この研究の一部は、国立衛生研究所によって、賞番号R01NS120882、RF1NS119165、およびR01NS103785および国防総省の賞番号AZ190017でサポートされました。内容は著者の責任であり、国立衛生研究所または国防総省の公式見解を表すものではありません。

実施された実験は、ケンタッキー大学の施設動物管理および使用委員会(IACUC)によって承認され、研究中はARRIVEと実験動物の世話と使用のためのガイドの両方のガイドラインに従いました。
1.手術のセットアップ
注:マウスは4〜5 /ケージのグループで飼育され、収容室の湿度は43%〜47%に維持され、温度は22〜23°Cに維持されます。マウスは食物と水への 自由 アクセスを与えられ、12時間/ 12時間の明暗サイクル(午前7時/午後7時)にさらされます。
<ol><li>フードや専用の手術室などの指定された手術エリアを使用して、動物の手術を行います。</li>
	<li>手術領域に、加熱パッド、電磁インパクターを備えた定位固定フレーム、およびイソフルランガスを投与するように設計された麻酔マスクが含まれていることを確認してください( 図1Aを参照)。</li>
	<li>外科医または手術に関与する担当者が、清潔な白衣、フェイスマスク、手袋、および手術用キャップを着用していることを確認してください。</li>
	<li>滅菌手術器具、滅菌綿先端アプリケーター、およびガーゼパッドを使用してください。ホットビーズ滅菌器を使用して、手術日中にマウス間の器具を滅菌します。</li>
	<li>麻酔導入室を使用して、手術前の領域での手術のためにマウスを準備します。</li>
	<li>加熱パッドを使用して動物の体温を維持し、術後のマウス保持ケージを清掃し、タイマーを使用して手術後のマウスの直進反射を記録します。</li>
</ol>2.手術前の手順
<ol><li>ヘッドサポート装置を準備します( 図1Bを参照)。<ol><li>1 mLラテックスピペットバルブ(インフレータブルエンド)からロールエンドリッジを取り外します( 図1Cを参照)。</li>
		<li>パラフィルムを使用して電球をチューブに取り付けます( 図1Cを参照)。</li>
		<li>活栓を使用してチューブを10 mLシリンジに接続します。シリンジに水を入れます( 図1Cを参照)。 注意: 1mLのラテックスピペットバルブをマウスの頭の下に置き、衝撃力を耳から遠ざけます。使用前に電球からできるだけ多くの空気を取り除いて、電球が空気ではなく主に水で満たされるようにしてください。</li>
	</ol></li>
	<li>インパクターのセットアップ。<ol><li>5 mmのプローブ先端を選択し、アクチュエータの下部中央(大きい方のシリンダーの内側)のピストンにねじ込み、過度の力を加えずにプローブをゆっくりと締めます。衝撃の合間に先端を締め直します( 図1Bを参照)。</li>
		<li>インパクターをオンにする前に、延長/リトラクトスイッチが中央のオフの位置にあることを確認してください。次に、アクチュエータのケーブルをインパクターコントロールボックスのフロントパネルのジャックに接続し、センサーケーブルをフロントパネルのジャックに接続します。次に、背面パネルの電源スイッチをオンにします( 図1Dを参照)。 注意: 延長/リトラクトトグルスイッチは、使用しないときは中央のオフの位置のままにしておく必要があります。</li>
		<li>ディスプレイに5.0 ± 0.2 m / sが表示されるまで、コントロールボックスの左側にある大きなノブを回して、衝撃速度を設定します( 図1Dを参照)。</li>
		<li>ドウェルが0.01を示すまでダイヤルを回して、ドウェルカウンタを100ミリ秒に設定します( 図1Dを参照)。 注意: ドウェルは、自動リトラクションが発生する前の接触時間です。</li>
		<li>インパクタアクチュエータをアイスパックの上に置いて、プラスチックシリンダーが膨張するのを防ぎ、シリンダーを所定の位置にロックして、シリンダーの動きと将来の衝撃を防ぎます( 図1Eを参照)。</li>
	</ol></li>
	<li>手術のためにマウスを準備します。<ol><li>手術前にマウスを目視検査し、次のいずれかの状態が観察された場合は、マウスを研究から除外します:コート状態の悪さ、嗜眠、または生後4か月のマウスの体重不良(<20 g)。</li>
		<li>加熱パッド上に1〜2分間置いた誘導チャンバーを使用して、100%酸素中の4%〜5%イソフルランでマウスを麻酔する。</li>
		<li>電動バリカンを使用して手術部位の毛皮を剃ります。</li>
		<li>滅菌アルコール準備パッドで頭をきれいにし、手術開始の少なくとも15分前に剃毛した頭皮に局所麻酔薬を適用します。</li>
		<li>手術前にマウスを清潔な保持ケージに戻します。少なくとも15分の局所麻酔薬塗布(誘導時間)後に手術を開始します。 注:麻酔の時間は、手順で使用される麻酔薬によって異なる場合があります。</li>
	</ol></li>
	<li>固定装置用フレーム、インパクタ、およびデジタル定位固定装置ディスプレイ( 図1Fを参照)を使用する準備ができていることをもう一度確認します。</li>
	<li>マウスを100%酸素中の4%〜5%イソフルランを含むイソフルラン誘導チャンバーに約3分間戻します。</li>
	<li>マウスをヘッドステージに固定します。</li>
</ol>3.外科的処置
<ol><li>軽量のアセタール樹脂テーパーポイントイヤーバー、バイトバー、およびマウス麻酔マスクを使用して、マウスを定位固定装置フレームに固定します( 図1G、Hを参照)。イソフルランガスは、室内空気中で2%〜3%で100〜200 mL / minで供給されます。マウスの呼吸を注意深く監視して麻酔の深さを確認し、必要に応じてガスのレベルを調整します。</li>
	<li>角膜の乾燥を防ぐために、滅菌眼潤滑剤を目に塗布します。</li>
	<li>ポビドンヨード綿棒と滅菌アルコールパッドで頭皮を3回滅菌します。</li>
	<li>つま先のつまみ反応がないことを確認して、マウスが深く麻酔されていることを確認します。</li>
	<li>メスを使用して目と首の間の約1cmの正中線頭皮切開を行い、頭蓋骨を露出させます( 図1Iを参照)。</li>
	<li>頭蓋骨を1〜2分間乾かします。</li>
	<li>ブレグマ(冠状縫合糸と矢状縫合糸の交点)とラムダ(矢状縫合糸とラムドイド縫合糸の交点)を特定します( 図1Jを参照)。 注:マウスの脳アトラスを参考にすることができます。</li>
	<li>ヘッドサポート装置を頭の下に置き、マウスの頭の底を押すが、頭をバイトバーから持ち上げないように、電球を水で膨らませます。 注:この手順は、CHIから起こりうる耳の問題を減らすために不可欠です。 耳のバーから耳に損傷を与え、転がりや出血を引き起こした動物は、研究から除外し、安楽死させる必要があります。</li>
	<li>インパクターを動物の頭の上の所定の位置に移動します。</li>
	<li>延長 /リトラクト トグルスイッチ(インパクターコントロールボックス上)を[延長]に配置して、インパクターを 延長します。 注意: 先端を引き下げて、先端が完全に伸びていることを確認してください。</li>
	<li>インパクタがブレグマの中央に来るまで合わせます( 図1Kを参照)。</li>
	<li>固定装置リーダーのデジタル固定装置x座標とy座標を0にリセットします(タッチスクリーンコントロール上)</li>
	<li>プローブをブレグマからターゲット座標(内側-外側= 0.0 mm、前後= -1.6 mm)に移動して、プローブを衝撃位置に合わせます。</li>
	<li>接触センサーを動物の耳にクリップで留めます。<ol><li>表面との最初の接触が行われるまで、拡張プローブでプローブチップをゆっくりと下げます。ビープ音で停止します。</li>
		<li>定位固定装置リーダーのデジタル定位固定装置の z 座標を 0 にリセットします。</li>
	</ol></li>
	<li>先端が頭蓋骨と同じ高さであるかどうかを注意深く調べます(内側外側および前後面)。 注意: プローブの先端を配置することは、頭蓋骨の骨折や耳の損傷を防ぐためのこのプロセスの最も重要なステップです。</li>
	<li>コントロールボックスのトグルスイッチをリトラクト位置に配置して、インパクターをリトラクトします。先端は引っ込み、衝撃の時まで動物の頭と接触しなくなります。</li>
	<li>背腹の深さを-1.2 mmに調整して、衝撃の深さを設定します。 注意: 衝撃の深さは、怪我の重症度に影響します。深さは、マウスのさまざまな年齢、体重、および系統について、所望の傷害の重症度まで力価を付ける必要があります。深さは、一貫した怪我の重症度を維持するために、時間の経過とともに調整/再滴定する必要がある場合があります。重症度は、神経病理学的に評価することができます:ミクログリアとアストロサイト(IHC)、そして行動的に:放射状腕の水迷路と能動的回避テスト。</li>
	<li>マウスの呼吸を注意深く監視して麻酔深度を確保し、必要に応じてガスレベルを調整します。 注:多くの場合、イソフルランガスの割合は、衝撃の前に10〜20秒間下げるか遮断する必要があります。呼吸がわずかに加速するのを注意深く見てください。衝撃時に呼吸が遅すぎる場合、動物は無呼吸による衝撃後の最初の60秒以内に死亡する可能性があります。これは、衝撃の数秒前に麻酔の深さを調整することで防ぐことができます。</li>
	<li>右のトグルスイッチを押して 衝撃を誘発します。プローブの先端は表示された速度で下降し、設定された滞留時間の間下がったままになり、後退します。 注意: 偽マウスはCHIマウスと同じ処理を受けますが、衝撃は提供されません。</li>
	<li>CHI衝撃が照射された直後にタイマーを開始して、右傾時間(横位置から腹臥位に戻る時間)を記録するか、偽マウスの脳定位からマウスを離したときにタイマーを開始します。平均右投開時間は5〜15分です。 注意: 右反射時間は、マウスの系統と年齢によって異なる場合があります。</li>
	<li>目に見える頭蓋骨骨折、出血、無呼吸についてマウスを評価します。頭蓋骨骨折または目に見える出血のあるマウスを研究から除外します。 注:頭蓋骨骨折には段階的なレベルがあります。骨が脳組織に観察可能に押し込まれている減圧頭蓋骨骨折を有する動物は安楽死させる(最初にCO2 、および二次的な方法として斬首を使用する)。インパクターチップが正しく設定されていれば、これらのタイプの頭蓋骨骨折は非常にまれです。頭蓋骨骨折が発生した場合、より一般的な症状は、頭蓋骨上の少量の血液と頭蓋骨のわずかな触覚荒れであり、多くの場合、鼻骨の後端を接続する縫合糸に沿っています。これらのマウスは、記録に頭蓋骨骨折の可能性があると記載されていますが、通常は研究から除外されていません。</li>
	<li>脳定位固定装置フレームから動物を取り外します。</li>
	<li>皮膚を一緒にホチキス止めして頭皮を閉じます。 注:吸収性または非吸収性の縫合糸は、ステープルの代わりに頭皮を閉じるために使用できます。</li>
	<li>閉じた切開部に滅菌綿先端アプリケーターでトリプル抗生物質軟膏を塗布します。</li>
	<li>回復のためにマウスを清潔な保持ケージに戻します。回復ケージの半分は加熱パッド(低設定)にあり、覚醒時に熱から離れ、意識がないときに動物の体温を維持する機能を提供します( 図1Lを参照)。 メモ: マウスはリカバリケージ内で横向きに置かれます。窒息を防ぐために、寝具のない回復ケージに動物を置き、寝具がケージに入っている場合はティッシュの上に置きます。</li>
	<li>延長/ 格納 トグルスイッチを センター/オフ の位置に戻します。 注意: スイッチが伸長位置または収縮位置のままになっている場合、電流は流れ続け、ピストンが膨らみます。インパクターは、ピストンが冷えるまで機能しません。</li>
