The authors sincerely thank the Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada, the Ontario Ministry of Research and Innovation, and the Canada Foundation for Innovation for funding this study.

유리와 문화 1. 준비 <ol><li> 이 실험을 진행하기 전에, 5 %의 양의 혈액 한천 (SBA) MRSA 성장에 대 한 번호판을 준비합니다. 37 ° C에서 24 시간 동안 SBA 판을 품어. 이 시간이 지나면, 단일, 잘 절연 식민지 액체 미디어에 이후의 예방 접종에 사용되는 존재해야한다. 2 개월 - 스토어 1 4 ° C에서 단일 콜로니와 SBA 판을 줄무늬. 참고 : 양의 혈액 한천 플레이트 (20) 사이에 들어있는 미리 만들어진 팩에 와서 - 제조 업체에 따라 25 판, 일반적으로 V 양의 피 / w 5 %의 추가와 트립신 간장 한천베이스로 구성되어 있습니다. </li><li> 1 % 포도당과 0.1 % NaCl로 보충 트립신 간장 국물 (TSB)의 500 mL로한다. 이 후, 수집이 유리 테스트 튜브를 청소합니다. 오토 클레이브 뚜껑 테스트 튜브를 사용할 수없는 경우, 모자로 알루미늄 호일을 사용합니다. 오토 클레이브 TSB 1 ML의 피펫 팁 상자와 함께 테스트 튜브입니다. </li><li> 바이오 안전성 캐비닛에서 또는 빵 근처버너 욕실, 피펫 이전에 5 ml의 멸균 시험관에 TSB를 멸균. 충분한 시간을 보장하기 위해주의는 TSB을 수 있도록 주어진 및 테스트 튜브는 실온으로 냉각되고있다. 이전에 줄무늬가 5 % SBA 판에서, 6 ml의 TSB 배지에 단일 콜로니를 접종. 하나는 MRSA를 포함하고, 제 2 테스트 튜브 불임을 보장하기 위해 음성 대조군으로 사용한다. </li><li> 접종 TSB 테스트 튜브를 타고 37 ° C에서 24 시간 동안 200 rpm에서 상호 인큐베이터에 배치합니다. 더 성장 제어 시험관에 발생하지해야하는 동안이 시간 후에는 미생물 성장 MRSA 시험관에서 명백하다. </li><li> 신선한 TSB의 6 ml의에 24 시간 문화와 피펫 1 mL를 취하여. 200rpm으로 6 시간 동안 37 ℃에서 배양한다. </li><li> 피펫 1.5 ml의 미세 원심 튜브에 6 시간 하위 문화 1 ㎖. 850 x g에서 3 분 동안 원심 분리기. 상층 액을 제거하고 탈 H 2 O의 1 ml의 펠렛을 다시 중단 원심 분리기, 반복, 다시 일시 중지합니다. </li></ol><ol><li> 스테인레스 스틸과 골드 AFM 샘플 디스크 (20mm 각각 10mm 직경)을 가지고 탈 H 2 O 5 ml의 각면을 청소 집게로 지배적 인 손에 샘플 디스크를 잡고 샘플 디스크의 각면에 5 mL를 피펫에 버금 딸림음 손을 사용합니다. 1 분 동안 초음파 처리 한 다음, 탈 H 2 O 20 ㎖를 넣은 비커에 양측 도시 샘플 디스크를 세척 한 후. </li><li> 초음파 사용 집게 후 비커에서 샘플 디스크를 제거합니다. 그들은 종이 타월에 페트리 접시의 가장자리에 60 ° 각도로 기울어 있도록 디스크를 넣습니다. 건조 디스크를 덮도록 페트리 접시 뚜껑을 사용한다. 디스크가 계속 진행하기 전에 완전히 건조 시키십시오. 8 시간 - 건조 시간 (4) 사이를 변화 할 수있다. </li><li> 일단 건조, 페트리 접시에 샘플 디스크를 배치하는 집게를 사용합니다. <ol><li> 선택적으로, (임의의 재료 샘플 디스크의 표면을 기능화예를 들면, 콜라겐, 히알루 론산,은 나노 입자 등)를 포함한다. </li><li> 이 실험을 위해, 도포하는 폴리 L 리신 기판 표면을 사용한다. 들면 폴리 -L- 리신 기능화 피펫 200 - 샘플 디스크에 (H 2 O)에서 0.1 % 폴리 -L- 리신의 400 μL, 및 페트리 접시를 실온에서 1 시간 동안 배양하자. </li><li> 1 시간 후, 샘플 디스크를 보유하고 탈 H 2 O의 1 ml로 씻어 집게를 사용 단계 2.2에 설명 된대로 종이 수건 건조 보자. </li></ol></li><li> 배 세척 다시 중단 세포를 가지고 200 판 - 생물 안전 캐비닛 내부 샘플 디스크에 400 μl를. 샘플 디스크가 폴리 -L- 리신으로 코팅되는 경우, 실온에서 0.5 시간 동안 배양한다. </li><li> 샘플 디스크 세포의 배양 후, 탈 H 2 O의 1 ml로 부드럽게 샘플 디스크를 씻어 디스크 이미징 전에 밤새 건조 시키십시오. </li></ol> 3. KPFM 이미징 참고 :이 실험을 위해,애질런트 5500 시리즈 ILM-AFM을 사용합니다. <ol><li> AFM을 시작하려면, AFM의 HEB와 MAC III 컨트롤러와 함께 컴퓨터 기기를 켭니다. 오픈 AFM 이미징 소프트웨어 (예를 들어, 애질런트 PicoView). 