PLP는 샌포드 어린이 건강 연구 센터의 부교수 탐정이다. R01AR056712, R01AR052779 및 관절염 및 근골격계의 건강 / 국립 연구소의 국립 연구소 및 피부 질환 (NIAMS), MDA와 샌포드 어린이 건강 연구 포상에서 P30의 AR061303 :이 작품은 PLP에 다음 교부금에 의해 지원되었다. 이 작품은 부분적으로 프로젝트에서 유럽 연합의 일곱 번째 프레임 워크 프로그램에서 연구 자금 조달에서 도움이되고 FP7 - 건강 - 2009 년 ENDOSTEM 241440 (수리 및 근육 조직의 유지를 위해 혈관 관련 줄기 세포와 근육 줄기 세포의 활성화) SA에 의해 지원되었다. CIRM의 교제.

인간 배아 줄기 세포의 1. 감염 이 프로토콜은 높은 역가 lentiviruses 인코딩 BAF60C 및 MyoD (13)를 필요로한다. 이러한 구조 요청에 따라 사용할 수 있습니다. <ol><li> 시작하기 전에 추천 <ol><li> 공급이없는 상태에서 감염 바이러스 흡수하는 동안 휴대 경쟁을 제거하기 (그림 2A)에 대한 감염, 플레이트 인간 배아 줄기 세포의 고효율을 보장하기 위해. 사실, MEFs는 인간 배아 줄기 세포에 비해 MyoD 매개 전환 능력이로 감염 악명 쉽다. 따라서, hESC의 문화에서 MEFs을 제거하면 감염 속도를 증가시킨다. </li><li> 그것은 감​​염의 높은 효율을 보장하기 위해 높은 역가 lentiviruses을하는 것이 좋습니다. 감염의 효율성을 개선 할 수있는 옵션은 &quot;감염 확인&quot;절에서 설명합니다. </li><li> 물론 각 1 ㎎ / ㎖ 리겔 1 ㎖를 추가하여 리겔 코팅 된 플레이트를 준비하고 최소 1 실온에서 시간 (또는 O를 남겨 / N 4 ° C에서 밀봉전날 준비하는 경우). </li></ol></li><li> 감염 절차 <ol><li> 감염 전날 <ol><li> 1000 X 희석 (2 mM의 최종 농도)에 매체에 HES 세포 복제 및 복구 보충을 추가합니다. </li></ol></li><li> 0 일 - BAF60C와 감염 참고 : 첫 번째 MyoD 감염 다음 BAF60C와 인간 배아 줄기 세포의 감염을 수행합니다. <ol><li> 37 ℃에서 5 분 동안 TrypLE 1 ㎖와 배양하여 단일 세포 현탁액의 식민지 14로 성장 인간 배아 줄기 세포의 6 잘 플레이트의 우물을 떼어 놓다 </li><li> 15 ML 튜브로 전송 서스펜션, 1,200 rpm에서 5 분 동안의 hESC 매체와 원심 분리기 15 ML을 추가합니다. </li><li> 원심 분리하는 동안, 1 mTeSR1의 ML, 폴리 브렌 (6 ㎎ / ㎖) 및 건강의 세포 복제 및 복구 보조 식품 (2 ㎜)에 추가하여 깨끗한 튜브에 감염 믹스를 준비합니다. </li><li> 하나의 C에서 다시 정지 세포 펠렛 (약 5 × 5 -1 X 10 6 세포onfluent 아니라 인간 배아 줄기 세포의) 플라스틱에 부착 세포를 방지하는 6 자 낮은 부착 판, 상 감염 믹스 플레이트 1 ㎖와. </li><li> 10 8 MOI에 BAF60C-IRES-GFP 바이러스를 추가하고 배양기에서 3 시간을 품다 </li><li> 바이러스를 함유하는 세포 현탁액을 수집하고이 마트 리겔 - 코팅 된 웰에 동등하게 나눈다. 그런 다음 각 웰 mTeSR1 + HES 세포 복제 및 복구 부록 2 ㎖를 추가하고 인큐베이터에서 O / N 두십시오. </li></ol></li><li> 1 일 <ol><li> 조심스럽게 바이러스를 포함하는 매체를 제거하고 mTeSR1and HES 세포 복제 및 복구 보충 2 ㎖로 대체합니다. 그림 (b)에 나타낸 바와 같이, 세포 응집이 시작됩니다. </li></ol></li><li> 둘째 날 - MyoD와 감염 <ol><li> 계속 진행하기 전에 감염의 높은 효율을 가지고 있는지 확인하기 위해 형광 현미경으로 세포의 형광 상태를 확인합니다. 그렇지 않은 경우, 감염 확인 &quot;섹션을 참조하십시오이온 &quot;. </li><li> 세포가 합류점의 적어도 80 %에 도달 한 경우, 다음과 같이 진행; 그렇지 않으면 이전 절차로 추가 날을 기다립니다. </li><li> 매체를 제거하고 세포를 떼어 놓다 TrypLE 시약 1 ㎖를 추가합니다. 37 ℃에서 5 분 알을 품다 </li><li> 설명 from1.2.2.2으로 반복 - 1.2.2.6 10 8 MOI에서 MyoD 바이러스를 추가. </li></ol></li><li> 3 일 <ol><li> 조심스럽게 바이러스를 포함하는 매체를 제거하고 mTeSR1and HES 세포 복제 및 복구 보충 2 ㎖로 대체합니다. </li><li> 리겔에 플레이트 MEFs는 감염된 세포의 증식을 허용 다음날 2.5 × 10 10 / cm 2에서 판을 입혔다. </li></ol></li><li> 4 일 <ol><li> 매체를 제거하고 세포를 떼어 놓다 TrypLE 시약 1 ㎖를 추가합니다. 37 ℃에서 5 분 알을 품다 </li><li> 15 ML 팔콘 튜브에 세포를 전송, 1,200 rpm에서 5 분 동안의 hESC 매체와 원심 분리기 15 ML을 추가합니다. </li><li> Remove 뜨는 hESC의 매체의 6 ㎖에 다시 일시 중지합니다. </li><li> 각 웰 MEFs가 함유에 3 ㎖를 분배 1:2 분할의 비율로 MEFs 함유 6 - 웰 플레이트와 플레이트의 인간 배아 줄기 세포에서 매체를 제거합니다. 식민지 합류에 도달 할 때 팁, MyoD/BAF60C-infected 세포의 우물 중 일부는 예비 주식으로 액체 질소에 냉동 할 수 있습니다. 냉동 매체는 90 KOSR의 %와 10 %의 DMSO 플러스 2 ㎜ HES 세포 복제 및 복구 보충을 포함한다. 나머지 우물은 분화 프로토콜에 노출 될 수 있습니다 - 자세한 내용은 아래를 참조하십시오. 더 많은 세포가 더 myospheres을 생산하는 데 필요한 경우에는 다음과 같이 감염된 인간 배아 줄기 세포가 추가로 전파 할 수 있습니다 : </li><li> 매체를 제거하고 37 ℃에서 5 분 동안 1 ㎎ / ㎖ 콜라게나 제 IV의 1 ㎖로 배양 </li><li> 콜라게나 제 IV를 제거하고 hESC의 매체의 1 ML을 추가합니다. </li><li> 해부 현미경에서 10 ㎖의 팁 식민지 다 쳤어요. </li><li> coloni의 덩어리를 수집15 ML 튜브에 3 분 동안 침전 할 수 말이지. 