본 연구는 약물 남용에있는 국립 연구소에 의해 지원되었다 DA 006886 (MOW) 및 DA 032270 (DJB)가 부여합니다.

을 준비하고 다음 절차를 수행하는 동안 (9 실험 동물의 관리 및 사용에 대한 안내서에 설명 된대로) 정성은 무균 상태를 유지하기 위해주의해야합니다. 다음 프로토콜은 실험 동물의 관리 및 사용에 대한 가이드를 준수하고 기관 동물 케어 및 사용위원회, Rutgers 대학에 의해 승인되었습니다. 그것은 이후의 절차를 완료하는 데 3-6 시간이 필요합니다 것으로 추정된다. 마이크로 와이어 어레이를 주입 : <ol><li> 장소 마취하에 동물을 50 ㎎ / ㎏ 펜 토바 비탈 나트륨 (IP)을 사용하고 아트로핀 메틸 니트 레이트 10 ㎎ / ㎏을 관리 (IP; 글리코로 대체 될 수 있음) 및 0.25 mg의 페니실린 (30 U / ㎖ 임) 호흡 기능을 유지하고 감염을 방지하기 위해 였다. 참고 :이 비용 효과적이고 인체 노출을 제한하기 때문에이 이식 수술의 3-6 시간의 길이, 펜 토바 비탈 나트륨이 사용됩니다마취 (가스 마취제의 장기간 사용으로 발생할 수로) 여전히 오래 지속 마취를 제공하면서. 다른 마취제의 대체가 허용됩니다. </li><li> 마취하기 전에 꼬리 핀치 테스트를 사용하여 효과를 적용되었는지 확인합니다. </li><li> 필요에 따라, 수술 내내 마취를 유지하기 위해 케타민 히드로 클로라이드 (60 ㎎ / kg IP) 및 소듐 펜 토바 비탈 (5 ~ 10 ㎎ / kg IP)의 주사를 교대로 준다. </li><li> # 22 메스 블레이드를 사용하여 두피를 면도. </li><li> 포비돈 요오드 면도 두피를 소독. </li><li> 부피 바카 인의 피하 주사를 줘 (~ 4 주사 부위에 1 ㎎ / ㎏ SC 확산)에 로컬로 두피를 마취. 을 적용하는 국소 마취제에 대한 5 ~ 10 분을 허용합니다. </li><li> 마취 중에 수분을 유지하기 위해 눈에 안과 용 윤활제를 놓습니다. </li><li> 귀 바, 정위 장치의 코를 집게로 동물을 고정합니다. </li><li> 아이돌 마스터에 시각적 인 랜드 마크를 사용하여 (예를 들어, 수평 막대약 동물의 머리를 수준 eotaxic 프레임). 이 단계는 약 수준의 두개골을 의미한다. </li><li> 메스 홀더에 장착 된 # 11 메스 블레이드를 사용하여 두피의 중간 선을 따라 절개를합니다. 절개는 코 뼈의 뒤 부분에 그냥 귀 뒤에서 확장해야합니다. </li><li> 측면 두개골 능선과 후방 두개골 능선 모두에 도달 할 때까지 해부 주걱을 사용하여 남아있는 모든 조직의 두개골을 취소합니다. </li><li> 지혈의 수 (6 배)를 사용하여 절개 주위의 피부를 뒤로 당겨. </li><li> 모든 혈액의 두개골을 청소하고 건조 할 수 있습니다. 남은 출혈이 발생하면, 작은 소작 도구 잔류 출혈을 종료. 두개골이 깨끗하고 건조한 상태를 유지하는 것이 보장하는 것은 다음 단계에서 사용되는 치과 아크릴 영구적으로 두개골에 바인딩 할 수 있습니다. </li><li> 마크 브레 그마와 두개골 봉합의 교차점을 보간하여 람다 (그림 2D). 해부 마이크roscope 정확하게 이러한 위치를 표시 할 필요가있다. </li><li> 정위 팔에 작은 지적 항목 (예를 들어, 핀 또는 치과 드릴 비트)를 부착하고 지느러미 / 복부 (DV)를 결정하기 위해 내려 브레 그마 및 람다의 좌표입니다. </li><li> DV가 서로의 100 μM (0.1 mm) 이내 브레 그마 및 람다 좌표까지 코 클램프를 조정합니다. </li><li> 일단 수평, 전방 / 후방 (AP)을 기록 횡 / 내측 (ML) 및 DV는 노즈 클램프의 위치에 따라 브레 그마의 좌표. 