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요약

이 통신 격리와 인간에서 치경 대 식 세포의 문화에 대 한 방법론 및 실험적인 목적을 위한 murine 모델에 설명합니다.

초록

치경 대 식 세포는 태아 근원의 말기 분화, 폐 상주 대 식 세포. 치경 대 식 세포는 그들의 긴 수명 및 폐 지역화 감염 및 염증 응답 뿐만 아니라 폐 개발 및 기능, 그들의 중요 한 역할에서 고유. 날짜 하려면, 식별, 격리, 및 인간과 쥐에서 치경 대 식 세포의 취급에 대 한 통합된 방법 존재 합니다. 이러한 메서드는 다양 한 실험 설정에서 이러한 중요 한 타고 난 면역 세포에 대 한 연구에 대 한 필요 하다. 쉽게 어떤 연구소에 의해 채택 될 수 있습니다, 여기에, 설명 하는 방법을 bronchoalveolar 게 액체 또는 폐 조직에서 치경 대 식 세포를 수확 하 고 그들 에 시험관을 유지 하는 간단한 접근 방법입니다. 치경 대 식 세포는 폐 포에 부착 세포로 주로 발생 하기 때문에이 방법의 초점은 수확 및 식별 하기 전에 그들을 dislodging에 있습니다. 폐는 매우 vascularized 기관 그리고 골수성과 림프 근원의 다양 한 셀 형식 서식, 상호 작용, 폐 microenvironment에 의해 좌우 된다. 여기 설명 된 표면 마커 집합을 사용 하 여 연구원 수를 쉽고 명확 하 게 다른 백혈구에서 치경 대 식 세포를 구별 고 다운스트림 응용 프로그램에 대 한 그들을 정화. 여기 개발 문화 메서드 두 인간을 지원 하 고 치경 대 식 세포에 체 외 성장에 대 한 마우스 세포질이 고 분자 연구와 호환 됩니다.

서문

폐 microenvironment 정교한 공기 도관, 맥 관 구조는 고유 하 게 복잡 한 생태계 이다. 흡입된 공기 혈액 공기 가스 교환 발생 하는 위치는 폐 포에 도달 하기 전에 기관 그리고 기관지 및 bronchioles의 수많은 분 지를 통해 여행. 분위기와 직접 상호 작용을 인해 호흡기 표면 공 수 입자와 오염 물질의 잠재적으로 유해한 영향 으로부터 보호를 요구 한다. 다양 한 물리, 화학, 및 면역학 장벽 폐를 보호합니다. 특히, 호흡기 표면에 phagocytes의 배포는 중요 한 첫 번째-라인 방어 시스템을 제공합니다. 치경 세포 (AMs)는 한 가지 유형의 폐 상주 식 세포, 그리고 그들은 폐 대 식 세포 수영장의 대부분을. 그들의 이름에서 알 수 있듯이, AMs 주로 치경 루멘에 지역화 하 고 지속적으로 주변 분위기를 샘플 하 고 치경 상피1와 통신 하는 무 셀으로 발생 합니다. 정상 상태 폐에서 치조 공간에서 식 세포의 95%는 AMs2, 염증, 감염, 또는 오염 물질에 만성 노출의 구성을 변경할 수 있습니다.

AMs 폐에 로컬 될 수 있는 함수 및/또는 조직의 중요성의 광범위에 참가 한다. 예를 들어 AMs는 개발 및 폐;의 최적의 기능에 필수적 면역 감시; 그리고 세포 파편, 병원 균와 흡입된 입자3,,45,,67의. AMs의 타겟된 고갈 호흡기 바이러스 및 박테리아4,8의 손상으로 알려져 있다. 식 세포와 폐 항상성의 첫 줄 수비수로 서 자신의 역할, 외 AMs 알려져 있습니다 T 도출에 세포를 항 원 제시 세포 면역9, 작동 potentiating intranasal 백신10 의 효능과 폐 이식11,12후 폐 제한 면역에 영향을 미치는. 오전 기능 결핍 폐 치조 proteinosis (PAP), 유전자 변이, 악성 종양 또는 감염 폐 계면 활성 제13,14의 손상 발생 조건에 연결 되었습니다. AMs의 이식 PAP 15,16의 처리를 위한 치료 방법으로 탐험 되 고 지금입니다.

