이 작품은 모나 쉬 대학, 국가 건강 및 의료 연구 위원회, 모나 쉬 폐 및 수 면 연구소에서 교부 금에 의해 투자 되었다. 저자 confocal 현미경 이미징, 모나 쉬, 쥬 디 캘 러 한, 알렉스 Fulcher, Kirstin Elgass, 건강과 Camden Lo의 모나 쉬 마이크로 이미징 (MMI)에 임상 면역학의 직원 도움 감사 하 고 싶습니다 그리고 저자 MMI 시설 인정 모나 쉬 대학. 저자는 시설, 모나 쉬 조직학 플랫폼의 과학 및 기술적인 도움을 인정합니다.

이 프로토콜에 승인 하는 실험을 다음과 같이: (1) 윤리 위원회의 모나 쉬 의료 센터, 멜버른 대학교의 윤리 위원회에 의해 (2) 동물에 의해 인간.
 1. Bronchoalveolar 게 (BAL) 세포 <ol><li>에 폐 세포를 사용 하 여 발: (1) 인간의 내부 tracheal 포부를 사용 하 여 상계 6, 및 (2) 마우스 과목 13 . 
	참고: 대 식 세포의 인수는 일반적으로 이러한 세포의 일부 활성화를 발생합니다. 대 식 세포는 잠재적인 의료 문제를 조사 하는 상계를 필요로 하는 환자에서 얻은 고 모든 과목 (이 각 개별 프로젝트에 대 한 결정을 해야 합니다) 메츠의 분석에 적합 있을 수 있습니다.
	<ol><li>발 솔루션 및 회전 (10 분 동안 500 x g) 감소 형태로 펠 릿, 문화 매체 (로스웰 파크 기념 연구소 중간 (RPMI) 5% 태아 종 아리 혈 청 및 1 %L-글루타민), 실내 온도에 두 번 세척 및 다음 셀 문화 메디의 4 mL에 희석 음.</li>
		<li>필요한 경우 요청 정식 차동 수; 세포의 대부분 (일반적으로 &#62; 80%) 대 식 세포 6 됩니다. 
		참고:이 일반적으로 의해 수행 됩니다 다른 세포 유형 6의 morphologic 모양을 사용 하 여 임상 조직학 서비스.</li>
		<li>수행 가능한 대 식 세포 세포 Trypan 블루 제외 하 고는 hemocytometer를 사용 하 여 발 솔루션에 셀. 
		참고: 발 솔루션 단계 1.1에서에서 설명 했 듯이 인간과 쥐에서 얻은입니다.</li>
		<li>추가 1-4 × 10 5 대 잘 두고 당 문화 매체의 500 µ L에서 coverslips에 24-잘 접시를 37 ° C에서 하룻밤; 세포는 coverslips를 준수 합니다. 인간의 샘플에 대 한 항생제를 추가 (예: 페니실린, 스, 10 4 U/mL) 세균 오염을 방지 하기 위해.</li>
	</ol></li></ol> 2. 발 대 식 세포의 면역 형광 검사 레이블/현미경 참고: 위에서 언급 한 세포 coverslips에 준수.
<ol><li>문화 매체를 제거 하 고 셀 버퍼링 하는 인산 염 (PBS)을 한 번 씻어. 10 분에 대 한 2 %paraformaldehyde / periodate/lysine (PLP) 정착 액 셀 수정</li>
	<li>PBS, 짧게 셀을 세척 하 고 0.2 %permeabilize에서 다음 20 분에 대 한 PBS에 트윈 20</li>
	<li>10%에서 5% 소 혈 청 알 부 민 (BSA) 30 분에 대 한 PBS에 희석 치킨 세라 블록 셀</li>
	<li>품 주 및 isotype 제어 항 체 37에서 1: 100 농도 (자세한 정보는 재료의 테이블에에서 나열 됩니다)에서 실 온에서 1 h에 대 한 ° C. 
	참고: 벨 샘플에 대 한 대 식 세포의 특정 마커 일반적으로 필요 하지 않습니다.</li>
	<li>기본 항 체의 추가 후 PBS, 셀을 세척 하 고 실 온에서 40 분 동안 해당 보조 항 체와 더 품 어.</li>
	<li>PBS에 마운트 장착 DAPI 기반 매체 레이저 업무가 647, 561, 488, 405 nm와 40 X (듯이) confocal 현미경을 사용 하는 시각화에 대 한 섹션을 세척, 1.0 나 오일 목표.</li>
</ol> 3. 폐 조직 샘플 참고: vivo에서 연구의 폐 조직, 관련 노출 후 샘플을 연구 (예를 들어, O에 의해 설명 된 대로 &#39; 설리반 외. 7).이 실험에 대 한 가장 관련성이 높은 노출은 감염 성 미생물, 특히 세균. 이 메서드에 사용할 수 있는 마우스 종자는 C57BL/6 또는 BALB/c 마우스, 10-12 주 오래 된, 무게 25 ~ 30 g, 및 남성.
<li>Euthanize 쥐, 케 타 민 (400 mg/kg) 및 xylazine (40 mg/kg)의 복 주사를 통해 <ol>. 흉 강 열고 폐와 심장 외과 집게와가 위를 사용 하 여 노출 합니다.
	<ol><li>따뜻한 PBS 30 혈관에서 피를 우 심 실에 21-게이지 바늘을 사용 하 여 달 이다 s, 다음 30 2 %PLP 정착 액 10 mL를 주입 (우 심 실)에 s.</li>
