YG는 IDB의 화목에 의해 지원됩니다. IN은 아론의 동료들과 에드몬드 J ‭의 교수 동료입니다. 텔 아비브 대학에서 생물 정보학에 대한 ‬ Safra 센터 ‭. ‬이 연구는 ISF 부여 10분의 1,499에 의해 지원되었다.

1. 스카치 테이프 마스터 5 만들기 <ol><li> 그리거나 종이에 원하는 microchannel 레이아웃을 확장하기 위해, 출력하면된다. 우리의 경우 디자인은 두 Y 모양의 채널 각각으로 구성되어 폭 3mm (그림 2). </li><li> 스카치 테이프 층이있는 유리 슬라이드를 다룹니다. 층의 수는 채널 (레이어 당 60 μm)의 높이를 결정하게됩니다. 우리는 3 스카치 테이프 레이어를 사용했습니다. </li><li> 평평한 표면에 레이아웃 디자인을 놓으십시오. 디자인 패턴을 통해 슬라이드를 맞 춥니 다. 조심스럽게 레이아웃에 따라 메스와 함께 유리 슬라이드에 테이프를 잘라. </li><li> microchannel의 레이아웃을 제외한 유리 슬라이드의 모든 지역에서 스카치 테이프를 제거합니다. </li><li> 2-3 분 동안 65 ° C에서 가열 오븐에 슬라이드 삽입합니다. 에탄올을 부드럽게 닦으십시오. </li></ol> 2. PDMS 마이크로 유체 소자를 제조 <ol><li> 제조업체에서 권장하는대로 PDMS의베이스와 경화 구성 요소를 섞는다. 우리는 10시 1분를 사용경화 에이전트에 기지 비율입니다. ~ 0.5 cm의 높이에 페트리 접시에 PDMS 혼합물의 약 30 ML 하거라. 진공에서 가스를 제거하다 PDMS 필요한 경우. 최대 직면하고있는 패턴 스카치 테이프로 PDMS에 잠기 유리 슬라이드. PDMS 후 패턴을 배치하면 슬라이드과 접시 바닥 사이의 기포 형성을 방지합니다. 음식은 거품 수준을 사용하여 수평인지 확인하고, 65 ° C에서 48 시간에 대한 치료. </li><li> 새로운 90mm 배양 접시에있는 PDMS 혼합의 3 ML 깊은 0.5 mm에 대한 레이어에 결과, 부어. (스핀 coater를 사용할 수있는 경우,이 단계를 사용할 수 있습니다.) </li><li> 가스를 제거하다는 및 2.1에서와 같이 치료. </li><li> 부드럽게 메스를 사용하여 원하는 크기로 마이크로 유체 장치를 잘라. 이 레이어는 &quot;흐름 층을&quot;이라고한다 될 것입니다. </li><li> 두 번째 페트리 접시에서 얇은 층 PDMS의 유사 크기의 조각을 잘라. 이것은 &quot;우물 층을&quot;이라고한다 될 것입니다. </li><li> 흐름 층의 유입구와 출구를위한 펀치 구멍에 적절하게 크기의 생검 주먹 (우리는 1.2 mm ID를 사용)을 사용합니다. </리&gt; <li> 레이아웃에 microchannels으로 정렬 2mm ID 생검 구멍을 뚫는를 사용하여 우물 밖으로 디자인 레이아웃 및 펀치에 비해 두꺼운 유리 슬라이드에 우물 레이어를 놓습니다. </li><li> 두 PDMS 레이어뿐만 아니라 에탄올과 24mm X 60mm 유리 coverslip를 청소합니다. 공기 건조하고 깨끗하게 유지. </li><li> 플라즈마는 가역 본딩을위한 두 표준 플라즈마 식각 (비 치료 본딩의 경우) 또는 휴대용 코로나 treater 6을 사용하는 유리 coverslip과 우물 층 PDMS를 모두 취급합니다. 조심스럽게 (그림 3) 접착을 일으킬 수 coverslip 상단에있는 우물 레이어를 놓습니다. 부드럽게하는 기포 (필요한 경우)을 문지르세요. </li></ol> 3. 셀 이미징 실험 <ol><li> 당신이 주사기 펌프에 0.02의 내부 직경 &quot;(Tygon)와 유연한 플라스틱 튜브에 연결된 적절한 주사 준비가 원하는 미디어를 가지고 있는지 확인하십시오. </li><li> S. 성장 액체 YPD에서 원하는 단계로 cerevisiae의 변종. 철저하게 소용돌이과 장소 300 μmicrocentrifuge 튜브에 각 변형 리터. </li><li> 부드럽게 Concanavalin A (시그마) 각도에 2 밀리그램 / ML 1 μl를 놓습니다. 부드럽게 물을 pipetting하여 각도 두 번에서 초과 Concanavalin을 씻으십시오. </li><li> Concanavalin이 건조되는 동안 포도당이 부족한 SC 매체 300 μl를 두 번 긴장을 씻는다. 세포 벽에서 잔류 포도당을 씻는 것은 Concanavalin A.에 적절한 준수하는 데 도움이 </li><li> 철저하게 소용돌이 세포. 피펫 0.75 μl 또는 자체도 (그림 3)에 각각의 세포 현탁액의 적은. 부드럽게 풍부한 매체 잔류 세포를 씻어. 다음 두 단계가 건조에서 세포를 방지하기 위해 신속하게 수행해야합니다. </li><li> 플라즈마는 칩을 취급하고 우물은 철저하게 직접 우물를 누르하지 않도록주의하는 것 휴대용 코로나 treater을 사용합니다. 둘 사이의 정렬에 가까운 관심을 지불, 우물에 칩을주의 깊게 배치 (이 단계는 입체경에서 수행 할 수 있습니다.) 부드럽게 PD의 두 레이어를 준수 키를 눌러MS. 천천히 기포이 채널 내부에 남아되지 않습니다 확실하게, 50 μl 풍부한 매체 완전히 장치를 입력합니다. </li><li> , 장치를 연결 적절한 유입구에 튜브를 삽입하고 미디어 흐름을 시작합니다. 이러한 제거 할 수 까다로운 될 수 있으므로 기포가 장치에 소개 안되는주의를 기울여,이는 입구 또는 출구를 분리하여 수행하고 부드럽게 유리 coverslip을 아프게하지 않도록주의하는 것 거품이 장치에 활용 될 수있다. </li><li> 현미경으로 놓고 각 잘에 해당하는 이미지 포인트를 찾으십시오. </li><li> 필요한 경우 복구 할 수 있도록 1 시간 이상 다양한 매체에 흐름에 따라 셀을하세요. </li><li> 실험을 시작합니다 : 우리가 원하는대로 상대 유량을 변화, 미디어의 역류를 방지하기 위해 두 개의 주사기 펌프의 각에서 일정한 흐름을 사용합니다. 중간은 채널의 폭 (그림 4)의 80 % 이상을 흐르는의 0.8 ML / 시간 및 펌프 B에 0.2 ML / 시간 결과 펌프를 설정합니다. 이 방식은 동적 인 C 할 수 있습니다두 유량을 변경하여 목 매달아 죽였. 새로운 조건은 채널 2의 전체 길이를 따라 초 내에 안정화. </li></ol>

