein-protein interactions (PPIs) occur is critical to understanding protein function in the cell and how broader processes such as development are affected. The Caenorhabditis elegans germline is a great model system for studying PPIs that are related to the regulation of stem cells, meiosis, and development. There are a variety of well-developed techniques that allow proteins of interest to be tagged for recognition by standard antibodies, making this system advantageous for proximity ligation assay (PLA) reactions. As a result, the PLA is able to show where PPIs occur in a spatial and temporal manner in germlines more effectively than alternative approaches. Described here is a protocol for the application and quantification of this technology to probe PPIs in the C. elegans germline.

In Situ Detection of Ribonucleoprotein Complex Assembly in the C. elegans Germline using Proximity Ligation Assay

This protocol demonstrates use of the proximity ligation assay to probe for protein-protein interactions in situ in the C. elegans germline.

近接ライゲーションアッセイを用いたC.エレガンス生殖細胞系列におけるリボヌクレオプロテイン複合体集合体のSITU検出

Understanding when and where protein-protein interactions (PPIs) occur is critical to understanding protein function in the cell and how broader processes ...

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using fluorescent-labeled reporter proteins or differential interference contrast (DIC) microscopy, allows for the examination of the temporal progression of these dynamic events which is otherwise inferred from analysis of fixed samples1,2. Moreover, the study of the developmental regulations of cellular processes necessitates conducting time-lapse experiments on an intact organism during development. The Caenorhabiditis elegans embryo is light-transparent and has a rapid, invariant developmental program with a known cell lineage3, thus providing an ideal experiment model for studying questions in cell biology4,5and development6-9. C. elegans is amendable to genetic manipulation by forward genetics (based on random mutagenesis10,11) and reverse genetics to target specific genes (based on RNAi-mediated interference and targeted mutagenesis12-15). In addition, transgenic animals can be readily created to express fluorescently tagged proteins or reporters16,17. These traits combine to make it easy to identify the genetic pathways regulating fundamental cellular and developmental processes in vivo18-21. In this protocol we present methods for live imaging of C. elegans embryos using DIC optics or GFP fluorescence on a compound epifluorescent microscope. We demonstrate the ease with which readily available microscopes, typically used for fixed sample imaging, can also be applied for time-lapse analysis using open-source software to automate the imaging process.

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

The C. elegans embryo is a powerful system for studying cell biology and development. We present a protocol for live imaging of C. elegans embryos utilizing DIC optics or fluorescence using readily available epifluorescent microscopes and open-source software.

イメージング C.エレガンス</em落射蛍光顕微鏡とオープンソースソフトウェアを使用して>胚

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using ...

生物学

Tracking Calcium in the Early Developmental Phases of C. elegans

In Vivo Visualization of Calcium Transients during Fertilization and Early Development in C. elegans

Calcium is an important signaling molecule during the oocyte-to-embryo transition (OET) and early embryogenesis. The hermaphroditic nematode Caenorhabditis elegans provides several unique advantages for the study of the OET as it is transparent and has an ordered gonad that produces one mature oocyte every ~23 min at 20 &#176;C. We have modified the genetically encoded calcium indicator jGCaMP7s to fluorescently indicate the moment of fertilization within a living organism. We have termed this reporter &#34;CaFE&#34; for Calcium during Fertilization in C. elegans. The CaFE reporter was&#160;engineered into a safe harbor locus in single copy, has no significant impact on physiology or fecundity, and produces a robust signal upon fertilization. Here, a series of protocols is presented for utilizing the CaFE reporter as an in vivo tool for dissecting the OET and embryogenesis. We include methods to synchronize worms, examine the effects of RNAi knockdown, mount worms for imaging, and to visualize calcium in oocytes and embryos. Additionally, we present the generation of additional worm strains to aid in this type of analysis. Demonstrating the utility of the CaFE reporter to visualize the timing of fertilization, we report that double ovulation occurs when ipp-5 is targeted by RNAi and that only the first oocyte undergoes immediate fertilization. Furthermore, the discovery of single-cell calcium transients during early embryogenesis is reported here, demonstrating that the CaFE reporter persists into early development. Importantly, the CaFE reporter in worms is simple enough to use for incorporation into course-based undergraduate research (CURE) laboratory classes. The CaFE reporter, coupled with the ordered gonad and ease of RNAi in worms, facilitates inquiry into the cell-cell dynamics required to regulate internal fertilization and early embryogenesis.