	<li>インパクターをホルダーから取り外し、アイスパックの上にそっと置きます。 注意: インパクターをアイスパックの上に置いておくと、インパクターの潜在的な腫れを減らすのに役立ちます。</li>
	<li>右折反射が発生するまで動物を監視し、右に戻るまでの時間を記録します( 図1Mを参照)。 注意: 右反射は、マウスが腹臥位に戻った瞬間として定義されます。ケージは邪魔されないままにしておく必要があります。ケージに触れたり、動かしたり、ノイズにさらされたりすると、マウスは右に動く可能性があります。</li>
	<li>マウスが目を覚まして警戒しているときに、マウスをホームケージに戻します。通常、損傷後1時間以内に、動物は完全に意識があり、歩行しています。また、ケージの底に湿った食べ物を追加します。</li>
</ol>4.術後のケア
<ol><li>手術後5日間動物を監視します。</li>
	<li>体重と、呼吸数(定性的呼吸機能)、歩行、体と髪のコートの状態、飲食、排便、排尿などの身体的/行動的変化を記録します。</li>
	<li>マウスに不快感の兆候がないか観察し、外科的創傷に腫れ、滲出液または赤いエッジ、裂開がないか観察します。動物が痛みや不快感の兆候を示している場合は、獣医師に連絡してください(発声、動かない、低体温、飲んだり食べたりしない)。</li>
	<li>手術後7〜10日で、麻酔下および加熱パッドでステープルを取り外します。 注:非吸収性縫合糸を使用する場合は、麻酔下で手術後7〜10日で抜去する必要があります。</li>
</ol>5.クリーニング
<ol><li>手術領域とツールを洗浄して滅菌します。</li>
	<li>プローブの先端は、使用するたびに、そして一日の終わりにアルコール準備パッドで清掃してください。 注意: インパクターは工場で校正されており、時間の経過とともに安定していることが報告されています。定期的な校正は必要ありません。ただし、インパクターと定位固定フレームは定期的に検査する必要があります。また、反射時間、死亡率、神経病理学などのモデルエンドポイントの境界を監視して、実験的ドリフトの可能性を評価する必要があります。</li>
</ol>6. 除外基準
<ol><li>生後4か月のマウスの体重<20 g、嗜眠、コートの状態が悪いなど、健康状態が悪い手術前の動物を除外します。</li>
	<li>頭蓋骨の落ち込み骨折、手術に関連する目に見える出血、耳の出血など、手術中に合併症のある動物を除外します。</li>
	<li>次の手術後の症状を持つ動物を研究から除外します:食事および/または正常に動くことができない、異常な発声、体重減少、または手術後の創傷が正常に治癒しない。 注:このモデルは、軽度のTBIの反復モデルとして使用できます。マウスが最初の手術から24時間離れて2回目の手術を受けた場合、ステープルまたは縫合糸を取り除き、同じ切開を使用して頭蓋骨を露出させることができます。手術の間隔が長くなる場合は、新しい切開を行う必要があります。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Capizzi, A., Woo, J., Verduzco-Gutierrez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Traumatic+brain+injury:+An+overview+of+epidemiology,+pathophysiology,+and+medical+management.">Traumatic brain injury: An overview of epidemiology, pathophysiology, and medical management.</a> The Medical Clinics of North America. 104 (2), 213-238 (2020).</li><li>Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+systematic+review+of+closed+head+injury+models+of+mild+traumatic+brain+injury+in+mice+and+rats.">A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats.</a> Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).</li><li>Shultz, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+potential+for+animal+models+to+provide+insight+into+mild+traumatic+brain+injury:+Translational+challenges+and+strategies.">The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: Translational challenges and strategies.</a> Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).</li><li>Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+traumatic+brain+injury).">Animal models of traumatic brain injury).</a> Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).</li><li>Albert-Weissenberger, C., Varrallyay, C., Raslan, F., Kleinschnitz, C., Siren, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+protocol+for+mimicking+pathomechanisms+of+traumatic+brain+injury+in+mice.">An experimental protocol for mimicking pathomechanisms of traumatic brain injury in mice.</a> Experimental and Translational Stroke Medicine. 4, 1 (2012).</li><li>Chen, Y., Constantini, S., Trembovler, V., Weinstock, M., Shohami, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+model+of+closed+head+injury+in+mice:+pathophysiology,+histopathology,+and+cognitive+deficits.">An experimental model of closed head injury in mice: pathophysiology, histopathology, and cognitive deficits.</a> Journal of Neurotrauma. 13 (10), 557-568 (1996).</li><li>Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+controlled+cortical+impact+model+of+traumatic+brain+injury+in+the+rat.">A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat.</a> Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).</li><li>Schwulst, S. J., Islam, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+model+of+controlled+cortical+impact+for+the+induction+of+traumatic+brain+injury.">Murine model of controlled cortical impact for the induction of traumatic brain injury.</a> Journal of Visualized Experiments. (150), e60027 (2019).</li><li>Cole, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Craniotomy:+True+sham+for+traumatic+brain+injury,+or+a+sham+of+a+sham.">Craniotomy: True sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham.</a> Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).</li><li>Brody, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electromagnetic+controlled+cortical+impact+device+for+precise,+graded+experimental+traumatic+brain+injury.">Electromagnetic controlled cortical impact device for precise, graded experimental traumatic brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 24 (4), 657-673 (2007).</li><li>Webster, S. J., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Closed+head+injury+in+an+age-related+Alzheimer+mouse+model+leads+to+an+altered+neuroinflammatory+response+and+persistent+cognitive+impairment.">Closed head injury in an age-related Alzheimer mouse model leads to an altered neuroinflammatory response and persistent cognitive impairment.</a> The Journal of Neuroscience. 35 (16), 6554-6569 (2015).</li><li>Macheda, T., Roberts, K. N., Morganti, J. M., Braun, D. J., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+and+validation+of+a+modified+radial-arm+water+maze+protocol+using+a+murine+model+of+mild+closed+head+traumatic+brain+injury.">Optimization and validation of a modified radial-arm water maze protocol using a murine model of mild closed head traumatic brain injury.</a> PLoS One. 15 (8), 0232862 (2020).