저자는 닐루 사라 아덴과 중조가 이 원고에 대한 건설적인 검토를 인정하기를 원합니다. 저자는 또한이 프로젝트 동안 필수적인 입력린지 브라운감사하고 싶습니다. 이 작업에 대한 부분적인 내부 자금 및 지원은 CDER 크리티컬 경로 프로그램 (CA #1-13)과 CDER 제조 과학, 우수 프로그램의 혁신 센터 (Berilla-CoE-19-49)에 의해 제공되었습니다. 이 프로젝트는 미국 에너지 및 FDA 부서 간의 기관 간 계약을 통해 오크 리지 과학 교육 연구소가 관리하는 미국 식품 의약국의 인턴십 /연구 참여 프로그램에 의해 부분적으로 지원되었습니다.
이 출판물은 저자의 견해를 반영하며 FDA의 견해 또는 정책을 나타내는 것으로 해석되어서는 안됩니다.

1. AWS 준비
참고: 이 프로토콜은 하나의 축전 챔버를 사용하여 개발되었습니다. 그러나 벤치 스케일 AWS에는 필요한 경우 4개의 식도 챔버를 연속으로 작동할 수 있는 5개의 탁도 프로브가 있습니다.
<ol><li>탁도 케이블을 F, 1, 2, 3, 4(예: 도 2a의 도 1c 및 포트 1의 탁도 프로브 1) 및 챔버 전원 BNC 케이블을 1, 2, 3, 4(그림2b)로표시된 AWS 시스템의 뒷면에 연결합니다. 참고: 챔버 전원 BNC케이블(도 3c)의다른 쪽 끝을 아쿠스토포레틱 챔버(도3d)의뒷면에 챔버가 유체로 채워질 때 2.6단계까지 연결하지 마십시오. 챔버 전원이 챔버에 유체없이 켜져 있으면 챔버의 압압 트랜스듀서가 손상되고 더 이상 작동하지 않습니다.</li>
	<li>탁도 프로브를 탁도 미터 및 온도계 하우징에 삽입하고 나사를 조입니다(도1c 및 도 3).</li>
	<li>피드 튜빙을 피드 펌프(도 1b ~1c)를통해 사료탁도 포트(도4a)의입력에 연결합니다.</li>
	<li>사료 탁도포트(도 4b)의출력에서 y-튜브를 축전챔버(도 4c)의입구 포트에 연결한다.</li>
	<li>단계1 펌프를 통해 수선체(도4d)의폐포트에서 1단계 튜브를 세포 수거용기(도1d~1f)에연결한다.</li>
	<li>유상증실(도4e)의침투포트로부터 튜브를 프로브1 탁도 포트(도4f)의입력에 연결한다.</li>
	<li>프로브1 탁도포트(도 4g)에서상품 수집 용기(도1c ~ 1g)에수확 튜브를 연결합니다.</li>
</ol>2. HCCF로 시스템을 프라임
참고: 본 프로토콜은 화학적으로 정의된 배지(액티초 P+6m L-글루타민)를 사용하여 개발되었으며, 모델 IgG1 단클론 항체 VRC0113을 생산하고 다른 세포주 및 제품에 맞게 조정해야 할 수도 있다. 이 프로토콜에 사용된 HCCF는 흔들리는 플라스크 또는 생물 반응기 공정에서 CHO-K1 배양의 7-8 일 말에 얻어졌다.