		<li>오픈 흉 게를 따뜻한 PBS (42 ° C)를 사용합니다. 21 게이지 바늘와 0.8 m m 튜브 크기, 컷의 조각 기도 넣어야 하 고 주사 (42 ° C)를 미리 데워의 800 µ L, 3 %agarose 솔루션 포인트 낮은 녹는.</li>
		<li>넥타이 꼰 실크 (4.0 USP) 기관에서. 기도, 정의 삽입 지점 바로 아래 주위 스레드 놓고 간단한 overhand 매듭을 통해 그것을 보호 합니다. agarose를 공고히 폐 주위 얼음 처럼 차가운 PBS를 관리 합니다. 가 위 및 무딘 해 부를 사용 하 여 흉 강에서 블록으로 폐 및 심 혼을 제거 합니다. 개별적으로 각 폐를 제거 하 고 다음 16 h 2에 대 한 수정 %PLP 또는 말린 4 ° c.</li>
		<li>조직 단면까지 4 ° C에서 PBS에는 표본을 저장합니다. 폐 조직을 얻기 위해 이러한 방법은 앞에서 설명한 13 되었습니다.</li>
	</ol></li> <li>폐 조직 준비 샘플 사용 다음 단계.
	<li>10% 천연 버퍼링 말린 실 온에서 24 h에에서 수정 폐 조직 (3.1 단계에서 절제) 조직 <ol>. 75% 에탄올으로 전송 및 12 h 주기, (2.5 h 75 %EtOH, 절대 EtOH 3 h, 내용 제 3B, 그리고 파라핀에 3 h 3.5 h) 조직 프로세서에 넣어.</li>
		<li>소스를 실내 온도에 저장 되는 포 르 말린 조정의 파라핀 끼워 넣어진 (FFPE) 블록을 만드는 표준 파라핀에. 
		참고:이 단계에서 그것은 일반적으로 표준 슬라이드 폐 섹션을 잘라 편리한.</li>
		<li>FFPE 폐 섹션 4-5 µ m 두께 톰을 사용 하 여 자르고 충전, 코팅된 슬라이드 o 설명 이전에 마운트 &#39; 설리반 외. 7</li> <li>슬라이드 마운트, 60 mm x 24 mm coverslips (크기 1.5)에 장착 매체의 3 방울을 넣어, 반전 하는 coverslip에 슬라이드 및 초과 매체 밖으로 밀어. 밀폐 매니큐어와 함께 밀봉 하 고 상 온에서 저장.</li>
	</ol></li></ol> 4. 폐 조직 샘플의 준비/현미경 <ol><li>드 왁 스 rehydrate, 항 원 검색 솔루션 FFPE 폐 조직 샘플을 pretreat.
	<ol><li>오븐 건조는 FFPE 60 ° c.에서 60 분에 대 한 슬라이드 다음 실 온에서 5 분 동안 70% 에탄올 솔루션 30 분 및 전송 자일 렌 용액에 슬라이드를 넣어. 수돗물에 씻어.</li>
		<li>장소 열 플라스틱 랩에 여기 원 검색 10에서 10 분 압력 밥 솥에 따라 m/mol/L 트리 스, 1 mmol/EDTA pH 9.0. 5 분, 로커에 다음 한 번 PBS를 가진 로커에 대 한 수도 물에 두 번 20 분 세척에 대 한 멋진.</li>
		<li>블록 5%에서 10% 닭 혈 청 실 온에서 30 분 동안 BSA/PBS.</li>
	</ol></li> <li>조직 얼룩.
	<ol>대 식 세포에서 메츠를 정의 1%에 1 차 항 체 (MMP 9, H3Cit, 및 f 4/80)을 추가 <li>1/100 희석 (항 체 금액에 대 한 특정 정보는 자료의 테이블에에서 나열 됩니다)에서 4 ° C에서 16 h BSA/PBS. 로커에 5 분에 대 한 PBS를 가진 두 번 세척.</li>
		<li>해당 보조를 가진 외피에 의해 달성 형광 탐지 항 체 1 %BSA에서 / PBS 실 온에서 40 분. 항 체는: (1) 닭 안티 마우스 488 (녹색), 닭 (2) 항 염소 594 (빨간색), 및 (3) 당나귀 반대로 마우스 647 (빨간색까지).</li>
		<li>PBS에 마운트 chromatin는 얼룩이 지기에 대 한 설치 매체 DAPI 포함 된 섹션을 세척.</li>
	</ol></li> <li>Confocal 레이저 스캐닝 머리는 거꾸로 한 현미경에 부착 된를 사용 하 여 형광 이미지를 얻을.
	<li>Excite와 405, 488, 561, 647 준비 <ol>nm의 레이저 라인 연속 클릭 하 여 단일 면 512 x 512 픽셀 이미지를 캡처, 버튼 (2 라인 평균) 20 X 0.1을 사용 하 여 평준화 나 공기와 40 X 1.0 나 석유 목표.</li>
		<li>얻을 각 결과 (즉, 10 고 전력 분야의 보기 (HFOV) 10 자극된 샘플, 등, 각 마우스 컨트롤에 대 한)에 대 한 데이터 및 분석에 대 한 섹션 당 적어도 10 시야. 
		참고: 전체 분야의 대표적인 샘플을 얻기 위해 매트릭스 시스템 사용할 수 있습니다 필드 분할 하는로 다른 섹션 같은 매트릭스 보기의 필드를 선택 하는 각 서로 다른 샘플에 대 한 (예를 들어, 필드 9 섹션으로 분할 될 수 있다 그리고 센터 4 모서리에서 두 HFOV 찍힌다).</li>