그런 비율 1:4를 사용 MEFs 플레이트에 hESC의 매체와 플레이트에 뜨는,에 resuspend를 제거합니다. </li></ol></li></ol></li><li> 감염 확인 <ol><li> 세포를 전파하는 동안,이 RNA 분석을 위해 수확 (주제 결과 참조), 각 단계에서 올바른 생체 상태를 반영 바이오 마커를 확인하기 위해 면역 형광에 의해 단백질 발현 분석을 수행 할 더 작은 규모로 감염된 세포를 플레이트에 추천. 고역가 lentiviruses 예상 감염된 세포의 백분율은 80 % 이상이어야한다. </li><li> 고성능을 보장하기 위해, 렌티 바이러스 벡터는 형광 선별 마커 및 / 또는 항생제 내성을 도입, 변형 될 수있다. BAF60C을 표현하는 우리의 렌티 바이러스 플라스미드는 GFP의 형광을 수행한다. </li><li> 형광 마커를위한 인간 배아 줄기 세포를 정렬. 감염의 낮은 효율의 경우 형광을 사용하는 것이 좋습니다BAF60C 바이러스를 발현하는 세포에 풍부하고 높은 역가 MyoD 바이러스 세포를 감염 (FACS - 정렬을) 정렬 ctivated 세포. <ol><li> 중간에있는 HES 세포 복제 및 복구 보충 정렬 전날를 추가합니다. </li><li> 정렬의 날 (0 일에서 설명합니다) TrypLE하여 세포를 떼어 놓다 및 FACS 튜브에 KO 교체 혈청 플러스 HES 세포 복제 및 복구 보조 식품의 세포를 재현 탁. </li><li> 정렬의 끝에서, 건강의 세포 복제 및 복구 보충을 추가 MEFs 플레이트에 KO 교체 혈청과 접시에있는 세포를 수집합니다. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. EB와 같은 유도 및 분화 <ol><li> 유도 및 분화 과정 <ol><li> 0 일 - EB 유도 <ol><li> 잘 (그림 2C)에서 식민지의 높은 숫자를 가지고, BAF60C/Myod-infected 인간 배아 줄기 세포에서 분화를 시작하기 전에, 확인하십시오. </li><li> 각 웰의 연구에 대한emove 매체를, PBS로 세척하고 1 ㎎ / ㎖ 콜라게나 제 IV의 1 ML을 추가합니다. 37 ℃에서 5 분 동안 품어 </li><li> 콜라게나 제를 제거하고 EB 매체의 1 ML을 추가합니다. </li><li> 해부 현미경으로 신속하게 기계적으로 10 ㎖의 끝으로 긁어 400 ~ 800 세포 집합체에 식민지를 떼어 놓다. </li><li> 15 ML 튜브에 식민지의 덩어리를 수집하고 3 분 동안 침전 할 수 있습니다. 뜨는을 제거, EB 매체의 3 ㎖에 다시 일시 중단하고 6 자 낮은 부착 판 잘 하나에 세포 현탁액을 전송합니다. </li></ol></li><li> 1 일 <ol><li> 진행하기 전에 콜로니 크기 및 세포 죽음을 확인한다. 큰 덩어리가있는 경우, 5 ML 피펫, 3 ~ 4 회 가볍게 피펫 팅에 의해 아래를 휴식. 세포의 죽음이 매우 높은 경우 (많은 부동 세포와 파편)는 중력에 의해 15 ML 튜브에 집계를 수집하여 매체를 대체하고 신선한 EB 매체의 3 ㎖로 격판 덮개를, 그렇지 않은 경우에는 다음과 같이 진행합니다. </li><li> 추가 1.5우물에 신선한 EB 매체의 ML </li></ol></li><li> 2 일 <ol><li> 15 ML 튜브에있는 우물에서 집계를 수집하여 매체를 변경합니다. 그 2 분 동안 정착하자. </li><li> , 뜨는을 제거 신선한 EB 매체의 3 ㎖로 교체하고 같은 우물에 재배포. </li></ol></li><li> 3 일 <ol><li> 우물에 신선한 EB 매체의 1.5 ML을 추가합니다. </li></ol></li><li> 4 일 <ol><li> &quot;주 2&quot;의 설명에 따라 진행합니다. </li></ol></li><li> 5 일 - EB 같은 클러스터 (그림 2D)의 근원 성 차별. <ol><li> 2.1.3.1에 ​​설명 된대로 집계를 수집하고 PBS의 2 ㎖로 한 번 세척; 집계가 침전 할 수 있습니다. </li><li> PBS를 제거하고 DM 매체의 3 ㎖를 추가; 같은 우물에 접시. </li></ol></li><li> 6 일 - 20 일 <ol><li> D6에서 D20에 3 일마다 신선한 매체와 매체를 교체하십시오. 대표 myospheres는 F에 표시됩니다igure 2E. </li></ol></li></ol></li><li> 확인 myosphere 차별화 <ol><li> 더 진행하기 전에, 이전 조브 프로토콜 (12)에서 설명한 바와 같이, 10의 화합물에 포함 myospheres의 섹션을 만들어 myospheres 이내에 근육 조직 분화의 효율을 확인하기 위해 추천된다. 같은 myognenin으로 근육 조직 마커 (복제 F5D, DSHB)과 마이 오신 중쇄 (복제 MF20, DSHB) (대표 결과를 참조)에 대한 면역 형광 염색을 수행합니다. 이 5 분 동안 도데 실 황산나트륨 (SDS) 0.5 %로 처리하여 항원 검색을 수행하는 것이 중요하다 EB 섹션 오게 닌에 대한 염색으로 성공하기! 팁. 또한 그것은 F5D 및 MF20 항체를 이용한 이중 염색이 프로토콜을 사용하는 것이 가능하다. </li></ol></li></ol> 3. 미디어 조리법 <ol><li> ESC 매체 DMEM-F12 1 mM의 L-글루타민 20 % 녹아웃 빼앗아음 교체 매체 (KOSR) 0.1 mM의 비 필수 아미노산 (NEAA) 50 U / ㎖ 페니실린 / 스트렙토 마이신 (펜 / Strep의) 0.1 ㎜ 베타 - 머 캅토 에탄올 8 NG / ㎖ 염기성 섬유 아세포 성장 인자 (bFGF) </li><li> EB 매체 DMEM F12 1 mM의 L-글루타민 15 % FBS 5 % 말 혈청 </li><li> DM 매체 DMEF F12 1X 리퀴드 미디어 보충 1X N-2 (부록) </li></ol>

