우리는 컴퓨터 그래픽 도움 insectary와 나타샤 Sostrom에 도움 키스 Shigeteni 감사합니다. 이 작품은 USDA - ARS에 의해 투자되었다. 본 출판물에 표현 의견, 결과, 결론이나 권고는 저자의 견해이며, 반드시 USDA의 의견을 반영하지 않습니다. USDA는 동등한 기회 제공 및 고용주입니다.

1. parasitization에 대한 호스트 과일 플라이 달걀을 준비 <ol><li> 가득한 요리, 측면 당 길이는 10cm와 1.5 cm 깊이, 한천을 (보다 비용 효율적인 옵션 또는 Gelcarin GP812, FMC 생체 고분자, 유잉 NJ)가 준비하여 parasitized하는 과일 플라이 달걀의 기판을 준비합니다. 물의 리터 당 9g의 농도에 한천을 준비합니다. </li><li> 액체 배지 (약 70ml)로 가장자리에 요리를 입력하고 (최소한 45 분) 그들이 냉각 및 응고 수 있습니다. </li><li> 한천 블록은 탄탄한되면, 각 블록의 상단을 덮고, 티슈의 단일 계층 (조지아 퍼시픽 &#39;환경 설정&#39;배치 조직의 단일 가닥)을 적용합니다. 조직 때문에 표면 수분의 한천 쉽게 붙어해야합니다. </li><li> 한천 블록의 조직 대상 표면에 물이 정지 0.5 ML 볼륨 과일 플라이 달걀을 적용합니다. 우리 insectary에서는이 Bactrocera 발등 (ML 당 12,000 계란)의 6000에 대한 알을 동일합니다. </li><li> 넓은 브러시는 조직 표면 균일 과일 플라이 달걀을 확산하기 위해 물에 담근 깨끗한 2.5 cm를 사용하십시오. </li><li> 산란을 허용하도록 parasitoid 연습장의 하단 화면에서 과일 파리 계란을 넣으십시오. 계란을 방해 수도 죽은 기생충을 제거하기 위해 하단 화면의 아래쪽을 누릅니다. 아래 화면은 계란을 만지지 않는 경우 그게 최선입니다. </li><li> 기생충은 야간과 다음날에 약 21 시간 알을 낳다 수 있습니다. 이것은 parasitized하는 계란의 높은 비율을위한 충분한 시간이다. 긴 노출 위험의 superparasitization. </li></ol> 2. parasitized 호스트 과일 해칭 및 pupation 난다 <ol><li> 상승에 직면하고 계란과 과일 비행 다이어트 19 1.25 리터 당 parasitized 알을 3-3.5 준비 한천 블록을 배치하여 용기를 양육 준비합니다. </li><li> 큰 pupation 컨테이너에 좋은 성적 vermiculite이나 씻어 모래 1.5 cm 깊이 레이어를 통해 라이저에 계란과 다이어트 컨테이너를 놓습니다. 와 마스킹 테이프의 가장자리 뚜껑과 테이프로 pupation 컨테이너를 커버. Vermiculite는 (아래 참조) 선별 후 재사 용할 수 있습니다. </li><li> 과일 플라이 아웃 크롤 링 애벌레 아래 vemiculite로 20 &#39;팝&#39;에 대한 다이어트 컨테이너의 상단과 pupation 컨테이너 뚜껑 사이에 충분한 공간이 있는지 확인하십시오. </li><li> 27 방에 pupation 컨테이너를 이동 ° C 그리고 1 주일간 80 %의 상대 습도 (RH). 첫 4 일 동안 어두운 천으로 커버 용기 그러면 남은 일 동안 천을 제거합니다. </li><li> 일주일 뒤에 애벌레 다이어트 제거되면 애벌레는 쫌 및 pupation에 대한 vermiculite을 입력했습니다. vermiculite의 애벌레가있다면, 그들이 하룻밤 사이에 번데기가되다 수 있습니다. </li><li> 체 vermiculite에서 pupae. 