수술의 나머지는이 좌표의 정밀도에 따라 달라집니다로, 정확성에 대한 좌표를 재확인. </li><li> ML과 AP는 브레 그마에 &quot;두개골 창&quot;상대 (; 그림 1 즉, 개두술)의 네 모서리 좌표를 계산하기 위해 측정 된 좌표를 사용합니다. 두개골 창은 마이크로 와이어의 배열이 전달되는을 통해 정확하게 위치 사각형입니다. </li><li> 표시하기 위해 계산 된 좌표를 사용하여두개골 창이 날카로운 정위 부속 및 만년필 용 잉크를 이용하여 두개골에 위치. 정확한 표시를 얻기 위해서는면 어플리케이터를 사용하여 마킹 공구의 선단에 잉크의 단지 소량을 적용한다. </li><li> 작은 일련의 층에서 뼈를 제거하여 두개골 창 밖으로 드릴. <ol><li> 마크가 배치 된 윈도우의 표시 모서리를 시추하여 시작합니다. </li><li> 다음에, 모서리를 연결하고, 창을 설명합니다. </li><li> 마지막으로, 명확한 뇌경막의 깊이 아래로 윤곽 내의 영역 중. 구멍이 창 위쪽에서 아래쪽으로 적절한 폭을 유지하도록 두개골의 표면 층 아래 (즉 경) 넓은해야합니다. </li></ol></li><li> 조심스럽게 두개골 창 내부에 남아있는 뼈 칩, 파편, 또는 경막을 제거하는 microforceps를 사용합니다. 재료의 이러한 비트가 저하하는 동안 배열의 무결성을 손상 수있는이 단계는 매우 중요합니다. 한 번 클리어 한 일을 계속해야합니다수술의 나머지 세균 식염수 촉촉한 전자 창. </li><li> 5 두개골 나사와 1 접지선의 두개골 (그림 1)에 표시를 놓습니다. 이 위치는 대상 뇌 영역에 따라 달라집니다. 하나의 나사가 5 두개골 뼈의 각에 배치되는 경우 headstage은 가장 안전합니다. 마이크로 와이어 어레이의 배치를 방해하지 않을 위치에 두개골 나사와 접지선을 모두 놓습니다. </li><li> 두개골의 나사 구멍을 뚫고 그 자리에 나사를 고정합니다. 나사는 3 ~ 4 스레드 (피질에 손상을 너무 깊은 있도록하거나, 이외는 나사를 사용하는 경우, 충분히 깊은 배열의 안정성을 촉진하기 위해 두개골의 두께를 통과 할 수 있지만) 표시 될 때까지 낮출 수 있어야합니다. 배치 후 나사의 스레드를 청소합니다. </li><li> 접지선의 구멍을 뚫습니다. 대상 DV 조정하고 치과 아크릴을 사용하여 장소에 와이어를 고정으로 (1 ~ 2 분 이상) 천천히 선을 낮 춥니 다. </li><li> 스레드 주위에 아크릴 추가두개골 나사. 아크릴 마르기 전에 멀리 접지선 또는 두개골 나사에서 유입 초과 시멘트를 제거합니다. / 경화 건조하는 치과 아크릴을위한 15 분을 허용합니다. </li><li> 정위 팔에 배열을 연결합니다. 배열 및이를 당당 두개골 윈도우의 경계를 통과 할 수 있도록 방향을 맞 춥니 다. </li><li> 그것은 두개골과 수준이되도록 두개골 창에 식염수를 놓습니다. 그것은 식염수에 보조개를 생성 할 때까지 배열을 낮 춥니 다. 이것은 좌표가 배열의 두개골 레벨로도 사용됩니다. 최종 DV 배열의 좌표를 계산하기 위해이 값을 사용합니다. </li><li> 그것의 최종 DV 좌표에 도달 할 때까지 천천히 배열을 낮 춥니 다. 낮추는마다 1mm를 중지하고 뇌 조직 (PEG가이면서 당분간 형태에서 와이어를 유지하는 데 사용된다 잔물결 같은 복구하고 어레이에 폴리에틸렌 글리콜 (PEG)의 저부를 용해 할 수 있도록하기 위해 몇 분 동안 기다린 등) 식염수에 녹여 천천히. </li><li> 배열은 1mm 경우최종 목표에 도달 할 때까지 멀리 대상에서, 더 천천히 내립니다. 조직을 5 분 동안 휴식을 허용하기 전에시 0.1-0.2 mm로 저하는 목표 부위뿐만 아니라 근위 시냅스 연결에서 조직을 보존하기위한 것이다. 기기를 사용할 수있는 경우, 배열의 저하 정밀도 동력 조절기를 사용하여 지원 될 수있다. </li><li> 나머지 PEG를 용해 그 자리에 microwires을 시멘트 치과 아크릴을 사용합니다. 