</li><li>Macheda, T., Snider, H. C., Watson, J. B., Roberts, K. N., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+active+avoidance+behavioral+paradigm+for+use+in+a+mild+closed+head+model+of+traumatic+brain+injury+in+mice.">An active avoidance behavioral paradigm for use in a mild closed head model of traumatic brain injury in mice.</a> Journal of Neuroscience Methods. 343, 108831 (2020).</li><li>Bachstetter, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attenuation+of+traumatic+brain+injury-induced+cognitive+impairment+in+mice+by+targeting+increased+cytokine+levels+with+a+small+molecule+experimental+therapeutic.">Attenuation of traumatic brain injury-induced cognitive impairment in mice by targeting increased cytokine levels with a small molecule experimental therapeutic.</a> Journal of Neuroinflammation. 12, 69 (2015).</li><li>Bachstetter, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+mild+closed+head+injuries+on+tauopathy+and+cognitive+deficits+in+rodents:+Primary+results+in+wild+type+and+rTg4510+mice,+and+a+systematic+review.">The effects of mild closed head injuries on tauopathy and cognitive deficits in rodents: Primary results in wild type and rTg4510 mice, and a systematic review.</a> Experimental Neurology. 326, 113180 (2020).</li><li>Lyons, D. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mild+traumatic+brain+injury+in+mice+produces+lasting+deficits+in+brain+metabolism.">A mild traumatic brain injury in mice produces lasting deficits in brain metabolism.</a> Journal of Neurotrauma. 35 (20), 2435-2447 (2018).</li><li>Yanckello, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inulin+supplementation+mitigates+gut+dysbiosis+and+brain+impairment+induced+by+mild+traumatic+brain+injury+during+chronic+phase.">Inulin supplementation mitigates gut dysbiosis and brain impairment induced by mild traumatic brain injury during chronic phase.</a> Journal of Cellular Immunology. 4 (2), 50-64 (2022).</li><li>Bachstetter, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+stage+drug+treatment+that+normalizes+proinflammatory+cytokine+production+attenuates+synaptic+dysfunction+in+a+mouse+model+that+exhibits+age-dependent+progression+of+Alzheimer's+disease-related+pathology.">Early stage drug treatment that normalizes proinflammatory cytokine production attenuates synaptic dysfunction in a mouse model that exhibits age-dependent progression of Alzheimer's disease-related pathology.</a> The Journal of Neuroscience. 32 (30), 10201-10210 (2012).</li><li>Zvejniece, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Skull+fractures+induce+neuroinflammation+and+worsen+outcomes+after+closed+head+injury+in+mice.">Skull fractures induce neuroinflammation and worsen outcomes after closed head injury in mice.</a> Journal of Neurotrauma. 37 (2), 295-304 (2020).</li><li>Flierl, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+closed+head+injury+model+induced+by+a+weight-drop+device.">Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device.</a> Nature Protocols. 4 (9), 1328-1337 (2009).</li><li>Yang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+MRI+characterization,+neurobiochemical+and+neurobehavioral+changes+in+a+mouse+repetitive+concussive+head+injury+model.">Temporal MRI characterization, neurobiochemical and neurobehavioral changes in a mouse repetitive concussive head injury model.</a> Scientific Reports. 5, 11178 (2015).</li><li>Petraglia, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spectrum+of+neurobehavioral+sequelae+after+repetitive+mild+traumatic+brain+injury:+a+novel+mouse+model+of+chronic+traumatic+encephalopathy.">The spectrum of neurobehavioral sequelae after repetitive mild traumatic brain injury: a novel mouse model of chronic traumatic encephalopathy.</a> Journal of Neurotrauma. 31 (13), 1211-1224 (2014).</li><li>Laskowitz, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=COG1410,+a+novel+apolipoprotein+E-based+peptide,+improves+functional+recovery+in+a+murine+model+of+traumatic+brain+injury.">COG1410, a novel apolipoprotein E-based peptide, improves functional recovery in a murine model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 24 (7), 1093-1107 (2007).</li><li>Lloyd, E., Somera-Molina, K., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Wainwright, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppression+of+acute+proinflammatory+cytokine+and+chemokine+upregulation+by+post-injury+administration+of+a+novel+small+molecule+improves+long-term+neurologic+outcome+in+a+mouse+model+of+traumatic+brain+injury.">Suppression of acute proinflammatory cytokine and chemokine upregulation by post-injury administration of a novel small molecule improves long-term neurologic outcome in a mouse model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neuroinflammation. 5, 28 (2008).</li><li>Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+skull+cortical+thickness+changes+with+age+and+sex+from+computed+tomography+scans.">Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans.</a> Journal of Bone and Mineral Research. 31 (2), 299-307 (2016).</li><li>Kawakami, M., Yamamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cranial+bone+morphometric+study+among+mouse+strains.">Cranial bone morphometric study among mouse strains.</a> BMC Evolutionary Biology. 8, 73 (2008).</li></ol>

