이 작품은 재활 연구 교육의 물리적 및 직업 치료사 - 종합 추천 (K12 HD055931), 물리 치료와 피츠버그 클로드 디 페퍼 이전 미국인들은 독립 센터 재단 (P30 AG024827을위한 건강 (NIH) K12의 국립 연구소에 의해 추진하는 사업 ).

1. 전극 준비 <ul><li> 벡터 회로 기판의 1cm X 1cm 부분을 잘라내기. </li><li> 간격은 약 3.5 mm를 잊어버리고 핀과 함께 바이스 그립를 사용하여 두 wirewrap 핀을 안정. 핀이 bifurcated 종료까지 직면해야한다. </li><li> needlenose 플라이어를 사용하여, 대략 중간 그들의 길이를 따라, 90 ° 각도로 핀을 wirewrap 잡아봐. </li><li> 와이어 절연가 벗겨진하여 커넥터, 리드 연결에서 약 7cm의 구리 전선을 쉽게받을 수 있습니다. </li><li> 하나 wirewrap 핀의 bifurcated 끝에 솔더 구리 전선 중 하나. 다른 wirewrap 핀에 대한 납땜 단계를 반복합니다. </li><li> 보온 및 안정화하기 위해 구리선과 금색 핀 사이에 납땜 연결에 튜브를 수축 당기세요. 납땜 팁을 사용하여 튜브를 가열. </li><li> 브레드 보드에 회로 기판의 인접한 개구부로 wirewrap 핀이 unsoldered 도움말을 넣습니다. </li><li> wirewrap 핀은 서로 평행하며 성임을 확인보드를 통해 배치하면 도움말이 동일한 거리에 위치하고있는 등 브레드 보드를 통해 ick. </li><li> 투명 에폭시의 핀이 납땜 끝을 포함시킵니다. 에폭시는 약 10 분 동안 치료하도록 허용하거나, 완전히 건조까지. </li><li> 핀 및 벡터 회로 기판이 완전히 리드 와이어에 대한 구조적 무결성 및 스트레인 릴리프를 제공하기 위해 임베디드 때까지 에폭시의 적용을 반복합니다. </li><li> 골드 핀의 팁을 노출 금속 파일을 사용하여 에폭시 아래로 모래. </li><li> 리드 와이어는 적절한 지속성을 가지고 두 개의 리드가 전기 누전되지 않도록하고 그것에 멀티미터를 사용하여 </li><li> 전극 여성 양방향 와이어 커넥터 (포모나 ​​패치 코드)로 NMES 장치에서 리드를 연결합니다. </li></ul> 2. 동물 준비 <ul><li> 동물은 100 % O 2 기체에 2 % isofluorane (애보트 래버러토리스, 노스 시카고, IL)을 사용하여 흡입을 통해 anesthetized 있습니다. 동물 t에 걸쳐 anesthetized 유지됩니다그는 세션을 NMES. </li><li> 시작하기 전에 NMES 프로토콜 동물 완전히 anesthetized한지 확인하는 것은 발가락 핀치를 수행합니다. </li><li> 동물은 정기적으로 마취 수준이 충분한지 확인하기 위해서는 자극에 대한 응답을 확인한다. 필요에 따라 마취가 조정되어야합니다. 자극 다리, 호흡 깊이의 변화, 그리고 점액 점막의 색깔의 그것보다 다른 운동은 모두 마취의 깊이를 모니터하고 정기적으로 평가되어야한다. </li><li> 측면 드러누움의 동물을 둡니다. </li><li> 절차를 수행하는 동안 각막 건조를 방지하기 위해 눈에 안과 윤활제를 적용합니다. </li><li> 취급하는 hindlimb 영역을 면도하고, 알코올로 닦아냅니다. </li><li> 물로 린스 후, 3 % 표백제와 전극을 닦아주십시오. </li><li> 전극이 적용됩니다 사이트를 통해 젤을 수행 레이어를 적용합니다. 전극과 피부 사이의 전류 흐름을 보장하기 위해 NMES 프로토콜 전반에 걸쳐 필요한 경우 다시 적용합니다. </li><li> 가열 램프 OR 순환 용수 이불 정상 코어 바디 범위를 유지하는 데 사용해야합니다. </li><li> 참고 : 모든 절차 검토와 승인을 피츠버그 대학 기관 동물 관리 및 사용위원회와 보장 PHS와 AAALAC INT로 진행되었습니다. 공인 프로그램과 시설을 갖추고 있습니다. </li></ul> 3. 