AMs는 embryogenesis 동안 발생 하 고 인생을 통해 폐 순환 백혈구2,17로 대체 되 고 없이 유지 알려져 있습니다. 오전 매출의 다양 한 수준의 인플루엔자 바이러스4, myeloablative 조사18도에 노출에 의해 감염을 포함 하 여 특정 임상 상황에 보고 되었습니다 비록, 오전 회전율 homeostatic 폐에서 감지, 19, 그리고 나이20. AMs는 낮은 확산17,21를 통해 자기 갱신으로 하지만 일부 최근 연구 monocytes 혈관 내 폐 세포22,23 아래에서 인구를 야기할 수 있는 주장 하지만 이러한 새로 변환 된 폐 세포의 기능 실험 조건, 폐 질환에 정의 하 아직 있다. 또한, 폐 염증 신호 및 immunoregulatory 기계 사이 균형을 유지 하는 시도 잠재적으로 흥미로운 영역입니다 오전 활성화의 맥락에서 자극의 임계값을 이해.

면역 규칙의 손실 생리 또는 pathologic 변경 다양 한 임상 설정 (예: 호흡기 감염, 염증 성 폐 질환과 거리 폐 질환)에서 평가에 중요 하다. 그럼에도 불구 하 고, AMs는 지표 또는 폐 건강11,24의 심지어 결정 요인으로 점점 인식 된다. 현재, 수확, 특성화, 또는 인간 및 전 임상 murine 모델에서 유지 AMs 사용할 수 없는 통합된 프로토콜 있습니다. 오전 선구자 및 고기, 합의의 부족 및 상세한 방법론의 부재 폐 건강 및 질병에 오전의 해독 역할에서 주요 장애물이 있었다. 다음 프로토콜 최종 식별, 격리 및 생체 외에서 문화 전략을 크게 오전 동작의 이해를 전진 하 고 오전 대상으로 진단 및 치료 연구를 용이 하 게 제공 합니다.

프로토콜

여기에 설명 된 모든 메서드는 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC) 및 세인트 조셉의 병원 및 의료 센터에서 기관 검토 위원회 (IRB)에 의해 승인 되었습니다.

