우리는 장비 설치에있는 그의 도움을 DEP 작동과 미첼 콜렌스에 trifurcating 채널을 제공하는 우 진 장에게 감사의 말씀을드립니다. 작품은 그랜트 우아즈 - 0951647 통해 부여 99-2911-1-002-007 통해 대만 NSC에 의해 미국 NSF에 의해 지원되었습니다.

장비 설정의 일반적인 다이어그램은 그림 1A에 표시됩니다. PCB - 샘플 어셈블리는 더욱 그림 1B에 횡단면 설계도에 상세한입니다. 1. PCB의 전극을 준비 : <ol><li> 원하는 형상으로 디자인 PCB는 전극이 아닌 균일한 전기장을 생성합니다. 사용자 정의 PCB 전극 칩은 상업 제조 시설 (그림 1C)를 통해 주문할 수 있습니다. </li><li> 각 인쇄 금속 전극 (그림 1D)의 끝 부분에 납땜 16 게이지 와이어에서 미리 조립 PCB의 전극을 준비합니다. <ol><li> 전극의 끝 부분에 철사를 놓습니다. 전선을 열 수있는 뜨거운 납땜 인두와 PCB의 금속 부분에 위치에 와이어를 잡아. </li><li> 납땜으로 전선을 채울 수있는 가열 전선에 납땜의 작은 금액을 피드. </li><li> 철사를 납땜으로 가득 후, 땜납이 냉각하는 동안 자리에 와이어를 잡고, 납땜 인두를 제거합니다. </li></ol></li><li> PCB (그림 1D) 각 전기 연결을위한 납땜 과정을 반복합니다. </li></ol> 2. Microfluidic 채널 준비 : <ol><li> Polydimethylsiloxane (PDMS) 기반 microfluidic 채널은 PDMS의 탄성, 다우 코닝에서 Sylgard 184을 사용하여 준비가되어 있습니다. 채널을 정의하는 마스터 금형은 일반적으로 실리콘 웨이퍼와 SU - 8 포토 레지스트를 사용하여 표준 microfabrication 프로세스를 통해 만들어집니다. </li><li> 5 분 10시 1분 비율 경화 에이전트 기반의 화합물을 섞는다. </li><li> 조립식 SU - 8 마스터 금형에 액체 PDMS를 붓고하고 몇 분 동안 진공에 액체 PDMS를 노출하여 기포를 제거합니다. 완전히 모든 거품을 제거하기 위해 필요하면 진공 프로세스를 반복합니다. </li><li> 70 PDMS ° 2 시간 C 치료. </li><li> 웨이퍼 휴식하지 않도록주의 면도날로 웨이퍼에서 microfluidic 채널과 PDMS의 슬래브를 제거합니다. </li><li> microfluidic 장치에 유체 및 세포를 소개하는 펀치 구멍. (참고 : 주사기 펌프, 중력이나 표면 장력 기반 흐름은 모든 DEP와 함께 사용할 수 있습니다.) </li><li> 그것이 먼지와 파편의 무료 보장하기 위해 microfluidic 장치를 검사합니다. PDMS를 청소하는 것은 쉽게 3M 스카치 매직 테이프를 사용하여 얻을 수 있습니다. </li><li> 깨끗한 no.0 두께 (80-130 μm의) coverslip에 플라즈마 결합은 PDMS microfluidic 채널. 15 분 최소 100 ° C에서 coverslip - microfluidic 어셈블리를 열. </li></ol> 3. 낮은 전도성 미디어 준비 : <ol><li> 낮은 전도율 미디어는 8.5 %의 자당을 혼합하여 준비 deionized (DI) 물속에서 + 0.3 % 포도당 (W / V) 1. 참고 :. 우리는 이전에 짧은 기간 (약 30 분)에 대한 낮은 전도성에 노출된 후 세포가 기존 세포 배양 매체 일간 교양 수 보여준 11 </li></ol> 4. PCB 전극 넘습니다 Microfluidic 채널 조립 : <ol><li> PCB와 coverslip 사이의 긴밀한 접촉을 보장하기 위해 PCB에 미네랄 오일을 소량 (약 10 μL) 장소. 참고 : 전극 시각화를 감소를위한 선택적 단계는 검은 영구 마커 또는 페인트의 매우 얇은 레이어와 코트 PCB 표면을하는 것입니다. </li><li> 오일 (coverslip 아래)로 coverslip 성형 접촉 기름칠 PCB에 coverslip - microfluidic 채널 조립을 놓으십시오. 부드럽게 좋은 접촉을 위해 coverslip - microfluidic 조립을 눌러 셀 및 구슬 시각화에서 떨어지다 수있는 공기 방울을 최소화합니다. 완성된 장치의 예제는 그림 1D에 표시됩니다. </li></ol> 5. 정렬 및 DEP를 사용하는 비즈와 세포를 컨센트레이트 : <ol><li> DI 워터 또는 낮은 전도성 매체와 microfluidic 채널을 기입하고, 플라즈마 결합 과정은 일시적으로 일반적으로 소수성 PDMS의 표면이 친수성하여 microfluidic 채널로 수성 솔루션의 쉬운 로딩을 용이하게합니다. </li><li> 채널 저수지 (그림 1C)로 세포 및 / 또는 폴리스티렌 구슬을 소개합니다. 