굵은 체 (약 3mm)로 시작 다음 vermiculite의 나머지 대단히 짧은 시간을 제거하는 손 체를 사용합니다. </li></ol> 3. 정렬 및 선택 <ol><li> 번데기가 포함된 F. arisanus는 부분적으로 크기 unparasitized 과일 파리에서 시위 수 있습니다. 이들은 parasitized 파리에 대해 풍부하게되므로, 직경 1.65와 2.26 mm 사이에 번데기를 수집합니다. 대부분 소형 parasitoids를 포함, 큰 번데기는 주로 파리를 포함하는 작은 12 번데기가. parasitized pupae에 대한 여성의 비율의 크기가 12 적극적으로 상호 그것도 있습니다. </li><li> 방법 다양한 크기 pupae를 정렬하는 고용 수 있습니다. 우리는 사용자 정의 크기 분류기 21을 사용하여 기계적인 방법을 설명합니다. </li><li> 서서히 크기 분류기 피드 진동 피더 상단의 깔때기에 pupae를 배치합니다. </li><li> 30 °의 각도로 약간 분기하는 압연 바​​의 쌍 구성되어 크기 분류기로 pupae 먹이. 깔때기를 통해 열 별도의 용기에 비어있는 슬롯의 배열에 크기에 따라 개별적으로 pupae 놓습니다. </li><li> 1.65의 크기 범위에있는 컵에서 2.26 mm까지 pupae를 수집하고 대부분의 파리 unparasitized pupae에서 부상까지 7 일 동안 더 출현 케이지에 넣습니다. </li><li> 다음, 저 아직 포함 곤충에서 빈 번데기를 구분하기 위해 부채를 사용합니다. </li></ol> 4. F. arisanus의 출현 및 유지 보수 <ol><li> F.의 식민지를 유지하기 위해 arisanus 약 25cm 쪽 당 길이, 이동식 유리 앞에 함께 parasitoid 들고 케이지를 사용합니다. 케이지는 양쪽의 위쪽과 두 1mm이 검사를하고 있습니다. 새장 뒷면은 액세스 9cm 구멍이있는 고무 시트에 덮여 있습니다. 새장 바닥 밖 parasitoid 산란을위한 과일 플라이 달걀 두 개의 한천 블록의 배치를 허용하는 충분히 큰 1~2mm이 화면 내부에 적용 상처가 있습니다. </li><li> 보관 케이지는 또한 고가 사망률의 결과로, 새장 앞 따라 parasitoid 크롤 링을 만들 수 있습니다 조명을 최소화하기 위해 유리 전면의 하단 분기 따라 적용된 부분이 있어야합니다. </li><li> 이러한 selec 약 11g을 플레이스지름 플라스틱 용기에 테드 pupae 약 9cm. 이것은 케이지 당 600-700에 대한 기생충을 생산해야합니다. 크기 선택 약 60 %의 여성에서 발생한다. </li><li> 용기 검사 뚜껑을 첨부합니다. 뚜껑은 성인 F. 수 2mm이 상영으로 덮여 있어야 출현시 컨테이너를 떠나 arsianus 있지만, 남아있는 과일 파리가 포함됩니다. </li><li> 24 기생충을 유지 ° C와 12시 12분 photoperiod 좋은 환기와 RH 45 %. 높은 사망률이 관찰되면, 몇 시간이나 증가 통풍을위한 옥외 새장을 이동하면 그것을 줄일 수 있습니다. 기생충 하나 추가 일주일에 알을 낳다 준비되어야하며 두 개 더 주 생산해야합니다. </li><li> 줄무늬가 연습장 상단의 주당 또는 언제든지 사용할 수있는 벌꿀은 건조 적어도 세 번 부른 꿀을 undiluted. 