著者は開示するものは何もありません。

記述されたモデルを使用して一貫した傷害モデルを再現するには、いくつかのステップが含まれます。第一に、動物を定位固定装置フレームに正しく固定することが重要です。動物の頭は横方向に動くことができないようにし、頭蓋骨は完全に平らで、ブレグマとラムダが同じ座標を読み取る必要があります。イヤーバーを正しく配置することは、この手術の最も難しい側面であり、これは練習によってのみ学ぶことができます。頭蓋骨が水平でない場合は、CHIを誘発する前に頭を調整する必要があります。 頭の位置を調整しないと、頭蓋骨骨折を引き起こします。頭蓋骨が平らであることを評価するには、頭蓋骨と衝撃先端の間の隙間を先端の周りのあらゆる角度から見る必要があります。頭蓋骨骨折が落ち込んだマウスは、頭蓋骨骨折を患わなかったマウスと比較して、はるかに強い炎症反応とより重度の損傷を持っているため、実験から除外する必要があります19。さらに、頭蓋骨骨折のマウスは、心的外傷後呼吸抑制、二次リバウンド損傷、そして最終的には死亡など、より重度のTBIの結果を示します20。
この研究では、動物の頭をイヤーバーで固定しました。特に、テーパーポイントを持つマウス固有のアセタール樹脂イヤーバーのみを使用することが推奨され、大きなラットイヤーバーは使用されません。非パンクのゴムチップ付きイヤーバーを使用することは可能ですが、これらのイヤーバーは頭蓋骨を圧迫し、CHIの生体力学を変化させ、再現性が低くなります。さらに、イヤーバーは回転力を考慮しないため、イヤーバーの使用には制限があります。それにもかかわらず、イヤーバーの再現性が高いことは、ヘッドが固定されていない場合に発生する可能性のある限られた数の回転力よりも重要です。 
ただし、イヤーバーで頭を固定すると、衝撃力がすべて耳に配置されている場合、衝撃時に耳が損傷する可能性があります。耳から力を遠ざけるために頭部の下に配置された頭部支持装置が開発された。複数の枕のような物体をテストした後、最も効果的だったのは、水で満たされた1mLのラテックスピペットバルブでした。動物の頭の下のピペットバルブは、動物が定位固定装置フレームに入った後に拡張することができ、しっかりとフィットし、頭の下で完全にサポートすることができます。正しく配置すると、怪我の後に耳からの出血や耳の損傷(ローリング/頭の傾き)の行動の兆候があってはなりません。 
CHIモデルのいくつかのバージョンは、頭蓋骨骨折の発生を減らすためにゴムチッププローブ21、22または金属ヘルメット23、24を使用する。5 mmのインパクターの先端が頭蓋骨と同じ高さである限り、それらのいずれかを使用する必要はありません。定位固定手術の経験が豊富でない新規ユーザーにとっては、先端が内側外側平面の頭蓋骨と同じ高さではない状態で怪我を誘発したくなるかもしれません。頭蓋骨が内側外側平面で水平でない場合は、イヤーバーが正しく配置されていないことが原因です。この問題の唯一の解決策は、動物をインパクターから外し、マウスを偽の怪我に割り当てることです。先端が前後面と同じ高さでない場合は、バイトバーの高さを調整し、先端をブレグマと再調整する必要があります。また、先端が平らな5mmのインパクターを使用すると、直径の小さいインパクター先端と比較して頭蓋骨骨折を引き起こす可能性が低くなります19。考慮すべき他の重要な要素は、対象の年齢および体重、ならびに頭蓋骨の厚さ25およびマウス26の系統である。
人々では、軽度のTBIは、傷害後の最初の数分間の死亡と関連していません。動物では、軽傷でも死に至る可能性があります。ただし、このモデルでは、死亡率はほとんどの場合、損傷だけでなく外科的合併症に関連しています。衝撃後にマウスが死亡する最も一般的な理由は、麻酔の深さです。これは、手術に予想よりも時間がかかった場合、またはイソフルランガスがその動物に必要な濃度よりも高かった場合に発生する可能性があります。.動物の呼吸が遅いか苦労している場合、これは衝撃を与える前に麻酔の深さを減らす必要があることを示している可能性があります。衝撃時に動物の呼吸が遅いか苦労している場合、動物は無呼吸を起こし、死亡する可能性があります。 
軽度のTBIには多くのモデルがあります。それぞれに長所と短所があり、このモデルも例外ではありません。報告されているように、ここではTBIのシングルヒットモデルが記載されているが、このモデルは反復TBI15を引き起こすために使用されている。このプロトコルに記載されているステップを繰り返して、反復性TBI損傷を誘発することができます。さまざまなTBIモデルを評価する場合、モデルがモデル化しようとしている目的の病理を持っているかどうかを考慮することが重要です。また、モデルの再現性も考慮する必要があります。このモデルまたはTBIモデルを使用するための出発点は、モデルが以前に報告されたとおりに機能することを個別に検証および特性評価することを強くお勧めします。