1. 절연 Murine Bronchoalveolar 게 (BAL) 액체에서 AMs의

  1. 케 타 민 (87.5 mg/kg 체중)와 xylazine (12.5 mg/kg 체중) 복 주사를 통해 칵테일 8 주 된 C57BL/6 마우스 anaesthetize 때 반사의 손실 및 근육의 이완으로 수술 마 취를 달성 하는 마우스를 이동 합니다.
  2. 복 부 면이 위로 향하도록 해 부 표면에 마우스를 놓습니다. 탈수를 방지 하기 위해 살 균 알코올 준비 패드 70% 소독 소 프로 파 놀과 포화와 마우스의 복 부 표면 전체를 닦아 눈에 안과 의사 연 고를 적용 합니다.
  3. 제 지 하는 모든 4 개의 다리와 마우스를 탑재 합니다.
  4. 부드럽게 마이크로 해 부 도구와 복 부 구멍을 엽니다. 돌출 된 조직을 만들거나 어떤 내장 장기를 손상 하지 않고 가능한 많은 영역을 열고 주의 해야 합니다.
  5. 부드럽게 천천히 incising는 mediastinum 통해 흉 곽 흉 강 열. 이상적으로, 흉 곽 쪽으로 측에서 excised 될 수 있습니다. 흉 강 여는 동안 폐의 늑 막 손상 않기로 주의 기울여야 합니다.
  6. 열 등 한 베 나 정 맥을 찾아서 마우스 피를 절 개 합니다. 흡수 성 목화 패드를 사용 하 여 혈액을.
  7. 순환 혈액 세포를 (10 mL 주사기 및 25g 바늘을 사용 하 여) 우 심 실에 10 mL 버퍼링 차가운 인산 염 (PBS)를 삽입할. 흡수 성 목화 패드와 함께 혈액의 흐름을 흡수. 일단 완전히 끼얹는다 폐 고 게에 대 한 준비가 다음 blanched 표시 됩니다.
  8. 부드럽게 피부를 자르면 고 기도 폭로 목에 근육. 신중 하 게 소비 세는 인접 근육, 연골, 및 지방 조직 기관 손상 없이.
  9. 작은 절 개를 만들기 (< 2 m m) 후 두 후부 기관에. 이 절 기도 여전히 후 두에 연결 되어 있는 동안에 카 테 터 삽입에 충분 해야 합니다. 폐 쪽으로 기관지에 바늘 없이 1 인치 22 G 카 테 터를 삽입 합니다. 실크 꼰된 봉합으로 카 테 터를 확보 (4-0; 비 흡수) 광장 매듭.
    참고: 카 테 터는 마우스 크기에 따라 모든 트림을 하 게 해야 합니다. 매우 짧은 또는 긴 카는 누설 하 게 동안 기도 찢 어 경향이 있습니다. 카 테 터 길이 등을 해야 그 때 완전히 삽입 팁 남아 기도 내 고 주 기관지에 도달 하지.
  10. 카 테 터를 얼음 처럼 차가운 발 버퍼 (캘리포니아2 + , Mg2 + 무료 PBS + 1 mM Ethylenediaminetetraacetic 산, EDTA)으로 가득 1 mL 주사기를 연결 하 고 천천히 폐에 버퍼 되지 않도록. 이 폐를 부 풀 려 것입니다. 5 초에 대 한 카 테 터에 부착 된 주사기를 유지 하 고 게 액체 피스톤을 부드럽게 당겨서 발음. 이 폐 폐의 것입니다. 얼음에 15 mL 원뿔 튜브에 액체를 수집 합니다.
  11. 9 번에 대 한 단계 1.10을 반복 하 고 게 액체 수영장. 폐 용량을 초과 하 고 그것의 파열으로 이어질 수 있습니다 그 플러시, 당 1 mL 버퍼를 초과 하지 마십시오.
  12. IACUC 승인 프로토콜에 의해 CO2 과다와 마우스를 안락사.
  13. 10 분간 4 ° C에서 250 x g에 10 mL 발 유체 원심. 셀 펠 릿 발 셀을 포함합니다.
    주의: 펠 릿 매우 작을 수 있습니다, 그리고 그래서 주의 상쾌한 발음 하는 경우.
  14. 흐름/정렬 버퍼 (PBS 2% 열 비활성화 태아 둔감 한 혈 청 (FBS) 1 mM EDTA + + 25 mM N-2-Hydroxyethylpiperazine-N'-2-ethanesulphonic 산 (HEPES))의 100 μ에 발 셀 resuspend
  15. Fc 수용 체에 특이 항 체 바인딩을 마우스 Fc 블록을 추가 하 여 차단 (클론 2.4G2, 10 μ g/mL)와 얼음에 20 분 동안 잠복기.
  16. 항 체 형광에서 1 (FMO)을 뺀 함께 얼룩을 수행 하 고 단일-얼룩 컨트롤11,25. BAL 평가 셀 분석기로 셀 단일 셀 흐름 cytometry 분석 하 여 적절 한 분석 소프트웨어 다음 ( 재료의 표참조) ( 재료의 표참조).
  17. AMs 격리 형광 활성화 된 세포에 의해 정렬 ( 재료의 표참조) 직접 1 mL 마우스에 있어 문화 매체 AMs에 생체 외 문화 또는 vivo에서 것입니다 때 셀 전송. 또는, 정렬 AMs 1 mL 세포의 용 해 버퍼에 10 μ/mL β-Mercaptoethanol RNA 추출에 대 한 보충 ( 재료의 표참조).