처음 ACAFM 또는 중 올바른 지정 간헐적 접촉 모드에서 이미징을위한 AFM에를 선택해야합니다. </li><li> 지배적 인 손에 AFM의 집게를 사용하고, 버금 딸림음 손으로 열고 스프링 클립 홀더를 잡고, 머리 조각에 KPFM 캔틸레버를 배치합니다. 취급 (적어도 5500 ILM-AFM)에이 단위로 AFM에 AFM 헤드 피스를 전송 X, Y 및 Z 스캔 지향성을 제어하는​​ 깨지기 쉬운 피에조 크리스탈 유닛을 포함하는 경우주의해야합니다. 참고 :이 경우에 사용 KPFM의 캔틸레버는 Mikromasch 도전 DPE 2.7 N / m의 80 kHz 및 스프링 상수의 평균 공진 주파수와 (저소음) 캔틸레버했다. 이러한 공진 주파수와 스프링 상수 캔틸레버 인해 사용의 용이성에 선정되었다.큰 스프링 상수 및 높은 공진 주파수를 갖는 캔틸레버 또한 이미징에 사용될 수있다. </li><li> 조심스럽게 AFM에 머리 부분을로드하고 (두 개의 와이어가 연결해야하는이 경우 : 레이저 광 무대 리프트 모터) 적절한 선을 연결합니다. </li><li> 캔틸레버의 팁에 레이저를 맞 춥니 다. 일부 장치는 쉽게 정렬 할 수있는 카메라 기능이 포함되어 있습니다. 카메라 기능이 AFM에 존재하지 않는다면, 다음 바와 같이, 캔틸레버 팁 상에 정렬 : <ol><li> 캔틸레버 칩 솟다 레이저를 이동 전면에서 후면 손잡이를 시계 방향으로 돌립니다. 레이저 칩 도달하면 차단됩니다 더 이상 볼 수 없습니다. 만 손잡이를 몇 번 돌립니다. </li><li> 레이저 스폿이 다시 나타날 때까지 시계 반대 방향으로 전후 노브를 돌립니다. 레이저는 칩의 가장자리에 지금이다. </li><li> 캔틸레버에 레이저의 위치를​​ 왼쪽에서 오른쪽으로 노브를 돌립니다. 레이저는 캔틸레버를 통과 그것은 사라지고 난을 다시 나타납니다N을 연속으로 빠르게. 레이저 스폿은 포토 다이오드 단위 나중에 앉을 것이다 젖빛 유리 커버에서 볼 수 있어야합니다. </li><li> 젖빛 유리에 자리가 없어 질 때까지 끝을 향해 캔틸레버 아래로 자리를 이동하는 반 시계 방향으로 전후 노브를 돌립니다. </li><li> 그냥 캔틸레버 팁에 앉아 있도록 레이저의 위치를​​ 지정하기 위해 약간 전후 손잡이를 시계 방향으로 돌립니다. 레이저 스폿은 젖빛 유리에 다시 나타납니다. 주 :이 다이빙 보드 캔틸레버 레이저 위치 결정 방법이다. 삼각형 캔틸레버, 배향 처리가 약간 다르다. </li></ol></li><li> 레이저가 정렬되면, AFM에 샘플을 부착 할 때 캔틸레버와 샘플 사이에 충분한 공간을 확보하기 위해 10 초 동안 &quot;열기&quot;위치에있는 스테이지 리프트 모터를 개최합니다. </li><li> KPFM 샘플 무대에 샘플을 놓습니다. 구리 와이어를 사용하여 샘​​플의 정전기를 제거하십시오. 샘플 단계에 AFM에서 해당 와이어를 연결합니다. 의 연결AFM에 다케. 대부분의 경우에 단계는 자석을 이용하여 제 위치에 유지된다. </li><li> AFM 소프트웨어에서, 조정은 캔틸레버 다음 샘플에 캔틸레버 끝의 접근을 시작한다. 안정화 시간 이하를 10msec로 설정되어 있는지 확인하고, 그 접근 속도는 선단의 손상을 방지하기 위하여는 2.0㎛ / 초를 초과하지 않는다. </li><li> 캔틸레버의 팁이 샘플 표면에 일단 촬상 윈도우 크기 및 최적 이미징 영역을 선택한다. 지형적 촬상 최적화되도록 캔틸레버 세트 포인트와 함께 I 및 P 이득을 최적화. <ol><li> 지형적 촬상 최적화되면 KPFM 모듈 켜 (FM 있거나, AM 모드 여기서, FM 모드를 사용한다). 그것은 KPFM 촬상 5 ㎛의 X는 5㎛ 촬상 창 바깥 매우 어려운 것을 주목해야한다. (- 0.05 라인 / 초 0.02) 또한, 최적의 KPFM 이미징, 느린 검색 속도와 512 X 512 해상도를 사용합니다. </li></ol></li><li> 10 % - FM-KPFM 설정에 대해 (설정을 ACAFM되지 않음), (5) 사이의 드라이브 %로 설정합니다. 캔틸레버 FR 설정2 kHz의 대역폭이 5 kHz로 - 1 사이 equency. 0.3 %로 FM-KPFM 설정에 I와 P 게인을 설정합니다. <ol><li> 신호 대역폭 및 I 및 샘플 표면 사이의 P 이득을 다릅니다. SP 영상을 최적화하기 위해, 상기 신호의 대역폭을 조정하고 P 및 I 이득은 최적의 이미지를 얻었다. 0.35 % - I와 P 이익의 권장 범위는 0.22에서 있습니다. </li></ol></li><li> 프로세스 및 SP는 데이터를 수집 후 화상 처리 소프트웨어를 사용하여 이미지를 KPFM 수집 분석한다. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

KPFM 표면 전기적인 데이터를 획득하기위한 신규 한 기술로서 채택되었다. 그것은 일반적으로 화학 전하 분포를 조사하기위한 방법으로 사용되었으며, 최근 마이크로 및 나노 비늘 생물학적 시스템의 연구에 적용되기 시작했다. 수집 된 데이터에서 우리는 미생물이 쉽게 심지어 정적 배양 3 시간 후, 스테인레스 스틸과 금 표면을 청소하는 연결을하지 않은 것으로 보입니다 것으로 나타났습니다. ...