자극 <ul><li> 전극 배치 : <ul><li> tibialis의 앞부분과 신근 digitorum의 longus 근육을 포함한 앞부분 구획 근육의 자극을 위해 직접 일반적인 peroneal 신경의 말초 가지 꺼져 동물의 깊은 fibular 신경, 동안 표면 전극을 배치하고들에게 단지 앞쪽에 위치하고 있습니다 fibular 머리. </li><li> 자극은 전체 발목 dorsiflexion와 숫자의 전체 연장 elicits 때 앞부분 구획 근육의 자극은 전극의 위치가 확인됩니다. 한편, dorsiflexion은 자리 확장자의 부재로 제시만이 tibialis 앤티rior 근육이 자극되고 있습니다. 이러한 타겟 수축성 반응은 연구 설계에 따라 바람직있을 수 있습니다. </li><li> 초기 동안 발생 자유롭게 움직이는, 동심 단계 ~ 0.5 초 : 근육 수축은 자극의 2 단계로 나뉘어져 있습니다. 이 첫 단계 동안, 앞발로 땅을 차다는 최대한 dorsiflexion와 숫자 확장 휴식 위치에서 이동합니다. 자극의 두 번째 단계는 최종 범위 dorsiflexion 및 자리 내선 번호 지속 사시 수축이다. </li></ul></li><li> 자극 매개 변수 : <ul><li> 이 NMES 모델은 기존 NMES 2 채널 (표 참조) 제공 300 PV Empi 다기능 전기 요법 장치를 활용합니다. 이 모델의 목적을 위해서만 1 채널이 사용됩니다. </li><li> 사용되는 매개 변수는 대칭 파형 150 μs의 펄스 기간 및 50Hz의 주파수를 포함합니다. 자극 시간은 0.5 초 램프 위쪽 및 아래쪽 0.5 초 램프로, 5 초로 설정됩니다. 이것은 근육이 accli 더 점진적 수있게 해자극에 친구. 현재 프로토콜에서 수축 사이에 시간을 떨어져 10 초로 설정되었지만, 이것은 원하는 효과에 따라 조정될 수 있습니다. 배 밖 감소 근육 피로의 더 급속한 개시가 높아집니다. 이러한 자극 매개 변수는 상당한 골격근 손상 1, 15, 16를 유도하지 않고, 신경근육학 전기 자극을 사용하여 근육의 강도를 향상시키기위한 임상 프로토콜을 기반으로했다. </li><li> 마우스는 세트 사이에 5 분 휴식으로, 10의 수축이 두 세트를 완료합니다. </li><li> 성인 동물의 경우 NMES 강도는 일반적으로 9mA에서 시작됩니다. 우리의 경험에서 이것은 자극에 따라 즉시 눈에 보행 장애를 유발하지 않는 최대한의 농도로 시작하는 대략적인 것입니다. 이후 NMES 세션의 경우 강도가 1mA에 의해 동물 20 전체 dorsiflexions을 완료할 수 있습니다 때마다 증가합니다. </li></ul></li><li> 자극 프로토콜과 reco 완료 이후매우 마취에서 동물은 일반적으로 정상적인 걸음걸이와 자세를 보여줍니다. 걸음걸이는 NMES 프로그램의 기간에 걸쳐 손상되지 않은 유지됩니다. </li></ul> 4. 대표 결과 야생 유형 (B6/10), B6.SCID 및 MDX / SCID 마우스 :이 문서에서 설명 NMES 프로토콜 등 여러 가지 마우스 종자에서 구현되었습니다. 3-5개월에서 4 주 (20 세션)을 통해 수행 NMES 대표 결과는 오래된 MDX / SCID가 제공됩니다. 동물을 편안하게 마취 하의 경추 탈구에 의해 euthanized되었다. tibialis 앞쪽에 근육은 2 메틸 부탄 액체 질소에 미리 냉각하고, -80에 저장된 ° C로 수확 즉시 냉동되었다 시리얼 크로스 섹션 (10 μm의)을 취득하고 슬라이드에 탑재되었다. 통계 분석은 (SPSS, v19.0 소프트웨어) 표준 통계 소프트웨어 패키지를 사용하여 수행되었다. 첫째, Levene의 시험 여부가 WA를 평가하는 데 사용되었다변동의 님의 평등. 독립 표본 T-테스트는 다음 NMES 및 제어 그룹 간의 차이를 조사하기 위해 수행되었다. Hematoxylin과 Eosin (H &amp; E) 얼룩은 NMES 프로토콜은 dystrophic 근육의 증가 부상을 초래 하리라는 사실 여부를 조사하기 위해 수행되었다. 섹션 중 하나가 선택되고, 사진은 빛을 현미경 (니콘 이클립스 E800, 니콘, 일본)를 사용하여 획득했다. 