여기 우리는 인간의 결장 선암 (HT - 29) 세포를 사용합니다. </li><li> AC 전원 증폭기의 입력에 대한 함수 발생기의 출력을 연결 후, 전극 와이어로 앰프의 출력을 연결합니다. 충격 가능성 노출로부터 사용자를 보호하기 위해 전기 테이프로 설치의 모든 전기 배선과 표면을 다룹니다. 장비 설정의 구조 다이어그램은 그림 1A에 표시됩니다. </li><li> 1.0-1.5 MHz의의 사인 파의 출력을 생성하는 함수 발생기를 설정합니다. 출력의 진폭은 PCB 80 - 100V의 출력을 생성하는 RF 전력 증폭기에 대한 조정해야합니다. 이 작품의 RF 전력 증폭기는 220-330 MV 주위에 입력 전압이 필요합니다. 별도의 셀 및 구슬하려면, 층류 흐름 비율은 대상 채널 (폭 w = 100 μm의에 주요 채널 (폭 w = 100 μm의 높이 H는 = 27 μm의) 내에서 세포와 구슬을 이동하는 DEP 힘을을 준수해야합니다 높이 H는 = 27 μm의). 주의 : m을 결정하는 PCB 제조 업체에 문의하십시오aximum 운영 전압은 PCB의 과열 또는 용융과 같은 문제를 방지합니다. 안전 운영 설정을 확인하려면 함수 발생기와 전력 증폭기 제조 업체에 대한 장비 제조 업체의 사양을 확인하십시오. </li><li> 정렬 세포와 구슬로 DEP를 시작합니다. 폴리스티렌 비즈가 지정된 주파수 내에서 비​​ 균일 전기장에 부정적 - DEP 경험을 반면 세포는 긍정적인 - DEP 경험을 할 수 있습니다. 이 DEP - 강제 활성 bioactuation 및 세포 및 전극으로 저렴하고 재사용 PCBs를 사용하여 microfluidic 장치 내의 다른 입자의 분리 수 있습니다. </li></ol> 6. 대표 결과 : DEP는 작동 세포 또는 입자에 효과적인 경우가 아닌 균일한 전기 분야 내에서 강력한 배열은 정적 욕조 또는 느린 유체 판매율에 대한 관찰이다. 높은 유체 판매율의 조건에서, 셀 또는 입자 문제는 전기장과 유속에 대한 축방향 흐름의 상대적 방향에 따라 달라집니다. 또한, 세포 및 입자 행동도 전기장 강도와 전기 분야 내에서 비​​ 균일의 정도에 의존하고 있습니다. 세포 또는 입자의 전형적인 행동은 &#39;진주 체인&#39;사이클링, 끄는, 또는 회전을 포함합니다. 손상 또는 폐지 DEP가 유체, 약한 전기장 강도, 과도한 흐름 판매율도 두께 coverslips 또는 coverslip 및 PCB의 전극 사이의 전도성 솔루션에 염분이나 다른 이온 분자의 존재를 포함 조건 (예 : 금이 coverslip가 일으킬 수 ) 물, 미네랄 오일의 혼합. 여기, no.0 두께 coverslips (80-130 μm의)과 전극 간격 (231 μm의)를 사용할 때, 전기장 강도의 제곱의 그라데이션이 HT - 29 세포와 구슬에 적용되는 2 사이 될것으로 예상되는 -8 ~ 6 -8 V 2 / μm의 3 1. DEP 력은 정적 유체 (그림 2A - B)에서 DEP에 의해 조작 입자의 속도를 측정하여 예상하실 수 있습니다. microfluidic 채널의 입자와 높은 점성 환경의 작은 관성으로 인해, 유체 드래그 인력은 동일하지만, DEP 인력과 반대 방향으로. 것입니다 낮은 전도성 매체의 평균 구슬 속도는 DEP의 93 VPP의 전압 및 1.5 MHz의와 34.5 μm의 / S입니다. 유체 드래그 강제는 다음과 같은 방정식과 함께 계산하실 수 있습니다. 1 F 드래그 = 6πηRv 20 낮은 전도성 매체의 평균 점도 η ° C는 1.27 MPA • S이며 비드 반경 R은 7.5 μm의 수 있습니다. 폴리스티렌 microbead에 대한 유체 드래그 힘이 6.19 PN 것으로 추정된다. (그림 2C - F) microfluidic 채널에서 구슬을 행동시키다 수있는 능력을 입증하기 위해, 우리는 표면 장력의 중재 흐름을 채용하여 낮은 전도성 미디어의 흐름을 시작하였습니다. 각 채널 내의 평균 속도가 565 μm의 / 초 (그림 2C)로 감소했다 반면 단일 입력 채널의 평균 구슬 속도는 1540 μm의 / 초되었다. DEP를 시작으로, 구슬은 오히려 측면 채널로 출시되는 것보다 중앙 채널 내에서 유지했다. 따라서 이러한 조건에서 DEP의 세력은 두 측면 채널로 유체의 드래그 력을 극복하기에 충분했다. 동일한 원리는 간단 DEP 전극 (그림 2E - F)의로 채널과 비드 흐름의 방향을 변경하여 중앙 캐널에서 단일 사이드 채널에 비즈를 전환하는 데 사용되었다. 구슬이 trifurcation 지점을 접근으로 DEP가 시작되었다 단일 유입 채널의 측면에있는 금속 전극 앵글링으로 구슬이 채널의 측면으로 안내했다. 저기, DEP의 세력은 층류는 채널 (그림 2 층)을 그들을 추진하기 위해 지속적인 측면 채널 중 하나에 비즈를 당길 충분한했다. 