外傷性脳損傷(TBI)は、脳への外力によって引き起こされ、多くの場合、転倒、スポーツ傷害、身体的暴力、または交通事故に関連しています。2014年、疾病管理予防センターは、253万人のアメリカ人がTBI関連の事故の治療支援を求めるために救急科を訪れたと判断しました1。軽度TBI(mTBI)がTBI症例の大部分を占めるため、過去数十年にわたって、体重減少、ピストン駆動閉鎖性頭部損傷および制御された皮質衝撃、回転損傷、軽度の流体パーカッション損傷、および爆風損傷モデルを含むmTBIの複数のモデルが採用されてきました2,3。mTBIモデルの異質性は、人に見られるmTBIに関連するさまざまな特徴に対処し、脳損傷に関連する細胞および分子メカニズムを評価するのに役立ちます。
閉鎖性頭部外傷の一般的に使用されるモデルのうち、最初で最も広く使用されているモデルの1つは、物体を特定の高さから動物の頭に落とす(麻酔または覚醒)重量減少法です2,4。体重減少法では、傷害の重症度は、開頭術が行われるか否か、頭部固定または自由、ならびに落下物の距離および重量を含むいくつかのパラメータに依存する2,4。このモデルの欠点の1つは、損傷の重症度の高い変動性と呼吸抑制に関連する高い死亡率です5,6。一般的な代替手段は、空気圧または電磁装置を使用して衝撃を与えることであり、これは露出した硬膜(制御された皮質衝撃:CCI)または閉じた頭蓋骨(閉鎖性頭部外傷:CHI)に直接行うことができます。ピストン駆動の損傷の強みの1つは、その高い再現性と低い死亡率です。しかし、CCIは開頭術7,8を必要とし、開頭術自体が炎症を誘発します9。代わりに、CHIモデルでは、開頭術は必要ありません。すでに述べたように、各モデルには制限があります。この論文に記載されているCHIモデルの限界の1つは、手術が脳定位固定フレームを使用して行われ、動物の頭部が固定されていることです。頭部全体の固定は再現性を保証しますが、mTBIに関連する損傷に寄与する可能性のある衝撃後の動きを考慮していません。
このプロトコルは、市販の電磁インパクタ装置10を用いてマウスでCHI衝撃を行う基本的な方法を記載する。このプロトコルは、再現性の高い損傷を達成するために関連する正確なパラメータを詳述しています。特に、研究者はパラメータ(損傷の深さ、滞留時間、衝撃の速度)を正確に制御して、損傷の重症度を正確に定義できます。記載されたように、このCHIモデルは、びまん性および顕微鏡的の両方の両側病理(すなわち、グリアの慢性活性化、軸索および血管損傷)、ならびに行動表現型11、12、13、14、15をもたらす傷害を生じる。さらに、記載されたモデルは、損傷後1年でもMRIに基づく構造的脳病変または病理学上の肉眼的病変を誘発しないため、軽度と見なされます16,17。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Applier</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- APL</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Remover</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- RMV</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip, Case of 1,000 clips</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- CS</td>
			<td>Surgery (Staples)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aperio ImageScope software&#160;</td>
			<td>Leica BioSystems</td>
			<td>NA&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BladeFLASK Blade Remover</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-444-275</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tip applicator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89031-270</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitial mouse stereotaxic frame</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730D</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #7 Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear bars</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51649</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EthoVision XT 11.0&#160;</td>
			<td>Noldus Information Technology</td>
			<td>NA</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber-Lite</td>
			<td>Dolan-Jeffer Industries</td>
			<td>UN16103-DG</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Bulb for Small Pipets</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-448-21</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gemini Avoidance System</td>
			<td>San Diego Instruments</td>
			<td>NA</td>
			<td>Active avoidance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad</td>
			<td>Sunbeam&#160;</td>
			<td>732500000U</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HRP conjugated goat anti-rabbit IgG&#160;</td>
			<td>Jackson Immuno Research laboratories</td>
			<td>111-065-144&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Induction chamber</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-0530XS</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>NDC: 11695-6777-2</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse gas anesthesia head holder</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51609M</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neuropactor Stereotaxic Impactor</td>
			<td>Neuroscience Tools</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Surgery: Formally distributed by Lecia as impact one</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NexGen Mouse 500</td>
			<td>Allentown&#160;</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Post-surgery, holding cage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM992</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peanut - Professional Hair Clipper</td>
			<td>Whal</td>
			<td>8655-200&#160;</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine Solution USP, 10% (w/v), 1% (w/v) available Iodine, for laboratory</td>
			<td>Ricca</td>
			<td>3955-16</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube Vet Oinment,petrolatum ophthalmic ointment, Sterile ocular lubricant</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>17033-211-38</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-GFAP&#160;</td>
			<td>Dako</td>
			<td>Z0334</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-IBA1&#160;</td>
			<td>Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-arm Radial Arm Water Maze</td>
			<td>MazeEngineers</td>
			<td>n/a</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scale</td>
			<td>OHAUS CS series</td>
			<td>BAL-101</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle #7 Solid 6.25&#34;&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9847</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Alcohol Prep Pads (isopropyl alcohol 70% v/v)</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SumnoSuite low-flow anesthesia system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL syringe Luer-Lok Tip</td>
			<td>BD Bard-Parker</td>
			<td>302995</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>6KED8</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthetic cream</td>
			<td>L.M.X 4</td>
			<td>NDC 0496-0882-15</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triple antibiotic ointment</td>
			<td>Major</td>
			<td>NDC 0904-0734-31</td>
			<td>Post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing</td>
			<td>MasterFlex</td>
			<td>96410-16</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaporizer Single Channel Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-1210S</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electromagnetic controlled closed-head model of mild traumatic brain injury in mice

治療的介入をテストし、TBIが脳機能をどのように変化させるかのメカニズムを理解するには、明確に定義された病状を持つ外傷性脳損傷(TBI)の再現性の高い動物モデルが必要です。TBIの複数の動物モデルが利用可能であることは、人々に見られるTBIのさまざまな側面と重症度をモデル化するために必要です。この原稿では、軽度のTBIのマウスモデルを開発するための正中線閉鎖性頭部外傷(CHI)の使用について説明しています。このモデルは、ニューロイメージングや肉眼的ニューロン喪失に基づく構造的な脳病変を引き起こさないため、軽度と見なされます。しかし、単一の衝撃は、認知障害が損傷後少なくとも1か月で測定可能であるのに十分な病状を作成します。定位固定誘導電磁インパクターを使用してマウスにCHIを誘導するための段階的なプロトコルが論文で定義されています。軽度の正中線CHIモデルの利点には、死亡率が低い傷害誘発性変化の再現性が含まれます。このモデルは、神経イメージング、神経化学的、神経病理学的、および行動的変化について、損傷後1年までの時間的に特徴付けられています。このモデルは、同じインパクターデバイスを使用して制御された皮質衝撃のオープンスカルモデルを補完するものです。したがって、ラボは、同じインパクターを使用して、軽度のびまん性TBIと焦点の中程度から重度のTBIの両方をモデル化できます。