와이어가 안전한지 확인한 다음 계속 진행하기 전에 강화하는 시멘트 15 ~ 20 분을 허용하는 시멘트의 여러 레이어를 추가합니다. 이 전선이 최종 위치에서 떠 밀어 맞지 않는다든지하는 일이 없습니다. </li><li> 치과 아크릴을 사용하여 동물의 headstage의 나머지 부분을 구축 할 수 있습니다. microwires의 두개골 나사, 접지​​ 와이어 및 커넥터를 싸는 아크릴을 사용합니다. 아크릴 모자를 진행하기 전에 충분히 강화 할 수 있습니다. </li><li> 흡수성 봉합사를 사용하여 두피 절개를 봉합하고 관리 2 ㎖ OF 수술에서 수화를 복원하는 세균 식염수 (SC). </li><li> 귀 바에서 동물을 제거하고 깨끗한 지역에 피사체를 배치합니다. 체온 조절과 운동이 회복 될 때까지 수술 후 복구하는 동안 자주 동물을 관찰한다. 마취에서 회복 후, 수술 후 회복의 나머지 부분에 대한 단일 하우징에 동물 이동합니다. </li><li> 동물에게 매일 수술 후 모니터링을 제공하고 절차에 따라 일에 관심. 7 개 더 많은 일을 허용 할 경우이 절차에서의 복구는 최적입니다. </li><li> 동물에게 Carprofen (5mg/kg)와 Enrofloxacin 담당 수의사가 권장하는 일정 기준 복구하는 동안 (5 ~ 10 ㎎ / ㎏) 또는 동등의 주사를 제공합니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience. , (2009).</li><li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R., Kupfer, D., Bloom, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. , (1995).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li><li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+local+circuits+in+vivo:+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity.">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li><li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphetamine's+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing.">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li><li>Ghitza, U. 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Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking.">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Research+Council.">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).</li><li>Fabbricatore, A. 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H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li><li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task.">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 .</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).</li></ol>