2. 마우스 폐, 단일 세포 현 탁 액에서에서 AMs의 격리

  1. 케 타 민 (87.5 mg/kg 체중)와 xylazine (12.5 mg/kg 체중) 복 주사를 통해 칵테일 8 주 된 C57BL/6 마우스 anaesthetize 때 반사의 손실 및 근육의 이완으로 수술 마 취를 달성 하는 마우스를 이동 합니다.
  2. 복 부 면이 위로 향하도록 해 부 표면에 마우스를 놓습니다. 탈수를 방지 하기 위해 살 균 알코올 패드 70% 소독 소 프로 파 놀과 포화와 마우스의 복 부 표면 전체를 닦아 눈에 안과 의사 연 고를 적용 합니다.
  3. 제 지 하는 모든 4 개의 다리와 마우스를 탑재 합니다.
  4. 부드럽게 마이크로 해 부 도구와 복 부 구멍을 엽니다. 돌출 된 조직을 만들거나 어떤 내장 장기를 손상 하지 않고 가능한 많은 영역을 열고 주의 해야 합니다.
  5. 부드럽게 천천히 incising는 mediastinum 통해 흉 곽 흉 강 열. 이상적으로, 흉 곽 쪽으로 측에서 excised 될 수 있습니다. 흉 강 여는 동안 폐의 늑 막 손상 않기로 주의 기울여야 합니다.
  6. 열 등 한 베 나 정 맥을 찾아서 마우스 피를 절 개 합니다. 흡수 성 목화 패드를 사용 하 여 혈액을.
  7. 순환 혈액 세포를 (10 mL 주사기 및 25g 바늘을 사용 하 여) 우 심 실에 10 mL의 얼음 처럼 차가운 PBS를 삽입할. 일단 완전히 끼얹는다 폐 고 수확에 대 한 준비가 blanched 표시 됩니다.
  8. 추위의 5 mL 15 mL 원뿔 튜브로 기관, 혈관, 인 대를 절단 하 여 폐 밖으로 해 부 Dulbecco의 수정이 글의 중간 (DMEM). 다음 단계까지 얼음에 그것을 유지.
  9. IACUC 승인 프로토콜에 의해 CO2 과다와 마우스를 안락사.
  10. Perfused 폐 3 mL DMEM와 멸 균 및 pyrogen 무료 60 m m 문화 접시에 전송 합니다. 있는 경우 집게 해 부의 도움으로 기도와 다른 하드 비 폐 조직 소재, 애타게. 하 메스와 폐 조직 말하다 < 1 m m 크기.
  11. 300 µ g/mL Liberase TL과 5 U/mL을 추가 DNase I, pipetting으로 혼합 하 고 25 분 동안 인큐베이터에서 37 ° C에서 품 어. 부드럽게 한 번 10 분 후 pipetting으로 혼합.
  12. 50 mL 원뿔 튜브에 설치 된 100 µ m 셀 스 트레이너를 통해 천연된 폐를 전달 합니다. 1 mL 주사기에서 플런저의 뒷면을 사용 하 여 필터에 세포 덩어리를 매 시. 20 mL 워시 버퍼 필터 세척 (PBS + 2% 열 사 FBS + 2 mM EDTA).
  13. 4 ° C에서 500 x g에서 5 분간 원심. 삭제는 상쾌한 고 셀 펠 릿 20 mL 워시 버퍼에서 resuspend.
  14. 단계 반복 2.12 2.13 두 번 필터와 튜브 각 시간을 변경 합니다. 전 5 분 이상 워시 버퍼에 필터를 몸을 담글 오전 수확량을 증가 합니다. 100을 추가 하 여 단일 세포 현 탁 액을 준비 μ 흐름/정렬 셀 펠 릿에 버퍼.
  15. Fc 수용 체에 특이 항 체 바인딩을 마우스 Fc 블록을 추가 하 여 차단 (클론 2.4G2, 10 μ g/mL)와 얼음에 20 분 동안 잠복기.
  16. 항 체 단일 얼룩 컨트롤11,25FMO와 얼룩을 수행 합니다. 평가 하는 폐 세포 분석기로 셀 단일 셀 cytometry 분석 하 여 분석 소프트웨어 다음 ( 재료의 표참조).
  17. 셀 정렬 하 여 정렬 AMs ( 재료의 표참조) 직접 1 mL 마우스에 있어 문화 매체 AMs에 생체 외 문화 또는 vivo에서 것입니다 때 셀 전송. 또는, 1 mL 세포의 용 해 버퍼 10 μ/mL β-Mercaptoethanol RNA 추출에 대 한 보충으로 AMs를 정렬 합니다.