바이오 필름이 제거에 완강히 저항하고 질병 전송 및 항생제 내성의 증가 속도로 이어질 수있는 장비 표면과 피부 상처에서 생산되는 바이오 필름은 의료 산업에 대한 문제를 제시한다. 첨부 biofilm 형성의 첫 단계와 가역성 1-3로 인해 가장 중요한 단계이다. 기판 표면 특성을 미생물에 부착 중요한 역할을한다. 이러한 표면 경도, 다공도, 조도 및 소수성과 같은 인자가 미생물 부착을 행하도록 도시되​​었다; 그러나, 미생물의 부착 기판 표면 전위 (SP)의 역할을 조사 연구는 거의 4,5 행해졌 다. 음으로 대전 된 표면은 운모, 실리콘, 및 금 6 바실러스 투 린지 엔시스 포자의 부착을 방지 할 수 있습니다. 세포막 전위의 변화는 세포 부착과 운동성 5,7의 변화를 나타낸다. 그것은 전기 동음 것으로 확인되었습니다ogeneous 표면은 더 쉽게 미생물 부착 5를 촉진한다. 나노 스케일에서 박테리아의 표면 전위를 특성화하는 항 생물 연료 전략의 개발에 도움이 될 수있다하여 각종 세균의 표면에 부착 동역학을 이해하는 신규 한 방법을 제공하고있다. 이러한 전기 영동 광 산란, 제타 전위 및 등전점 결정 박테리아의 전기 역학을 특성화에 사용되는 다른 방법과는 달리, 켈빈 프로브 현미경 (KPFM)는 각각의 세포 대신 전체 문화 8-11의 시험을 허용한다. 셀 - 셀 비교하거나 높은 정확도 및 정밀도와 전기적 특성을 생물막하고자 할 때 유용하다. KPFM은 원자력 현미경 (AFM)의 모듈이다. AFM은 스캐닝 터널링 현미경 (STM) (12)의 직접적인 결과로서 개발되었다. STM을 사용하여 첫 번째 게시 된 이미지 1982 년 12 게르트 Binnig와 하인리히 Rorhrer에 의해 수행되었다 </suP&gt;. 이들의 발명은 공기에 전도성 표면에 날카로운 전도성 팁을 스캔 래스터에 의해 원자 구조를 해결 할 수 있었다. 화상 신속 건조 DNA, 단백질 샘플 및 바이러스 12 STM을 사용하려고 생물학 여기 고해상도 이미지를 달성 의미. STM은 전문 프로브 팁 (13)를 사용하여 액체에서 수행 할 수 있습니다. 이 린제이 등., 금 전극 (13)에, 10 mM의 HClO 4 물에 이미지 DNA 분자 STM과 AFM을 사용하여 표시 하였다. KPFM 리간드 (26)와 DNA 및 단백질 분석 (25)와 생체 분자 상호 작용의 표면 전위를 결정 증명되었다. KPFM는 AFM 도전 캔틸레버 팁과 이상적으로 도전 샘플 사이의 접촉 전위차 (CPD)를 측정하여 14, 15 (, 내가 그림 1)를 운영하고 있습니다. 샘플은 반드시 도전 (즉, 생물학적 SAMPL 될 필요가 없습니다ES). 이미징 운모, 유리, 및 긴 비 - 전도성 표면이 얇고 -6,7- 밑바탕 도전 재료가 실리콘 표면으로 (비 도통)에서 수행 될 수있다. CPD는 표면 전위와 동등한 전압과 음의 전자 전하로 나눈 팁 (팁 φ) 및 샘플 (샘플 φ) 간의 일 함수의 차이로서 설명 될 수있다 (- E). 도전성 AFM 팁이 샘플 표면에 근접하게되면 때문에 페르미 에너지에서의 차이 (도 1, II, a) (15)에 정전 기적 ​​힘 (F의 ES)가 생성된다 (거리 (d)에 의해 분리). 이 시점에서, 팁 및 샘플 (E의 V)의 진공 에너지 평형으로 정렬된다. 가까운 시료 표면에 팁을 가져시, 팁과 시료 표면은 평행 판 커패시터 (도 1, II, B 등의 전기 접점과 행위에 와서 </strong&gt;) (14, 15). 이때, 팁과 시료 표면의 페르미 에너지는 정상 상태 평형에 도달 정렬 될 (도 1, II, b). 팁과 시료 표면으로 인해 E의 V의 작업 기능의 차이로 청구됩니다 및 V의 CPD가 형성됩니다. 인해 형성된 V의 CPD에 전기 콘택트 영역에서 F ES가 작용한다. 이 힘은 이후에 (도 1, II, c) 형성된 V의 CPD와 동일한 크기를 갖는 선단에 외부의 DC V의인가를 통해 무효화된다. 이는 DC 전압이 전기 접점의 영역에서 표면 전하를 제거 도포하고, V의 CPD의 F의 ES를 제거하는 데 필요한 V DC의 양은 SA 간의 일 함수의 차이와 같다mple 표면과 팁 (15). 이것은 팁의 일 함수가 공지되어 있고, 그것은 제조자에 의해 제공된다는 것을 주목해야한다. KPFM 모든 방법에서, AC 전압 (V AC, 약 100-500 MV)는 또한 팁과 시료 (14) 사이의 진동 전기력을 발생하기 위해 팁에인가된다. V의 CPD 및 / 또는 F 말이지의 변화를 측정 할 때 더 나은 해상도를 제공합니다. 이와 관련하여, 주파수 또는 전기적 진동의 진폭의 변화는 V DC에 의해 보정하고, 전위 맵을 생성 할 수있는 표면 일 수있다. 이지도의 특정 영역의 데이터는 상기 특정 지형은 대한 전기적 정보를 제공하도록 분석 될 수있다. (1) 리프트 모드, (2), 진폭 변조 (AM) 모드, 및 (3)의 주파수 변조 (FM) 모드 14,16 : KPFM 세 가지 모드에서 동작 할 수있다. 리프트 모드 초기 INC이었다KPFM의 arnation. 리프트 모드 발진 팁 지형 화상을 얻을 표면을 가로 질러 드래그하는 두 단계 방법에 의존한다. 두 번째 패스 팁을위한 샘플 상기 미리 설정된 거리 상승 (10-100 나노 미터) 다시 같은 지역에서 검색합니다. 때문에 AM- 및 FM-KPFM에 비해이 두 단계 방법, 리프트 모드로, 이미지 수집에 대한 가장 긴 시간이 소요됩니다. 멀리 표면으로부터 팁을 올리면 만 장거리 F 말이지 측정되는 것을 보장한다. 또한, 지형과 표면 전위 측정 사이의 크로스 토크가 증가 측면 해상도와 감도의 비용으로 분리된다. AM-KPFM 동시에 샘플 지형 및 표면 전위 (일회 주사) (14)를 측정하기 위해 듀얼 주파수를 이용하여 가로 해상도와 감도를 향상시킨다. AM 모드에서, 캔틸레버를 기계적 통상 5 %의 제 1 공진 주파수 이하, 발진 (F 0), 전기적 진동 (t두 번째 공진 주파수 (F 1)에서 V AC) hrough. F에 의한 ES 및 V의 변화에 CPD F (1)의 진폭의 변화는, 표면 전위의 측정 데이터를 제공하면서 지형 데이터의 생성 F 0 리드의 진폭의 변화. F 0과 캔틸레버의 F 하나는 크로스 토크가 최소화된다 (14) 신호 및 상당한 주파수 에너지에 의해 분리된다. AFM의 머리 전자 상자 (HEB)는 모두 지형을 제공하고 한 번의 스캔에서 동시에 잠재적 인 데이터를 표면에 두 개의 신호를 분리한다. FM-KPFM 생물학적 표면 (14)에 해상도도 더 이상 AM-KPFM을 향상시킨다. FM-KPFM는 정전기력 구배가 아닌 정전기 힘 (F 말이지) (15)의 변화를 측정하는 것을에서 AM-KPFM 다르게 작동합니다. AM 모드와 마찬가지로, FM 모드는 듀얼 주파수와 자장을 이용하여전자 통과 주사기구는 지형적 구하는 동시에 잠재적 인 데이터 (14)를 표면. FM 모드에서 외팔보 기계적 F 0으로 진동 전기적 낮은 주파수에서 발진하는 수정 (MOD F 전형적 1-5 kHz로). 정전 기적 ​​상호 작용시, 0와 f 모드 믹스 f를 0 ± F 형 모드 F 측 대역을 생성한다. 