저자는 공개 할 경쟁 금전적 이해 관계가 없습니다.

세포 외 기록은 신경 과학의 거의 모든 실험 준비에 통합 할 수있는 강력한 실험 기술을 나타냅니다. 자신의 샤프트는 (그림 5A) 뇌를 통해 자신의 목표 지역으로 통과하는 조직 배열에 이식 된 와이어를 추적 할 수 있습니다. 작은, 후 실험 병변은 스테인리스 와이어에서 작은 철의 예금을 만들 수의 noninsulated 마이크로 와이어의 끝 부분에 생성 될 때, 하나는 정확하게 솔루션을 사용 (...

전기 생리학 기록은 과학자가 생물 세포의 전기적 특성을 검사 할 수 있습니다. 전기 신호가 신호 전달 메커니즘 역할 중추 신경계에서, 이들 기록은 신경 기능 1-2을 이해하는데 특히 중요하다. 동물 행동의 단일 유닛 녹음하는 동안 뇌에 삽입 된 미세 전극은 시간에 활동 전위의 신경 세포의 생성에 변경 사항을 기록 할 수 있습니다. 많은 기술이 하나가 뇌의 활동을 기록 할 수 있지만, 하나의 단위 전기 생리학은 단일 신경 세포 수준에서 해상도를 허용하여 가장 정확한 방법 중 하나입니다. 공간적 특이성 높은 수준이 요구 될 때, microwires 이산 서브 핵 또는 brain3 내의 셀들의 앙상블을 대상으로 사용될 수있다. 녹음이 마이크로 수준에서 정확한으로 단일 유닛 녹음도 높은 시간 해상도에서 혜택을 누릴 수 있습니다. 그리고, 생체항적 기록은 구 심성 및 원심성 돌기, 전신 화학, 호르몬의 영향, 그리고 생리 학적 매개 변수의 자연 환경에 그대로 회로의 상호 작용을 할 수 있습니다. 신경 신호는 감각 입력, 운동 행동,인지 처리, 신경 화학 / 약학, 또는 조합에서 파생됩니다. 따라서, 감각, 모터,인지 적, 화학적 영향의 분리는 상기 영향 각각의 평가를 허용 할 수 있습니다 효과적인 우발 채무와 컨트롤을 잘 생각 실험을 필요로한다. 모두 모두, 동물 행동의 기록은 실험자가 작동 회로 내에서 여러 정보 소스의 통합을 관찰하고 회로 기능의보다 포괄적 인 모델을 도출 할 수 있습니다. 단일 유닛 녹음은 모든 실험이 알고 있어야하는 단점의 숫자에서 고통. 먼저, 기록은 수행하기 어려울 수 있습니다. 사실, 일의 특성전자 headstage 앰프와이 음반에서 공간과 시간의 특이성을 허용 이식 microwires 또한 외부 전기 신호 (즉, 전기적 &quot;노이즈&quot;)의 영향으로 기록이 취약합니다. 따라서, 전기 생리학 시스템의 문제를 해결하는 능력은 전기 생리학 원리와 장치의 잘 발달 된 기술의 이해를 필요로한다. 그것은 특정 상황에서, 세포 외 녹음에 기록 된 전기 신호가 여러 신경 신호의 합을 나타낼 수 있음을주의하는 것도 중요하다. 또한, 타겟 영역 내의 인구 액티비티 단일 유닛 활동의 일반화는 종종 타깃 영역 내의 세포 이질성의 정도에 의해 제한 (그러나 카르 4 참조) 할 수있다. 예를 들어, 전극은 다른 세포 대신에 높은 진폭 출력 뉴런을 기록 편중 될 수 있습니다. 단일 단위 기록의 해석 능력은 증가등 다른 기술과 레코딩을 결합, 이에 국한하지 않음으로써, 전기 (orthodromic 또는 antidromic), 화학 물질 (예를 들면 이온 도입 또는 디자이너 수용체) 또는 optogenetic 자극 4, 임시 신경 inactivations, 감각 검사 5, 분리 절차, 또는 면역 조직 화학 3. (프로토콜이 다른 종에 사용하기 위해 적용 할 수 있지만) 우리는 쥐의 조직 마이크로 와이어 어레이를 이식하는 데 필요한 자료와 단계를 열거 할 다음 프로토콜. 우리 실험실에서 사용되는 고정 배열의 순서와 스타일은 길이 레코딩을위한 신뢰할 수있는 입증 된 1 개월의 시간이 6 ~ 8에 대해 동일한 신경 세포의 기록을 유지 할 수 있습니다. 이 실험 자극, 신경 반응에있는 플라스틱의 변화, 또는 학습과 동기 부여의 메커니즘 phasic 반응을 조사하기위한 절차에 이상적이다.