3. 인간의 발 액체에서 AMs의 격리

  1. 4 ° c.에 실험실을 병원에서 인간의 발 액체의 이동 정렬
  2. 10 분 동안 발 유체 (10-50 mL) 4 ° C에서 250 x g에서 원심. 셀 펠 릿 발 셀11포함 되어 있습니다.
  3. 20 mL 워시 버퍼와 펠 릿을 세척 (PBS + 2% 열 사 FBS + 2 mM EDTA)와 10 분 동안 250 x g 4 ° c에서 원심 분리기.
  4. 발 셀 흐름/정렬 버퍼의 100 μ에는 resuspend (PBS + 2% 열 사 FBS 1 mM EDTA + 25mm HEPES).
  5. 인간의 Fc 블록 (클론 Fc1.3070, 25 μ g/mL)을 추가 하 고 20 분 동안 얼음에 배양 하 여 Fc 수용 체에 특이 항 체 바인딩을 차단.
  6. 항 체 단일 얼룩 컨트롤11,24FMO와 얼룩을 수행 합니다. BAL 평가 셀 분석기로 셀 단일 셀 cytometry 분석 하 여 분석 소프트웨어 다음 ( 재료의 표참조).
  7. 셀 정렬 하 여 정렬 AMs ( 재료의 표참조) 직접 1 mL 인간의 오전 문화 매체 또는 1 mL 세포의 용 해 버퍼에 보충 10 μ/mL β-Mercaptoethanol.

4. 문화 체 외에서 AMs에의

  1. 셀 정렬, 다음 10 분 동안 4 ° C에서 250 x g에서 centrifuging 여 세포를 수확.
  2. 1 mL 인간의 오전 문화 매체 [로스웰 파크 기념 연구소 중간 (RPMI) 1640 보충 10 %FBS, 20 %L-929 문화 (의 소스로 대 식 세포 콜로 니 자극 인자 (M-CSF), 100 U/mL 최종 농도), 표면에 뜨는 인간의 AMs resuspend 1mm 나트륨 pyruvate, 10 m m N-2-hydroxyethylpiperazine-N'-2-ethanesulphonic 산 (HEPES), 및 (옵션) 1 x 페니실린/스]. 마찬가지로, 마우스 AMs 1 mL 마우스 오전 문화 매체 [DMEM 10 %FBS, 20 %L-929 문화 (의 소스로 M-CSF, 100 U/mL 최종 농도), 표면에 뜨는 1mm 나트륨 Pyruvate, 10 mM HEPES, 및 (선택 사항 1 x 페니실린/스 보충을 resuspend합니다 )].
  3. Trypan 블루 제외 가능한 셀 셀 카운터로 열거 하 고 1 x 106/mL에서 실행 가능한 세포 농도 조정 합니다.
    참고: 이상적으로, 최대 5 x 105 AMs 수 발 유체는 8 10 주 오래 된 C57BL/6 남성 마우스에서 수집 으로부터 격리. 마우스 폐 다이제스트에서 오전 항복 변수 이며 마우스 발 액체의 보다 약간 덜 수 있습니다. 인간의 발 액체에서 오전 항복 발 액, 게, 그리고 환자의 임상 상태에 사용 하는 염 분의 총 볼륨의 볼륨에 따라 달라 집니다.
  4. 수율과 실험 필요성에 따라, 챔버 슬라이드, 문화 요리 또는 문화 플라스 크에 세포 씨앗. 이상적으로, 1 x 105/mL T25 조직 배양 플라스 크에 10 mL 매체에 AMs 씨앗.
  5. 셀 5% CO2 분위기 37 ° C 습도 인큐베이터에 품 어.
    참고: AMs 부착 세포로 성장할 것입니다 그리고 매우 느린-성장 하는 (시간을 두 배로 > 7 일).
  6. 24 시간 후 시드, AMs 되어야 점착 및 문화 매체의 부드러운 변화에 의해 분리 되지 것입니다. 한쪽에서 포부에 의해 매체를 제거 하 고 37 ° c.에 미리 예 열 하는 신선한 매체와 보충
    참고: 셀 이제 오전 생리학 또는 자극의 효과 평가 하기 위해 사용할 수 있습니다. AMs 성장 챔버 슬라이드에 적절 한 항 체와 편리 하 게 얼룩이 질 수 있다 고 현미경 시각화에 이상적입니다. 흐름 cytometric 평가, AMs 비 효소 셀 솔루션 해리 외피에 의해 수확.
  7. 문화 매체를 발음 하 고 문화 표면 (T25 플라스 크 당 약 2 mL)와 5-10 분 동안 37 ° C에서 품 어 충분히 출신과 솔루션을 추가 합니다. 아니 된다고 해야 합니다, 그리고 세포를 기계적으로 긁어 권장 되지 않습니다. 부드럽게 양쪽, 1-2 mL 흐름/정렬 버퍼 추가 누르고 부드럽게 위아래로 분리 부착 세포의 대부분을 플라스틱.
  8. RNA 연구에 대 한 세포의 용 해 버퍼를 추가 하 여 문화 접시에 직접 세포를 lyse.