손가락을 사용하여 좁은 줄무늬에 늘인 벌꿀을 적용합니다. 줄무늬가 너무 무거운 경우에는 벌꿀이 케이지에 똑 않습니다, 너무 밝은 경우, 벌꿀 신속하게 밖으로 건조하고 자주 reapplication가 필요합니다. </li><li> 기생충에 습기를 제공하기 위해, 새장의 꼭대기에 자리 한천 블록 (10cm X 10cm X 4cm). 이들은 두 번 주당 변경해야합니다. </li></ol> 5. 대표 결과 : 우리는 여기서 USDA - ARS F. 실시 품질 관리 절차의 결과를보고 1월 5일 및 2010년 6월 22일 사이 힐로, 하와이에서 arisanus 양육 작업. 이 동영상이 문서 및 프로토콜에 설명되어있는 규모의 힐로 위치에 리어링 8 월 2009 년 시작되었고, 새로운 위치를 초기 문제와 조정은 대부분 1 월 해결했다. 따라서 이러한 데이터는 다른 연구자가 설명한대로 그들이 프로토콜을 따르는 경우 자신의 식민지를 시작 얻을 수있는 결과의 대표이며, 일반적으로 경험 양육 곤충 있습니다. 이 기간 동안 우리는 F.의 작은 식민지를 유지했다 arisanus : 3,600 대해 F.에 해당하는 주당 생산 4 parasitoid 잡고 케이지, arisanus. 농축 parasitization 요금의 초기 검사는 1.65의 크기 범위에서 pupae의 2g 샘플을 복용에 의해 실시되었다 - 2.26 mm (농축)을 들고 새장에 개발의 추가 주 (전에 애벌레 다이어트가 제거 즉시 IE와 pupae는 걸러서와 크기가 정렬. 우리는)​​ &#39;초기 pupae&#39;와 같은 이들을 참조하십시오. 2010 년 첫 3 달 동안 풍부한 샘플의 평균 비율의 기생충은 0.46 (SD = 0.18가)되었습니다. 다음 분기 동안이 의미는 새로운 위치에있는 식민지와 양육 절차의 안정화를 반영, 0.58 (SD = 0.08가)되었습니다. 성공적으로 parasitized하지 않은 농축 pupae가 emergents을 생산 안되는 그 파리를 생산 이들을 포함합니다. 빈 번데기의 개최 케이지 제거에 추가 주 후에 다른 이g 샘플 ( &#39;늦은 pupae&#39;) 촬영했습니다. 과일 파리는이 두 번째 예제의 1 % 미만 표현. 과일 파리의 낮은 비율은 이전 기생충에 비해 파리의 출현 때문에 보관 용기에 남아 가장 야구를하기 위해 부분적으로 때문입니다. 마지막으로, 그림 1 준 2010 년 월부터 pupal 대량의 수율을 제공합니다. 수확량은 관심의 크기 범위에서 pupae 강화, 1.65-2.26 mm에서 측정됩니다. 조정이 새로운 시설로 만들어진 동안 일년의 시작 부분에있는 &#39;초기 pupae&#39;의 큰 질량은 과일 파리의 비율이 높다고 그 시간에 unemerged pupae을 나타냅니다. <img src="/files/ftp_upload/2901/2901fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. 초기 농축 (pupal 직경 1.65 - 2.26mm)의 항복 (즉시 크기를 선택 후)와 힐로, 하와이에서 ARS - USDA F. ariasnus 콜로니에서 &#39;늦은&#39;(한 주 동안 보관하고 빈 탄피를 제거 후) pupae , 2010년 1월에서 6월까지