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우리는 공개 아무것도 없어.

여기에서 제안 된 프로토콜은 직접 인간 배아 줄기 세포에서 수축 근섬유 (myospheres)의 3 차원 클러스터를 생성하는 방법에 대해 설명합니다. 제안 된 전략은 심사 분석 및 개발 연구 모두를위한 모델 &quot;접시에있는 질병&quot;으로 적합 할 수있다 서스펜션 미니 근육을 생성하는 전례가없는 뛰어난 잠재력을 가지고 있습니다. 게다가 인간 배아 줄기 세포로부터 myospheres를 생성하는 방법은 간단하고 일반적으로 복구 세포의 수율에 부정적인 영향을 감별 도중 어떤 FACS 소팅 공정을 필요로하지 않는다. 이 단일 세포로 EB의 해리를 의미 이후 게다가, 분화 동안에 정렬 절차는 응집을 방해한다. 제안 된 방법은 다 능성 배아 줄기 세포에서 발현되지 않는 특정 요인, MyoD 및 BaAF60C와 인간 배아 줄기 세포의 후 성적인 reprograming을 기반으로합니다. MyoD 및 BAF60C는 &quot;핵심&quot;단백질 복잡한 일에게 제공자국에서 전사가 골격 근육 조직 프로그램을 활성화하기 위해 진행되는 게놈 유전자 좌. 두 요소는 렌티 바이러스 감염에 의해 세포에 전달하고 모든 세포에서 두 요인의 감염의 고효율을 얻을 수 있으므로 중요된다. 이것은 높은 역가의 바이러스 또는 선택 마커 부여 바이러스를 사용하여 달성 될 수있다. 배양 조건은 근육 조직의 분화의 정도를 최적화하는 중요한 역할을한다. 골격 myotubes에 근육 조직 전구체의 변환을 달성하기 위해 - 우리는 혈청 정의 된 배지에서 배양 (ITS 인슐린 트랜스페린을 포함) 다음에, 근원 전구체의 클러스터로 인간 배아 줄기 세포를 표현 MyoD/BAF60C의 분화에 대한 혈청 기반의 차별화 프로토콜을 제안한다. 그러나, 정의 된 다른 매체와 동일하거나 더 나은 근원 성 분화를 달성 할 수있는 것이 가능하다. 프로토콜의 하나의 전류 제한은, 게다가 함유 태아 혈청의 사용에 의존한다는 것이다많은 동물성 단백질과 물질을 보내고, 로트의 변화를 보여줍니다. 이 myospheres 내 근육 조직 전환의 낮은 효율성 또는 이질의 원인이 될 수 있습니다. 참고로, BAF60/MyoD-expressing 인간 배아 줄기 세포에서 파생 된 모든 EB 같은 구조는 myospheres 것은 아닙니다; 즉, 일부는 완전히 근섬유로 구성 EB 같은 집계입니다. (결과 참조) 프로토콜의 끝에서 수행 EB 섹션에 의해 추정 된 면역 염색으로 정상적으로 BAF60C 및 MyoD 발현을 인간 배아 줄기 세포 유래의 myospheres 수가 30-60% 변할 수있다. 만 myospheres의 배양 접시를 풍부하게하는 잠재적 인 방법은 근육 조직 기자를 사용하는 것입니다. 이는 부분적으로 또는 분화하지 EB 같은 클러스터를 폐기하고 오직 myospheres를 선택하는 것이 용이. 마지막으로, 도입 된 요소의 시간적 요건을 기본 메커니즘을 더 잘 이해가 전달 방법을 개선하는 것이 유용 할 것이다. 예를 들어, BAF60C 및 MyoD는 SH 필요오트 시간은 올바른 방향 &quot;킥&quot;세포에, 수정 된 mRNA의 납품에 근거를 둔 방법을 적용 할 수 있습니다. 인자가 세포가 내인성 단백질을 이용하기 전에 장시간이 필요한 경우에 대조적으로, 에피 솜 접근법은 가변성 및 게놈 통합 때문에 제어되지 않은 효과를 제거하기 위해 추천된다. 마지막으로, 우리는 이전 골격근에 hESC의 전환을 달성하기 위해에 또는 MyoD (결코 이후)과 동시에 BAF60C을 표현하는 필수되어 있습니다. BAF60C의 사전 식에 대한 요구 사항은 아마도 게놈 6,15 통해 적절한 MyoD 염색질 배포를위한 성적인 풍경을 미리 설정하는 역할에 의존합니다. 따라서, 미래의 프로토콜은 화합물 또는 인간 배아 줄기 세포에서 BAF60C 발현을 촉진 다른 조작에 의해 개선 될 수 있습니다.