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	<li>Dertinger, S. K., Jiang, X., Li, Z., Murthy, V. N., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gradients+of+substrate-bound+laminin+orient+axonal+specification+of+neurons.">Gradients of substrate-bound laminin orient axonal specification of neurons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 12542-12547 (2002).</li><li>Hersen, P., McClean, M. N., Mahadevan, L., Ramanathan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Signal+processing+by+the+HOG+MAP+kinase+pathway.">Signal processing by the HOG MAP kinase pathway.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 7165-7170 (2008).</li><li>Paliwal, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MAPK-mediated+bimodal+gene+expression+and+adaptive+gradient+sensing+in+yeast.">MAPK-mediated bimodal gene expression and adaptive gradient sensing in yeast.</a> Nature. 446, 46-51 (2007).</li><li>Bennett, M. R., Hasty, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+devices+for+measuring+gene+network+dynamics+in+single+cells.">Microfluidic devices for measuring gene network dynamics in single cells.</a> Nat. Rev. Genet. 10, 628-638 (2009).</li><li>Shrirao, A. B., Perez-Castillejos, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+Fabrication+of+Microfluidic+Devices+by+Replicating+Scotch-tape+Masters.">Simple Fabrication of Microfluidic Devices by Replicating Scotch-tape Masters.</a> Chips &#38; Tips. , (2010).</li><li>Haubert, K., Drier, T., Beebe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PDMS+bonding+by+means+of+a+portable,+low-cost+corona+system.">PDMS bonding by means of a portable, low-cost corona system.</a> Lab Chip. 6, 1548-1549 (2006).</li><li>Gerber, D., Maerkl, S. J., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vitro+microfluidic+approach+to+generating+protein-interaction+networks.">An in vitro microfluidic approach to generating protein-interaction networks.</a> Nat. Methods. 6, 71-74 (2009).</li></ol>