재생 인덱스에는 상당한 증가 (중앙 nucleated 섬유의 수가 없었습니다 개발 이미지 분석 소프트웨어, 이미지 제이 - 섬유 및 중앙에 위치한 핵 가진 섬유의 개수의 총수는 수동으로 국립 보건원 (NIH)을 사용하여 계산되었다 그림 1); / NMES에 제출된 동물 섬유의 총수)은 같은 컨트롤 (P = 0.802에 비해. 이것은 NMES의 응용 프로그램이 dystrophic 동물에서 관찰 변성 - 재생 계단식으로 증가하지 않는 것이 좋습니다, 따라서 가능성이 없습니다증가된 근육 부상을 일으킬 수 있습니다. CD31에 대한 Immunofluorescent 염색법은 근육 vascularity에서 4 주간의 NMES 프로토콜의 효과를 조사하기 위해 수행되었다. 간단히, 근육 섹션은 포르말린 4%에서 해결 5 % 말 혈청 (HS)를 사용하여 차단되었습니다. 섹션은 쥐의 반 마우스 일차 항체 (5 % HS에서 1:300 희석)으로 incubated 및 555-라벨이 염소 안티 쥐 이차 항체 (5 % HS에서 1:300 희석)로 치료되었다. CD31 양성 세포의 총 개수를 정할 한 섹션이 선택하고, 형광 현미경을 (니콘 이클립스 E800, 일본)를 사용하여 사진에 찍혔다. 모세 혈관의 총수는 수동 북부 이클립스 소프트웨어 (Empix 이미징 주식 회사)를 사용하여 계산되었다. NMES 프로토콜과 같은 골격 근육 angiogenesis를 촉진 설명을 나타냅니다; 컨트롤 (그림 2 P &lt;0.01)에 비해 NMES에 제출된 동물의 CD31 양성 세포의 수가 크게 증가가 발생했습니다. <stroNG&gt; 현장 수축성 테스트의 경우 : 4 주 NMES 프로토콜의 완료 후, 앞부분 구획 근육의 수축성 테스트는 현장 테스트 장치 (모델 809B, 오로라 과학 INC, 캐나다), 자극기 (모델 701C, 오로라 과학 INC에서를 사용하여 수행되었다 캐나다), 그리고 힘 변환기 (오로라 과학 INC, 캐나다). 간단히, anesthetized 동물의 peroneal 신경은 무릎의 측면에 작은 절개를 통해 격리되었다. 마우스는 다음 플랫폼에서 부정사 배치되었으며 테스트되고 발이 footplate에 위치했다. 테스트에 사용된 hindlimb는 무릎 및 발을 헝겊 테이프로 안정되었다. 근육이 피부 아래에 삽입 훅 전극을 사용하여 자극했다. 근육 파상풍의 수축은 4 주 NMES 프로토콜은 근육의 힘을 향상을 일으킬 것인지 여부 조사를 위해 350ms에 대해 150Hz의 주파수에서 테스트되었습니다. 결과는 서부 유럽 표준시 근육 무게로 정상화되었다. tetan의 약 30 % 증가가 발생했습니다설명된 프로토콜을 제안 컨트롤 (P = 0.005) (그림 3)에 비해 NMES에 제출된 동물의 IC의 수축은 MDX / SCID 동물의 골격 근육의 강도를 향상시킵니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig1.jpg" /> NMES 4 주 후) 치료 컨트롤, B). 그림 dystrophic 1 Hematoxylin &amp; Eosin 골격근의 염색법 (MDX) / immunodeficient 생쥐 (4-5개월) (10 배 확대). <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig2.jpg" /> 그림 2. dystrophic의 골격근 (MDX) / immunodeficient 생쥐 (4~5개월) (20x 배율)) 치료 컨트롤에서 골격근의 vascularity의 마커와 같은 CD31 immunofluorescence (빨강), B) 4 주 후 NMES. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/3914/3914fig3.jpg" /> 그림 3. 수축성 테스트앞부분 구획 컨트롤의 근육 및 4 주간 NMES로 치료 동물. mNm = 밀리 뉴턴 미터. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3914/3914fig3large.jpg">큰 그림을 보려면 여기를 누르십시오</a> .