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우리는 보고서에 관심을 전혀 충돌이 없습니다.

이 프로토콜과 함께 동영상이 문서에서는 F.를 양육을위한 최적화된 프로토콜을 설명하고 증명하고있다 ariasnus, 실험실 환경에서 Tephritid 과일 파리의 parasitoid. 이 프로토콜은 식민지를 유지하는 데 필요한 노동과 전문 장비의 양을 최소화하기 위해 몇 년 동안 정제되었습니다. 우리는 호스트 과일 파리가 잘 설립, 생산하고 안정적​​인 식민지가 양육 parasitoids에서 시도를 위해 필요합니다. 우리 insectary 우리는 호스트 과일 플라이로 Bactrocera 발등을 사용하지만 다른 종뿐만 아니라 14-17 관할 호스트로 표시되었습니다. F. 여러 측면 arisanus 콜로니 유지 보수 탐험으로 남아 있습니다. 이들은이 수종 10 실험실 적응의 속도, 22 학습의 메카니즘과 적응 및 호스트 과일 플라이의 소성에 관여있을 수 있습니다 메커니즘 발생할 수있는 유전자 변화를 포함합니다. 폴리네시아, B.에 B. 발등 : 지난 10 년 동안 특히 전세계 Dacine의 파리의 확산의 여러 예제 속 Bactrocera 이들하려고 애썼던 남미, B.의 일부에 carambolae 아프리카와 B.에 invadens 아프리카 북부 지중해. 3,23,18 테스트 같은 F.과 같은 생물 학적 제어 에이전트의 효율성에 zonata 다른 Bactrocera 종에 대한 arisanus은 높은 우선순위되어야하고,이 프로토콜과 함께 비디오 문서에서 설명하는 방법의 응용 프로그램 F. 연구를 가속화할 것입니다 우리의 희망입니다 위치 24보다 다양한 arisanus. 마지막으로, 기점으로이 방법을 사용하여 추가 조사는 또한 소설 달걀 parasitoids의 식민지 25,1에 중요한 정보를 제공할 수 있습니다

an optimized protocol for rearing fopius arisanus, a parasitoid of tephritid fruit flies

Fopius arisanus (소난)는 적어도 두 가지 이유 때문에 Tephritid 과일 파리의 중요한 parasitoid입니다. 첫째, 그것은 계란 1 단계 동안 호스트를 감염하는 것으로 알려져 단지 세 opiine의 parasitoids의 하나입니다. 둘째, 그것은 잠재적인 과일 비행 호스트 다양한 있습니다. 그 삶의 역사, F.으로 아마도 인해 arisanus가 성공적으로 여러 열대 지역 2-4 과일 파리의 생물 학적 제어에 사용되고 있습니다. F.의 넓은 사용하는 하나의 장애 과일 비행 제어를위한 arisanus는 안정적인 실험실 식민지 5-9를 구축하기 어려운 것입니다. 이러한 어려움에도 불구하고, 1990 년대 USDA 연구원에서 F.의 실험실 인구를 유지하기 위해 신뢰할 수있는 방법을 개발 arisanus 10-12. F.에 상당한 관심이있다 arisanus 생물학 13,14, 특히 Tephritid 호스트의 다양한 14-17를 식민지하기 위해 능력에 대한, 관심은 특히 지난 10 년 18 새로운 대륙에 Bactrocera 과일 파리 해충의 놀라운 확산에 의해 구동됩니다. F.에 대한 자세한 연구 arisanus 및 생물 학적 제어 에이전트로이 종류의 추가 배치는 양육 방법의 최적화 및 개선 도움이 될 것입니다. 이 프로토콜 및 관련 비디오 문서에서 우리는 F.를 양육을위한 최적화된 방법을 설명 arisanus는 이전에 설명한 방법을 기반으로 12. 우리가 여기서 설명하는 방법은 있습니다 F.의 양육 전세계와 상대적으로 낮은 수동 노동 요구 열대 지역에서 사용할 수있는 재료를 사용하여 과일의 사용없이 작은 규모 arisanus.