관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

이 논문에서 우리는 동적 조건 하에서 다음과 같은 몇 가지 효모 종자를 동시에 할 수있는 마이크로 유체 장치를 만들기위한 간단한 benchtop 방법을 제시한다. 하나의 채널에 여러 변종을 이용하면 여러 변종에 하나의 세포 응답의 역 동성을 비교하기위한 신뢰할 수있는 도구를 제공합니다. 우리 접근 방식의 장점 중 하나는 클린 룸에 대한 필요없이 간단한 방법으로 장치를 조작 할 수있는 능력입...

세포는 끊임없이 신진 대사, 전사 프로필과 세포 기능을 변경하여, 동적으로 변화하는 환경에 반응하고 있습니다. 이러한 현상을 연구하기 위해, 이러한 변경 사항을 수량화 수있는 방법이 필요합니다. 이러한 응답에 대한 표시 장치의 한 종류는 영양 스트레스에 대응 스트레스 관련 전사 인자의 국산화의 변화입니다. 마이크로 유체 장치 1은 동적 셀 2-4으로 환경 조건을 조작하는 데 사용되었습니다. 세포의 환경이 정확하게 제어하여 동적으로 변경할 수 있습니다, 세포는 외부 조건의 조작 중에 포함 항상 라이브 이미징 될 수 있고 최소한의 시약 볼륨이 필요합니다 : 그들은 살아있는 세포 이미징에 대한 몇 가지 장점을 제시한다. 두 조건 사이에 교대를 허용 마이크로 유체 장치에 대한 아주 간단한 디자인, Y 모양의 장치가 2입니다. 우리는 정기적으로 허용 Y 모양의 마이크로 유체 장치를 사용하여채널의 셀에 역동적 인 변화의 응용 프로그램입니다. 우리는 효모 세포의 휘황 태그 스트레스 관련 전사 인자의 국산화 변경 사항을 따라이 장치를 사용합니다. 우리는 영양 조건을 변경에서 변경 사항을 따르십시오. 예를 들어, 우리는의 펄스를 (또는 펄스의 시리즈) 제공 할 수 있습니다 포도당 함유 아주 좋은 시간적 해상도에서 노 포도당 매체의 기간 내에 매체. 종종 이러한 실험에서, 하나는 다른 세포 변종 (예를 들어, 서로 다른 돌연변이, 또는 다른 야생 분리)의 응답을 비교에 관심이 있습니다. Y 모양의 채널은 각 채널에서 한 변형으로 제한됩니다 - 하나 이상의 변형을 사용하는 경우 변종을 구별 할 간단한 방법은 없습니다. 이를 극복하기 위해 다른 채널을 사용할 수 있습니다. 우리가 여러 변종에 같은 역학 조건을 적용하려면, 우리는 여러 채널과 함께 Y-채널 개념을 결합하고 싶습니다. 이 솔루션을 구현에 두 문제가 있습니다 : 그것은 t을 적용하기 어려울 수 있습니다그는 모든 채널에 같은 시간에 동일한 조건, 그리고 거기에 하나의 장치에 장착 할 수 있습니다 Y-채널의 수에 기하학적 제한됩니다. 따라서 동적 조건 하에서 하나의 채널에 여러 변종을 볼 수있는 방법을 찾고있었습니다. 여기 우리는 같은 동적 조건 하에서 하나의 채널에 영상 여러 변종위한 두 층 마이크로 유체 장치에 대해 설명합니다. 아래 층은 홀 행과 얇은 PDMS로 구성되어 있습니다. 이 층은 유리 coverslip 우리가 유리를 Concanavalin과를 준수, 서로 다른 변종을 배치됩니다에 우물을 만드는에 부착되어 있습니다. 두 번째 층은 스카치 테이프 방법 5를 사용하여 만든 Y 모양의 마이크로 유체 장치입니다. 우물에 긴장을 배치 한 후 두 번째 층은 신속하게 정렬되며 다양한 변종을 포함 여러 우물과 하나가 채널을 생성, 첫번째에 부착. 이 최종 장치 곳 모두 하나의 채널에 여러 변종에 따라 수긴장이 동일한 시간에 동일한 조건을 받게됩니다. 전체 설계 및 생산 공정이없이 부드러운 리소그래피와 함께 간단한 방법을 사용하여 benchtop에 수행 할 수 있습니다.