결과

흐름 cytometric 접근 마우스 AMs를 식별 하는 그림 1에 표시 됩니다. 이 표면 마커 다른 폐 상주 또는 폐에 침투 식 세포에서 AMs를 구별 하는 데 필요한 최소한의 분석을 포함 한다. 차동 분석은 긍정적으로 중간 세포, 수지상 세포, 호 중구, monocytes, 및 폐에서 발생 하는 monocyte 파생 된 폐 세포에서 AMs를 식별 해야 합니다. 표면 마커 다음 구성표 쉽게 구별...

토론

AMs는 출생 시 시작 및26의 전체 수명 동안 지속 폐를 채우는 긴-생활 폐 상주 세포. 폐 생리학7 과 병리학12 및 폐 면역24 의 그들의 잠재력에서 그들의 역할을 인정 받고 있다. AMs 폐11,27 에 있는 장기 존재와 그들이 활성화 및 면역 반응11,24...

공개

저자는 선언 하는 관심의 없습니다 충돌 있다.

감사의 말

원고 편집 도움에 감사 클레어 Prendergast 하 고. DKN 지원 연구 러닝 재단에서 (#2095) 부여 및 TM는 건강의 국가 학회 (R01HL056643 및 R01HL092514)에서 교부 금에 의해 지원 됩니다. DKN는 방법을 개발 하 고 연구를 설계 하 고, 쓴 원고; OM 지원 동물 연구와 임상 샘플 조달; SB 지원 흐름 cytometric 분석 및 세포 분류; TM 연구를 감독 하 고 원고를 검토.