この定位固定装置電磁インパクター装置は汎用性があります。これは、開いた頭蓋骨制御皮質衝撃(CCI)または閉鎖性頭部外傷(CHI)手術の両方に使用されます。さらに、傷害の重症度は、衝撃速度、滞留時間、衝撃の深さ、インパクターチップ、および傷害標的などの傷害パラメータを変更することによって調節することができる。本明細書では、5.0 mm鋼製先端インパクターを用いたCHI手術について説明する。構造的な脳病変がないため、この損傷は軽度と見なされます。成体マウスの死亡率は0.9%未満であり11,14、高齢マウス(生後>8か月)ではわずかに増加して~2.5%に達します11。無呼吸のために最初の2分間に死亡しますが、これは衝撃の数秒前の麻酔の深さを注意深く監視することで大部分を防ぐことができます。
このCHIモデルの利点は、衝撃が皮質硬膜表面を露出させる必要なしに両側びまん性の病理を引き起こすことです(開頭術)。これを効果的なTBIモデルにするもう一つの特徴は、外科的処置後の頭蓋骨骨折または耳の問題のためにマウスの1%未満が研究から除外されていることです。重要なことに、このモデルは単一の影響で神経病理学的および行動的障害を引き起こし、反復的な軽度のCHIモデルに関連する実験の複雑さを軽減します15。例えば、ミクログリアと星状細胞の形態学的変化の再現可能な時間的パターンが同定されている(図2A、B)。モデルを検証するときは、前後座標の開始範囲を-1.5 mm ± 0.2 mm、衝撃深さを1.0 ± 0.2 mmとして使用することをお勧めします。座標は、マウスの年齢と系統、および使用する機器のブランドとモデルに合わせて調整する必要がある場合があります。設定が検証されたら、実験のために一定に保つ必要があります。検証のために、損傷後3日でのミクログリアとアストロサイトの神経病理学的特性評価が推奨されます。免疫組織化学(IHC)染色は、Bachstetter et al.18の方法に従って完了した。具体的には、30 μmのコロナ自由浮遊切片をウサギ抗GFAPによるグリア活性化(1:10,000)およびウサギ抗IBA1(1:10,000)による星状細胞について染色した。HRP結合ヤギ抗ウサギIgG(1:200)を使用して、GFAPとIBA-1の両方を検出しました。定量化ソフトウェアは、考慮した各領域における染色を定量するために使用した。また、受傷後1日目に新皮質に軸索損傷マーカーが認められ、CHI16後28日目にはミトコンドリア代謝の変化が認められた(データ未掲載)。
モデルを検証するための副次的評価項目は、行動アッセイです。橈骨腕水迷路(RAWM)12と能動的回避13の行動において、再現可能なCHI誘発欠損が見出された(図3)。マウスは、Machedaら12に記載されているように、特別な学習テストである8アームRAWMでテストされました。簡単に説明すると、マウスは4日間のプロトコルにわたって合計28回の試験でテストされ、ターゲットアームに配置されたプラットフォームを見つけるのに60秒かかりました。1日あたりの試行回数は7回であった。1日目と2日目はトレーニング日、3日目と4日目はテスト日と見なされました。訓練期間中、マウスはプラットフォームの位置を特定するように訓練され、目に見える試験と隠された試験を交互に繰り返しました。テスト期間中、プラットフォームはすべてのトライアル中に非表示になりました。実験はカメラを使用して記録され、追跡システムを使用して行動分析(エラー数、総距離、および遅延)が使用されました。マウスを損傷の2週間後に試験した。性別の影響はありませんでしたが、CHIマウスはタスクを正常に実行してプラットフォームに到達するためにより多くのエラーを犯しました(図3A)。さらに、記憶障害は6アームRAWMテストでも検出されています11、14、15、16。連想学習ベースのテストである能動的回避は、CHIのこの軽度モデルに関連する認知障害を測定するために使用されてきました。 マウスを5日間のプロトコルを使用してテストし、50試行/日13に曝露しました。マウスは、条件付き刺激(CS、光)をそれに関連付けることによって、軽度の足ショック(無条件刺激、米国)を回避するように訓練されました。時間が経つにつれて、マウスはCSが提示されたときに米国を避けることを学びました。CHIマウスは、偽マウスと比較して能動的回避における認知機能障害を有していた(図3B)。偽の雌マウスは雄に比べて有意に速く学習したが、CHIマウスでは性別は役割を果たさなかった13。行動は、アクティブ/パッシブ回避ソフトウェアを使用して記録されました。損傷後の最初の週以降の運動機能の再現可能な欠損は検出されていません11。
この軽度のTBIモデルでは、脳への肉眼的構造病変は見られず、単一の衝撃が両側グリア活性化とミクログリア形態の変化を引き起こしました。また、認知障害はこのTBIモデルに関連しています。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64556/64556fig01.jpg"> 図1:ステップ1:手術領域のセットアップ。 (A)CHI手術を行うために必要な手術部位と道具の例(インパクター用アイスパック、インパクターを備えた脳定位固定装置フレーム、インパクターコントロールボックス、手術器具)を示す。(B)正中線の衝撃に必要な位置を示す、5 mmのスチールプローブチップ、バイトバー、およびヘッドサポート装置の拡大図。(C)ヘッド支持装置は、パラフィルムによってチューブに取り付けられた1mLラテックスピペットバルブから作られている。10 mLシリンジに水を入れて電球を膨らませ、活栓で電球を所定の位置に膨らませたままにします。(D)インパクターコントロールボックス:(1)衝撃速度を調整するための大きなノブ、(2)ドウェルカウンター、(3)伸縮トグルスイッチ、(4)押し下げると衝撃を与えるトグルスイッチ。(E)使用しないときは、過熱や誤動作を防ぐために、インパクターをアイスパックの上に保管してください。(F)デジタル定位固定ディスプレイは、x(前後)、y(内側-外側)、およびz(背側-腹側)座標を確立するために使用されます。ステップ2:外科的処置。(G,H)麻酔および剃毛したマウスを脳定位固定装置フレームに固定し、(I)正中線切開を行い、(J)ブレグマを露出させ、(K)インパクターを整列させるために手術中に使用される。ステップ3:回復。 (L)マウスを脳定位固定装置フレームから取り外す。皮膚を一緒にホチキス止めまたは縫合することによって頭皮を閉じた後、それはその側面のきれいな回復ケージに入れられる。(M)マウスが転がり、右反射が起こるまでマウスを監視します。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64556/64556fig01large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64556/64556fig02.jpg"> 図2:CHI後のアストロサイト(GFAP)とミクログリア(IBA1)の形態学的変化の時間パターン 。 (A)低倍率でのGFAP染色は、CHI群の皮質に見られる染色の局所的な増加を示しています。星状細胞の形態学的外観は、中脳切片および皮質の同じ領域から採取された高倍率の挿入図に示されている。(B)受傷後1日、7日、2ヶ月の皮質におけるIBA1陽性染色は、CHI後の新皮質のミクログリア形態の変化を示す(n=7-14、50/50男性/女性)。マウス(CD-1/129バックグラウンド)は手術時に8ヶ月齢であった。このフィギュアは 11 から翻案され、許可を得て再現されています。 スケールバー= 図に示すように、1 mm、50 μm、100 μm。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64556/64556fig02large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64556/64556fig03.jpg"> 図3:RAWMと能動的回避におけるCHI誘発記憶障害。 (A)損傷後2週間で、CHI手術マウスと偽手術マウスの両方がRAWMタスクを学習することができましたが、CHIマウスは偽マウスと比較してより多くのエラーを犯しました(** p < 0.0005)。偽物(n = 20/20男性/女性);CHI(n = 20/20男性/女性)。マウス(C57BL/6J)は手術時に3〜4ヶ月齢であった。(B)損傷後4週間で、CHIおよび偽手術マウスは能動的回避課題を学習することができたが、CHIマウスは偽マウスと比較して足のショックを回避しなかった(*** p = 0.0005; **** p < 0.0001)。偽物(n = 10/10男性/女性);CHI(n = 9/10男性/女性)。マウス(C57BL / 6J)は、手術時に3〜5か月齢でした。データはSEM±平均値として示されています。 (A)この図は12から改作され、許可を得て複製されています。(B)この図は13から改作され、許可を得て複製されています。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64556/64556fig03large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>

Watch this Scientific Journal Video about Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice at JoVE.com

Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

プロトコルは、マウスモデルにおける軽度の外傷性脳損傷について説明しています。特に、軽度の正中線閉鎖頭部外傷を誘発するための段階的なプロトコルおよび動物モデルの特徴付けが完全に説明されている。

マウスにおける軽度外傷性脳損傷の電磁制御クローズドヘッドモデル

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and ...