	</ol></li></ol> 5. 3 차원 (3 차원) 이미징의 메츠 참고: 메츠는 3 차원 구조, 여러 z-스택 취 함으로써 이미지를 재구성 하는 귀중 한 정보를 제공할 수 있습니다.
<ol><li>1.8 m m와 0.1-0.5의 속도 설정 진폭에는 vibratome를 사용 하 여 200 µ m에서 파라핀 블록에서 폐 표본 섹션 m m/s.</li>
	<li>각각 혈 청 (10% 태아 종 아리 혈 청 및 10% 닭 혈 청)의 20%와 폐 조직 차단 하 고 보충 하는 PBS에 3.75 %permeabilize 다음 부드러운 동요에서 실 온에서 7 h에 대 한 Triton X 100.</li>
	<li>Microcentrifuge 튜브 (항 체 농도 재료의 테이블에에서 나열 됩니다)에서 200 µ L 볼륨에 관련 1 차 항 체 (MMP 9, H3Cit, 및 f 4/80)와 4 ° C에서 16 h에 대 한 섹션을 얼룩.</li>
	<li>1 헤에 대 한 실 온에서 관련 2 차 항 체와 함께 배양 하기 전에 10 분 동안 3 번 PBS에 섹션을 씻어</li>
	<li>PBS에 슬라이드는 현미경 커버 전표를 추가 하기 전에 20 분 동안 솔루션에 폐 섹션 DAPI (1:5, 000)에 대 한 얼룩.</li>
	<li>형광 이미지를 거꾸로 confocal 현미경 (40 x 1.3 없음) 405 장비를 사용 하 여 얻을 nm, 440 nm, 473 nm, 543 nm, 그리고 635 nm 레이저.</li>
	<li>기록 최적의 z 40 x 1.3 나 오일 목표에 대 한 단면 0.54 µ m 두께의 3 차원 z-스택. 
	참고: 사용 하는 소프트웨어는 개별 현미경 따라 달라 집니다. 소프트웨어를 사용 하 여 한 현미경에는 어떻게 예를 들어 보조 파일 1에 제공 됩니다.</li>
</ol> 6. 분석 이미지 참고: 특정 이미징 분석 소프트웨어의 사용을 필요로 하는 샘플의 분석 및 예제 자료의 테이블에에서 나열 됩니다. 결과의 분석은 사용 하는 특정 프로그램에 따라 달라 집니다, 하는 동안 아래 나열 된 점은 중요 하다.
<ol><li>DAPI 위한 파랑 채널을 선택 하 고 셀에 대 한 최소 크기를 지정 하 여 분석의 발 샘플 <ol><li>정의 대 식 세포의 수 (예를 들어, &#62; 18 µ m 직경에서). 관련 소프트웨어를 사용 하 여 측정 필드 당 세포의 총 수.</li>
		<li>다른 마커 (예를 들어, MMP12, PAD2, 및 H3Cit)의 공동 식 DAPI에서 검색 하는 extracellular chromatin의 존재에 의해 메트로의 기능을가지고 있는 셀의 수를 세. 
		참고: 분석 될 수 있는 마커 수 레이저를 사용할 수의 수에 따라 달라 집니다 하지만 이상적으로 DAPI, 뿐만 아니라 다른 마커를 두 개 이상 포함 되어야 합니다. 다른 메트로 식 (예를 들면, extracellular chromatin와 진된 핵 세포의 수)에 대 한 특정 매개 변수를 덜 사용할 수 있습니다.</li>
		<li>발에 메트로 식 비교 (는 제어, 연기, 연기/DNase 처리 그룹 사이), 샘플 분석 샘플 당 100 발 세포의 최소.</li>
		이차 항 체 isotype 측정 하 <li>형광의 수준을 제어; 그들의 형광에 대 한 각 샘플에서 100 셀의 최소 측정. 각 마커를 (예를 들어, H3Cit)에 대 한 배경 형광의 평균 수준을 측정 표준 소프트웨어를 사용 하 여.</li>
		<li>메트로 식을 정의를 전형적인 형 (예를 들어, H3Cit 및 MMP9 공동 식 extracellular chromatin)와 셀 그리고 각 메트로 대 한 마커 (예를 들어, H3Cit 및 MMP9)의 형광의 수준을 측정. 셀 배경 및 isotype 컨트롤 위에 아니었다 그들의 얼룩이 메츠 생산 제외.</li>
		<li>인간의 발 샘플에 대 한 최소 100 셀 하 메츠는 대 식 세포의 비율에 대 한 각 샘플에 대 한 분석. Murine 샘플에 대 한 셀은 작은 고 메츠 힘들어 하 정의 분석 (예를 들어, 200 대) 각 샘플에 대 한 셀 수.</li>
	</ol></li> <li>폐 조직 샘플의 분석 <ol><li>폐 조직에 메츠의 존재를 확인 하려면 F4/80 등 특정 macrophage 마커.</li>
		<li>섹션 6.1에에서 나와 다른 매개 변수와 함께 extracellular chromatin를 표현 하는 셀에서 F4/80의 공동 지역화를 사용 하 여 폐 조직에 메츠의 존재를 정의.</li>
		<li>이차 항 체와 샘플에 배경 형광의 수준과 isotype 컨트롤을 결정합니다. 배경 위에서 하지 않은 분석에서 제외 하는 메츠.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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</ol>