자료

NameCompanyCatalog NumberComments
Non-enzymatic cell dissociating solutionMillipore-SigmaC5789
Puralube Vet OintmentDechra620300
22G Catheter Terumo Medical ProductsSR-OX2225CA
4-0 Non-absorbable silk braided suture Kent ScientificSUT-15-2
Dulbecco’s phosphate buffered saline Corning21-031-CM
Mouse Fc block BD Biosciences553142
Lysis buffer (PureLink RNA Kit)Thermo Fisher Scientific 12183018A
b-Mercaptoethanol Millipore-SigmaM6250 
FACSAria II cell sorter BD Biosciences644832
Ketamine  (Ketathesia)Henry Schein56344
Xylazine  (AnaSed)Akorn139-236
RPMI 1640Corning10-040-CM
DMEMCorning10-017-CM
Liberase TL Millipore-Sigma5401020001
DNase IMillipore-SigmaAMPD1-1KT
100μm cell strainer Corning352360
Human Fc blockBD Biosciences564220
EDTACorning46-034-CI
Countess II Automated Cell CounterThermo Fisher Scientific AMQAX1000
Trypan Blue SolutionThermo Fisher Scientific 15250061
HEPESCorning25-060-CI
Fetal Bovine SerumAtlanta BiologicalsS11150H
L-929 cell lineAmerican Type Culture CollectionATCC, CCL-1
Penicillin/Streptomycin Corning30-002-CI
Sodium PyruvateCorning25-000-CI
T25 Tissue culture flaskThermo Fisher Scientific 156367
60 mm culture dish Millipore-SigmaCLS3261
15 mL Conical tube Corning352097
50 mL Conical tube Corning352098
LSRFortessa cell analyzerBD Biosciences657669
FlowJoFlowJov10.4Analysis Software
Anti-CD45 (Mouse)Biolegend147709Clone I3/2.3, FITC conjugated
Anti-CD11b (Mouse)Biolegend101228Clone M1/70, PerCP/Cy5.5 conjugated
Anti-CD11c (Mouse)BD Biosciences565452Clone N418, BV 421 conjugated
Anti-I-Ab (Mouse)Biolegend116420Clone AF6-120.1, PE/Cy7 conjugated
Anti-Siglec-F (Mouse)BD Biosciences562757Clone E50-2440, PE-CF594 conjugated
Anti-Siglec-H (Mouse)Biolegend129605Clone 551, PE conjugated
Anti-F4/80 (Mouse)Biolegend123118Clone BM8, APC/Cy7 conjugated
Anti-Ly-6C (Mouse)Biolegend128035Clone HK1.4, BV605 conjugated
Anti-CD64 (Mouse)Biolegend139311Clone X54-5/7.1, BV711 conjugated
Anti-CD24 (Mouse)BD Biosciences563115Clone M1/69, BV510 conjugated
Anti-CD103 (Mouse)BD Biosciences745305Clone OX-62, BV650 conjugated
Anti-CD317 (Mouse)Biolegend127015Clone 927, APC conjugated
Anti-CXCR1 (Mouse)Biolegend149029Clone SA011F11, BV785 conjugated
Anti-CD45 (Human)Biolegend304017Clone HI30, AF488 conjugated
Anti-CD11b (Human)Biolegend101216Clone M1/70, PE/Cy7 conjugated
Anti-HLA-DR (Human)Biolegend307618Clone L243, APC/Cy7 conjugated
Anti-CD169 (Human)Biolegend346008Clone 7-239, APC conjugated
Anti-CD206 (Human)Biolegend321106Clone 15-2, PE conjugated
Anti-CD163 (Human)Biolegend333612Clone GHI/61, BV421 conjugated