셀 및 폴리스티렌 비즈가 아닌 균일한 전기 분야에서 양극과 actuated 수있는 능력에서 뚜렷한 차이를 가지고 있기 때문에, 우리는 동시에 세포와 구슬의 온 - 칩 분리를 수행할 수있는 능력을 입증하는 DEP를 사용합니다. 우리는 그림 2E - F에 구성된 동일한 microfluidic 채널 구조와 PCB의 전극을 사용하지만, 단일 입구 채널 (그림 3)에 낮은 전도성 매체 HT - 29 세포와 구슬의 중지를 발표했다. DEP가 도입되고 구슬이 오른쪽에있는 각각의 출력 채널에 보관되었다 반면에 이러한 조건 하에서, HT - 29 세포는 두 왼쪽 출력 채널에서 유지되었을 때. 그들은 왼쪽 출력 채널에 수집된 있으므로 여기 전지 특성 &#39;진주 체인&#39;동작을 보여줍니다. 간혹 구슬과 세포들은 세포 출력 채널에 자주 함께 수집하는 함께 첨부된다. 본 실험에서알 데이터, 우리는 713분 당 입자 (전지 및 구슬), 또는 20 분 14,260 전지 및 구슬에 해당하는 정렬 속도를 결정합니다. 세포와 구슬의 수를 검색은 분자 생물학, 이미징, 생화학 및 실험실 - 온 - 어 - 칩 응용 프로그램에 적합하고 유용합니다. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. microfluidic 채널 세포 및 입자.의 PCB 기반 DEP는 (A) DEP 기반 작용을위한 장비 설치가 전기 신호의 주파수와 진폭을 정의하는 함수 발생기로 시작, 다음 전력 증폭기가의 신호 강도를 높일 수 PCB에서 생성된 전기 분야. (B) 샘플 작용을위한 microfluidic 장치 어셈블리 irreversibly 아니요 바운드 PDMS microfluidic 채널로 구성되어 있습니다. 0 두께 coverslip (80-130 μm의) 산소 플라즈마를 통해 비 전도성 매체 세포 및 / 또는 구슬을 목욕을합니다. (C) PCB의 전극은 전극이 강한 비 균일한 전기장을 생성하는 interdigitated 두 지역으로 이루어져 여기에 사용됩니다. (D) 완료 장치 : 단일 coverslip에 trifurcated microfluidic 장치와 PCB가 삽입된 페이지는 전극 와이어로 전체 장치를 보여줍니다. (CD) 규모, PCB 측정 8.4 cm (L), 2.1 cm (W)는 5mm 단위 전극과 함께하고 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. 전과 DEP 작동하는 동안 채널 세포와 구슬의 대표적인 이미지. 층류없이 PDMS microfluidic 채널 (시간은 1.23 초 타락한) 내에서 낮은 전도도 미디어 솔루션 (A) 15 μm의 형광 폴리스티렌 비즈. (B) DEP 개시되면, 구슬은 PCB의 전극 패턴 (블랙 스트 라이프) 방면보다는 전극 (시간은 8.18 초 타락한) 사이에 마이 그 레이션. (C) 층류에서 동일한 채널 비즈는 세 개의 별도 채널 (시간이 5.3 초 타락한) 사이에 나누어집니다; DEP가 시작되면 (D), 비즈는 (시간이 타락한, 4.3 중앙 채널에서만 흐름 actuated 아르 초). (E) PCB의 전극에 채널의 방향을 변경하면 구슬이 differentially (D)와 같이 DEP보다는 중앙 채널을 사용하여 사이드 채널 (F)로 이동하실 수 있습니다. (EF) 타락한 시간은 각각 8.23​​ 초 및 5.16 초입니다. 모든 스케일 바 = 100 μm의. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545fig3.jpg" alt="그림 3" /> 그림 3. 이전 DEP, 인간의 결장 선암의 혼합 용액 (HT - 29) 3 별도의 출력 채널을 하나의 채널에서 세포 및 비즈 흐름을 시작하기 전에 DEP 작동하는 동안. 채널 (AB)의 세포와 구슬 대표 이미지. 오픈 화살표는 층류 및 채널의 방향은 오리 엔테이션과 자세한 내용을 점선 라인 설명되어 있습니다 식별합니다. 식별로 (CD) 유도 DEP함으로써, 구슬과 세포가 선택적으로 별도의 채널로 actuated 있습니다. 구슬은 오른쪽 채널을 종료 반면 HT - 29 세포는 중앙과 왼쪽 채널을 종료합니다. 구슬과 세포의 특성 진주 체인이 DEP 작동하는 동안 관찰됩니다. microchannels의 세포와 구슬 (A, C) 차동 간섭 대비 이미징은 비즈 쉽게 볼 수 렌더링. 같은 DIC 이미지 (A, C)의 글로우 규모 강도 이미지 (B, D)은 채널 세포의 시각화를 향상시킬 수 있습니다. 반사 금속 전극 ((A, C) 밝은 줄무늬와 (B, D) 노란색과 녹색) 효과 DEP 기반 작용을위한 전극에 microchannels를 정렬을위한 유명 랜드마크를 제공합니다. 스케일 바 = 100 μm의.