이러한 측 파대 정전기력의 변화에 매우 민감하고, AFM의 HEB 통해 F 0으로부터 분리 될 수있다. FM-KPFM는 정전기력 구배의 변화를 측정하기 때문에, 팁 선단 형상 및 그 유지 보수 / 무결성. 전체 표면 전위 해상도 (14), (15)에서 중요한 역할을 AM을 사용하여 잠재적 인 해상도를 표면 및 FM 모드는 횡 방향으로 1 nm 범위의 14 아르 -16. 그것은 KPFM 촬상에가 (비 - 극성 액체에서 수행 될 수 있고, 최근에, 저 이온 (&lt;10 mM)을 극성 액체에서 수행되는 것으로 도시되어 있음을 주목해야한다그러한 한 MilliQ 물로서 DC 바이어스의인가를 미연에 방지, 바이어스 피드백을 필요로하지 않는 개방 루프 KPFM 모드); 그러나, KPFM 영상은 아직 극성 솔루션 17-20에서 살아있는 세포에서 수행되어야한다. 액체에 SP 영상과 관련된 추가 과제 솔루션은 일반적으로 유지하는 세포에 사용되는 (즉, 인산염 완충 생리 식염수) 패러데이 반응, 바이어스 유도 충전 역학, 이온 확산 / 재배포 (20)로 이어질 것 모바일 이온의 높은 농도를 가지고있다. 따라서,이 실험에서, 측정은 주위 조건 하에서 폴리 -L- 라이신 관능 스테인리스 스틸 및 금 표면 상에 건조시키고, MRSA 죽은 세포로부터 취해졌다. 이미지는 이전에 건조 또는 표면 (20)에 고정 된 생체 시료에 공기 또는 진공 상태에서 수행 할 수있다. 습한 환경은 표면 (6)의 촬상 KPFM에 영향을 미치는 것으로 나타났다. 이 연구에서는 FM-KPFM 고용AFM은 및 폴리 -L- 라이신 관능 스테인리스 금 표면에 메티 실린 내성 황색 포도상 구균 USA100 (MRSA)의 부착에 SP의 역할을 조사한다. MRSA는 최근 인해 다수의 β - 락탐 항생제와 세 팔로 스포린 (21)에 자사의 자연 선택 저항에 다제 내성 (MDR) &quot;슈퍼 벌레&quot;등의 상태를 얻고있다. MRSA 감염은 반코마이신 또는 장기간 치료 (22)로서 사용될 수 없다 따라서 인간에서 높은 독성 수준을 가지며, 옥사 졸리 디논 등의 가혹한 항균제의 사용에 이르는 지금 치료하기 더 어려운 곤란하고 강력하다. 스테인레스 스틸은 자사의 의료 관련성과 골드 비교 금속으로 사용되었다 등 피하 주사 바늘, bedpans, 문 손잡이, 싱크대,의 재료로 많이 사용으로 인해 선택되었다. FM-KPFM 미생물 막 SP가 기판에 부착시 변경되는 경우 검사를 사용 하였다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:71px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">5500ILM Atomic Force Microscope</td>
			<td style="width:71px;">Agilent Technologies</td>
			<td style="width:119px;">#N9435S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">AFM/STM Metal Specimen Discs</td>
			<td style="width:71px;">TED PELLA, INC.</td>
			<td style="width:119px;">#16219</td>
			<td>Stainless steel sample discs</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">DPE (Low-Noise) Conductive SPM Probes</td>
			<td style="width:71px;">Mikromasch</td>
			<td style="width:119px;">#HQ:DPE-XSC11</td>
			<td>There are 4 Pt-coated cantilevers per chip.&#160; We utilized cantilever B for experiments.</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">PELCO Gold Coated AFM/STM Metal Specimen Discs</td>
			<td style="width:71px;">TED PELLA, INC.</td>
			<td style="width:119px;">#16218-G</td>
			<td>Gold sample discs</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">PicoView Software</td>
			<td style="width:71px;">Agilent Technologies</td>
			<td style="width:119px;">#N9797B</td>
			<td>5500ILM Atomic Force Microscope imaging software</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Pico Image Software (Pico Image Basic)</td>
			<td style="width:71px;">Agilent Technologies</td>
			<td style="width:119px;">#N9797AU-1FP</td>
			<td>5500 ILM Atomic Force Microscope post-image processing software</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Scilogex D3024 High Speed Micro-Centrifuge</td>
			<td style="width:71px;">Thomas Scientific</td>
			<td style="width:119px;">#91201513</td>
			<td>Centrifuge used in cell-washing steps to separate cells (pellet) from media</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Trypticase Soy Agar with 5% Sheep Blood</td>
			<td style="width:71px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">#221261</td>
			<td>Pre-made plates</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tryptic Soy Broth</td>
			<td style="width:71px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">#257107</td>
			<td>Comes as a dry powder.&#160; Instruction on how to make come on the container.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