능성을 유지하면서 때문에 그들의 독특한 능력의 자기 갱신, 인간 배아 줄기 세포 (hESCs)는 재생 의학의 귀중한 자원으로 간주됩니다. 체외 질병 모델링을위한 골격 근육의 병에 걸린 근육과 hESC의 또는 유도 만능 줄기 세포의 세포 매개 다시 채우기 줄기 (IPSC)에서 파생 된 세대는 치료를 식별하고 많은 신경 근육 질환의 발병 기전을 해명하기위한 연구의 주요 목표입니다. 그러나 이러한 연구는 골격근 세포로 변환하는 인간 배아 줄기 세포의 저항과 골격 근육 생성을 향해 hESC의 - 약속의 분자 규제에 관한 정보의 소수에 의해 도전을 받고있다. 사실, 인간 배아 줄기 세포에서 골격 근육 전구 세포를 생성하는 이전의 시도는 배아 바디 (EB)에서 유래 된 자손 또는 중간 엽 세포는 전사 활성제의 자궁외 식 (다음 골격 근육 생성을 활성화 할 능력이 있다는 것을 밝혀 예PAX3 또는 Myf5) 1-3 또는 특정 배양 조건 4-5에 노출. 우리는 이전에 (SMARCD3에 의해 암호화) SWI / SNF 구성 요소, BAF60C는, 근육의 특정 유전자좌 6 MyoD 매개 활성화를 허용하는 전사 기계의 필수 구성 요소입니다 것으로 나타났습니다. 우리는 최근에 BAF60C의 선택 부재는 인간 배아 줄기 세포에, 그렇지 않으면 체세포 8-10을 표현 BAF60C에서 관찰 골격 근육 생성 7 MyoD 매개 활성화에 대한 저항성을 부여하는 것을 발견했다, 과정은 일반적으로 근육 조직 전환 함. BAF60C의 강제 식 직접 BAF60C 및 근육 조직 계보 7으로 인간 배아 줄기 세포를 저지른 성적인 서명을 부과 MyoD으로, 특정 배양 조건에 따라, 인간 배아 줄기 세포에서 골격 근육 생성을 활성화 MyoD 수 있습니다. 참고로, 이전의 단백체 분석 BAF6의 선택이 없음을 밝혀0C는 SWI / SNF의 구성 요소 중, 줄이고 ESCs 11. 우리는 3 차원 수축을 형성하기 위해 통합 할 수있는 골격 근육 아세포의 균질 인구의 세대로 이어지는, 근육 조직 계보에 인간 배아 줄기 세포의 후 성적인 노력을 부과하는이 기술을 사용 구조 (myospheres) 그 기능을 모방 소형 골격 근육 7. 사실, 인간 배아 줄기 세포에서 골격 근육 전구 세포를 생성하는 우리의 방법은 휴대 등의 세포 분화 신호에 노출 될 때까지 표현형 잠재적 인 근육 조직 혈통에 인간 배아 줄기 세포의 후 성적인 노력에 의존 차별화 매체의 집계와 문화 (특정 프로토콜 참조). 이 전략은 성적으로 골격 근육 계통에 최선을 다하고 조직 학적과 골격의 기능적 특성을 요점을 되풀이 입체 수축 myospheres의 형성에 적합한 인간 배아 줄기 세포의 균일 한 인구의 확장을 허용근육. myospheres 근육 질환의 모델 &quot;접시에있는 질병&quot;에 대한 악용 소형화 근육의 첫 번째 증거를 제공합니다. 환자 유래 유도 만능에서 발생하는 경우,이 myospheres은 치료 화합물의 높은 처리량 검사를위한 도구로 엄청난 잠재력을 제공 할뿐 아니라, 오랜 개발 질문을 명료하게 할 수있는 잠재력 및 희귀 질환의 발병 기전이있다. 우리는 또한 고메스 등. (12)에 의해 조브 프로토콜에 설명 된대로 myosphere 분석 한 즉시 판독이 부분에 대한 면역 조직 화학 염색에 의해 제공 될 수 있습니다

<table><tbody><tr><td>6-well plate</td><td>Corning</td><td>3506</td><td></td></tr><tr><td>6-well low attachment plate</td><td>Corning</td><td>3471</td><td></td></tr><tr><td>GFR Matrigel</td><td>BD Biosciencies</td><td>356231</td><td></td></tr><tr><td>MEFs (growth arrested)&lt;sup&gt;14&lt;/sup&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Collagenase IV</td><td>Invitrogen</td><td>17104-019</td><td></td></tr><tr><td>DMEM-F12</td><td>Invitrogen</td><td>15-090-CV</td><td></td></tr><tr><td>KOSR</td><td>Invitrogen</td><td>10828-028</td><td></td></tr><tr><td>1 mM L-glutamine (100X)</td><td>Invitrogen</td><td>35050-61</td><td></td></tr><tr><td>Pen/Strep (100X)</td><td>Invitrogen</td><td>15070-063</td><td></td></tr><tr><td>2-Mercaptoethanol</td><td>Invitrogen</td><td>21985-023</td><td></td></tr><tr><td>NEAA (100X)</td><td>Invitrogen</td><td>11140-050</td><td></td></tr><tr><td>Polybrene</td><td>Millipore</td><td>TR-1003-G</td><td></td></tr><tr><td>ITS Liquid Media Supplement</td><td>Sigma</td><td>I3146</td><td></td></tr><tr><td>N2-supplement&amp;nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>TrypLE express</td><td>Invitrogen</td><td>12605-010</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>HyClone</td><td>SH30396.03</td><td></td></tr><tr><td>HS</td><td>Invitrogen</td><td>16050114</td><td></td></tr><tr><td>&lt;a href=&quot;https://www.stemgent.com/products/193&quot;&gt;hES Cell Cloning &amp;amp; Recovery Supplement&lt;/a&gt;</td><td>Stemgent</td><td>01-0014-100</td><td></td></tr><tr><td>bfgf</td><td>Sigma</td><td>4114-TC</td><td></td></tr><tr><td>mTeSR1</td><td>Stemcell Technologies</td><td>5850</td><td></td></tr><tr><td>Anti-MyoD</td><td>BD Biosciences</td><td>554130</td><td></td></tr><tr><td>Anti-MyHC</td><td>DSHB</td><td>MF20</td><td></td></tr><tr><td>Anti-myogenin</td><td>DSHB</td><td>F5D</td><td></td></tr></tbody></table>

generation of myospheres from hescs by epigenetic reprogramming

인간 배아 줄기 세포 (hESCs)에서 골격 근육 세포의 균일하고 풍부한 인구의 생성은 세포 기반 치료를위한 인간 신경 근육 질환의 모델 &quot;접시에있는 질병&quot;에 대한 요구 사항입니다. 이러한 낮은 풍부하고 또한 인구뿐만 아니라, 입체적인 수축성 구조체의 형성을위한 프로토콜의 부족의 불균일 등 주요 장애물은, 신경 근육 질환에 대한 줄기 세포의 응용을 제한했다. 우리는 인간 배아 줄기 세포에 정의 된 요소의 자궁외 도입하여 이러한 한계를 극복하는 프로토콜을 디자인 한 - 근육의 결정 인자 MyoD 및 SWI / SNF 염색질 복잡한 구성 요소 BAF60C 리모델링 - 골격 근육 세포로 인간 배아 줄기 세포를 재 프로그램 할 수있다. 여기서 우리는 프로토콜의 hESC 파생 된 근원 세포를 생성하고 삼차원 적 소형화 구조 (myospheres)에 자신의 클러스터링을 촉진하기 위해 설립 설명하는 기능적 모방 소형 골격 근육 7 </sup&gt;.