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약 / 장비 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td></tr><tr><td> PDMS-SYLGARD 184 </td><td> 다우 코닝 USA </td><td></td></tr><tr><td> 진공 건조기 </td><td> Nalgene </td><td> 5310-0250 </td></tr><tr><td> punchers을 생검 </td><td> 테드 펠라 주식회사 </td><td> 해리스 유니 코어 15076 (2 ㎜), 15,074 (1.2 mm) </td></tr><tr><td> 주사기 펌프 </td><td> Chemyx </td><td> 퓨전 200 </td></tr><tr><td> 코로나 treater </td><td> 전기 기술 제품 </td><td> BD-20 </td></tr><tr><td> Tygon 튜빙 </td><td> Tygon </td><td> S-54-HL </td></tr><tr><td> Concanavalin-A </td><td> 시그마 </td><td> C7275 </td></tr><tr><td> 스카치 테이프 </td><td> 3M 스카치 </td><td> 투명 테이프 1 / 2 &quot; </td></tr></tbody></table>

a microfluidic device for studying multiple distinct strains

환경 변화에 대한 세포 반응의 연구는 많은 실험 도전을 포즈 : 전지는 비교 방식으로 자주 변경 조건 이미징해야합니다. Multiwell 플레이트는 정기적으로 여러 가지 변종 또는 셀 라인을 비교하는 데 사용하지만, 환경 역학 이상의 제한된 제어 할 수 있습니다. 마이크로 유체 장치는 반면에, 주변 조건을 통해 정교한 동적 제어를 허용하지만 이미지에 도전하고에 몇 가지 변종 이상을 구별합니다. 여기 쉽고 빠르게 하나의 채널에 여러 독특한 효모 종자를 동적으로 변경하는 조건을 적용 할 수있는 마이크로 유체 장치를 제조하는 방법을 설명합니다. 장치는 부드러운 리소그래피 필요없이 설계 및 간단한 방법으로 제조된다. 그것은 microwells을 품고 두 번째 레이어에 부착 된 Y 모양의 유동 채널로 구성되어 있습니다. 긴장은 별도의 microwells에 배치하고, 동일한 동적 조건 하에서 이미징 있습니다. 우리는 데모다른 효모 종자에 영양소를 변경 펄스에 단백질 현지화 응답을 측정하기위한 장치의 사용을 nstrate.

다른 변종 사이의 분리를 설명하기 우리는 다른 우물에서 두 구별 효모 종자를 이미징. 이미징 전체 우물은 우물 (그림 5A, B) 사이에 세포 누설을 보여줍니다 없습니다. 두 변종은 YFP 태그가 전사 인자의 MSN2 있습니다. 동적으로 조건을 변경 동시 효과를 테스트하기 위해, 우리는 핵 (그림 5C, D)에 Msn2-YFP의 국산화로 이어진 노 포도당 매체의 단계를 작성, 두 입력 채널의 유?...

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A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

우리는 클린 룸이나 부드러운 리소그래피 필요없이 여러 독특한 변종에 유사한 동적 조건을 적용 할 수있는 마이크로 유체 장치를 생산하는 간단한 방법을 제시한다.

여러 고유 긴장 유학을위한 마이크로 유체 장치

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.7K 조회수.  Tel Aviv University. 우리는 클린 룸이나 부드러운 리소그래피 필요없이 여러 독특한 변종에 유사한 동적 조건을 적용 할 수있는 마이크로 유체 장치를 생산하는 간단한 방법을 제시한다.