저자는이 작품에 관하여 있도록 아무 공개 있다.

이 리뷰에서 설명 하는 방법을 기반으로 그물14의 존재를 정의 하는 데 사용 되는. 대 식 세포는 지금까지 발 샘플에서 지배적인 셀 형식이 고 컬렉션의이 방법은 특히 메츠 공부에 대 한 적합 한. 적혈구는 발에 존재 하는 경우이 셀 염화 암모늄을 사용 하 여 lysed 한다. 발 절차 일반적으로 대 식 세포를 활성화 하 고 따라서 메츠 취소 자극 샘플에 있을 것으로 예상 된다. 발 대 식...

호 중구 extracellular 함정 (그물), Brinkmann 외. 에 의해 처음으로 설명 했다 1 그들은 주로 (특히 박테리아)에 감염에 대 한 응답에서 생산 되 고 호스트 방어1,2에서 중요 한 역할을 했습니다. 그들은 또한 맥과 반성 루 푸 스 (SLE);를 포함 하 여 비 전염 성 질병에 응답에 설명 되었습니다. 그리고 물질 phorbol 12-myrisate 13-아세테이트 (PMA)2,3. 그것은 최근에 다른 세포 유형 대 식 세포를 포함 한 extracellular 함정 생산 또한 수 있습니다 인식 하고있다. 대 식 세포 extracellular 함정 (메츠)는 아직 문학4,5에서 잘 정의 된 엔터티. 우리는 최근 설립 메츠의 존재를 감지 방법을 생체 외에서 그리고 vivo에서6,7. 이 문서에서는, 메츠 confocal 현미경 검사 법을 사용 하 여 측정을 설명 합니다.
(Apoptosis8) 같은 다른 세포질 통로에서 그것을 구별 하는 NETosis의 주요 특징은 함께에서 chromatin의 압출: 히스톤 (H3Cit)9(1) citrullination, (2)과 립 프로 테아 제10의 공동 식 , peptidyl 아르기닌의 deiminase (패드) 4의 (3) 참여11,12. 대 식 세포는 또한 H3Cit과 립 프로 테아 제, 그리고 패드, 표현 하 고 이러한 기능 메츠의 존재를 정의 하기 위해 사용할 수 있습니다.
메츠는 대 식 세포는 폐 포와 폐의 기도에 있는 지배적인 셀 고 감염/염증 세포 면역 반응을 지시에 초기 역할이 폐, 특히 중요 한 역할을 할 수 있습니다. 또한, 폐의 대부분은 빈 공간 (예를 들어,는 폐 포 내), 메츠 잠재적으로 단단한 장기와 달리 사용 가능한 공간으로 확장 수 있습니다.
그물의 존재를 정의 하는 가장 널리 사용 되는 방법은 confocal 현미경 검사 법입니다. 있다 아직 메츠를 측정 하는 명확 하 게 정의 된 방법. 그물의 측정에 대 한 기술이이 프로토콜에 메츠의 존재를 측정 하는 적응 하고있다. 이 메서드에 대 한 주요 요구 사항 분석 confocal 현미경 검사 법 및 적절 한 이미징 소프트웨어에 액세스할 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Human samples: Primary antibodies&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rabbit anti-human H3Cit (Citrulline R26)</td><td>Abcam</td><td>AB5103</td><td>10 ug/ml</td></tr><tr><td>Rabbit anti-human MMP12</td><td>Novus Biological</td><td>NB110-57214</td><td>1:100 concentration not quantifiable</td></tr><tr><td>Mouse anti-human MMP9</td><td>Novus Biological</td><td>AB119906</td><td>1:200 ascites, no concentration given</td></tr><tr><td>Rabbit anti-human PADI2/PAD2</td><td>Abcam</td><td>AB16478</td><td>7 ug/ml</td></tr><tr><td>Mouse anti-human PADI4/PAD4</td><td>Abcam</td><td>AB128086</td><td>10.1 ug/ml</td></tr><tr><td>Sheep anti-human NE</td><td>LifeSpan Bioscience</td><td>LS-B4244</td><td>25 ug/ml</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Mouse samples: Primary antibodies&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Goat anti-mouse MMP9</td><td>Abcam</td><td>AF909</td><td>10 ug/ml</td></tr><tr><td>Rabbit anti-mouse H3Cit (Citrulline R26)</td><td>Abcam</td><td>AB5103</td><td>10 ug/ml</td></tr><tr><td>Rat anti-mouse F4/80</td><td>In-house (hybridoma)</td><td>In house</td><td>20 ug/ml</td></tr><tr><td>Sheep anti-human Anti-HNE /NE</td><td>Sapphire Bioscience</td><td>LS-B4244</td><td>25 ug/ml</td></tr><tr><td>Mouse anti-human &amp;shy;&amp;shy;&amp;shy;&amp;shy;PADI4/PAD4</td><td>Abcam</td><td>AB128086</td><td>10.1 ug/ml</td></tr><tr><td>Super-frost plus slides</td><td>Menzel</td><td>S41104A</td><td></td></tr><tr><td>Dapi-prolong gold</td><td>Molecular probes</td><td>P36931</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X 100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>85111</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E9434</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Secondary antibodies&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chicken anti-rabbit AF 488/</td><td>Life technologies</td><td>A-21441</td><td></td></tr><tr><td>Chicken anti-rabbit AF 594</td><td>Life technologies</td><td>A-21442</td><td></td></tr><tr><td>Chicken anti-goat AF 594</td><td>Life technologies</td><td>a-21468</td><td></td></tr><tr><td>Chicken anti-mouse AF488</td><td>Life technologies</td><td>A-21200</td><td></td></tr><tr><td>Donkey anti-sheep AF 594</td><td>Life technologies</td><td>A-11018</td><td></td></tr><tr><td>Chicken anti-mouse AF 647</td><td>Life technologies</td><td>A-21463</td><td></td></tr><tr><td>Donkey anti-sheep AF 594</td><td>Life technologies</td><td>A-11016</td><td></td></tr><tr><td>Isotype control</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rabbit IgG</td><td>In house</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rabbit IgG</td><td>In house</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse IgG1</td><td>BD Bioscience</td><td>550878</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit IgG</td><td>In house</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse IgG2a</td><td>BioLegend</td><td>400201</td><td></td></tr><tr><td>Sheep IgG</td><td>In house</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Software Programs&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Image J</td><td>NIH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>To average intensity of fluorphores a standard office application like Microsoft Excel can be used</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Microscopes&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>C1 Confocal scanning microscope</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FV1200 Confocal scanning microscope</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Tissue sources&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Human BAL samples from the bronchoscopy suite at Monash Medical Centre</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse BAL samples and lung tissue from the Department of Pharmacology, University of Melbourne.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Media&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>RPMI</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>r8758</td><td></td></tr><tr><td>Fetal calf serum</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F0926</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G7513</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Other reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sudan black</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>199664</td><td></td></tr><tr><td>paraformaldehyde/periodate/lysine (PLP) fixative</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>27387</td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>214736</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>K2753</td><td></td></tr><tr><td>Natural formalin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>42904</td><td></td></tr><tr><td>Paraffin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>327204</td><td></td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2576</td><td></td></tr><tr><td>Solvent 3B</td><td>Hi-Chem</td><td>2026</td><td></td></tr><tr><td>Coverslips 12 ml</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S1815</td><td></td></tr><tr><td>Coverslips 60 x 24 ml</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C6875</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Mice&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>c57 black 6</td><td>Monash animal research platform (MARP)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BALB/c</td><td>MARP</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