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우리는 공개 할게 없다.

이러한 결과는 NMES 우리의 개발 murine 모델은 골격근의 angiogenesis (그림 2)와 강화 (그림 3)을 촉진하지만, 골격근의 손상 (그림 1)을 유발하지 않는 것이 좋습니다. 그것은 여기에서 설명한 자극 매개 변수 앞부분 구획 근육에 과부하 근육을 유도하도록 설계되었습니다 것을인지해야합니다. 임상 시나리오의 경우는 것처럼, 전극 배치는 NMES으로 근육의 반응은 섬유 형태 구성에 따라 다를 수 있지만, 다른 근육 그룹을 자극하기 위해 조정할 수 있습니다. NMES 기간, 치료 세션의 총 개수, 그리고 반복의 총수는 디자인을 공부하고 따라 변경될 수 있습니다. 모든 프로토콜과 마찬가지로이 방법은 주목되어야 제한 사항이 있습니다. 현재의 연구에서는 자극이 깊은 fibular 신경을 통해 수행되었다. 그러나, 병원에서 자극 전S는 일반적으로 모터 단위에서 실시. 동물 모델에서 신경의 자극은 완전한 근육 수축을 유도하기 위해 낮은 강도를 요구한다. 제시와 같은 모델의 또 다른 한계는 우리가 동물 anesthetized는 것을 주어, NMES의 응용 중에 정보에 관한 안락 수준을 얻을 수없는 것입니다. 따라서 임상 인구의 비교 농도의 tolerability는 평가하기 어렵다. 그러나 저희 histological 결과 설명한 바와 같이, 근육 부상을 유발하지 않는, 우리의 NMES 모델을 제안한다. 일반적으로 병원에서 구현 modalities가 치료 개입에 대한 세포 및 분자 응답의 향상된 이해를 허용 유용한 실험 도구를 제공해 모방 동물 모델의 개발. 또한, 이러한 모델은 기존의 재활 프로토콜을 수정하고 새로운 징후를 개발하기위한 사전 임상 연구를 수행하는 데 유용합니다.

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td></tr><tr><td> bifurcated 납땜 단자와 벡터 와이어 랩 게시물 </td><td> 뉴어크 </td><td> T68 </td></tr><tr><td> 벡터 회로 기판 </td><td> 뉴어크 </td><td> 3662-2 </td></tr><tr><td> 포모나 패치 코드 </td><td> 뉴어크 </td><td> P-36-0 </td></tr><tr><td> 오분 에폭시 </td><td> 조종 베이커 (주) </td><td> 4001 </td></tr><tr><td> 스펙트럼 360 전극 젤 </td><td> 밀리켄 의료 </td><td> MR41217 </td></tr><tr><td> 휴대용 신경근육학 자극 장치 </td><td> EMPI </td><td> 300pv </td></tr></tbody></table>