비디오: A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in vitro. Nutrients delivered by vasculature fail to reach all parts of tumors, giving rise to heterogeneous microenvironments consisting of viable, quiescent and necrotic cell types. Many cancer drugs fail to effectively penetrate and treat all types of cells because of this heterogeneity. Monolayers of cancer cells do not mimic this heterogeneity, making it difficult to test cancer drugs with a suitable in vitro model. Our microfluidic devices were fabricated out of PDMS using soft lithography. Multicellular tumor spheroids, formed by the hanging drop method, were inserted and constrained into rectangular chambers on the device and maintained with continuous medium perfusion on one side. The rectangular shape of chambers on the device created linear gradients within tissue. Fluorescent stains were used to quantify the variability in apoptosis within tissue. Tumors on the device were treated with the fluorescent chemotherapeutic drug doxorubicin, time-lapse microscopy was used to monitor its diffusion into tissue, and the effective diffusion coefficient was estimated. The hanging drop method allowed quick formation of uniform spheroids from several cancer cell lines. The device enabled growth of spheroids for up to 3 days. Cells in proximity of flowing medium were minimally apoptotic and those far from the channel were more apoptotic, thereby accurately mimicking regions in tumors adjacent to blood vessels. The estimated value of the doxorubicin diffusion coefficient agreed with a previously reported value in human breast cancer. Because the penetration and retention of drugs in solid tumors affects their efficacy, we believe that this device is an important tool in understanding the behavior of drugs, and developing new cancer therapeutics.

Microfluidic Device for Recreating a Tumor Microenvironment in Vitro

We present the procedure for fabrication and operation of a microfluidic device that recreates heterogeneous tumor microenvironments in vitro. The variability in apoptosis within tumor tissue was quantified using fluorescent stains and the effective diffusion coefficient of the chemotherapeutic drug doxorubicin into tumor tissue was evaluated.

종양 Microenvironment를 재현을위한 마이크로 유체 장치<em&gt; 체외에서</em

We have developed a microfluidic device that mimics the delivery and systemic clearance of drugs to heterogeneous three-dimensional tumor tissues in ...

연구

생체공학

Microfluidic Mixers for Studying Protein Folding

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason for this is that folding takes place over a wide range of timescales, from nanoseconds to seconds or longer, depending on the protein1. Conventional stopped-flow mixers have allowed measurement of folding kinetics starting at about 1 ms. We have recently developed a microfluidic mixer that dilutes denaturant ~100-fold in ~8 &mu;s2. Unlike a stopped-flow mixer, this mixer operates in the laminar flow regime in which turbulence does not occur. The absence of turbulence allows precise numeric simulation of all flows within the mixer with excellent agreement to experiment3-4.
Laminar flow is achieved for Reynolds numbers Re &le;100. For aqueous solutions, this requires micron scale geometries. We use a hard substrate, such as silicon or fused silica, to make channels 5-10 &mu;m wide and 10 &mu;m deep (See Figure 1). The smallest dimensions, at the entrance to the mixing region, are on the order of 1 &mu;m in size. The chip is sealed with a thin glass or fused silica coverslip for optical access. Typical total linear flow rates are ~1 m/s, yielding Re~10, but the protein consumption is only ~0.5 nL/s or 1.8 &mu;L/hr. Protein concentration depends on the detection method: For tryptophan fluorescence the typical concentration is 100 &mu;M (for 1 Trp/protein) and for FRET the typical concentration is ~100 nM.
The folding process is initiated by rapid dilution of denaturant from 6 M to 0.06 M guanidine hydrochloride. The protein in high denaturant flows down a central channel and is met on either side at the mixing region by buffer without denaturant moving ~100 times faster (see Figure 2). This geometry causes rapid constriction of the protein flow into a narrow jet ~100 nm wide. Diffusion of the light denaturant molecules is very rapid, while diffusion of the heavy protein molecules is much slower, diffusing less than 1 &mu;m in 1 ms. The difference in diffusion constant of the denaturant and the protein results in rapid dilution of the denaturant from the protein stream, reducing the effective concentration of the denaturant around the protein. The protein jet flows at a constant rate down the observation channel and fluorescence of the protein during folding can be observed using a scanning confocal microscope5.

In this work we explain the fabrication and use of a microfluidic mixer capable of mixing two solutions in ~8 &mu;s. We also demonstrate the use of these mixers with spectroscopic detection using UV fluorescence and fluorescence resonance energy transfer (FRET).

단백질 접기 유학을위한 Microfluidic 믹서

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason ...