Here, we present protocols and tools for visualizing calcium during fertilization and early embryogenesis using a genetically encoded calcium reporter expressed in the germline of the model nematode C. elegans.

Calcium is an important signaling molecule during the oocyte-to-embryo transition (OET) and early embryogenesis. The hermaphroditic nematode ...

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

基本的な<em&gt;線虫Caenorhabditis elegans</em&gt;方法：同期との観測

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

Quantitatively capturing developmental processes is crucial to derive mechanistic models and key to identify and describe mutant phenotypes. Here protocols are presented for preparing embryos and adult C. elegans animals for short- and long-term time-lapse microscopy and methods for tracking and quantification of developmental processes. The methods presented are all based on C. elegans strains available from the Caenorhabditis Genetics Center and on open-source software that can be easily implemented in any laboratory independently of the microscopy system used. A reconstruction of a 3D cell-shape model using the modelling software IMOD, manual tracking of fluorescently-labeled subcellular structures using the multi-purpose image analysis program Endrov, and an analysis of cortical contractile flow using PIVlab (Time-Resolved Digital Particle Image Velocimetry Tool for MATLAB) are shown. It is discussed how these methods can also be deployed to quantitatively capture other developmental processes in different models, e.g., cell tracking and lineage tracing, tracking of vesicle flow.

Tracking and Quantifying Developmental Processes in C. elegans Using Open-source Tools

Here it is shown how to track and quantify developmental processes in C. elegans. The methods presented are based on open-source tools that can be easily implemented. It is demonstrated how to reconstruct 3D cell-shape models, how to manually track subcellular structures, and how to analyze cortical contractile flow.

の発達過程を追跡し、定量化<em&gt; C。エレガンス</em&gt;オープンソースのツールを使用しました

Quantitatively capturing developmental processes is crucial to derive mechanistic models and key to identify and describe mutant phenotypes. Here ...

Quantitative Approaches for Studying Cellular Structures and Organelle Morphology in Caenorhabditis elegans

Defining the cellular mechanisms underlying disease is essential for the development of novel therapeutics. A strategy frequently used to unravel these mechanisms is to introduce mutations in candidate genes and qualitatively describe changes in the morphology of tissues and cellular organelles. However, qualitative descriptions may not capture subtle phenotypic differences, might misrepresent phenotypic variations across individuals in a population, and are frequently assessed subjectively. Here, quantitative approaches are described to study the morphology of tissues and organelles in the nematode Caenorhabditis elegans using laser scanning confocal microscopy combined with commercially available bio-image processing software. A quantitative analysis of phenotypes affecting synapse integrity (size and integrated fluorescence levels), muscle development (muscle cell size and myosin filament length), and mitochondrial morphology (circularity and size) was performed to understand the effects of genetic mutations on these cellular structures. These quantitative approaches are not limited to the applications described here, as they could readily be used to quantitatively assess the morphology of other tissues and organelles in the nematode, as well as in other model organisms.

Quantitative Approaches for Studying Cellular Structures and Organelle Morphology in Caenorhabditis elegans

This study outlines quantitative measurements of synaptic size and localization, muscle morphology, and mitochondrial shape in C. elegans using freely available image processing tools. This approach allows future studies in&#160;C. elegans&#160;to quantitatively compare the extent of tissue and organelle structural changes as a result of genetic mutations.