visualizing macrophage extracellular traps using confocal microscopy

호 중구 extracellular 함정 (그물)의 존재를 정의 하는 데 사용 하는 기본 방법 confocal 현미경 검사 법 이다. 우리는 대 식 세포 extracellular 함정 (메츠) 시각화 설립된 confocal 현미경 검사 법 방법 수정 했습니다. 이러한 extracellular 함정과 립 프로 테아 제, citrullinated 히스톤, peptidyl arginase deiminase (패드) 등 다른 부품의 공동 식 extracellular chromatin의 존재에 의해 정의 됩니다. 메츠의 식은 일반적으로 자극에 노출 후에 측정 하 고 유엔 자극 샘플에 비해. 샘플 배경 및 isotype 제어에 대 한 포함 됩니다. 셀 잘 정의 된 이미지 분석 소프트웨어를 사용 하 여 분석 된다. Confocal 현미경 검사 법 메츠의 존재를 정의 하는 데 사용할 수 있습니다 둘 다 생체 외에서 그리고 vivo에서 폐 조직에.

메츠는 발 샘플, 폐 조직 및 3 차원 이미지와 두꺼운 폐 섹션에서에서 구상 될 수 있습니다. 발 샘플 시각 메츠의 예는 그림 1에 표시 됩니다. 메츠의 형태는의 성숙의 단계에 따라 달라 집니다. 현미경에 첫 번째 감지 기능은 셀의 가장자리에 핵의 운동 이다. 이것은 H3Cit 및과 립 프로 테아 제와 같은 다른 공동 표현된 중재자와 extracellular chromatin 옵니?...

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Visualizing Macrophage Extracellular Traps Using Confocal Microscopy

대 식 세포 세포 외 트랩은 새로 설명된 엔터티. 이 기사는 confocal 현미경 검사 법 방법에 집중할 것 이다 그리고 그들은 어떻게 시각 생체 외에서 그리고 vivo에서 폐 샘플에서.

Confocal 현미경 검사 법을 사용 하 여 대 식 세포 세포 외 트랩을 시각화

A primary method used to define the presence of neutrophil extracellular traps (NETs) is confocal microscopy. We have modified established confocal ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

10.2K 조회수.  Monash Medical Centre. 대 식 세포 세포 외 트랩은 새로 설명된 엔터티. 이 기사는 confocal 현미경 검사 법 방법에 집중할 것 이다 그리고 그들은 어떻게 시각 생체 외에서 그리고 vivo에서 폐 샘플에서.