도 1a는 프로토콜의 개략이 인간 배아 줄기 세포로부터 myospheres를 생성하는 것이 제안 나타낸다. (화살표로 표시)을 제어하는​​ 중요한 단계는 인간 배아 줄기 세포의 감염 효율 및 myospheres 내의 근육 조직의 변환이다. 우리의 실험에서 우리는 GFP의 형광을 전달하는 렌티 바이러스 벡터 인코딩 BAF60C 활용합니다. 우리는 일반적으로 BAF60C을 표현 인구 풍부하게 감염 후 BAF60C 및 FACS - 정렬 72 시간에 세포를 감염. 세포가 합류의 70 ~ 80 %에 도달 할 때, 우리는 MyoD의 렌티 바이러스에 감염. 처음 감염 후 일반적으로 그 합류에 도달하는 셀에 대한 2,​​ 3 일이 소요된다. 그림 1B는 감염되지 않은 인간 배아 줄기 세포에 배 유도 상대적으로 외래 유전자의 발현 수준을 보여줍니다. 그림 1C 도입 요인의 단백질 수준에서의 발현 및 분포를 보여줍니다. BAF60C<html> MyoD식이 MyoD 항체와 면역에 의해 감지되는 동안 식, GFP의 형광으로 표시됩니다. 우리는 우리가 EB 같은 집계에 감염된 인간 배아 줄기 세포의 분화를 시작하고 하루 일 0을 고려하십시오. DM 매체의 15 일 후, myospheres의 일부 (보통 전체가 아니라이)의 OCT 화합물 (12)에 내장과 근육 조직 변환 효율을 확인하기 위해 근육 조직 마커에 대한 면역을 수행하는 단면된다. 그림 1D는 오게 닌과 마이 오신 중쇄에 대한 대표적인 염색을 보여줍니다 최적의 근원 성 차별. Myospheres 아마도 작은 myospheres 함께 융합의 결과로, 또는 다른 특이한 형상을 가질 수있다. 10 일부터 시작, 그것은 (동영상 1, 2 참조) myospheres에 산발적 수축을 관찰 할 수있다. 43/51243fig1.jpg &quot;/&gt; 그림 1.) 인간 배아 줄기 세포. B에서 myospheres) BAF60C 및 MyoD (H9-BM) QRT-PCR에 의해 모니터링 및 배 유도로 표현에 감염된 인간 배아 줄기 세포에 외래 유전자의 mRNA 수준의 생성에 사용되는 프로토콜의 회로도 등 감염된 인간 배아 줄기 세포를 조롱에 비해 때문. D) 면역 형광이 오게 닌 스테인드 myosphere 섹션에서 수행 된 벡터의 IRES-GFP 요소 (MYOG에 MyoD 염색 (빨강) 및 BAF60C 형광 (녹색)를 표시 (H9-CTR). C) 면역 형광 이미지 ), 마이 오신 헤비 체인 (My​​HC) 및 DAPI에 대한 대조 (면역 형광 세부 정보를 볼 수 있습니다). 스케일 바는 100 μm의입니다. <img alt="그림 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51243/51243fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51243/51243fig2.jpg" /> 그림 2.의 다른 단계에서 세포 모양의 대표 사진분화 (2 부)에 감염 (파트 I)에서 프로토콜. 스케일 바는 100 μm의입니다. EB와 같은 구조 반면, D1에서 D5로 모양 (D)에 주로 원형이며, 그림 1A의 계획이 예상치 못한 형태를 제시하고 문화에 이질적인 따라 15 일 이상 성장 myospheres; E와 F의 두 가지 예를 참조하십시오.

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Generation of Myospheres From hESCs by Epigenetic Reprogramming

여기서, 우리는 인간의 생물학적 기능을 다시 요약 관대 배양 조건 하에서 수축성 근섬유 (myospheres)의 입체 클러스터를 형성하는 골격 근육 원종의 균질 한 집단을 생성 향해 인간 배아 줄기 세포 (인간 배아 줄기 세포)의 후생 유전 학적 리 프로그래밍을 기반 프로토콜을 설명 골격 근육.

성적인 프로그램을 다시 만들에 의해 인간 배아 줄기 세포에서 Myospheres의 생성

Generation of a homogeneous and abundant population of skeletal muscle cells from human embryonic stem cells (hESCs) is a requirement for cell-based ...

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Research

JoVE Journal

Biology

7.8K 조회수.  Sanford-Burnham Institute for Medical Research.  여기서, 우리는 인간의 생물학적 기능을 다시 요약 관대 배양 조건 하에서 수축성 근섬유 (myospheres)의 입체 클러스터를 형성하는 골격 근육 원종의 균질 한 집단을 생성 향해 인간 배아 줄기 세포 (인간 배아 줄기 세포)의 후생 유전 학적 리 프로그래밍을 기반 프로토콜을 설명 골격 근육. 

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Generation of Induced Pluripotent Stem Cells from Frozen Buffy Coats using Non-integrating Episomal Plasmids

Somatic cells can be reprogrammed into induced pluripotent stem cells (iPSCs) by forcing the expression of four transcription factors (Oct-4, Sox-2, Klf-4, and c-Myc), typically expressed by human embryonic stem cells (hESCs). Due to their similarity with hESCs, iPSCs have become an important tool for potential patient-specific regenerative medicine, avoiding ethical issues associated with hESCs. In order to obtain cells suitable for clinical application, transgene-free iPSCs need to be generated to avoid transgene reactivation, altered gene expression and misguided differentiation. Moreover, a highly efficient and inexpensive reprogramming method is necessary to derive sufficient iPSCs for therapeutic purposes. Given this need, an efficient non-integrating episomal plasmid approach is the preferable choice for iPSC derivation. Currently the most common cell type used for reprogramming purposes are fibroblasts, the isolation of which requires tissue biopsy, an invasive surgical procedure for the patient. Therefore, human peripheral blood represents the most accessible and least invasive tissue for iPSC generation.
In this study, a cost-effective and viral-free protocol using non-integrating episomal plasmids is reported for the generation of iPSCs from human peripheral blood mononuclear cells (PBMNCs) obtained from frozen buffy coats after whole blood centrifugation and without density gradient separation.