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	<li>Park, K., Suk, H. J., Akin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dielectrophoresis-based+cell+manipulation+using+electrodes+on+a+reusable+printed+circuit+board.">Dielectrophoresis-based cell manipulation using electrodes on a reusable printed circuit board.</a> Lab Chip. 9, 2224-2224 (2009).</li><li>Nilsson, J., Evander, M., Hammarstrom, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=+et+al.,+Review+of+cell+and+particle+trapping+in+microfluidic+systems."> et al., Review of cell and particle trapping in microfluidic systems.</a> Anal. Chim. Acta. 649, 141-141 (2009).</li><li>Fu, A. Y., Chou, H. P., Spence, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+integrated+microfabricated+cell+sorter.">An integrated microfabricated cell sorter.</a> Anal. Chem. 74, 2451-2451 (2002).</li><li>Rhee, S. W., Taylor, A. M., Cribbs, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=External+force-assisted+cell+positioning+inside+microfluidic+devices.">External force-assisted cell positioning inside microfluidic devices.</a> Biomed. Microdevices. 9, 15-15 (2007).</li><li>Zhang, H., Liu, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+tweezers+for+single+cells.">Optical tweezers for single cells.</a> J. R. Soc. Interface. 5, 671-671 (2008).</li><li>Hunt, T. P., Westervelt, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dielectrophoresis+tweezers+for+single+cell+manipulation.">Dielectrophoresis tweezers for single cell manipulation.</a> Biomed. Microdevices. 8, 227-227 (2006).</li><li>Vahey, M. D., Voldman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+equilibrium+method+for+continuous-flow+cell+sorting+using+dielectrophoresis.">An equilibrium method for continuous-flow cell sorting using dielectrophoresis.</a> Anal. Chem. 80, 3135-3135 (2008).</li><li>Burgarella, S., Bianchessi, M., Merlo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Modular+Platform+for+Cell+Characterization,+Handling+and+Sorting+by+Dielectrophoresis.">A Modular Platform for Cell Characterization, Handling and Sorting by Dielectrophoresis.</a> Cytometry A. 77A, 189-18 (2010).</li><li>Shafiee, H., Sano, M. B., Henslee, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+isolation+of+live/dead+cells+using+contactless+dielectrophoresis+(cDEP).">Selective isolation of live/dead cells using contactless dielectrophoresis (cDEP).</a> Lab Chip. 10, 438-438 (2010).</li><li>Vahey, M. D., Voldman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Throughput+Cell+and+Particle+Characterization+Using+Isodielectric+Separation.">High-Throughput Cell and Particle Characterization Using Isodielectric Separation.</a> Anal. Chem. 81, 2446-2446 (2009).</li><li>Park, K., Jang, J., Irimia, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Living+cantilever+arrays'+for+characterization+of+mass+of+single+live+cells+in+fluids.">Living cantilever arrays' for characterization of mass of single live cells in fluids.</a> Lab Chip. 8, 1034-1034 (2008).</li><li>Gomez-Sjoberg, R., Morisette, D. T., Bashir, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impedance+microbiology-on-a-chip:+Microfluidic+bioprocessor+for+rapid+detection+of+bacterial+metabolism.">Impedance microbiology-on-a-chip: Microfluidic bioprocessor for rapid detection of bacterial metabolism.</a> J. Microelectromech. Syst. 14, 829-829 (2005).</li><li>Li, H. B., Zheng, Y. N., Akin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+modeling+of+a+microfluidic+dielectrophoresis+filter+for+biological+species.">Characterization and modeling of a microfluidic dielectrophoresis filter for biological species.</a> J. Microelectromech. Syst. 14, 103-103 (2005).</li></ol>