electromagnetic-controlled-closed-head-model-mild-traumatic-brain

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.0K ビュー.  University of Kentucky. プロトコルは、マウスモデルにおける軽度の外傷性脳損傷について説明しています。特に、軽度の正中線閉鎖頭部外傷を誘発するための段階的なプロトコルおよび動物モデルの特徴付けが完全に説明されている。

ビデオ: Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and mortality. Based on the nature of primary injury following TBI, complex and heterogeneous secondary consequences result, which are followed by regenerative processes 1,2. Primary injury can be induced by a direct contusion to the brain from skull fracture or from shearing and stretching of tissue causing displacement of brain due to movement 3,4. The resulting hematomas and lacerations cause a vascular response 3,5, and the morphological and functional damage of the white matter leads to diffuse axonal injury 6-8. Additional secondary changes commonly seen in the brain are edema and increased intracranial pressure 9. Following TBI there are microscopic alterations in biochemical and physiological pathways involving the release of excitotoxic neurotransmitters, immune mediators and oxygen radicals 10-12, which ultimately result in long-term neurological disabilities 13,14. Thus choosing appropriate animal models of TBI that present similar cellular and molecular events in human and rodent TBI is critical for studying the mechanisms underlying injury and repair.
Various experimental models of TBI have been developed to reproduce aspects of TBI observed in humans, among them three specific models are widely adapted for rodents: fluid percussion, cortical impact and weight drop/impact acceleration 1. The fluid percussion device produces an injury through a craniectomy by applying a brief fluid pressure pulse on to the intact dura. The pulse is created by a pendulum striking the piston of a reservoir of fluid. The percussion produces brief displacement and deformation of neural tissue 1,15. Conversely, cortical impact injury delivers mechanical energy to the intact dura via a rigid impactor under pneumatic pressure 16,17. The weight drop/impact model is characterized by the fall of a rod with a specific mass on the closed skull 18. Among the TBI models, LFP is the most established and commonly used model to evaluate mixed focal and diffuse brain injury 19. It is reproducible and is standardized to allow for the manipulation of injury parameters. LFP recapitulates injuries observed in humans, thus rendering it clinically relevant, and allows for exploration of novel therapeutics for clinical translation 20.
We describe the detailed protocol to perform LFP procedure in mice. The injury inflicted is mild to moderate, with brain regions such as cortex, hippocampus and corpus callosum being most vulnerable. Hippocampal and motor learning tasks are explored following LFP.

Lateral fluid percussion (LFP), an established model of traumatic brain injury in mice, is demonstrated. LFP fulfills three major criteria for animal models: validity, reliability and clinical relevance. The procedure, consisting of surgical craniotomy, fixation of hub followed by induction of injury, resulting in focal and diffuse injuries, is described.

横方向の流体のパーカッション：マウスにおける外傷性脳損傷のモデル

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and ...

神経科学

Investigations on Alterations of Hippocampal Circuit Function Following Mild Traumatic Brain Injury

Traumatic Brain Injury (TBI) afflicts more than 1.7 million people in the United States each year and even mild TBI can lead to persistent neurological impairments 1. Two pervasive and disabling symptoms experienced by TBI survivors, memory deficits and a reduction in seizure threshold, are thought to be mediated by TBI-induced hippocampal dysfunction 2,3. In order to demonstrate how altered hippocampal circuit function adversely affects behavior after TBI in mice, we employ lateral fluid percussion injury, a commonly used animal model of TBI that recreates many features of human TBI including neuronal cell loss, gliosis, and ionic perturbation 4-6.
	Here we demonstrate a combinatorial method for investigating TBI-induced hippocampal dysfunction. Our approach incorporates multiple ex vivo physiological techniques together with animal behavior and biochemical analysis, in order to analyze post-TBI changes in the hippocampus. We begin with the experimental injury paradigm along with behavioral analysis to assess cognitive disability following TBI. Next, we feature three distinct ex vivo recording techniques: extracellular field potential recording, visualized whole-cell patch-clamping, and voltage sensitive dye recording. Finally, we demonstrate a method for regionally dissecting subregions of the hippocampus that can be useful for detailed analysis of neurochemical and metabolic alterations post-TBI.
	These methods have been used to examine the alterations in hippocampal circuitry following TBI and to probe the opposing changes in network circuit function that occur in the dentate gyrus and CA1 subregions of the hippocampus (see Figure 1). The ability to analyze the post-TBI changes in each subregion is essential to understanding the underlying mechanisms contributing to TBI-induced behavioral and cognitive deficits. 
	The multi-faceted system outlined here allows investigators to push past characterization of phenomenology induced by a disease state (in this case TBI) and determine the mechanisms responsible for the observed pathology associated with TBI.

A multi-faceted approach to investigating functional changes to hippocampal circuitry is explained. Electrophysiological techniques are described along with the injury protocol, behavioral testing and regional dissection method. The combination of these techniques can be applied in similar fashion for other brain regions and scientific questions.

軽度の外傷性脳損傷後の海馬回路機能の改変に関する調査

Traumatic Brain Injury (TBI) afflicts more than 1.7 million people in the United States each year and even mild TBI can lead to persistent neurological ...

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

で閉鎖性頭部外傷性脳損傷を負わせる方法<em&gt;ショウジョウバエ</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Thy1を用いた一次体性感覚野における神経活動のイメージング-GCaMP6s トランスジェニック マウス

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

A Novel In Vitro Model of Blast Traumatic Brain Injury

Traumatic brain injury is a leading cause of death and disability in military and civilian populations. Blast traumatic brain injury results from the detonation of explosive devices, however, the mechanisms that underlie the brain damage resulting from blast overpressure exposure are not entirely understood and are believed to be unique to this type of brain injury. Preclinical models are crucial tools that contribute to better understand blast-induced brain injury. A novel in vitro blast TBI model was developed using an open-ended shock tube to simulate real-life open-field blast waves modelled by the Friedlander waveform. C57BL/6N mouse organotypic hippocampal slice cultures were exposed to single shock waves and the development of injury was characterized up to 72 h using propidium iodide, a well-established fluorescent marker of cell damage that only penetrates cells with compromised cellular membranes. Propidium iodide fluorescence was significantly higher in the slices exposed to a blast wave when compared with sham slices throughout the duration of the protocol. The brain tissue injury is very reproducible and proportional to the peak overpressure of the shock wave applied.

A Novel In Vitro Model of Blast Traumatic Brain Injury

This paper describes a novel model of primary blast traumatic brain injury. A compressed-air driven shock tube is used to expose in vitro mouse hippocampal slice cultures to a single shock wave. This is a simple and rapid protocol generating a reproducible brain tissue injury with a high throughput.

爆発外傷性脳損傷の新規In Vitroモデル

Traumatic brain injury is a leading cause of death and disability in military and civilian populations. Blast traumatic brain injury results from the ...