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An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus 성공적으로 이러한 중요한 열대 해충의 생물 학적 제어에 사용되는 Tephritid 과일 파리의 달걀 애벌레 parasitoid입니다. 우리는 여기서 F.을 양육을위한 최적화된 프로토콜을 설명 쉽게 사용 가능한 재료를 사용하여 작은 규모 arisanus.

리어링을위한 최적화된 프로토콜 Fopius arisanus Tephritid 과일 Parasitoid 난다

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

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Research

JoVE Journal

Biology

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

14.7K 조회수.  US Pacific Basin Agricultural Research Center. Fopius arisanus 성공적으로 이러한 중요한 열대 해충의 생물 학적 제어에 사용되는 Tephritid 과일 파리의 달걀 애벌레 parasitoid입니다. 우리는 여기서 F.을 양육을위한 최적화된 프로토콜을 설명 쉽게 사용 가능한 재료를 사용하여 작은 규모 arisanus.

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Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources. This complex social behavior is influenced by genetic, hormonal and environmental factors. In many organisms, aggression is critical to survival but controlling and suppressing aggression in distinct contexts also has become increasingly important. In recent years, invertebrates have become increasingly useful as model systems for investigating the genetic and systems biological basis of complex social behavior. This is in part due to the diverse repertoire of behaviors exhibited by these organisms. In the accompanying video, we outline a method for analyzing aggression in Drosophila whose design encompasses important eco-ethological constraints. Details include steps for: making a fighting chamber; isolating and painting flies; adding flies to the fight chamber; and video taping fights. This approach is currently being used to identify candidate genes important in aggression and in elaborating the neuronal circuitry that underlies the output of aggression and other social behaviors.

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

(과일 파리) Drosophila의 침략을 유학

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

연구

생물학

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

모스키토 리어링 (A. gambiae)에 대한 프로토콜

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Isolation and Biophysical Study of Fruit Cuticles

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and abiotic stresses and also regulates water flow from the external environment.1 A biopolyester (cutin) and long-chain fatty acids (waxes) form the principal structural framework of the cuticle; the functional integrity of the cuticular layer depends on the outer 'epicuticular' layer as well as the blend consisting of the cutin biopolymer and 'intracuticular' waxes.2 Herein, we describe a comprehensive protocol to extract waxes exhaustively from commercial tomato (Solanum lycopersicum) fruit cuticles or to remove epicuticular and intracuticular waxes sequentially and selectively from the cuticle composite. The method of Jetter and Sch&auml;ffer (2001) was adapted for the stepwise extraction of epicuticular and intracuticular waxes from the fruit cuticle.3,4 To monitor the process of sequential wax removal, solid-state cross-polarization magic-angle-spinning (CPMAS) 13C NMR spectroscopy was used in parallel with atomic force microscopy (AFM), providing molecular-level structural profiles of the bulk materials complemented by information on the microscale topography and roughness of the cuticular surfaces. To evaluate the cross-linking capabilities of dewaxed cuticles from cultivated wild-type and single-gene mutant tomato fruits, MAS 13C NMR was used to compare the relative proportions of oxygenated aliphatic (CHO and CH2O) chemical moieties.
Exhaustive dewaxing by stepwise Soxhlet extraction with a panel of solvents of varying polarity provides an effective means to isolate wax moieties based on the hydrophobic characteristics of their aliphatic and aromatic constituents, while preserving the chemical structure of the cutin biopolyester. The mechanical extraction of epicuticular waxes and selective removal of intracuticular waxes, when monitored by complementary physical methodologies, provides an unprecedented means to investigate the cuticle assembly: this approach reveals the supramolecular organization and structural integration of various types of waxes, the architecture of the cutin-wax matrix, and the chemical composition of each constituent. In addition, solid-state 13C NMR reveals differences in the relative numbers of CHO and CH2O chemical moieties for wild-type and mutant red ripe tomato fruits. The NMR techniques offer exceptional tools to fingerprint the molecular structure of cuticular materials that are insoluble, amorphous, and chemically heterogeneous. As a noninvasive surface-selective imaging technique, AFM furnishes an effective and direct means to probe the structural organization of the cuticular assembly on the nm-&mu;m length scale.