관심 없음 충돌 선언하지 않습니다.

microfluidic 장치의 세포 조작은 분류 단일 세포의 선택적 배치 또는 인구 연구 바람직합니다. 2 층류가 microfluidic 장치 내에서 세포를 조작하는 밸브 및 펌프와 함께 사용됩니다. 그러나, 혼자이 방법은 도전하고 자세한 제조 공정과 기술을 필요로 3 원심 분리는 세포 배치하지만, 동시에 이미지가 도전에 대한 요구 사항을 단순화 수 있습니다. 원하는 조작을 설계하고 효과를 고려할 때 또한, 원심 분리를위한 채널 아키텍처는 신중하게 생각해야합니다 구심 세력의. 4 레이저 핀셋이 셀 배치에 사용하지만 방법은 비용과 높은 처리량 세포 분류를위한 의무가 없습니다. 그러나 5 수, DEP는 효과적인 셀 배치, 특성화에 대해 &quot;전기 핀셋&quot;의 효율적인 시스템으로 입증되었습니다 및 조작. 6,7 특히, DEP는 선택 생활과 죽은 세포의 온 - 칩 처리, 7-10 및 세포 질량의 측정에 대한 공진 센서에서 수집 세포에 대한 세포를 캡처하고 정렬하는 데 사용되었습니다. 11 우리는 이전에 DEP를 증가하여 그 입증 박테리아 또는 유체 드래그 인력 위의 구슬에 힘을는 온 - 칩 농도와 폴리스티렌 구슬과 리스테리아 monocytogenes V7의 트래핑을 수행할 수 있습니다. E. 12 혼합 인구 대장균 및 L. monocytogenes 박테리아도 감독과 DEP 펄스를 통해 공개 수 있습니다. 또한, 큰 입자는 differentially 캡처와 큰 입자의 크기에 따라 전극에 집중, 작은 입자 반면 캡처 아니라 유체 흐름과 함께 제거됩니다 수 있습니다. 13 DEP의 세력이 입자의 유체 드래그 세력의를 극복하지 않으면 구슬이나 세포를 캡처, 오히려 유체 흐름 내에 이동되지 않습니다. 그림 2C와 같이, 구슬은 중앙 채널에 비즈를 유지하기 위해 충분한 유체 흐름의 중심 지역에 초점을 맞추고 있습니다. 이것은 전기장 내에서 입자 대 입자 영향의 결합 효과에 의한 수, DEP 드래그 세력이의 조합, 또는 다른 정의 효과보다 큰 유체 판매율. 비접촉식 DEP의 최근 진보 따라서 DEP 조작 중에 가장 큰 범위 내에서, 세포 유형을 보호, 최소 필수 항목과 세포 캡처 및 조작을 최대화하기위한 수 있습니다. 정렬, 수집하고 세포를 위치를위한 microfluidics 커뮤니티에 1,9 비접촉식 DEP 제공 약속 microfluidic 장치 이내. 우리는 microfluidic 장치, 추가로 발견과 혁신 내에서 조작을위한 증가 수요와 DEP의 구현 DEP의 세력의 이해와 영향력을 확대할 것으로 예상. PCBs 그들 상용화에 좋은 플랫폼을 만들어, 빠른 제조 처리 시간과 저렴한 가격에 대량 생산 프로세스를 통해하실 수 있습니다. 또한, PCBs는 사용하기 쉽고 온 칩 세포 조작 및 정렬을 위해 학문의 범위에서 과학자에 대해 액세스할 수 있습니다. PCB의 전극의 레이아웃을 디자인할 때, 고려는 원하는 입자 / 세포 궤도 부여해야합니다. 고려에 대한 핵심 요소는 입자의 크기와 타입 (비드 및 / 또는 셀), 세포 유형, microchannel 크기, 유속, 전극 간격 (전기장 강도를 결정하는), coverslip 두께 및 유체 전도율을 포함합니다. 이러한 요소는 입자 또는 셀, 그리고 궁극적으로 분리 효율을 조작하는 힘이 필요하고 가능한 영향을줍니다. 여기에 소개 우리 프로토콜 microsphere와 세포 분리에 대한 DEP를 시작을위한 효과적인 설정을 보여줍니다. 잠재적인 애플 리케이션의 경우, 사용자는 각 응용 프로그램의 효율성을 최적화하기 위해 세포와 구슬에 원하는 흐름 경로뿐만 아니라 전극 패턴과 microfluidic 채널 디자인의 아키텍처와 일치해야합니다. 전극 간격 및 coverslip 두께는 microfluidic 채널 레이아웃을 설계 이전에 보고된 지침에 따라 사용할 수 있습니다 1. 세포를 손상없이 유지하면서 세포 / 입자와 주변 매체의 전도율과 유전율은 긍정적이거나 부정적인 DEP를 용이하게 구별할 수있을만큼이어야합니다. 구형 입자에 대한 DEP의 극성은 DEP 전압의 주파수 ω에 다음 Clausius - Mosotti 요소의 복잡한 가치의 실제 부분에서 확인할 수 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/2545/2545eq1.jpg" alt="방정식 1" /> 방정식 1 이 방정식의 ε에 유전율이며, σ는 전도율이고, ε은 * 복잡한 유전율이다. subscripts P 앤드 M각각의 입자와 미디어 나타냅니다. 세포는 미디어보다 높은 유전율을 가지고, 또는 Clausius - Mosotti 요소의 실제 부분은 긍정되는 경우, 입자는 주위의 미디어보다 더 편광됩니다. 비 균일한 전기장으로 인해, 입자의 분극이 아닌 균일한되고 이것은 높은 전기장 강도와 지역 방향으로 셀을 그리는 긍정 DEP (+ DEP) 강제를 만듭니다. 세포는 주변 매체보다 낮은 유전율, 또는 Clausius - Mosotti 계수 부정되고의 실제 부분이있다면, 그것은 부정적인 DEP를 (- DEP) 받게되며, 세포는 최소한의 필드 지역에 대한 강제입니다. 세포와 미디어는 약 같은 복잡한 유전율이있다면, 포스는 세포를 조작하기 위해 생성된 수 없습니다. 이러한 이유로, 순수한 물이 DEP 입자 조작에 대한 선호하는 미디어입니다. 그러나, 순수한 물의 세포에 삼투 스트레스를 피하기 위해, 낮은 전도성 미디어는 전도율이 변경되지 않은 유지 공식화되었지만, 세포 삼투 스트레스를 감소하기 위해 osmolarity 증가합니다. 기존의 세포 배양 매체 또는 DMEM 또는 PBS와 같은 생리 버퍼는, DEP 조작에 적합하지 않습니다 높은 전도성을 보유하고 있습니다. 우리는 또한 이전에 세포가 낮은 전도성 매체를 사용하여 DEP와 센서에서 촬영한 수 증명하고있다. 세포 부착에 대한 짧은 기간 후 낮은 전도성 미디어는 일 동안 세포의 성장을 지원하기 위해 필요한 세포 배양 미디어 교체할 수 있습니다. 11 우리의 경험에서 형광 구슬 따라서 그것이 삶과 fluorescing 세포의 강도에 비드 강도를 일치하도록 도전 수있는, 살아있는 세포 형광과 관련하여 매우 밝은 있습니다. 세포와 구슬 모두의 시각화를 개선하기 위해, 우리는 이미지 모두에 대해 수직 현미경에 DIC 현미경을 사용. 세포와 구슬을 표시하기 위해, 우리는 쉽게 볼 수있는 넓은 색상 스펙트럼의 데이터를 유지 강도 글로 스케일 이미지에서 데이터를 제시했습니다. 따라서 관심의 연구를 디자인할 때, 이미지 매개 변수와 리소스를 고려해야합니다. 요약, 우리는 선택 DEP를 사용하는 별도의 채널로 구슬과 세포를 행동시키다 수있는 능력을 보여줍니다. 세포 생물학, 생화학 및 생체 공학 애플 리케이션을위한 microfluidic 채널의 증가 유틸리티, DEP는 세포 수집, 배치 및 정렬에 대한 바람직한 옵션입니다. PCB의 전극 제조가 저렴하며 편리, 전극은 사용하기 쉽고, 그리고 빠른 제조 시간은 DEP의 구현에 이상적입니다.