surface potential measurement of bacteria using kelvin probe force microscopy

표면 전위는 기판 표면 위해 미생물의 밀착성 지배적 역할을 간과 물리적 특성이다. 켈빈 프로브 현미경 (KPFM)는 나노 스케일에서 표면 사이의 접촉 전위차를 측정하는 원자 힘 현미경 (AFM)의 모듈이다. AFM KPFM와의 조합은, 표면 전위와 같은 박테리아 세포와 같은 생물학적 샘플의 지형도의 동시 생성을 허용한다. 여기서, 우리는 스테인레스 스틸과 같은 의학적으로 중요한 금 표면에 부착 미생물 표면 전위의 영향을 조사하기 KPFM를 이용한다. 표면 잠재적 인지도는 다른 재료 기판에 미생물 막에 대한 표면 전위의 차이를 한 것으로 밝혀졌습니다. 스텝 높이 그래프는 기판 표면과 미생물 사이의 경계 부분에서의 표면 전위의 차이를 표시하기 위해 생성 하였다. 세포막 표면 전위의 변화는 변화와 연결되어있다세포 대사 및 운동성의. 따라서 KPFM 각종 기재 표면에 접착시 미생물 막 표면 전위의 변화를 조사하기 위해 사용될 수있는 강력한 도구를 나타낸다. 본 연구에서, 우리는를 사용 KPFM 스테인리스 스틸 및 골드 개별 메티 실린 내성 황색 포도상 구균 USA100 세포의 표면 전위를 특성화하는 과정을 보여준다.

KPFM를 이용하여 SP를 측정하는 능력은 시료 표면과 캔틸레버 팁 모두 어느 정도 도전성 있다는 원리에 의존한다. 스테인레스 스틸과 골드는 MRSA가 부착 된에 전도성 표면을 행동했다. KPFM 이미지는 512 X 512 해상도 양면에 15 MRSA 세포의 촬영, 5 × 5 μm의 10 × 10 μm의 범위 스캔 영역으로 하였다. 스캔 라인은 0.02 / 초 내지 0.05 줄 / 초의 범위의 선 속도로 행했다. 512 데이터 포인트는 스캔 라인과 512 라인...

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Surface Potential Measurement of Bacteria Using Kelvin Probe Force Microscopy

Here, we present a protocol explaining the use of Kelvin probe force microscopy as a tool for generating high resolution nano-scale surface potential maps. This tool was applied to assess the role of surface potential on the binding capacity of microorganisms to substrate surfaces.

켈빈 프로브 힘 현미경을 사용하여 박테리아의 표면 전위 측정

Surface potential is a commonly overlooked physical characteristic that plays a dominant role in the adhesion of microorganisms to substrate surfaces. ...

surface-potential-measurement-bacteria-using-kelvin-probe-force

Research

JoVE Journal

Bioengineering

21.6K 조회수.  University of Guelph. Here, we present a protocol explaining the use of Kelvin probe force microscopy as a tool for generating high resolution nano-scale surface potential maps. This tool was applied to assess the role of surface potential on the binding capacity of microorganisms to substrate surfaces. 