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) represent a source of patient-specific tissues for clinical applications and basic research. Here, we present a detailed protocol to reprogram human peripheral blood mononuclear cells (PBMNCs) obtained from frozen buffy coats into viral-free iPSCs using non-integrating episomal plasmids.

비 통합 에피 솜 플라스미드를 사용하여 냉동 버피 코트에서 유도 만능 줄기 세포의 생성

Somatic cells can be reprogrammed into induced pluripotent stem cells (iPSCs) by forcing the expression of four transcription factors (Oct-4, Sox-2, ...

연구

발생학

Generating iPS Cells from MEFS through Forced Expression of Sox-2, Oct-4, c-Myc, and Klf4

Pluripotency can be induced in differentiated murine by viral transduction of Oct4, Sox2, Klf4, and c-Myc (Takahashi and Yamanaka, 2006; Wernig, et al., 2007; Okita, et al., 2007; Maherali, et al., 2007). We have devised a reprogramming strategy in which these four transcription factors are expressed from doxycycline (dox)-inducible lentiviral vectors (Brambrink et al., 2008). Using these inducible constructs, we can derive induced pluripotent stem (iPS) cells from mouse embryonic fibroblasts (MEFs). In this video, we demonstrate the procedure for the generation of inducible lentiviruses that express the four transcription factors and show how to infect MEFs with these viruses in order to produce iPS cells. By using inducible lentiviruses, the expression of the four factors in controlled by the addition of doxycyline to the culture medium. The advantage of this system over the traditional retroviral infection is the ability to turn the genes on and off so that the kinetics of reprogramming and gene expression requirements can be analyzed in detail.

This video shows the procedure for generating induced pluripotent stem cells using inducible lentivirus that express Oct4, Sox2, c-Myc and Klf4.

삭스 - 2의 강제 표현을 통해 MEFS에서 IPS 세포를 생성, 10 - 4, C - Myc, 그리고 Klf4

Pluripotency can be induced in differentiated murine by viral transduction of Oct4, Sox2, Klf4, and c-Myc (Takahashi and Yamanaka, 2006;  Wernig, et al., ...

생물학

Generation of Integration-free Induced Pluripotent Stem Cells from Human Peripheral Blood Mononuclear Cells Using Episomal Vectors

Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs) hold great promise for disease modeling and regenerative therapies. We previously reported the use of Episomal Vectors (EV) to generate integration-free iPSCs from peripheral blood mononuclear cells (PB MNCs). The episomal vectors used are DNA plasmids incorporated with oriP and EBNA1 elements from the Epstein-Barr (EB) virus, which&#160;allow for replication and long-term retainment of plasmids in mammalian cells, respectively. With further optimization, thousands of iPSC colonies can be obtained from 1 mL of peripheral blood. Two critical factors for achieving high reprogramming efficiencies&#160;are: 1) the use of a 2A &#34;self-cleavage&#34; peptide to link OCT4 and SOX2, thus achieving equimolar expression of the two factors; 2) the use of two vectors to express MYC and KLF4 individually. Here we describe a step-by-step protocol for generating integration-free iPSCs from adult peripheral blood samples. The generated iPSCs are integration-free as residual episomal plasmids are undetectable after five passages. Although the reprogramming efficiency is comparable to that of Sendai Virus (SV) vectors, EV plasmids are considerably more economical than the commercially available SV vectors. This affordable EV reprogramming system holds potential for clinical applications in regenerative medicine and provides an approach for the direct reprogramming of PB MNCs to integration-free mesenchymal stem cells, neural stem cells, etc.

This protocol describes a detailed method for efficient generation of integration-free iPSCs from human adult peripheral blood cells. With the use of four oriP/EBNA-based episomal vectors to express the reprogramming factors, KLF4, MYC, BCL-XL, or OCT4 and SOX2, thousands of iPSC colonies can be obtained from 1 mL of peripheral blood.

에피 솜 벡터를 이용하여 인간 말초 혈액 단핵 세포로부터의 통합없이 유도 다 능성 줄기 세포의 생성

Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs) hold great promise for disease modeling and regenerative therapies. We previously reported the use of Episomal ...

Reprogramming Primary Amniotic Fluid and Membrane Cells to Pluripotency in Xeno-free Conditions

Autologous cell-based therapies got a step closer to reality with the introduction of induced pluripotent stem cells. Fetal stem cells, such as amniotic fluid and membrane mesenchymal stem cells, represent a unique type of undifferentiated cells with promise in tissue engineering and for reprogramming into iPSC for future pediatric interventions and stem cell banking. The protocol presented here describes an optimized procedure for extracting and culturing primary amniotic fluid and membrane mesenchymal stem cells and generating episomal induced pluripotent stem cells from these cells in fully chemically defined culture conditions utilizing human recombinant vitronectin and the E8 medium. Characterization of the new lines by applying stringent methods &#8211; flow cytometry, confocal imaging, teratoma formation and transcriptional profiling &#8211; is also described. The newly generated lines express markers of embryonic stem cells &#8211; Oct3/4A, Nanog, Sox2, TRA-1-60, TRA-1-81, SSEA-4 &#8211; while being negative for the SSEA-1 marker. The stem cell lines form teratomas in scid-beige mice in 6-8 weeks and the teratomas contain tissues representative of all three germ layers. Transcriptional profiling of the lines by submitting global expression microarray data to a bioinformatic pluripotency assessment algorithm deemed all lines pluripotent and therefore, this approach is an attractive alternative to animal testing. The new iPSC lines can readily be used in downstream experiments involving the optimization of differentiation and tissue engineering.

This protocol describes the reprogramming of primary amniotic fluid and membrane mesenchymal stem cells into induced pluripotent stem cells using a non-integrating episomal approach in fully chemically defined conditions. Procedures of extraction, culture, reprogramming, and characterization of the resulting induced pluripotent stem cells by stringent methods are detailed.