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		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Sylgard 184 kit (PDMS)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Elsworth Adhesives</td>
<td>184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td>
<td>Dow Corning Sylgard</td>
</tr>
<tr>
<td>16 awg hook-up wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Belden</td>
<td>8521</td>
<td>(Type MW) Mil-W-76C-PVC</td>
</tr>
<tr>
<td>Gold seal Cover Glass </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ted Pella</td>
<td>260320</td>
<td>No. 0 thick, 24 x 60 mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Miltex Biopsy Punch</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR Scientific</td>
<td>95039-104</td>
<td>Miltex, assorted sizes</td>
</tr>
<tr>
<td>Custom PCB electrodes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bay Area Circuits </td>
<td>Custom parts</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Mineral oil</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific </td>
<td>O121-1 </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Deionized water</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>House DI water supply</td>
<td>None</td>
<td>Use filtered DI water</td>
</tr>
<tr>
<td>D-Glucose Anhydrous Granular AR</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Mallinckrodt Chemicals </td>
<td>4912-06</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sucrose, Crystal</td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Mallinckrodt Chemicals</td>
<td>8360-06 </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fluorescent polymer microspheres </td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Bangs Laboratories</td>
<td> FS07F/9277</td>
<td>15&mu;m Dragon green microspheres</td>
</tr>
<tr>
<td>HT-29 cell line</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>ATCC</td>
<td>HTB-38D</td>
<td>Human colon adenocarcinoma</td>
</tr>
<tr>
<td>Typsin 0.05% EDTA</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen </td>
<td>25300054</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Eclipse E600FN upright microscope </td>
<td>&nbsp;</td>
<td> Nikon</td>
<td>Eclipse E600FN </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Phantom V310 High-speed imaging camera </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Phantom</td>
<td> V310</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BX51 upright research microscope </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Olympus </td>
<td>BX51</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>SpotFlex high resolution color camera </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Diagnostic Instruments </td>
<td>FX1520</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Function generator</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent </td>
<td>3325A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RF Power amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>EIN</td>
<td>2100L</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

separating beads and cells in multi-channel microfluidic devices using dielectrophoresis and laminar flow

Microfluidic 장치는 세포를 분류하고 집계, 조작, 공부에 대한 세포의 규모에 역동적인 유체 환경을 제공하여 세포 연구를 고급 있습니다. 그러나, 유체 도메인 내의 세포를 조작하는 것은 도전 남아 성형 밸브 및 전극에 대한 복잡한 제조 프로토콜을 필요로하거나, 광학 핀셋과 같은 전문 장비를 요구하고 있습니다. 여기서 우리는 기존의 인쇄 회로 기판 (PCB)이 bioactuation에 대한 층류 입력란에 구슬과 세포 조작을위한 dielectrophoresis (DEP)를 채용하여 세포의 비 접촉 조작에 사용될 수있는 입증하고, 다채널 microfluidic에서 셀을 클릭하고 구슬 분리 장치. 첫째, 우리는 DEP 전극과 microfluidic 장치를 조립하고, DEP에 대한 세포를 준비 프로토콜을 제시한다. 그렇다면, 우리는 폴리스티렌 구슬로 DEP 작업을 특징. 마지막으로, 우리는 다채널 microfluidic 장치에서 구슬과 세포 분리의 대표적인 결과를 보여줍니다. 요약, DEP는 microfluidic 장치 내에서 입자 (구슬이나 세포를) 조작을위한 효과적인 방법입니다.

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Separating Beads and Cells in Multi-channel Microfluidic Devices Using Dielectrophoresis and Laminar Flow

Dielectrophoresis (DEP)는 세포를 조작하는 효과적인 방법입니다. 인쇄 회로 기판 (PCB)은 microfluidic 장치 이내에 연락이없는 세포 조작을위한, 재사용 가능한 저렴하고 효과적인 전극을 제공할 수 있습니다. PCBs에 coverslips와 PDMS 기반 microfluidic 채널을 결합하여, 우리는 다채널 microfluidic 장치 내에서 구슬과 세포 조작과 분리를 보여줍니다.

멀티 채널 Microfluidic 장치에서 분리 비즈와 세포 Dielectrophoresis와 층류를 사용하여

Microfluidic devices have advanced cell studies by providing a dynamic fluidic environment on the scale of the cell for studying, manipulating, sorting ...

separating-beads-cells-multi-channel-microfluidic-devices-using

Research

JoVE Journal

Bioengineering

27.3K 조회수.  University of Illinois at Urbana-Champaign. Dielectrophoresis (DEP)는 세포를 조작하는 효과적인 방법입니다. 인쇄 회로 기판 (PCB)은 microfluidic 장치 이내에 연락이없는 세포 조작을위한, 재사용 가능한 저렴하고 효과적인 전극을 제공할 수 있습니다. PCBs에 coverslips와 PDMS 기반 microfluidic 채널을 결합하여, 우리는 다채널 microfluidic 장치 내에서 구슬과 세포 조작과 분리를 보여줍니다.