Protocol for Biofilm Streamer Formation in a Microfluidic Device with Micro-pillars

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in porous media are relevant to several industrial and environmental processes such as wastewater treatment and CO2 sequestration. We used Pseudomonas fluorescens, a Gram-negative aerobic bacterium, to investigate biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media. The microfluidic device consists of an array of micro-posts, which were fabricated using soft-lithography. Subsequently, biofilm formation in these devices with flow was investigated and we demonstrate the formation of filamentous biofilms known as streamers in our device. The detailed protocols for fabrication and assembly of microfluidic device are provided here along with the bacterial culture protocols. Detailed procedures for experimentation with the microfluidic device are also presented along with representative results.

Protocols for the study of biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media are discussed. The microfluidic device consists of an array of micro-pillars and biofilm formation by Pseudomonas fluorescens in this device is investigated.

마이크로 기둥 미세 유체 장치에서 바이오 필름 보리 형성을위한 프로토콜

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in ...

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). The chip produces monodisperse aqueous sample droplets in perfluorohexane (PFH). Size and frequency of the aqueous droplets can be varied in the range of 40 to 60 &#181;m and from 90 to 7,000&#160;Hz, respectively. The droplets are ejected from the chip with a second flow of PFH and remain intact during the ejection. A custom-built desolvation system removes the PFH and transports the droplets into the ICPMS. Here, very stable signals with a narrow intensity distribution can be measured, showing the monodispersity of the droplets. We show that the introduction system can be used to quantitatively determine iron in single bovine red blood cells. In the future, the capabilities of the introduction device can easily be extended by the integration of additional microfluidic modules.

We present a discrete droplet sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). It is based on a cheap and disposable microfluidic chip that generates highly monodisperse droplets in a size range of 40&#8722;60 &#181;m at frequencies from 90 to 7,000 Hz.

ICPMS 샘플 소개를위한 미세 유체 칩

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

Analyzing Mixing Inhomogeneity in a Microfluidic Device by Microscale Schlieren Technique

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren system is constructed from a Hoffman modulation contrast microscope, which provides easy access to the rear focal plane of the objective lens, by removing the slit plate and replacing the modulator with a knife-edge. The working principle of microscale schlieren technique relies on detecting light deflection caused by variation of refractive index1-3. The deflected light either escapes or is obstructed by the knife-edge to produce a bright or a dark band, respectively. If the refractive index of the mixture varies linearly with its composition, the local change in light intensity in the image plane is proportional to the concentration gradient normal to the optical axis. The micro-schlieren image gives a two-dimensional projection of the disturbed light produced by three-dimensional inhomogeneity.
To accomplish quantitative analysis, we describe a calibration procedure that mixes two fluids in a T-microchannel. We carry out a numerical simulation to obtain the concentration gradient in the T-microchannel that correlates closely with the corresponding micro-schlieren image. By comparison, a relationship between the grayscale readouts of the micro-schlieren image and the concentration gradients presented in a microfluidic device is established. Using this relationship, we are able to analyze the mixing inhomogeneity from associate micro-schlieren image and demonstrate the capability of microscale schlieren technique with measurements in a microfluidic oscillator4. For optically transparent fluids, microscale schlieren technique is an attractive diagnostic tool to provide instantaneous full-field information that retains the three-dimensional features of the mixing process.

Herein, we describe a procedure that employs microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. Through calibration, distribution of concentration gradient can be derived from the micro-schlieren image.

마이크로 스케일 슐 리렌 기술에 의해 미세 유체 소자 믹싱 비균질성 분석

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren ...

Fully Automated Centrifugal Microfluidic Device for Ultrasensitive Protein Detection from Whole Blood

Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) is a promising method to detect small amount of proteins in biological samples. The devices providing a platform for reduced sample volume and assay time as well as full automation are required for potential use in point-of-care-diagnostics. Recently, we have demonstrated ultrasensitive detection of serum proteins, C-reactive protein (CRP) and cardiac troponin I (cTnI), utilizing a lab-on-a-disc composed of TiO2 nanofibrous (NF) mats. It showed a large dynamic range with femto molar (fM) detection sensitivity, from a small volume of whole blood in 30 min. The device consists of several components for blood separation, metering, mixing, and washing that are automated for improved sensitivity from low sample volumes. Here, in the video demonstration, we show the experimental protocols and know-how for the fabrication of NFs as well as the disc, their integration and the operation in the following order: processes for preparing TiO2 NF mat; transfer-printing of TiO2 NF mat onto the disc; surface modification for immune-reactions, disc assembly and operation; on-disc detection and representative results for immunoassay. Use of this device enables multiplexed analysis with minimal consumption of samples and reagents. Given the advantages, the device should find use in a wide variety of applications, and prove beneficial in facilitating the analysis of low abundant proteins.