<table>
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 1. List of Surgical Materials</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Fisher (MooreBrand)</td>
			<td>19-898-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Fisher (Puritan)</td>
			<td>S304659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nembutal (Pentobarbital)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine Methyl Nitrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A0382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril (Enrofloxacin)</td>
			<td>Butler Shein (Bayer)</td>
			<td>1040007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine Hydrochloride</td>
			<td>Butler Shein</td>
			<td>SKU# 023061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine (Povidone-Iodine)</td>
			<td>Fisher (Perdue)</td>
			<td>19-066452&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotax</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizing Tool</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>59017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Drill</td>
			<td>Buffalo</td>
			<td>37800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacteriostatic Saline</td>
			<td>Bulter Schein</td>
			<td>8973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewlers Skrews</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array</td>
			<td>Microprobes</td>
			<td>Custom (Flexible)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Wire</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>Custom Plug</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Acrylic</td>
			<td>Fisher (BAS)</td>
			<td>50-854-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Sutures</td>
			<td>Fisher (Ethicon)</td>
			<td>NC0258473</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)</td>
			<td>Fisher (Henry Schein)</td>
			<td>008897</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 2. List of Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Microforceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-57</td>
			<td>Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-93</td>
			<td>Multi-use (e.g. tying sutures)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6x Hemostats</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1125</td>
			<td>Clamp and open incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Small scissors</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-411</td>
			<td>Cut sutures after tying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Tissue forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-222</td>
			<td>Holding tissue while suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Needle holder</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1259</td>
			<td>Holding suture needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Scalpel holder (with #11 blade)</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-80 (w/ #105-71 blade)</td>
			<td>Making skull incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x # 22 Scalpel blade</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td># 160-381</td>
			<td>Shaving scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Surgical Spatula</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-718</td>
			<td>Scraping skull to clear tissue on skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Machine/Jewelers Screws</td>
			<td>Various</td>
			<td>N/A</td>
			<td>0/80 x 1/8&#8221;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array &#38; Connector</td>
			<td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td>
			<td>&#160;N/A</td>
			<td>Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, etc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Part No. Based on array characteristics)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unity-Gain Harness/Headstage</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1200</td>
			<td>Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commutator (&#38; Optional Fluid Swivel)</td>
			<td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td>
			<td>SL18C</td>
			<td>Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pre-Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1198</td>
			<td>Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter &#38; Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1199</td>
			<td>Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acquisition Computer</td>
			<td>EnGen (Phoenix, AZ)</td>
			<td>N/A (Custom Build)</td>
			<td>Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A/D Card&#160;</td>
			<td>Data Translation (Marlboro, MA)</td>
			<td>DT-3010</td>
			<td>Digitizes neural signals for computer sampling.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital I/O Card</td>
			<td>Measurement Computing (Norton, MA)</td>
			<td>PCI CTR-05</td>
			<td>Acquires behavioral inputs and outputs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for implanting organized arrays of microwires for single-unit recordings in awake, behaving animals