기본 양수 및 Pluripotency 이종 무료 조건에서 막 셀 프로그래밍

Autologous cell-based therapies got a step closer to reality with the introduction of induced pluripotent stem cells. Fetal stem cells, such as amniotic ...

Generation of Human Primordial Germ Cell-like Cells at the Surface of Embryoid Bodies from Primed-pluripotency Induced Pluripotent Stem Cells

Primordial germ cells (PGCs) are common precursors of all germline cells. In mouse embryos, a founding population of ~40 PGCs are induced from pluripotent epiblast cells by orchestrated exposures to cytokines, including bone morphogenetic protein 4 (Bmp4). In human embryos, the earliest PGCs have been identified on the endodermal wall of yolk sac around the end of the 3rd week of gestation, but little is known about the process of human PGC specification and their early development. To circumvent the technical and ethical barriers of studying human embryonic PGCs, surrogate cell culture models have been recently generated from pluripotent stem cells. Here, we describe a 13-day protocol for robust production of human PGC-Like Cells (hPGCLCs). Human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) maintained in the primed pluripotency state are incubated in the 4i na&#239;ve reprogramming medium for 48 hours, dissociated to single cells, and packed into microwells. Prolonged maintenance of hiPSCs in the na&#239;ve pluripotency state causes significant chromosomal aberrations and should be avoided. hiPSCs in the microwells are maintained for an additional 24 hours in the 4i medium to form embryoid bodies (EBs), which are then cultured in low-adherence plasticware under a rocking condition in the hPGCLC induction medium containing a high concentration of recombinant human BMP4. EBs are further cultured for up to 8 days in the rocking, non-adherent condition to obtain maximum yields of hPGCLCs. By immunohistochemistry, hPGCLCs are readily detected as cells strongly expressing OCT4 in almost all EBs exclusively on their surface. When EBs are enzymatically dissociated and subjected to FACS enrichment, hPGCLCs can be collected as CD38+ cells with up to 40-45% yield.

Primordial germ cells (PGCs) are common precursors of both sperm and eggs. Human embryonic PGCs are specified from pluripotent epiblast cells through interactions of cytokines. Here, we describe a 13-day protocol of inducing human cells transcriptomally resembling PGCs at the surface of embryoid bodies from primed-pluripotency induced pluripotent stem cells.

액 pluripotency에서 Embryoid 몸의 표면에 인간의 원시 생식 세포와 같은 세포의 생성 유도 만능 줄기 세포

Primordial germ cells (PGCs) are common precursors of all germline cells. In mouse embryos, a founding population of ~40 PGCs are induced from pluripotent ...

Generation of Induced Pluripotent Stem Cells by Reprogramming Human Fibroblasts with the Stemgent Human TF Lentivirus Set

In 2006, Yamanaka and colleagues first demonstrated that retrovirus-mediated delivery and expression of Oct4, Sox2, c-Myc and Klf4 is capable of inducing the pluripotent state in mouse fibroblasts.1 The same group also reported the successful reprogramming of human somatic cells into induced pluripotent stem (iPS) cells using human versions of the same transcription factors delivered by retroviral vectors.2 Additionally, James Thomson et al. reported that the lentivirus-mediated co-expression of another set of factors (Oct4, Sox2, Nanog and Lin28) was capable of reprogramming human somatic cells into iPS cells.3
iPS cells are similar to ES cells in morphology, proliferation and the ability to differentiate into all tissue types of the body. Human iPS cells have a distinct advantage over ES cells as they exhibit key properties of ES cells without the ethical dilemma of embryo destruction. The generation of patient-specific iPS cells circumvents an important roadblock to personalized regenerative medicine therapies by eliminating the potential for immune rejection of non-autologous transplanted cells.
Here we demonstrate the protocol for reprogramming human fibroblast cells using the Stemgent Human TF Lentivirus Set. We also show that cells reprogrammed with this set begin to show iPS morphology four days post-transduction. Using the Stemolecule Y27632, we selected for iPS cells and observed correct morphology after three sequential rounds of colony picking and passaging. We also demonstrate that after reprogramming cells displayed the pluripotency marker AP, surface markers TRA-1-81, TRA-1-60, SSEA-4, and SSEA-3, and nuclear markers Oct4, Sox2 and Nanog.

We demonstrate the protocol for the generation of induced pluripotent stem cells from human somatic cells using lentivirus-mediated delivery of the human factors Oct4, Sox2, Nanog, and Lin28. Pluripotency was confirmed by morphology and the presence of embryonic stem (ES) cell-specific markers.

Stemgent 인간 TF의 Lentivirus와 인간의 섬유아 세포를 프로그래밍하여 유도 Pluripotent 줄기 세포의 생성 세트

In 2006, Yamanaka and colleagues first demonstrated that retrovirus-mediated delivery and expression of Oct4, Sox2, c-Myc and Klf4 is capable of inducing ...

Generation of Induced Pluripotent Stem Cells from Turner Syndrome (45XO) Fetal Cells for Downstream Modelling of Neurological Deficits Associated with the Syndrome

Chromosomal aneuploidies cause severe congenital malformations including central nervous system malformations and fetal death. Prenatal genetic screening is purely diagnostic and does not elucidate disease mechanism. Although cells from aneuploid fetuses are valuable biological material bearing the chromosomal aneuploidy, these cells are short lived, limiting their use for downstream research experiments. Generation of induced pluripotent stem cell (iPSC) models is an effective method of cell preparation for perpetual conservation of aneuploid traits. They are self-renewing and differentiate into specialized cells reminiscent of embryonic development. Thus, iPSCs serve as excellent tools to study early developmental events. Turner syndrome (TS) is a rare condition associated with a completely or partially missing X chromosome. The syndrome is characterized by infertility, short stature, endocrine, metabolic, autoimmune and cardiovascular disorders and neurocognitive defects. The following protocol describes isolation and culturing of fibroblasts from TS (45XO) fetal tissue, generation of integration free TSiPSCs through delivery of episomal reprogramming plasmids by nucleofection followed by characterization. The reprogramming TSiPSCs were initially screened by live cell alkaline phosphatase staining followed by extensive probing for pluripotency biomarkers. Selected colonies were mechanically dissected, passaged several times and stable self-renewing cells were used for further experiments. The cells expressed pluripotency transcription factors OCT4, NANOG, SOX2, cell surface markers SSEA 4 and TRA1-81 typical of pluripotent stem cells. The original 45XO karyotype was retained post reprogramming. The TSiPSCs were able to form embryoid bodies and differentiate into cells of endoderm, mesoderm and ectoderm expressing lineage specific biomarkers ((SRY BOX17), (MYOSIN VENTRICULAR HEAVY CHAIN&#945;/&#946;), (&#946;III TUBULIN)). The exogenous episomal plasmids were lost spontaneously and not detected after passage 15 in cells. These TSiPSCs are a valuable cellular resource for modelling defective molecular and cellular neurodevelopment causing neurocognitive deficits associated with Turner syndrome.