This protocol demonstrates how to achieve femto molar detection sensitivity of proteins in 10 &#181;L of whole blood within 30 min. This can be achieved by using electrospun nanofibrous mats integrated in a lab-on-a-disc, which offers high surface area as well as effective mixing and washing for enhanced signal-to-noise ratio.

전혈에서 고감도 단백질 검출을위한 완전 자동화 된 원심 미세 유체 장치

Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) is a promising method to detect small amount of proteins in biological samples. The devices providing a platform ...

Co-culture of Living Microbiome with Microengineered Human Intestinal Villi in a Gut-on-a-Chip Microfluidic Device

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human gut-on-a-chip microphysiological device. We recapitulate the intestinal lumen-capillary tissue interface in a microfluidic device, where physiological mechanical deformations and fluid shear flow are constantly applied to mimic peristalsis. In the lumen microchannel, human intestinal epithelial Caco-2 cells are cultured to form a &#39;germ-free&#39; villus epithelium and regenerate small intestinal villi. Pre-cultured microbial cells are inoculated into the lumen side to establish a host-microbe ecosystem. After microbial cells adhere to the apical surface of the villi, fluid flow and mechanical deformations are resumed to produce a steady-state microenvironment in which fresh culture medium is constantly supplied and unbound bacteria (as well as bacterial wastes) are continuously removed. After extended co-culture from days to weeks, multiple microcolonies are found to be randomly located between the villi, and both microbial and epithelial cells remain viable and functional for at least one week in culture. Our co-culture protocol can be adapted to provide a versatile platform for other host-microbiome ecosystems that can be found in various human organs, which may facilitate in vitro study of the role of human microbiome in orchestrating health and disease.

We describe an in vitro protocol to co-culture gut microbiome and intestinal villi for an extended period using a human gut-on-a-chip microphysiological system.

에 Microengineered 인간의 장내 융모와 생활 마이크로 바이 옴의 공동 문화 창자 - 온 - 어 - 칩 미세 유체 장치

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

판막 다층 미세 유체 장치에 대한 여러 단계의 변수 높이 포토 리소그래피

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Dry Film Photoresist-based Electrochemical Microfluidic Biosensor Platform: Device Fabrication, On-chip Assay Preparation, and System Operation

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An easy-to-use and low-cost sensor platform is highly desired to measure various types of analytes (e.g., biomarkers, hormones, and drugs) quantitatively and specifically. For this reason, dry film photoresist technology - enabling cheap, facile, and high-throughput fabrication - was used to manufacture the microfluidic biosensor presented here. Depending on the bioassay used afterwards, the versatile platform is capable of detecting various types of biomolecules. For the fabrication of the device, platinum electrodes are structured on a flexible polyimide (PI) foil in the only clean-room process step. The PI foil serves as a substrate for the electrodes, which are insulated with an epoxy-based photoresist. The microfluidic channel is subsequently generated by the development and lamination of dry film photoresist (DFR) foils onto the PI wafer. By using a hydrophobic stopping barrier in the channel, the channel is separated into two specific areas: an immobilization section for the enzyme-linked assay and an electrochemical measurement cell for the amperometric signal readout.
The on-chip bioassay immobilization is performed by the adsorption of the biomolecules to the channel surface. The glucose oxidase enzyme is used as a transducer for electrochemical signal generation. In the presence of the substrate, glucose, hydrogen peroxide is produced, which is detected at the platinum working electrode. The stop-flow technique is applied to obtain signal amplification along with rapid detection. Different biomolecules can quantitatively be measured by means of the introduced microfluidic system, giving an indication of different types of diseases, or, in regard to therapeutic drug monitoring, facilitating a personalized therapy.

A microfluidic biosensor platform was designed and fabricated using low-cost dry film photoresist technology for the rapid and sensitive quantification of various analytes. This single-use system allows for the electrochemical readout of on-chip-immobilized enzyme-linked assays by means of the stop-flow technique.

드라이 필름 포토 레지스트 기반 전기 화학 미세 바이오 센서 플랫폼: 장치 제작, 온 칩 시험 준비 및 시스템 운영

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.