a murine model of muscle training by neuromuscular electrical stimulation

신경근육학 전기 자극 (NMES)는 널리 2 유지하거나 3-5 근육의 기능적 능력을 향상, 1을 복원하는 데 사용되는 일반적인 임상 양상이다. 골격근의 Transcutaneous 표면 자극이되므로 모터 유닛과 주위의 근육 섬유의 흥분을 유도하는 음극과 양극 사이의 전류 흐름을, 포함한다. NMES는 여러 가지 이유로 골격근 적응 반응을 평가하는 매력적인 양상이다. 첫째, 같은 myofiber의 hypertophy 및 근육 강화 6, angiogenesis 7-9, 성장 인자의 분비 9-11, 및 근육의 전구체 세포 활성화 12와 같은 생리적 adaptations은 잘 문서화되어있는 재현성 실험적인 모델을 제공합니다. 이러한 생리적 반응은 신중하게 자극을 서로 다른 매개 변수 (Cochrane 검토를 위해, 13 참조)를 사용 titrated 수 있습니다. 또한, 신병을 NMES모터 단위가 아닌 선택적으로, 그리고 spatially 고정하고 temporally 동기 방식 14, 모든 섬유에 대한 치료 효과를 exerting의 이점을 제공 관계없이 섬유의 유형. 말초 정맥 질환 또는 강한 악의를 포함한 임상 인구에서 NMES로 지정된 contraindications가 있지만 예를 들어, NMES도 질병 및 / 또는 누워만있는 사람과 엄격한 운동 도전 수있는 인구를위한 안전하고 가능한 것입니다. 여기서는 상용 전극을 채택하고 murine 모델을 사용 NMES 프로토콜을 수행하는 프로토콜을 보여줍니다. 이 동물 모델은 임상적으로 사용 가능한 장치를 이용하여 원하는 근육 수축성 효과를 유도하기위한 전극의 위치에 관한 즉각적인 피드백을 제공하는 장점이 있습니다. 본 원고의 목적을 위해서는 마우스 hindlimb의 앞부분 구획 근육의 근육 자극을 위해 프로토콜을 설명합니다.

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A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

앞부분 구획 근육에 신경근육학 전기 자극을 murine 모델 (NMES), 안전하고 저렴한 임상 양상은 설명되어 있습니다. 이 모델은 마우스로 타겟 및 특정 근육의 수축을 도출하도록 의도하기위한 목적으로 즉시 사용할 임상 장치 수정의 장점이 있습니다.

신경근육학 전기적 자극에 의​​해 근육 트레이닝의 Murine 모델

Neuromuscular electrical stimulation (NMES) is a common clinical modality that is widely used to restore1, maintain2 or enhance3-5 muscle functional ...

a-murine-model-muscle-training-neuromuscular-electrical

Research

JoVE Journal

Medicine

20.8K 조회수.  University of Pittsburgh. 앞부분 구획 근육에 신경근육학 전기 자극을 murine 모델 (NMES), 안전하고 저렴한 임상 양상은 설명되어 있습니다. 이 모델은 마우스로 타겟 및 특정 근육의 수축을 도출하도록 의도하기위한 목적으로 즉시 사용할 임상 장치 수정의 장점이 있습니다.

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Programmed Electrical Stimulation in Mice

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ventricular arrhythmias, and sudden cardiac death.1 Intracardiac pacing studies can be performed in mice using a 1.1F octapolar catheter inserted into the jugular vein, and advanced into the right atrium and ventricle. Here, we illustrate the steps involved in performing programmed electrical stimulation in mice. Surface ECG and intracardiac electrograms are recorded simultaneously in the atria, atrioventricular junction, and ventricular myocardium, whereas intracardiac pacing of the atrium is performed using an external stimulator. Thus, programmed electrical stimulation in mice provides unique opportunities to explore molecular mechanisms underlying conduction defects and cardiac arrhythmias.