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Measurement of Bioelectric Current with a Vibrating Probe

Electric fields, generated by active transport of ions, are present in many biological systems and often serve important functions in tissues and organs. For example, they play an important role in directing cell migration during wound healing. Here we describe the manufacture and use of ultrasensitive vibrating probes for measuring extracellular electric currents. The probe is an insulated, sharpened metal wire with a small platinum-black tip (30-35 &mu;m), which can detect ionic currents in the &mu;A/cm2 range in physiological saline. The probe is vibrated at about 200 Hz by a piezoelectric bender. In the presence of an ionic current, the probe detects a voltage difference between the extremes of its movement. A lock-in amplifier filters out extraneous noise by locking on to the probe's frequency of vibration. Data are recorded onto computer. The probe is calibrated at the start and end of experiments in appropriate saline, using a chamber which applies a current of exactly 1.5 &mu;A/cm2. We describe how to make the probes, set up the system and calibrate. We also demonstrate the technique of cornea measurement, and show some representative results from different specimens (cornea, skin, brain).

The manufacture, calibration and use of non-invasive vibrating probes to measure bioelectric current in various biological systems is described.

진동 프로브와 함께 생체 전류의 측정

Electric fields, generated by active transport of ions, are present in many biological systems and often serve important functions in tissues and organs. ...

연구

생체공학

Measurement of Aggregate Cohesion by Tissue Surface Tensiometry

Rigorous measurement of intercellular binding energy can only be made using methods grounded in thermodynamic principles in systems at equilibrium. We have developed tissue surface tensiometry (TST) specifically to measure the surface free energy of interaction between cells. The biophysical concepts underlying TST have been previously described in detail1,2. The method is based on the observation that mutually cohesive cells, if maintained in shaking culture, will spontaneously assemble into clusters. Over time, these clusters will round up to form spheres. This rounding-up behavior mimics the behavior characteristic of liquid systems. Intercellular binding energy is measured by compressing spherical aggregates between parallel plates in a custom-designed tissue surface tensiometer. The same mathematical equation used to measure the surface tension of a liquid droplet is used to measure surface tension of 3D tissue-like spherical aggregates. The cellular equivalent of liquid surface tension is intercellular binding energy, or more generally, tissue cohesivity. Previous studies from our laboratory have shown that tissue surface tension (1) predicts how two groups of embryonic cells will interact with one another1-5, (2) can strongly influence the ability of tissues to interact with biomaterials6, (3) can be altered not only through direct manipulation of cadherin-based intercellular cohesion7, but also by manipulation of key ECM molecules such as FN8-11 and 4) correlates with invasive potential of lung cancer12, fibrosarcoma13, brain tumor14 and prostate tumor cell lines15. In this article we will describe the apparatus, detail the steps required to generate spheroids, to load the spheroids into the tensiometer chamber, to initiate aggregate compression, and to analyze and validate the tissue surface tension measurements generated.

We describe a method of measuring binding energy, expressible as tissue surface tension, between cells within 3D tissue-like aggregates. Differences in tissue surface tension have been demonstrated to correlate with invasiveness of lung, muscle, and brain tumors, and are fundamental determinants of establishing spatial relationships between different cell types.

조직 표면 Tensiometry에 의해 집계 응집력의 측정

Rigorous measurement of intercellular binding energy can only be made using methods grounded in thermodynamic principles in systems at equilibrium.  We ...

Visualization of Recombinant DNA and Protein Complexes Using Atomic Force Microscopy

Atomic force microscopy (AFM) allows for the visualizing of individual proteins, DNA molecules, protein-protein complexes, and DNA-protein complexes. On the end of the microscope's cantilever is a nano-scale probe, which traverses image areas ranging from nanometers to micrometers, measuring the elevation of macromolecules resting on the substrate surface at any given point. Electrostatic forces cause proteins, lipids, and nucleic acids to loosely attach to the substrate in random orientations and permit imaging. The generated data resemble a topographical map, where the macromolecules resolve as three-dimensional particles of discrete sizes (Figure 1) 1,2. Tapping mode AFM involves the repeated oscillation of the cantilever, which permits imaging of relatively soft biomaterials such as DNA and proteins. One of the notable benefits of AFM over other nanoscale microscopy techniques is its relative adaptability to visualize individual proteins and macromolecular complexes in aqueous buffers, including near-physiologic buffered conditions, in real-time, and without staining or coating the sample to be imaged. 
The method presented here describes the imaging of DNA and an immunoadsorbed transcription factor (i.e. the glucocorticoid receptor, GR) in buffered solution (Figure 2). Immunoadsorbed proteins and protein complexes can be separated from the immunoadsorbing antibody-bead pellet by competition with the antibody epitope and then imaged (Figure 2A). This allows for biochemical manipulation of the biomolecules of interest prior to imaging. Once purified, DNA and proteins can be mixed and the resultant interacting complex can be imaged as well. Binding of DNA to mica requires a divalent cation 3,such as Ni2+ or Mg2+, which can be added to sample buffers yet maintain protein activity. Using a similar approach, AFM has been utilized to visualize individual enzymes, including RNA polymerase 4 and a repair enzyme 5, bound to individual DNA strands. These experiments provide significant insight into the protein-protein and DNA-protein biophysical interactions taking place at the molecular level. Imaging individual macromolecular particles with AFM can be useful for determining particle homogeneity and for identifying the physical arrangement of constituent components of the imaged particles. While the present method was developed for visualization of GR-chaperone protein complexes 1,2 and DNA strands to which the GR can bind, it can be applied broadly to imaging DNA and protein samples from a variety of sources.