비디오: Visualizing Macrophage Extracellular Traps Using Confocal Microscopy

Neutrophil Extracellular Traps: How to Generate and Visualize Them

Neutrophil granulocytes are the most abundant group of leukocytes in the peripheral blood. As professional phagocytes, they engulf bacteria and kill them intracellularly when their antimicrobial granules fuse with the phagosome. We found that neutrophils have an additional way of killing microorganisms: upon activation, they release granule proteins and chromatin that together form extracellular fibers that bind pathogens. These novel structures, or Neutrophil Extracellular Traps (NETs), degrade virulence factors and kill bacteria1, fungi2 and parasites3. The structural backbone of NETs is DNA, and they are quickly degraded in the presence of DNases. Thus, bacteria expressing DNases are more virulent4. Using correlative microscopy combining TEM, SEM, immunofluorescence and live cell imaging techniques, we could show that upon stimulation, the nuclei of neutrophils lose their shape and the eu- and heterochromatin homogenize. Later, the nuclear envelope and the granule membranes disintegrate allowing the mixing of NET components. Finally, the NETs are released as the cell membrane breaks. This cell death program (NETosis) is distinct from apoptosis and necrosis and depends on the generation of Reactive Oxygen Species by NADPH oxidase5. 
Neutrophil extracellular traps are abundant at sites of acute inflammation. NETs appear to be a form of innate immune response that bind microorganisms, prevent them from spreading, and ensure a high local concentration of antimicrobial agents to degrade virulence factors and kill pathogens thus allowing neutrophils to fulfill their antimicrobial function even beyond their life span. There is increasing evidence, however, that NETs are also involved in diseases that range from auto-immune syndromes to infertility6.
We describe methods to isolate Neutrophil Granulocytes from peripheral human blood7 and stimulate them to form NETs. Also we include protocols to visualize the NETs in light and electron microscopy.

Neutrophil Extracellular Traps (NETs) are an important innate immune mechanism to fight pathogenic bacteria, fungi and parasites. Here we describe methods to isolate neutrophil granulocytes from human blood and to activate them to form NETs. We present preparation techniques to visualize NETs in light and electron microscopy.

호중구 세포 트랩 : 그들을 생성 및 시각화하는 방법

Neutrophil granulocytes are the most abundant group of leukocytes in the peripheral blood. As professional phagocytes, they engulf bacteria and kill them ...

연구

면역학 및 감염병학

Use of an Optical Trap for Study of Host-Pathogen Interactions for Dynamic Live Cell Imaging

Dynamic live cell imaging allows direct visualization of real-time interactions between cells of the immune system1, 2; however, the lack of spatial and temporal control between the phagocytic cell and microbe has rendered focused observations into the initial interactions of host response to pathogens difficult. Historically, intercellular contact events such as phagocytosis3 have been imaged by mixing two cell types, and then continuously scanning the field-of-view to find serendipitous intercellular contacts at the appropriate stage of interaction. The stochastic nature of these events renders this process tedious, and it is difficult to observe early or fleeting events in cell-cell contact by this approach. This method requires finding cell pairs that are on the verge of contact, and observing them until they consummate their contact, or do not. To address these limitations, we use optical trapping as a non-invasive, non-destructive, but fast and effective method to position cells in culture.
Optical traps, or optical tweezers, are increasingly utilized in biological research to capture and physically manipulate cells and other micron-sized particles in three dimensions4. Radiation pressure was first observed and applied to optical tweezer systems in 19705, 6, and was first used to control biological specimens in 19877. Since then, optical tweezers have matured into a technology to probe a variety of biological phenomena8-13.
We describe a method14 that advances live cell imaging by integrating an optical trap with spinning disk confocal microscopy with temperature and humidity control to provide exquisite spatial and temporal control of pathogenic organisms in a physiological environment to facilitate interactions with host cells, as determined by the operator. Live, pathogenic organisms like Candida albicans and Aspergillus fumigatus, which can cause potentially lethal, invasive infections in immunocompromised individuals15, 16 (e.g. AIDS, chemotherapy, and organ transplantation patients), were optically trapped using non-destructive laser intensities and moved adjacent to macrophages, which can phagocytose the pathogen. High resolution, transmitted light and fluorescence-based movies established the ability to observe early events of phagocytosis in living cells. To demonstrate the broad applicability in immunology, primary T-cells were also trapped and manipulated to form synapses with anti-CD3 coated microspheres in vivo, and time-lapse imaging of synapse formation was also obtained. By providing a method to exert fine spatial control of live pathogens with respect to immune cells, cellular interactions can be captured by fluorescence microscopy with minimal perturbation to cells and can yield powerful insight into early responses of innate and adaptive immunity.

A method is described to individually select, manipulate, and image live pathogens using an optical trap coupled to a spinning disk microscope. The optical trap provides spatial and temporal control of organisms and places them adjacent to host cells. Fluorescence microscopy captures dynamic intercellular interactions with minimal perturbation to cells.

동적 라이브 셀 이미징에 대한 호스트 병원체 상호 작용 연구를위한 광학 트랩의 사용

Dynamic live cell imaging allows direct visualization of real-time interactions between cells of the immune system1, 2; however, the lack of spatial and ...