Programmed electrical stimulation provides the ability to determine conduction properties of the heart, and the possibility to induce and terminate cardiac arrhythmias using various pacing protocols. Using a transvenous catheter, intracardiac electrogram recordings can be obtained in mice following programmed electrical stimulation protocols to identify arrhythmogenic substrates.

마우스에 프로그램된 전기 자극을

Genetically-modified mice have emerged as a preferable animal model to study the molecular mechanisms underlying conduction abnormalities, atrial and ...

연구

의학

Utilizing Transcranial Magnetic Stimulation to Study the Human Neuromuscular System

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade. While the use of TMS has expanded to the study of many systems and processes during this time, the original application and perhaps one of the most common uses of TMS involves studying the physiology, plasticity and function of the human neuromuscular system. Single pulse TMS applied to the motor cortex excites pyramidal neurons transsynaptically 2 (Figure 1) and results in a measurable electromyographic response that can be used to study and evaluate the integrity and excitability of the corticospinal tract in humans 3. Additionally, recent advances in magnetic stimulation now allows for partitioning of cortical versus spinal excitability 4,5. For example, paired-pulse TMS can be used to assess intracortical facilitatory and inhibitory properties by combining a conditioning stimulus and a test stimulus at different interstimulus intervals 3,4,6-8. In this video article we will demonstrate the methodological and technical aspects of these techniques. Specifically, we will demonstrate single-pulse and paired-pulse TMS techniques as applied to the flexor carpi radialis (FCR) muscle as well as the erector spinae (ES) musculature. Our laboratory studies the FCR muscle as it is of interest to our research on the effects of wrist-hand cast immobilization on reduced muscle performance6,9, and we study the ES muscles due to these muscles clinical relevance as it relates to low back pain8. With this stated, we should note that TMS has been used to study many muscles of the hand, arm and legs, and should iterate that our demonstrations in the FCR and ES muscle groups are only selected examples of TMS being used to study the human neuromuscular system.

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive tool to gain insight on the physiology and function of the human nervous system. Here, we present our TMS techniques to study cortical excitability of the upper limb and lumbar musculature.

인간 신경근육학 시스템을 공부하기 Transcranial 자기 자극을 활용

Transcranial magnetic stimulation (TMS) has been in use for more than 20 years 1, and has grown exponentially in popularity over the past decade.  While ...

Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim) for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. It has been extensively used in various clinical settings. Based upon recent discoveries related to the systemic effects of voluntary breathing and intrinsic physiological interactions among systems during voluntary breathing, a new EStim protocol, Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim), has been developed to augment the effects of electrical stimulation. In BreEStim, a single-pulse electrical stimulus is triggered and delivered to the target area when the airflow rate of an isolated voluntary inspiration reaches the threshold. BreEStim integrates intrinsic physiological interactions that are activated during voluntary breathing and has demonstrated excellent clinical efficacy. Two representative applications of BreEStim are reported with detailed protocols: management of post-stroke finger flexor spasticity and neuropathic pain in spinal cord injury.

Breathing-controlled Electrical Stimulation BreEStim for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

The purpose is to present a new method, breathing-control electrical stimulation (BreEStim) for management of neuropathic pain and spasticity.

Neuropathic 고통과 Spasticity의 관리를위한 호흡 조절 전기 자극 (BreEStim)

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. ...

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

상처 치유의 생쥐 모델

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

지주막 하 출혈의 생쥐 모델

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Background 
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered advancements to decrease the occurrence this injury.&#160;The current model demonstrates reproducible lower&#160;extremity paralysis following thoracic aortic occlusion.
Methods 
Adult male C57BL6 mice were anesthetized with isoflurane. Through a cervicosternal incision the aorta was exposed. The descending thoracic aorta and left subclavian arteries were identified without entrance into pleural space. Skeletonization of these arteries was followed by immediate closure (Sham) or occlusion for 4 min (moderate ischemia) or 8 min (prolonged ischemia). The sternotomy and skin were closed and the mouse was transferred to warming bed for recovery.&#160; Following recovery, functional analysis was obtained at 12 hr intervals until 48 hr.
Results 
Mice that underwent sham surgery showed no observable hind&#160;limb deficit. Mice subjected to moderate ischemia for 4 min had minimal functional deficit at 12 hr followed by progression to complete paralysis at 48 hr. Mice subjected to prolonged ischemia had an immediate paralysis with no observable hind-limb movement at any point in the postoperative period. There was no observed intraoperative or post&#160;operative mortality.
Conclusion 
Reproducible lower extremity paralysis whether immediate or delayed can be achieved in a murine model. Additionally, by using a median sternotomy and careful dissection, high survival rates, and reproducibility can be achieved.