A tapping mode atomic force microscope (AFM) method for the visualization of plasmid DNA, cytoplasmic proteins, and DNA-protein complexes is described. The method includes alternate approaches for preparing samples for AFM imaging following biochemical manipulation. DNA containing specific protein interacting regions are observed in near-physiologic buffer conditions.

원자 힘 현미경을 사용하여 재조합 DNA와 단백질 단지의 시각화

Atomic force microscopy (AFM) allows for the visualizing of individual proteins, DNA molecules, protein-protein complexes, and DNA-protein complexes. On ...

Biosensor for Detection of Antibiotic Resistant Staphylococcus Bacteria

A structurally transformed lytic bacteriophage having a broad host range of Staphylococcus aureus strains and a penicillin-binding protein (PBP 2a) antibody conjugated latex beads have been utilized to create a biosensor designed for discrimination of methicillin resistant (MRSA) and sensitive (MSSA) S. aureus species 1,2. The lytic phages have been converted into phage spheroids by contact with water-chloroform interface. Phage spheroid monolayers have been moved onto a biosensor surface by Langmuir-Blodgett (LB) technique 3. The created biosensors have been examined by a quartz crystal microbalance with dissipation tracking (QCM-D) to evaluate bacteria-phage interactions. Bacteria-spheroid interactions led to reduced resonance frequency and a rise in dissipation energy for both MRSA and MSSA strains. After the bacterial binding, these sensors have been further exposed to the penicillin-binding protein antibody latex beads. Sensors analyzed with MRSA responded to PBP 2a antibody beads; although sensors inspected with MSSA gave no response. This experimental distinction determines an unambiguous discrimination between methicillin resistant and sensitive S. aureus strains. Equally bound and unbound bacteriophages suppress bacterial growth on surfaces and in water suspensions. Once lytic phages are changed into spheroids, they retain their strong lytic activity and show high bacterial capture capability. The phage and phage spheroids can be utilized for testing and sterilization of antibiotic resistant microorganisms. Other applications may include use in bacteriophage therapy and antimicrobial surfaces.

Lytic phage biosensors and antibody beads are able to discriminate between methicillin resistant (MRSA) and sensitive staphylococcus bacteria. The phages were immobilized by a Langmuir-Blodgett method onto a surface of a quartz crystal microbalance sensor and worked as broad range staphylococcus probes. Antibody beads recognize MRSA.

항생제 내성 황색 포도상 구균 박테리아의 검출을위한 바이오 센서

A structurally transformed lytic bacteriophage having a broad host range of Staphylococcus aureus strains and a penicillin-binding protein (PBP 2a) ...

Measuring the Mechanical Properties of Living Cells Using Atomic Force Microscopy

Mechanical properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many biological processes including stem cell differentiation, tumor formation, and wound healing. Changes in stiffness of cells and ECM are often signs of changes in cell physiology or diseases in tissues. Hence, cell stiffness is an index to evaluate the status of cell cultures. Among the multitude of methods applied to measure the stiffness of cells and tissues, micro-indentation using an Atomic Force Microscope (AFM) provides a way to reliably measure the stiffness of living cells. This method has been widely applied to characterize the micro-scale stiffness for a variety of materials ranging from metal surfaces to soft biological tissues and cells. The basic principle of this method is to indent a cell with an AFM tip of selected geometry and measure the applied force from the bending of the AFM cantilever. Fitting the force-indentation curve to the Hertz model for the corresponding tip geometry can give quantitative measurements of material stiffness. This paper demonstrates the procedure to characterize the stiffness of living cells using AFM. Key steps including the process of AFM calibration, force-curve acquisition, and data analysis using a MATLAB routine are demonstrated. Limitations of this method are also discussed.

This paper demonstrates a protocol to characterize the mechanical properties of living cells by means of microindentation using an Atomic Force Microscope (AFM).

원자 힘 현미경을 사용하여 살아있는 세포의 기계적 특성을 측정

Mechanical  properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many  biological processes including stem cell differentiation, ...

A Novel Method for Localizing Reporter Fluorescent Beads Near the Cell Culture Surface for Traction Force Microscopy

PA gels have long been used as a platform to study cell traction forces due to ease of fabrication and the ability to tune their elastic properties. When the substrate is coated with an extracellular matrix protein, cells adhere to the gel and apply forces, causing the gel to deform. The deformation depends on the cell traction and the elastic properties of the gel. If the deformation field of the surface is known, surface traction can be calculated using elasticity theory. Gel deformation is commonly measured by embedding fluorescent marker beads uniformly into the gel. The probes displace as the gel deforms. The probes near the surface of the gel are tracked. The displacements reported by these probes are considered as surface displacements. Their depths from the surface are ignored. This assumption introduces error in traction force evaluations. For precise measurement of cell forces, it is critical for the location of the beads to be known. We have developed a technique that utilizes simple chemistry to confine fluorescent marker beads, 0.1 and 1 &#181;m in diameter, in PA gels, within 1.6 &#956;m of the surface. We coat a coverslip with poly-D-lysine (PDL) and fluorescent beads. PA gel solution is then sandwiched between the coverslip and an adherent surface. The fluorescent beads transfer to the gel solution during curing. After polymerization, the PA gel contains fluorescent beads on a plane close to the gel surface.

Traditional techniques for fabricating polyacrylamide (PA) gels containing fluorescent probes involve sandwiching a gel between an adherent surface and a glass slide. Here, we show that coating this slide with poly-D-lysine (PDL) and fluorescent probes localizes the probes to within 1.6 &#181;m from the gel surface.