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Parallel-plate Flow Chamber and Continuous Flow Circuit to Evaluate Endothelial Progenitor Cells under Laminar Flow Shear Stress

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well quantifiable fluid shear stresses1.
Our flow chamber design and flow circuit (Fig. 1) contains a transparent viewing region that enables testing of cell adhesion and imaging of cell morphology immediately before flow (Fig. 11A, B), at various time points during flow (Fig. 11C), and after flow (Fig. 11D). These experiments are illustrated with human umbilical cord blood-derived endothelial progenitor cells (EPCs) and porcine EPCs2,3.
This method is also applicable to other adherent cell types, e.g. smooth muscle cells (SMCs) or fibroblasts.
The chamber and all parts of the circuit are easily sterilized with steam autoclaving. In contrast to other chambers, e.g. microfluidic chambers, large numbers of cells (&gt; 1 million depending on cell size) can be recovered after the flow experiment under sterile conditions for cell culture or other experiments, e.g. DNA or RNA extraction, or immunohistochemistry (Fig. 11E), or scanning electron microscopy5. The shear stress can be adjusted by varying the flow rate of the perfusate, the fluid viscosity, or the channel height and width. The latter can reduce fluid volume or cell needs while ensuring that one-dimensional flow is maintained. It is not necessary to measure chamber height between experiments, since the chamber height does not depend on the use of gaskets, which greatly increases the ease of multiple experiments. Furthermore, the circuit design easily enables the collection of perfusate samples for analysis and/or quantification of metabolites secreted by cells under fluid shear stress exposure, e.g. nitric oxide (Fig. 12)6.

We are describing a method to subject adherent cells to laminar flow shear stress in a sterile continuous flow circuit. The cells' adhesion, morphology can be studied through the transparent chamber, samples obtained from the circuit for metabolite analysis and cells harvested after shear exposure for future experiments or culture.

The overall goal of this method is to describe a technique to subject adherent cells to laminar flow conditions and evaluate their response to well ...

연구

생체공학

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

에 대한 간단한 마이크로 유체 장치<em&gt; 생체 내</em의&gt; 이미징<em&gt; C. elegans</em&gt;<em&gt; Drosophila</em&gt;와 Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Layer-by-layer Collagen Deposition in Microfluidic Devices for Microtissue Stabilization

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D culture of cells in collagen type I gels helps to stabilize cell morphology and function, which is necessary for creating microfluidic tissue models in microdevices. Translating traditional 3D culture techniques for tissue culture plates to microfluidic devices is often difficult because of the limited channel dimensions. In this method, we describe a technique for modifying native type I collagen to generate polycationic and polyanionic collagen solutions that can be used with layer-by-layer deposition to create ultrathin collagen assemblies on top of cells cultured in microfluidic devices. These thin collagen layers stabilize cell morphology and function, as shown using primary hepatocytes as an example cell, allowing for the long term culture of microtissues in microfluidic devices.

The creation of functional microtissues within microfluidic devices requires the stabilization of cell phenotypes by adapting traditional cell culture techniques to the limited spatial dimensions in microdevices. Modification of collagen allows the layer-by-layer deposition of ultrathin collagen assemblies that can stabilize primary cells, such as hepatocytes, as microfluidic tissue models.

Microtissue 안정화를위한 미세 유체 장치에서 레이어별로 층 콜라겐 증착

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

멀티 채널 듀얼 전기장 미세 유체 칩을 이용하여 폐암 세포의 Electrotaxis 연구

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Using Adhesive Patterning to Construct 3D Paper Microfluidic Devices

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol adhesive through a metal stencil, the overall amount of adhesive used in assembling paper microfluidic devices can be significantly reduced. We show on a simple 4-layer planar paper microfluidic device that the optimal adhesive application technique and device construction style depends heavily on desired performance characteristics. By moderately increasing the overall area of a device, it is possible to dramatically decrease the wicking time and increase device success rates while also reducing the amount of adhesive required to keep the device together. Such adhesive application also causes the adhesive to form semi-permanent bonds instead of permanent bonds between paper layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use. Nonplanar 3D origami devices also benefit from the semi-permanent bonds during folding, as it reduces the likelihood that unrelated faces may accidently stick together. Like planar devices, nonplanar structures see reduced wicking times with patterned adhesive application vs uniformly applied adhesive.

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct 3D paper microfluidic devices. This method of adhesive application forms semi-permanent bonds between layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use and to ease folding complex nonplanar structures.

3D 종이 미세 유체 장치를 구축하기 위해 접착제 패터닝을 사용하여

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol ...

Microfluidic Flow Chambers Using Reconstituted Blood to Model Hemostasis and Platelet Transfusion In Vitro

Blood platelets prepared for transfusion gradually lose hemostatic function during storage. Platelet function can be investigated using a variety of (indirect) in vitro experiments, but none of these is as comprehensive as microfluidic flow chambers. In this protocol, the reconstitution of thrombocytopenic fresh blood with stored blood bank platelets is used to simulate platelet transfusion. Next, the reconstituted sample is perfused in microfluidic flow chambers which mimic hemostasis on exposed subendothelial matrix proteins. Effects of blood donation, transport, component separation, storage and pathogen inactivation can be measured in paired experimental designs. This allows reliable comparison of the impact every manipulation in blood component preparation has on hemostasis. Our results demonstrate the impact of temperature cycling, shear rates, platelet concentration and storage duration on platelet function. In conclusion, this protocol analyzes the function of blood bank platelets and this ultimately aids in optimization of the processing chain including phlebotomy, transport, component preparation, storage and transfusion.