The lack of mechanistic understanding of spinal cord ischemia-reperfusion injury has hindered further adjuncts to prevent paraplegia following high risk aortic operations. Thus, the development of animal models is imperative. This manuscript demonstrates reproducible lower extremity paralysis following thoracic aortic occlusion in a murine model.

척수 허혈 - 재관류의 생쥐 모델에서 흉부 대동맥 폐색에 의해 재생산 할 하반신 마비

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

경 흉부 심 초음파에 의한 폐동맥 수축의 마우스 모델에서 마우스 오른쪽 심실 구조 및 기능의 평가

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As such, primary or &#39;neuronal-like&#39; cell culture systems are commonly utilized. While&#160;these systems are relatively easy to work with, and are useful model systems in which various functional outcomes (such as cell death) can be readily quantified, the examined outcomes and pathways in cultured immature neurons (such as excitotoxicity-mediated cell death pathways) are not necessarily the same as those observed in mature brain, or in intact tissue. Therefore, there is the need to develop models in which cellular mechanisms in mature neural tissue can be examined. We have developed an in vitro technique that can be used to investigate a variety of molecular pathways in intact nervous tissue. The technique described herein utilizes rat cortical tissue, but this technique can be adapted to use tissue from a variety of species (such as mouse, rabbit, guinea pig, and chicken) or brain regions (for example, hippocampus, striatum, etc.). Additionally, a variety of stimulations/treatments can be used (for example, excitotoxic, administration of inhibitors, etc.). In conclusion, the brain slice model described herein can be used to examine a variety of molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

We have developed a brain slice model which can be used to examine molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.&#160;This technique generates viable mature brain tissue and reduces animal numbers required for experimentation, whilst keeping the neuronal circuitry, cellular interactions, and postsynaptic compartments partly intact.

같은 뇌 Microslices의 흥분 독성 자극<em&gt; 체외</em&gt; 스트로크의 모델

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As ...

Clinical Assessment of Spatiotemporal Gait Parameters in Patients and Older Adults

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and neurological patients1-4, but also in healthy older adults5,6. The quantitative gait analysis described in this protocol is performed with a recently-introduced photoelectric system (see&#160;Materials table) which has the potential to be used in the clinic because it is portable, easy to set up (no subject preparation is required before a test), and does not require maintenance and sensor calibration. The photoelectric system consists of series of high-density floor-based photoelectric cells with light-emitting and light-receiving diodes that are placed parallel to each other to create a corridor, and are oriented perpendicular to the line of progression7. The system simply detects interruptions in light signal, for instance due to the presence of feet within the recording area. Temporal gait parameters and 1D spatial coordinates of consecutive steps are subsequently calculated to provide common gait parameters such as step length, single limb support and walking velocity8, whose validity against a criterion instrument has recently been demonstrated7,9. The measurement procedures are very straightforward; a single patient can be tested in less than 5 min&#160;and a comprehensive report can be generated in less than 1&#160;min.

This protocol is used to evaluate spatial and temporal gait variables of neurological/orthopedic patients and older persons by means of a recently-introduced floor-based photocell system.

환자와 노인의 시공간 보행 매개 변수의 임상 평가

Spatial and temporal characteristics of human walking are frequently evaluated to identify possible gait impairments, mainly in orthopedic and ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.

신경근육학 전기적 자극에 의​​해 근육 트레이닝의 Murine 모델

신경근육학 전기적 자극에 의해 근육 트레이닝의 Murine 모델