견인 힘 현미경의 세포 배양 표면 근처 지역화 기자 형광 구슬을위한 새로운 방법

PA gels have long been used as a platform to study cell traction forces due to ease of fabrication and the ability to tune their elastic properties. When ...

Measurement of Maximum Isometric Force Generated by Permeabilized Skeletal Muscle Fibers

Analysis of the contractile properties of chemically skinned, or permeabilized, skeletal muscle fibers offers a powerful means by which to assess muscle function at the level of the single muscle cell. Single muscle fiber studies are useful in both basic science and clinical studies. For basic studies, single muscle fiber contractility measurements allow investigation of fundamental mechanisms of force production, and analysis of muscle function in the context of genetic manipulations. Clinically, single muscle fiber studies provide useful insight into the impact of injury and disease on muscle function, and may be used to guide the understanding of muscular pathologies. In this video article we outline the steps required to prepare and isolate an individual skeletal muscle fiber segment, attach it to force-measuring apparatus, activate it to produce maximum isometric force, and estimate its cross-sectional area for the purpose of normalizing the force produced.

Analysis of the contractile properties of chemically skinned, or permeabilized, skeletal muscle fibers offers a powerful means by which to assess muscle function at the level of the single muscle cell. In this article we outline a valid and reliable technique to prepare and test permeabilized skeletal muscle fibers in vitro.

투과성이 골격 근육 섬유에 의해 생성 된 최대 아이소 포스의 측정

Analysis of the contractile properties of chemically skinned, or permeabilized, skeletal muscle fibers offers a powerful means by which to assess muscle ...

Atomic Force Microscopy Imaging and Force Spectroscopy of Supported Lipid Bilayers

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient magnification to examine membrane substructures and even individual molecules. AFM can act as a force probe to measure interactions and mechanical properties of membranes. Supported lipid bilayers are conventionally used as membrane models in AFM studies. In this protocol, we demonstrate how to prepare supported bilayers and characterize their structure and mechanical properties using AFM. These include bilayer thickness and breakthrough force. 
The information provided by AFM imaging and force spectroscopy help define mechanical and chemical properties of membranes. These properties play an important role in cellular processes such as maintaining cell hemostasis from environmental stress, bringing membrane proteins together, and stabilizing protein complexes.

We describe a protocol for preparation of supported lipid bilayers and its characterization using atomic force microscopy and force spectroscopy.

원자 힘 현미경 이미징 및 지원 지질 이중층의 힘 분광학

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient ...

Measurement of Force-Sensitive Protein Dynamics in Living Cells Using a Combination of Fluorescent Techniques

Cells sense and respond to physical cues in their environment by converting mechanical stimuli into biochemically-detectable signals in a process called mechanotransduction. A crucial step in mechanotransduction is the transmission of forces between the external and internal environments. To transmit forces, there must be a sustained, unbroken physical linkage created by a series of protein-protein interactions. For a given protein-protein interaction, mechanical load can either have no effect on the interaction, lead to faster disassociation of the interaction, or even stabilize the interaction. Understanding how molecular load dictates protein turnover in living cells can provide valuable information about the mechanical state of a protein, in turn elucidating its role in mechanotransduction. Existing techniques for measuring force-sensitive protein dynamics either lack direct measurements of protein load or rely on the measurements performed outside of the cellular context. Here, we describe a protocol for the F&#246;rster resonance energy transfer-fluorescence recovery after photobleaching (FRET-FRAP) technique, which enables the measurement of force-sensitive protein dynamics within living cells. This technique is potentially applicable to any FRET-based tension sensor, facilitating the study of force-sensitive protein dynamics in variety of subcellular structures and in different cell types.

Here, we present a protocol for the simultaneous use of F&#246;rster resonance energy transfer-based tension sensors to measure protein load and fluorescence recovery after photobleaching to measure protein dynamics enabling the measurement of force-sensitive protein dynamics within living cells.

살아있는 세포 형광 기술의 조합을 사용 하 여 힘에 민감한 단백질 역학의 측정

Cells sense and respond to physical cues in their environment by converting mechanical stimuli into biochemically-detectable signals in a process called ...

Application of Atomic Force Microscopy to Detect Early Osteoarthritis

Biomechanical properties of cells and tissues not only regulate their shape and function but are also crucial for maintaining their vitality. Changes in elasticity can propagate or trigger the onset of major diseases like cancer or osteoarthritis (OA). Atomic force microscopy (AFM) has emerged as a strong tool to qualitatively and quantitatively characterize the biomechanical properties of specific biological target structures on a microscopic scale, measuring forces in a range from as small as the piconewton to the micronewton. Biomechanical properties are of special importance in musculoskeletal tissues, which are subjected to high levels of strain. OA as a degenerative disease of the cartilage results in the disruption of the pericellular matrix (PCM) and the spatial rearrangement of the chondrocytes embedded in their extracellular matrix (ECM). Disruption in PCM and ECM has been associated with changes in the biomechanical properties of cartilage. In the present study we used AFM to quantify these changes in relation to the specific spatial pattern changes of the chondrocytes. With each pattern change, significant changes in elasticity were observed for both the PCM and ECM. Measuring the local elasticity thus allows for drawing direct conclusions about the degree of local tissue degeneration in OA.

We present a method to investigate early osteoarthritic changes at the cellular level in articular cartilage by using atomic force microscopy (AFM).

조기 골관절염을 검출하기 위한 원자력 현미경 검사법 적용

Biomechanical properties of cells and tissues not only regulate their shape and function but are also crucial for maintaining their vitality. Changes in ...