カエモルハブ炎エレガンスにおける細胞構造と器官形態学の研究に関する定量的アプローチ

Defining the cellular mechanisms underlying disease is essential for the development of novel therapeutics. A strategy frequently used to unravel these ...

Purification and Analysis of Caenorhabditis elegans Extracellular Vesicles

The secretion of small membrane-bound vesicles into the external environment is a fundamental physiological process of all cells. These extracellular vesicles (EVs) function outside the cell to regulate global physiological processes by transferring proteins, nucleic acids, metabolites, and lipids between tissues. EVs reflect the physiological state of their cells of origin. EVs are implicated to have fundamental roles in virtually every aspect of human health. Thus, EV protein and genetic cargos are being increasingly analyzed for biomarkers of health and disease. However, the EV field still lacks a tractable invertebrate model system that permits the study of EV cargo composition. C. elegans is well suited for EV research because it actively secretes EVs outside of its body into its external environment, permitting facile isolation. This article provides all the necessary information for generating, purifying, and quantifying these environmentally secreted C. elegans EVs including how to work quantitatively with very large populations of age-synchronized worms, purifying EVs, and a flow cytometry protocol that directly measures the number of intact EVs in the purified sample. Thus, the large library of genetic reagents available for C. elegans research can be tapped into for investigating the impacts of genetic pathways and physiological processes on EV cargo composition.

Purification and Analysis of Caenorhabditis elegans Extracellular Vesicles

This article presents methods for generating, purifying, and quantifying Caenorhabditis elegans extracellular vesicles.

細胞外小胞体のカエノールハブディティス・エレガンスの精製と分析

The secretion of small membrane-bound vesicles into the external environment is a fundamental physiological process of all cells. These extracellular ...

核の分布、蛋白質および細胞骨格を研究する線虫生殖細胞の解析

要約

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細胞間腔の形態形成と単一細胞レベルでのIn Vivo偏光膜生合成のためのモデルとして線虫腸: 抗体の汚損、RNAi 損失の機能解析、イメージングによるラベリング

C.エレガンス免疫蛍光およびDAPI染色のための生殖腺解離および凍結亀裂

ミトコンドリア病のケノハブディティス・エレガンスモデルにおける動物活動量の定量化に関する実験法の比較分析

近接ライゲーションアッセイを用いたC.エレガンス生殖細胞系列におけるリボヌクレオプロテイン複合体集合体のSITU検出

イメージング C.エレガンス胚

In Vivo Visualization of Calcium Transients during Fertilization and Early Development in C. elegans

基本的な

の発達過程を追跡し、定量化

カエモルハブ炎エレガンスにおける細胞構造と器官形態学の研究に関する定量的アプローチ

細胞外小胞体のカエノールハブディティス・エレガンスの精製と分析

核の分布、蛋白質および細胞骨格を研究する線虫生殖細胞の解析

要約

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細胞間腔の形態形成と単一細胞レベルでのIn Vivo偏光膜生合成のためのモデルとして線虫腸: 抗体の汚損、RNAi 損失の機能解析、イメージングによるラベリング

C.エレガンス 免疫蛍光およびDAPI染色のための生殖腺解離および凍結亀裂

ミトコンドリア病の ケノハブディティス・エレガンス モデルにおける動物活動量の定量化に関する実験法の比較分析

近接ライゲーションアッセイを用いたC.エレガンス生殖細胞系列におけるリボヌクレオプロテイン複合体集合体のSITU検出

イメージング C.エレガンス胚

In Vivo Visualization of Calcium Transients during Fertilization and Early Development in C. elegans

基本的な

の発達過程を追跡し、定量化

カエモルハブ炎エレガンスにおける細胞構造と器官形態学の研究に関する定量的アプローチ

細胞外小胞体のカエノールハブディティス・エレガンスの精製と分析

C.エレガンス免疫蛍光およびDAPI染色のための生殖腺解離および凍結亀裂

ミトコンドリア病のケノハブディティス・エレガンスモデルにおける動物活動量の定量化に関する実験法の比較分析