Generation of Induced Pluripotent Stem Cells from Turner Syndrome 45XO Fetal Cells for Downstream Modelling of Neurological Deficits Associated with the Syndrome

This protocol describes the generation of integration free iPSCs from fetal tissue fibroblasts through delivery of episomal plasmids by nucleofection followed by description of methods used for iPSC characterization and neuronal differentiation.

터너 증후군에서 유도 다능줄기 세포의 생성 (45XO) 증후군과 관련된 신경 적자의 다운 스트림 모델링을위한 태아 세포

Chromosomal aneuploidies cause severe congenital malformations including central nervous system malformations and fetal death. Prenatal genetic screening ...

Selecting and Isolating Colonies of Human Induced Pluripotent Stem Cells Reprogrammed from Adult Fibroblasts

Herein we present a protocol of reprogramming human adult fibroblasts into human induced pluripotent stem cells (hiPSC) using retroviral vectors encoding Oct3/4, Sox2, Klf4 and c-myc (OSKM) in the presence of sodium butyrate 1-3. We used this method to reprogram late passage (&gt;p10) human adult fibroblasts derived from Friedreich's ataxia patient (GM03665, Coriell Repository). The reprogramming approach includes highly efficient transduction protocol using repetitive centrifugation of fibroblasts in the presence of virus-containing media. The reprogrammed hiPSC colonies were identified using live immunostaining for Tra-1-81, a surface marker of pluripotent cells, separated from non-reprogrammed fibroblasts and manually passaged 4,5. These hiPSC were then transferred to Matrigel plates and grown in feeder-free conditions, directly from the reprogramming plate. Starting from the first passage, hiPSC colonies demonstrate characteristic hES-like morphology. Using this protocol more than 70% of selected colonies can be successfully expanded and established into cell lines. The established hiPSC lines displayed characteristic pluripotency markers including surface markers TRA-1-60 and SSEA-4, as well as nuclear markers Oct3/4, Sox2 and Nanog. 
The protocol presented here has been established and tested using adult fibroblasts obtained from Friedreich's ataxia patients and control individuals 6, human newborn fibroblasts, as well as human keratinocytes.

We present a protocol for efficient reprogramming of human somatic cells into human induced pluripotent stem cells (hiPSC) using retroviral vectors encoding Oct3/4, Sox2, Klf4 and c-myc (OSKM) and identification of correctly reprogrammed hiPSC by live staining with Tra-1-81 antibody.

인간 유도 Pluripotent 줄기 세포의 선택 및 분리 식민지는 성인 섬유아 세포에서 다시 프로그램

Herein we present a protocol of reprogramming human adult fibroblasts into human induced pluripotent stem cells (hiPSC) using retroviral vectors encoding ...

Cell Surface Marker Mediated Purification of iPS Cell Intermediates from a Reprogrammable Mouse Model

Mature cells can be reprogrammed to a pluripotent state. These so called induced pluripotent stem (iPS) cells are able to give rise to all cell types of the body and consequently have vast potential for regenerative medicine applications. Traditionally iPS cells are generated by viral introduction of transcription factors Oct-4, Klf-4, Sox-2, and c-Myc (OKSM) into fibroblasts. However, reprogramming is an inefficient process with only 0.1-1% of cells reverting towards a pluripotent state, making it difficult to study the reprogramming mechanism. A proven methodology that has allowed the study of the reprogramming process is to separate the rare intermediates of the reaction from the refractory bulk population. In the case of mouse embryonic fibroblasts (MEFs), we and others have previously shown that reprogramming cells undergo a distinct series of changes in the expression profile of cell surface markers which can be used for the separation of these cells. During the early stages of OKSM expression successfully reprogramming cells lose fibroblast identity marker Thy-1.2 and up-regulate pluripotency associated marker Ssea-1. The final transition of a subset of Ssea-1 positive cells towards the pluripotent state is marked by the expression of Epcam during the late stages of reprogramming. Here we provide a detailed description of the methodology used to isolate reprogramming intermediates from cultures of reprogramming MEFs. In order to increase experimental reproducibility we use a reprogrammable mouse strain that has been engineered to express a transcriptional transactivator (m2rtTA) under control of the Rosa26 locus and OKSM under control of a doxycycline responsive promoter. Cells isolated from these mice are isogenic and express OKSM homogenously upon addition of doxycycline. We describe in detail the establishment of the reprogrammable mice, the derivation of MEFs, and the subsequent isolation of intermediates during reprogramming into iPS cells via fluorescent activated cells sorting (FACS).

Mouse embryonic fibroblast can be reprogrammed into induced pluripotent stem cells at low efficiency by the forced expression of transcription factors Oct-4, Sox-2, Klf-4, c-Myc. The rare intermediates of the reprogramming reaction are FACS isolated via labeling with antibodies against cell surface makers Thy-1.2, Ssea-1, and Epcam.

재 프로그래밍 가능한 마우스 모델에서 유도 만능 줄기 세포 중간체의 세포 표면 마커 중재 정화

Mature cells can be reprogrammed to a pluripotent state. These so called induced pluripotent stem (iPS) cells are able to give rise to all cell types of ...

Generating and Maintaining Astrospheres Using Human Pluripotent Stem Cells

Source: Cvetkovic, C., et al. <a href="https://app.jove.com/v/58034">Synaptic Microcircuit Modeling with 3D Cocultures of Astrocytes and Neurons from Human Pluripotent Stem Cells.</a> J. Vis. Exp. (2018).
The video demonstrates a method to generate astrospheres from progenitors from human pluripotent stem cells. It involves the growth and proliferation of stem cells with nutrient media containing growth factors and kinase inhibitors. These cells then aggregate and differentiate into astrocytes, forming astrospheres.

인간 만능 줄기 세포를 이용한 천체권 생성 및 유지

1. Cell Culture and Reagent Preparation

	Prepare coated plates for cell culture.
	
		Dilute extracellular matrix (ECM) coating solution with DMEM/F12 ...