참고문헌

  1. Westphalen, K., et al. Sessile alveolar macrophages communicate with alveolar epithelium to modulate immunity. Nature. 506 (7489), 503-506 (2014).
  2. Guilliams, M., et al. Alveolar macrophages develop from fetal monocytes that differentiate into long-lived cells in the first week of life via GM-CSF. J Exp Med. 210 (10), 1977-1992 (2013).
  3. Cardani, A., Boulton, A., Kim, T. S., Braciale, T. J. Alveolar macrophages prevent lethal influenza pneumonia by inhibiting infection of type-1 alveolar epithelial cells. PLoS Pathog. 13 (1), e1006140 (2017).
  4. Ghoneim, H. E., Thomas, P. G., McCullers, J. A. Depletion of alveolar macrophages during influenza infection facilitates bacterial superinfections. J Immunol. 191 (3), 1250-1259 (2013).
  5. MacLean, J. A., et al. Sequestration of inhaled particulate antigens by lung phagocytes. A mechanism for the effective inhibition of pulmonary cell-mediated immunity. Am J Pathol. 148 (2), 657-666 (1996).
  6. Nakamura, T., et al. Depletion of alveolar macrophages by clodronate-liposomes aggravates ischemia-reperfusion injury of the lung. J Heart Lung Transplant. 24 (1), 38-45 (2005).
  7. Schneider, C., et al. Alveolar macrophages are essential for protection from respiratory failure and associated morbidity following influenza virus infection. PLoS Pathog. 10 (4), e1004053 (2014).
  8. Pribul, P. K., et al. Alveolar macrophages are a major determinant of early responses to viral lung infection but do not influence subsequent disease development. J Virol. 82 (9), 4441-4448 (2008).
  9. Macdonald, D. C., et al. Harnessing alveolar macrophages for sustained mucosal T-cell recall confers long-term protection to mice against lethal influenza challenge without clinical disease. Mucosal Immunol. 7 (1), 89-100 (2014).
  10. Benoit, A., Huang, Y., Proctor, J., Rowden, G., Anderson, R. Effects of alveolar macrophage depletion on liposomal vaccine protection against respiratory syncytial virus (RSV). Clin Exp Immunol. 145 (1), 147-154 (2006).
  11. Nayak, D. K., et al. Long-term persistence of donor alveolar macrophages in human lung transplant recipients that influences donor specific immune responses. Am J Transplant. 16 (8), 2300-2311 (2016).
  12. Sekine, Y., et al. Role of passenger leukocytes in allograft rejection: effect of depletion of donor alveolar macrophages on the local production of TNF-alpha, T helper 1/T helper 2 cytokines, IgG subclasses, and pathology in a rat model of lung transplantation. J Immunol. 159 (8), 4084-4093 (1997).
  13. Borie, R., et al. Pulmonary alveolar proteinosis. Eur Respir Rev. 20 (120), 98-107 (2011).
  14. Greenhill, S. R., Kotton, D. N. Pulmonary alveolar proteinosis: a bench-to-bedside story of granulocyte-macrophage colony-stimulating factor dysfunction. Chest. 136 (2), 571-577 (2009).
  15. Happle, C., et al. Pulmonary transplantation of macrophage progenitors as effective and long-lasting therapy for hereditary pulmonary alveolar proteinosis. Sci Transl Med. 6 (250), 250ra113 (2014).
  16. Suzuki, T., et al. Pulmonary macrophage transplantation therapy. Nature. 514 (7523), 450-454 (2014).
  17. Hashimoto, D., et al. Tissue-resident macrophages self-maintain locally throughout adult life with minimal contribution from circulating monocytes. Immunity. 38 (4), 792-804 (2013).
  18. Murphy, J., Summer, R., Wilson, A. A., Kotton, D. N., Fine, A. The prolonged life-span of alveolar macrophages. Am J Respir Cell Mol Biol. 38 (4), 380-385 (2008).
  19. Maus, U. A., et al. Resident alveolar macrophages are replaced by recruited monocytes in response to endotoxin-induced lung inflammation. Am J Respir Cell Mol Biol. 35 (2), 227-235 (2006).
  20. Perdiguero, G. E., et al. Tissue-resident macrophages originate from yolk-sac-derived erythro-myeloid progenitors. Nature. 518 (7540), 547-551 (2015).
  21. Bitterman, P. B., Saltzman, L. E., Adelberg, S., Ferrans, V. J., Crystal, R. G. Alveolar macrophage replication. One mechanism for the expansion of the mononuclear phagocyte population in the chronically inflamed lung. J Clin Invest. 74 (2), 460-469 (1984).
  22. Misharin, A. V., et al. Monocyte-derived alveolar macrophages drive lung fibrosis and persist in the lung over the life span. J Exp Med. , (2017).
  23. Zheng, Z., et al. Donor pulmonary intravascular nonclassical monocytes recruit recipient neutrophils and mediate primary lung allograft dysfunction. Sci Transl Med. 9 (394), (2017).
  24. Nayak, D. K., et al. Zbtb7a induction in alveolar macrophages is implicated in anti-HLA-mediated lung allograft rejection. Sci Transl Med. 9 (398), (2017).
  25. Misharin, A. V., Morales-Nebreda, L., Mutlu, G. M., Budinger, G. R., Perlman, H. Flow cytometric analysis of macrophages and dendritic cell subsets in the mouse lung. Am J Respir Cell Mol Biol. 49 (4), 503-510 (2013).
  26. Kopf, M., Schneider, C., Nobs, S. P. The development and function of lung-resident macrophages and dendritic cells. Nat Immunol. 16 (1), 36-44 (2015).
  27. Eguiluz-Gracia, I., et al. Long-term persistence of human donor alveolar macrophages in lung transplant recipients. Thorax. 71 (11), 1006-1011 (2016).
  28. Yu, Y. A., et al. Flow cytometric analysis of myeloid cells in human blood, bronchoalveolar lavage, and lung tissues. Am J Respir Cell Mol Biol. , (2015).

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