Microfluidic Flow Chambers Using Reconstituted Blood to Model Hemostasis and Platelet Transfusion In Vitro

Platelet transfusion and hemostasis was modeled using blood reconstitution and microfluidic flow chambers to investigate the function of blood banking platelets. The data demonstrate the consequences of platelet storage lesion on hemostasis, in vitro.

미세 유체 흐름 챔버 지혈 및 혈소판 수혈을 모델링하기 위해 재구성 된 혈액을 사용하여<em&gt; 체외</em

Blood platelets prepared for transfusion gradually lose hemostatic function during storage. Platelet function can be investigated using a variety of ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

판막 다층 미세 유체 장치에 대한 여러 단계의 변수 높이 포토 리소그래피

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Fabrication of Three-dimensional Paper-based Microfluidic Devices for Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and directed within a layer of paper. Moreover, stacking multiple layers of patterned paper creates sophisticated three-dimensional microfluidic networks that can support the development of analytical and bioanalytical assays. Paper-based microfluidic devices are inexpensive, portable, easy to use, and require no external equipment to operate. As a result, they hold great promise as a platform for point-of-care diagnostics. In order to properly evaluate the utility and analytical performance of paper-based devices, suitable methods must be developed to ensure their manufacture is reproducible and at a scale that is appropriate for laboratory settings. In this manuscript, a method to fabricate a general device architecture that can be used for paper-based immunoassays is described. We use a form of additive manufacturing (multi-layer lamination) to prepare devices that comprise multiple layers of patterned paper and patterned adhesive. In addition to demonstrating the proper use of these three-dimensional paper-based microfluidic devices with an immunoassay for human chorionic gonadotropin (hCG), errors in the manufacturing process that may result in device failures are discussed. We expect this approach to manufacturing paper-based devices will find broad utility in the development of analytical applications designed specifically for limited-resource settings.

We detail a method to fabricate three-dimensional paper-based microfluidic devices for use in the development of immunoassays. Our approach to device assembly is a type of multilayer, additive manufacturing. We demonstrate a sandwich immunoassay to provide representative results for these types of paper-based devices.

면역 측정법에 대한 3 차원 종이 기반 미세 유체 장치의 제작

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and ...

Polydimethylsiloxane-polycarbonate Microfluidic Devices for Cell Migration Studies Under Perpendicular Chemical and Oxygen Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under combinations of chemical and oxygen gradients. Both chemical and oxygen gradients can greatly affect cell migration in vivo; however, due to technical limitations, very little research has been performed to investigate their effects in vitro. The device developed in this research takes advantage of a series of serpentine-shaped channels to generate the desired chemical gradients and exploits a spatially confined chemical reaction method for oxygen gradient generation. The directions of the chemical and oxygen gradients are perpendicular to each other to enable straightforward migration result interpretation. In order to efficiently generate the oxygen gradients with minimal chemical consumption, the embedded PC thin film is utilized as a gas diffusion barrier. The developed microfluidic device can be actuated by syringe pumps and placed into a conventional cell incubator during cell migration experiments to allow for setup simplification and optimized cell culture conditions. In cell experiments, we used the device to study migrations of adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells, A549, under combinations of chemokine (stromal cell-derived factor, SDF-1&#945;) and oxygen gradients. The experimental results show that the device can stably generate perpendicular chemokine and oxygen gradients and is compatible with cells. The migration study results indicate that oxygen gradients may play an essential role in guiding cell migration, and cellular behavior under combinations of gradients cannot be predicted from those under single gradients. The device provides a powerful and practical tool for researchers to study interactions between chemical and oxygen gradients in cell culture, which can promote better cell migration studies in more in vivo-like microenvironments.

The control of chemical and oxygen gradients is essential for cell cultures. This paper reports a polydimethylsiloxane-polycarbonate (PDMS-PC) microfluidic device capable of reliably generating combinations of chemical and oxygen gradients for cell migration studies, which can be practically utilized in biological labs without sophisticated instrumentation.

셀 마이그레이션 연구에서 수직 화학 산소 그라디언트에 대한 폴리 디메틸 실록산 - 폴리 카보네이트 미세 유체 장치

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under ...

Development of Microfluidic Devices to Study the Elongation Capability of Tip-growing Plant Cells in Extremely Small Spaces

In vivo, tip-growing plant cells need to overcome a series of physical barriers; however, researchers lack the methodology to visualize cellular behavior in such restrictive conditions. To address this issue, we have developed growth chambers for tip-growing plant cells that contain a series of narrow, micro-fabricated gaps (~1 &#181;m) in a poly-dimethylsiloxane (PDMS) substrate. This transparent material allows the user to monitor tip elongation processes in individual cells during microgap penetration by time-lapse imaging. Using this experimental platform, we observed morphological changes in pollen tubes as they penetrated the microgap. We captured the dynamic changes in the shape of a fluorescently labeled vegetative nucleus and sperm cells in a pollen tube during this process. Furthermore, we demonstrated the capability of root hairs and moss protonemata to penetrate the 1 &#181;m gap. This in vitro platform can be used to study how individual cells respond to physically constrained spaces and may provide insights into tip-growth mechanisms.

We describe a method to investigate the capability of tip-growing plant cells, including pollen tubes, root hairs, and moss protonemata, to elongate through extremely narrow gaps (~1 &#181;m) in a microfluidic device.

매우 작은 공간에 팁 성장 하는 식물 세포의 신장 기능 연구를 미세 장치 개발

In vivo, tip-growing plant cells need to overcome a series of physical barriers; however, researchers lack the methodology to visualize cellular behavior ...