In Vitro Stimulation and Visualization of Extracellular Trap Release in Differentiated Human Monocyte-derived Macrophages

The release of extracellular traps (ETs) by neutrophils has been identified as a contributing factor to the development of diseases related to chronic inflammation. Neutrophil ETs (NETs) consist of a mesh of DNA, histone proteins, and various granule proteins (i.e., myeloperoxidase, elastase, and cathepsin G). Other immune cells, including macrophages, can also produce ETs; however, to what extent this occurs in vivo and whether macrophage extracellular traps (METs) play a role in pathological mechanisms has not been examined in detail. To better understand the role of METs in inflammatory pathologies, a protocol was developed for visualizing MET release from primary human macrophages in vitro, which can also be exploited in immunofluorescence experiments. This allows further characterization of these structures and their comparison to ETs released from neutrophils. Human monocyte-derived macrophages (HMDM) produce METs upon exposure to different inflammatory stimuli following differentiation to the M1 pro-inflammatory phenotype. The release of METs can be visualized by microscopy using a green fluorescent nucleic acid stain that is impermeant to live cells (e.g., SYTOX green). Use of freshly isolated primary macrophages, such as HMDM, is advantageous in modeling in vivo inflammatory events that are relevant to potential clinical applications. This protocol can also be used to study MET release from human monocyte cell lines (e.g., THP-1) following differentiation into macrophages with phorbol myristate acetate or other macrophage cell lines (e.g., the murine macrophage-like J774A.1 cells).

Presented here is a protocol to detect macrophage extracellular trap (MET) production in live cell culture using microscopy and fluorescence staining. This protocol can be further extended to examine specific MET protein markers by immunofluorescence staining.

분화 한 인간 단핵구 유래 대식세포에서 세포 외 트랩 방출의 시험관 내 자극 및 시각화

The release of extracellular traps (ETs) by neutrophils has been identified as a contributing factor to the development of diseases related to chronic ...

Morphological and Compositional Analysis of Neutrophil Extracellular Traps Induced by Microbial and Chemical Stimuli

Neutrophils function as the first line of cellular defense in an innate immune response by employing diverse mechanisms, such as the formation of neutrophil extracellular traps (NETs). This study analyzes the morphological and compositional changes in NETs induced by microbial and chemical stimuli using standardized in vitro methodologies for NET induction and characterization with human cells. The procedures described here allow the analysis of NET morphology (lytic or non-lytic) and composition (DNA-protein structures and enzymatic activity), and the effect of soluble factors or cellular contact on such characteristics. Additionally, the techniques described here could be modified to evaluate the effect of exogenous soluble factors or cellular contact on NET composition.
The applied techniques include the purification of polymorphonuclear cells from human peripheral blood using a double density gradient (1.079-1.098 g/mL), guaranteeing optimal purity and viability (&#8805; 95%) as demonstrated by Wright's staining, trypan blue exclusion, and flow cytometry, including FSC versus SSC analysis and 7AAD staining. NET formation is induced with microbial (Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, and Candida albicans) and chemical (phorbol myristate acetate, HOCl) stimuli, and the NETs are characterized by DNA-DAPI staining, immunostaining for the antimicrobial peptide cathelicidin (LL37), and quantification of enzymatic activity (neutrophil elastase, cathepsin G, and myeloperoxidase). The images are acquired through fluorescence microscopy and analyzed with ImageJ.

Presented here is a protocol for the induction and analysis of in vitro neutrophil extracellular traps (NETs). Quantification of DNA, cathelicidin (LL37), and enzyme activity yielded data that show the variability in the composition and morphology of NETs induced by microbial and chemical stimuli under similar controlled conditions.

미생물 및 화학적 자극에 의해 유도 된 호중구 세포 외 트랩의 형태 학적 및 조성 분석

Neutrophils function as the first line of cellular defense in an innate immune response by employing diverse mechanisms, such as the formation of ...

Immunofluorescence Labelling of Human and Murine Neutrophil Extracellular Traps in Paraffin-Embedded Tissue

Neutrophil granulocytes, also called polymorphonuclear leukocytes (PMN) due to their lobulated nucleus, are the most abundant type of leukocytes. They mature in the bone marrow and are released into the peripheral blood, where they circulate for about 6&#8722;8 h; however, in tissue, they can survive for days. By diapedesis through the endothelium, they leave the blood stream, enter tissues, and migrate towards the site of an infection following chemotactic gradients.&#160;Neutrophils can combat invading microorganisms by phagocytosis,&#160;degranulation, and generation of neutrophil extracellular traps (NETs). This protocol will help to detect NETs in paraffin-embedded tissue. NETs are the result of a process called NETosis, which leads to the release of nuclear, granular, and cytoplasmic components either from living (vital NETosis) or dying (suicidal NETosis) neutrophils. In vitro, NETs form cloud-like structures, which occupy a space several times larger than that of the cells from which they descended. The backbone of NETs is chromatin, to which a selection of proteins and peptides originating from granules and cytoplasm are bound. Thereby, a high local concentration of toxic compounds is maintained so that NETs can capture and inactivate a variety of pathogens including bacteria, fungi, viruses, and parasites, while diffusion of the highly active NET components leading to damage in neighboring tissue is limited. Nevertheless, in recent years it has become apparent that NETs, if generated in abundance or cleared insufficiently, do have pathological potential ranging from autoimmune diseases to cancer. Thus, detection of NETs in tissue samples may have diagnostic significance, and the detection of NETs in diseased tissue can influence the treatment of patients. Since paraffin-embedded tissue samples are the standard specimen used for pathological analysis, it was sought to establish a protocol for fluorescent staining of NET components in paraffin-embedded tissue using commercially available antibodies.