Effects of Blast-induced Neurotrauma on Pressurized Rodent Middle Cerebral Arteries

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral vascular effects. Impact (i.e., non-blast) traumatic brain injury (TBI) is known to decrease pressure autoregulation in the cerebral vasculature in both humans and experimental animals. The hypothesis that blast-induced traumatic brain injury (bTBI), like impact TBI, results in impaired cerebral vascular reactivity was tested by measuring myogenic dilatory responses to reduced intravascular pressure in rodent middle cerebral arterial (MCA) segments from rats subjected to mild bTBI using an Advanced Blast Simulator (ABS) shock tube. Adult, male Sprague-Dawley rats were anesthetized, intubated, ventilated and prepared for Sham bTBI (identical manipulation and anesthesia except for blast injury) or mild bTBI. Rats were randomly assigned to receive Sham bTBI or mild bTBI followed by sacrifice 30 or 60 min post-injury. Immediately after bTBI, righting reflex (RR) suppression times were assessed, euthanasia at the time points post-injury was completed, the brain was harvested and the individual MCA segments were collected, mounted and pressurized. As the intraluminal pressure perfused through the arterial segments was reduced in 20 mmHg increments from 100 to 20 mmHg, MCA diameters were measured and recorded. With decreasing intraluminal pressure, MCA diameters steadily increased significantly above baseline in the Sham bTBI groups while MCA dilator responses were significantly reduced (p &#60; 0.05) in both bTBI groups as evidenced by the impaired, smaller MCA diameters recorded for the bTBI groups. In addition, RR suppression in the bTBI groups was significantly (p &#60; 0.05) higher than in the Sham bTBI groups. MCA&#39;s collected from the Sham bTBI groups exhibited typical vasodilatory properties to decreases in intraluminal pressure while MCA&#39;s collected following bTBI exhibited significantly impaired myogenic vasodilatory responses to reduced pressure that persisted for at least 60 min after bTBI.

Here, we present a protocol to describe methods for ex vivo vascular reactivity determination following a primary blast traumatic brain injury (bTBI) using isolated, pressurized, rodent middle cerebral arterial (MCA) segments. bTBI induction is accomplished using a shock tube, also known as an Advanced Blast Simulator (ABS) device.

加圧齧歯動物に及ぼす影響の爆発による頭部外傷の中間の大脳動脈

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral ...

Investigating Alterations in Caecum Microbiota After Traumatic Brain Injury in Mice

Increasing evidence shows that the microbiota-gut-brain axis plays an important role in the pathogenesis of brain diseases. Several studies also demonstrate that traumatic brain injuries cause changes to the gut microbiota. However, mechanisms underlying the bidirectional regulation of the brain-gut axis remain unknown. Currently, few models exist for studying the changes in gut microbiota after traumatic brain injury. Therefore, the presented study combines protocols for inducing traumatic brain injury using a lateral fluid percussion device and analysis of caecum samples following injury for investigating alterations in the gut microbiome. Alterations of the gut microbiota composition after traumatic brain injury are determined using 16S-rDNA sequencing. This protocol provides an effective method for studying the relationships between enteric microorganisms and traumatic brain injury.

Presented here is a protocol to induce diffuse traumatic brain injury using a lateral fluid percussion device followed by the collection of the caecum content for gut microbiome analysis.

マウスの外傷性脳損傷後のカエカム微生物叢の変化を調べている

Increasing evidence shows that the microbiota-gut-brain axis plays an important role in the pathogenesis of brain diseases. Several studies also ...

Advanced Diffusion Imaging in The Hippocampus of Rats with Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous variability and heterogeneity (age, gender, type of trauma, other possible pathologies, etc.), animal models play a key role in unraveling factors that are limitations in clinical research. They provide a standardized and controlled setting to investigate the biological mechanisms of injury and repair following TBI. However, not all animal models mimic the diffuse and subtle nature of mTBI effectively. For example, the commonly used controlled cortical impact (CCI) and lateral fluid percussion injury (LFPI) models make use of a craniotomy to expose the brain and induce widespread focal trauma, which are not commonly seen in mTBI. Therefore, these experimental models are not valid to mimic mTBI. Thus, an appropriate model should be used to investigate mTBI. The Marmarou weight drop model for rats induces similar microstructural alterations and cognitive impairments as seen in patients who sustain mild trauma; therefore, this model was selected for this protocol. Conventional computed tomography and magnetic resonance imaging (MRI) scans commonly show no damage following a mild injury, because mTBI induces often only subtle and diffuse injuries. With diffusion weighted MRI, it is possible to investigate microstructural properties of brain tissue, which can provide more insight into the microscopic alterations following mild trauma. Therefore, the goal of this study is to obtain quantitative information of a selected region-of-interest (i.e., hippocampus) to follow up disease progression after obtaining a mild and diffuse brain injury.

The overall goal of this procedure is to obtain quantitative microstructural information of the hippocampus in a rat with mild traumatic brain injury. This is done using an advanced diffusion-weighted magnetic resonance imaging protocol and region-of-interest based analysis of parametric diffusion maps.

軽度の外傷性脳損傷を有するラットの海馬における高度な拡散イメージング

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous ...

Murine Model of Controlled Cortical Impact for the Induction of Traumatic Brain Injury

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the United States. In fact, TBI is a contributing factor to over a third of all injury-related mortality. Nonetheless, the cellular and molecular mechanisms underlying the pathophysiology of TBI are poorly understood. Thus, preclinical models of TBI capable of replicating the injury mechanisms pertinent to TBI in human patients are a critical research need. The controlled cortical impact (CCI) model of TBI utilizes a mechanical device to directly impact the exposed cortex. While no model can full recapitulate the disparate injury patterns and heterogeneous nature of TBI in human patients, CCI is capable of inducing a wide range of clinically applicable TBI. Furthermore, CCI is easily standardized allowing investigators to compare results across experiments as well as across investigative groups. The following protocol is a detailed description of applying a severe CCI with a commercially available impacting device in a murine model of TBI.

Here we describe a protocol for the induction of murine traumatic brain injury via an open-head controlled cortical impact.

外傷性脳損傷の誘導に対する制御された皮質影響のマウスモデル

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the ...

Low-intensity Blast Wave Model for Preclinical Assessment of Closed-head Mild Traumatic Brain Injury in Rodents

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of medical visits in the United States. There are currently no FDA-approved treatments available for TBI. The increased incidence of military-related, blast-induced TBI further accentuates the urgent need for effective TBI treatments. Therefore, new preclinical TBI animal models that recapitulate aspects of human blast-related TBI will greatly advance the research efforts into the neurobiological and pathophysiological processes underlying mild to moderate TBI as well as the development of novel therapeutic strategies for TBI.
Here we present a reliable, reproducible model for the investigation of the molecular, cellular, and behavioral effects of mild to moderate blast-induced TBI. We describe a step-by-step protocol for closed-head, blast-induced mild TBI in rodents using a bench-top setup consisting of a gas-driven shock tube equipped with piezoelectric pressure sensors to ensure consistent test conditions. The benefits of the setup that we have established are its relative low-cost, ease of installation, ease of use and high-throughput capacity. Further advantages of this non-invasive TBI model include the scalability of the blast peak overpressure and the generation of controlled reproducible outcomes. The reproducibility and relevance of this TBI model has been evaluated in a number of downstream applications, including neurobiological, neuropathological, neurophysiological and behavioral analyses, supporting the use of this model for the characterization of processes underlying the etiology of mild to moderate TBI.

We present here a protocol of a blast wave model for rodents to investigate neurobiological and pathophysiological effects of mild to moderate traumatic brain injury. We established a gas-driven, bench-top setup equipped with pressure sensors allowing for reliable and reproducible generation of blast-induced mild to moderate traumatic brain injury.

げっ歯類における閉鎖性軽度外傷性脳損傷の前臨床評価のための低強度ブラスト波モデル

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of ...