웨이크 생체 전기 생리 레코딩에서, 행동 동물은 단일 세포 수준에서 신경 신호 전달을 이해하기위한 강력한 방법을 제공한다. 이 기술은 실험자 지속적인 행동으로 기록 된 활동 전위의 상관 관계를하기 위해 시간적 지역적으로 특정 발화 패턴을 검사 할 수 있습니다. 또한, 단일 유닛 녹음은 신경 기능의 포괄적 인 설명을 생산하기 위해 다른 기술의 과다와 결합 될 수있다. 이 문서에서는, 우리는 마이크로 와이어 주입 마취 및 준비에 대해 설명합니다. 다음으로, 우리는 필요한 장비와 정확하게 표적 구조로 마이크로 와이어 어레이를 삽입하는 수술 단계를 열거. 마지막으로, 우리는 간단하게 배열의 각 전극에서 기록하는 데 사용되는 장비에 대해 설명합니다. 설명 고정 마이크로 와이어 어레이는 만성 이식에 적합하고 거의 모든 행동 preparati에 신경 데이터의 길이 녹음을 허용하는에. 우리는 마이크로 와이어의 위치뿐만 아니라 기록 된 결과의 해부학 적 특이성을 높이기 위해 면역 조직 화학 기술과 마이크로 와이어 주입을 결합하는 방법을 삼각 측량 전극 트랙을 추적에 대해 설명합니다.

전기 생리 신호를 기록이 실험에서 사용되는 장비의 목록은 표 3에서 찾을 수있다. 수술에서 회복에 따라, 단일 단위 이식 커넥터에 단위 이득 headstage를 연결하여 기록됩니다. 이 headstage은 전기 슬립 링의 사용을 통해 전기 생리학 기록의 구분없이 자유롭게 회전 할 수있는 정류자에 케이블을 통해 연결된다. 정류자이 준비의 원칙 장점 중 하나입니다 행동하는 동안 녹음하는 동안 주...

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A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

하나의 단위 전기 생리학 녹음에 사용하기 위해 microwires의 조직 배열을 주입하는 기술 문제를 안겨준다. 이 기술과 필요한 장비를 수행하는 방법이 설명되어 있습니다. 또한, 높은 공간 선택과 별개의 신경 하위 영역에서 기록하는 조직 마이크로 와이어 어레이의 유익한 사용을 설명합니다.

동물 행동하자, 깨어있는 단일 단위 레코딩을위한 Microwires의 조직 된 배열을 주입하기위한 절차

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.2K 조회수.  Rutgers, the State University of New Jersey.  하나의 단위 전기 생리학 녹음에 사용하기 위해 microwires의 조직 배열을 주입하는 기술 문제를 안겨준다. 이 기술과 필요한 장비를 수행하는 방법이 설명되어 있습니다. 또한, 높은 공간 선택과 별개의 신경 하위 영역에서 기록하는 조직 마이크로 와이어 어레이의 유익한 사용을 설명합니다. 

비디오: A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

의 전극 제작 및 주입 Aplysia californica 손상, 자유롭게 행동 동물의 다중 채널 및 신경 근육질 레코딩을위한

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

연구

신경과학

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

단일 유닛 생체내에서</em암흑의 광학 Chiasm에서> 레코딩

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

역행 형광 라벨이 확인 된 신경 세포의 표적 세포 외 단일 단위 기록을 허용<em&gt; 생체 내</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

작은 동물의 만성 신경 레코딩을위한 초경량 동력 Microdrive의 설계 및 조립

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

급성 Hippocampal 슬라이스에 Synaptically-evoked Astroglial와 Neuronal 응답의 듀얼 Electrophysiological 레코딩

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

행동을 한 꿀벌 두 신경 처리 단계에서 동시 장기 녹음

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

종의 척추 상공 회의소를 주입하는 절차<em&gt; 생체</em&gt; 마우스 척수의 영상

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetic 쥐 행동에 Hippocampal 세타 진동의 유입

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

단일 단위 기록을 사용 하 여 원숭이 등 Visual 스트림에 개체 표현을 조사

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

동물의 실시간 fMRI 뇌 매핑

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

동물 행동하자, 깨어있는 단일 단위 레코딩을위한 Microwires의 조직 된 배열을 주입하기위한 절차

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