Neutrophil extracellular traps (NETs) are three-dimensional structures generated by stimulated neutrophil granulocytes. It has become clear in recent years that NETs are involved in a wide variety of diseases. Detection of NETs in tissue may have diagnostic relevance, so standardized protocols for labelling NET components are required.

파라핀 내장 된 조직에서 인간과 뮤린 호중구 세포 외 트랩의 면역 형광 라벨링

Neutrophil granulocytes, also called polymorphonuclear leukocytes (PMN) due to their lobulated nucleus, are the most abundant type of leukocytes. They ...

의학

호중구 세포외 트랩을 시각화하기 위한 염색 및 이미징

Immunofluorescence Imaging of Neutrophil Extracellular Traps in Human and Mouse Tissues

Neutrophil extracellular traps (NETs) are released by neutrophils as a response to bacterial infection or traumatic tissue damage but also play a role in autoimmune diseases and sterile inflammation. They are web-like structures composed of double-stranded DNA filaments, histones, and antimicrobial proteins. Once released, NETs can trap and kill extracellular pathogens in blood and tissue. Furthermore, NETs participate in homeostatic regulation by stimulating platelet adhesion and coagulation. However, the dysregulated production of NETs has also been associated with various diseases, including sepsis or autoimmune disorders, which makes them a promising target for therapeutic intervention. Apart from electron microscopy, visualizing NETs using immunofluorescence imaging is currently one of the only known methods to demonstrate NET interactions in tissue. Therefore, various staining methods to visualize NETs have been utilized. In the literature, different staining protocols are described, and we identified four key components showing high variability between protocols: (1) the types of antibodies used, (2) the usage of autofluorescence-reducing agents, (3) antigen retrieval methods, and (4) permeabilization. Therefore, in vitro immunofluorescence staining protocols were systemically adapted and improved in this work to make them applicable for different species (mouse, human) and tissues (skin, intestine, lung, liver, heart, spinal disc). After fixation and paraffin-embedding, 3 &#181;m thick sections were mounted onto slides. These samples were stained with primary antibodies for myeloperoxidase (MPO), citrullinated histone H3 (H3cit), and neutrophil elastase (NE) according to a modified staining protocol. The slides were stained with secondary antibodies and examined using a widefield fluorescence microscope. The results were analyzed according to an evaluation sheet, and differences were recorded semi-quantitatively.
Here, we present an optimized NET staining protocol suitable for different tissues. We used a novel primary antibody to stain for H3cit and reduced non-specific staining with an autofluorescence-reducing agent. Furthermore, we demonstrated that NET staining requires a constant high temperature and careful handling of samples.

저자 스포트라이트: 호중구 세포외(Neutrophil Extracellular Traps Imaging in Human and Mouse Tissue) 

Neutrophil extracellular traps (NETs) are associated with various diseases, and immunofluorescence is often used for their visualization. However, there are various staining protocols, and, in many cases, only one type of tissue is examined. Here, we establish a generally applicable protocol for staining NETs in mouse and human tissue.

인간 및 생쥐 조직에서 호중구 세포외 트랩의 면역형광 이미징

Neutrophil extracellular traps (NETs) are released by neutrophils as a response to bacterial infection or traumatic tissue damage but also play a role in ...

In Vitro Stimulation and Visualization of Macrophage Extracellular Traps

Source: Zhang, Y., et al. <a href="https://app.jove.com/v/60541">In Vitro Stimulation and Visualization of Extracellular Trap Release in Differentiated Human Monocyte-derived Macrophages.</a> J. Vis. Exp. (2019).
This video demonstrates in vitro stimulation of macrophage extracellular traps (METs) in human monocyte-derive macrophages using different inflammatory stimuli such as TNF-alpha, PMA, and HOCL. The video also demonstrates the method of SYTOX dye staining of METs for visualization.

1. Polarization of HMDM

	Under sterile conditions, prepare the M1 priming media by adding interferon &#947; (IFN&#947;; 20 ng/mL) and lipopolysaccharide ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Immunology

Immunodiagnostics

Imaging and Visualization Techniques

Visualization of Extracellular Traps in Macrophages from Human Bronchoalveolar Lavage Fluids

Source: Sharma, R. et al., <a href="https://app.jove.com/v/56459">Visualizing Macrophage Extracellular Traps Using Confocal Microscopy.</a> J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the immunolabeling of macrophage extracellular traps, METs, in bronchoalveolar macrophages from bronchoalveolar lavage fluid, and their visualization using a confocal microscope.

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Bronchoalveolar Lavage (BAL) ...

Confocal 현미경 검사 법을 사용 하 여 대 식 세포 세포 외 트랩을 시각화

요약

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인간 및 생쥐 조직에서 호중구 세포외 트랩의 면역형광 이미징

인간 및 생쥐 조직에서 호중구 세포외 트랩의 면역형광 이미징

In Vitro Stimulation and Visualization of Macrophage Extracellular Traps

Visualization of Extracellular Traps in Macrophages from Human Bronchoalveolar Lavage Fluids