Aerial plant organs are protected by the cuticle, a supramolecular biopolyester-wax assembly. We present protocols to monitor selective removal of epi- and intracuticular waxes from tomato fruit cuticles on molecular and micro scales by solid-state NMR and atomic force microscopy, respectively, and to assess the cross-linking capacity of engineered cuticular biopolyesters.

분리 및 과일 손톱의 Biophysical 연구

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

전자 코를 사용하여 과일 휘발성 분석

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ring-supported hydrophilized PTFE membrane to provide structural support to both living and fixed tissue during immunohistochemical processing, which allows for the use of a variety of protocols that would otherwise cause damage to the tissue. First, this is demonstrated with bolus loading of fluorescent markers into living retinal tissue. This method allows for quick visualization of targeted structures, while the membrane support maintains tissue integrity during the injection and allows for easy transfer of the preparation for further imaging or processing.
Second, a procedure for antibody staining in tissue fixed with carbodiimide is described. Though paraformaldehyde fixation is more common, carbodiimide fixation provides a superior substrate for the visualization of synaptic proteins. A limitation of carbodiimide is that the resulting fixed tissue is relatively fragile; however, this is overcome with the use of the supporting membrane. Retinal tissue is used to demonstrate these techniques, but they may be applied to any fragile tissue.

The protocol described here is for structural assessment of a wholemount retinal preparation. This includes descriptions of tissue dissection, mounting onto a hydrophilized polytetrafluoroethylene (PTFE) membrane insert, bolus loading with fluorescent markers, and a comparison of fixation with carbodiimide and paraformaldehyde for immunohistochemical analysis of cellular and synaptic components.

이미징 및 면역 조직 화학에 대한 망막 Wholemount 준비를 위해 최적화 된 프로토콜

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

실험실 안정적인 파리와 다른 Muscoid Diptera의 양육

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

과일 파리를 처리하는 간단한 수제 도구 -초파리 멜라노가스터

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

모기 및 초파리에 대한 살충제 독성을 정량화하기위한 국소 응용 생물 검정

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, and parts of Africa over the last decade, becoming a devastating pest of various soft-skinned fruits in its invaded regions. Biological control, especially by means of self-perpetuating and specialized parasitoids, is expected to be a viable option for sustainable area-wide management of this highly mobile and polyphagous pest. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) is a larval parasitoid that is widely distributed in East Asia, and has been found to be one of the most effective parasitoids of D. suzukii.
Following rigorous pre-introduction evaluations of its efficacy and potential non-target risks, one of the more host-specific genetic groups of this species (G1 G. brasiliensis) has been approved recently for introduction and field release in the United States and Italy. Another genetic group (G3 G. brasiliensis), which was also commonly found to attack D. suzukii in East Asia, may be considered for introduction in the near future. There is currently enormous interest in rearing G. brasiliensis for research or in mass-production for field release against D. suzukii. This protocol and associated video article describe effective rearing methods for this parasitoid, both on a small scale for research and a large scale for mass-production and field release. These methods may benefit further long-term research and use of this Asian-native parasitoid as a promising biological control agent for this global invasive pest.

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Ganaspis brasiliensis-a larval parasitoid of Drosophila suzukii (a global invasive fruit crop pest)-has been approved or is considered for introduction into Europe and the United States for biological control of this pest. This article provides protocols for both small-scale and large-scale rearing of this parasitoid.

기생충 Ganaspis brasiliensis를 양육하는 방법, 침습성 초파리 스즈키에 대한 유망한 생물학적 조절제

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, ...

무균 Nasonia 말벌 사육

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

저자 스포트라이트: 무균 말벌의 사육 절차 최적화  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

무균 말벌의 사육 절차 최적화

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...