<ol><li>AWS의 뒷면과 전면에 있는 전원 스위치를 켜서 AWS를 켭니다.</li>
	<li>컴퓨터를 켜고 관련 소프트웨어의 책상 아이콘을 두 번 클릭합니다(재료 표참조). "판독"패널에서"시작 테스트"버튼을 눌러 데이터 기록을 시작합니다(그림5). 데이터 기록이 시작되면 수집된 모든 데이터가 테스트가 중지될 때까지 내보낼 수 있는 스프레드시트에 기록됩니다.</li>
	<li>이송 튜브 끝을 교반되는 HCCF 용기에 연결합니다.</li>
	<li>"피드펌프 이미지"내의"컨트롤"화면의 펌프 속도를 입력하여 피드 펌프를 시작하고 키보드에서"Enter"를 누릅니다. "펌프방향 화살표 아이콘"(시계 방향 또는 시계 반대 방향)가 용기에서 혈관에서 수선 챔버로 HCCF를 펌핑하기 위해 피드 펌프 이미지의 오른쪽에 있는 회색 상자에 올바르게 선택되었는지 확인합니다. "시작"펌프(그림 6a)에피드 펌프 이미지 아래 회색 상자 내에서"켜기"라는단어 옆에있는"삼각형 아이콘"을클릭합니다. 참고: 최대 펌프 속도는 10 L/h(167mL/min)이지만, 명목 유량인 60mL/min은 분리를 시작하기 전에 챔버를 과충할 위험이 없이 빠르게 튜브및 챔버를 채우기 위해 이 단계에 사용하는 것이 좋습니다.</li>
	<li>수선식 챔버를 채우는 동안"백분율 감소패널"(도5c)을관찰하여 공급 탁도 측정을 모니터링합니다. HCCF가 HCCF 용기에서 충분히 혼합되는 경우 챔버의 적재 중에 탁도 값은 일관되게 유지됩니다.</li>
	<li>액체가 유상증식 챔버 뒤쪽의 압착기 위에 있으면 피드 펌프 이미지 아래의 회색 상자 내에서"끄기"를눌러 펌프를 중지합니다. BNC 전원케이블(도 3c)을축전 챔버(도3d)에 연결합니다. 참고: 각 축축수 챔버의 홀드업 부피는 약 190mL입니다.</li>
</ol>3. AWS 운영
<ol><li>식수절 챔버가 채워지고 BNC 전원 케이블이 구균식 챔버의 뒷면에 연결되면 피드 펌프의 속도를 원하는 작동속도(도6a 및 표 1)로변경합니다. 지정된 프로세스에 이상적인 작동 파라미터를 식별하기 위해 여러 피드 펌프 속도를 테스트해야 합니다.</li>
	<li>파워 모듈의 막대를 10W(도6d)로슬라이딩하고 스테이지 1 박스(그림6c)의오른쪽에 있는"켜기"아이콘을 눌러 스테이지1 압조 파워를 켭니다. 제조업체에서 제안한 대로 CHO 셀에 권장되는 전원 설정인 10W를 사용하십시오. 이렇게 하면 작동을 위해 2MHz의 고정 주파수가 생성됩니다. 몇 초 후, 세포는 수선화 챔버(도 7a)에서파도 노드에서 눈에 띄게 덩어리가 시작됩니다.</li>
	<li>세포가 축축챔버(도7b)의바닥에 정착하기 시작하면, 세포 밀도 및 공급 펌프 속도에 따라 적절한 속도로 stage1 펌프를시작합니다(도 6b). 제조업체의 최적화 및 정상 상태 작동 스프레드시트에 기초하여, stage1 펌프 속도는 다음 방정식을 사용하여 포장된 셀 질량 및 공급 유량에 따라 계산될 수 있습니다. <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/61161/61161equ01.jpg"><ol>
<li>포장 된 셀 질량을 계산하려면 빈 15 mL 튜브 (또는 원심 분리와 호환되는 다른 튜브)로 스케일을 타십시오. 튜브를 피드 재료로 채우고 튜브의 총 중량을 피드로 기록합니다. 3,700 x g에서10 분 동안 튜브원심분리하십시오. 상체를 별도의 용기에 넣습니다. 세포 펠릿으로 튜브의 무게를 측정합니다. 사료 재료의 포장 된 세포 질량 비율 = (탈캔화 튜브 무게 / 채워진 튜브 무게) x 100 %.</li>
	</ol>
</li>
	<li>혼수상 챔버로부터의 오버플로가 탁도 프로브1(도8)에진입함에 따라 스테이지1 탁도의 탁도 프로파일을 모니터링한다.</li>
	<li>세포 분리가 계속됨에 따라 세포 제거 <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/61161/61161equ02.jpg"> 효율이 증가합니다.</li>
	<li>또한, 세포 분리가 계속됨에 따라 사료와 스테이지1 간의 온도 차이를 모니터링한다(도9). 높은 세포 밀도 공급이 사용될 때 온도가 상승할 수 있지만 일반적으로 공급 유량을 변경하여 감소될 수 있다. 참고: 여러 개의 혼수식 챔버를 사용하는 경우, 탁도 프로브를 통해 이전 식수전성 챔버에서 튜브를 현재 의 혼수식 챔버의 입력에 순차적으로 연결할 수 있습니다. 또한, 단계 펌프를 통해 수선식 챔버의 바닥에서 부터 세포 수집 용기에 스테이지 튜브를 연결할 수 있다. 필요한 경우 최적의 세포 제거 효율을 위해 총 4개의 식수성 챔버를 연이어 연결할 수 있습니다.</li>
</ol>4. AWS 종료
<ol><li>런이 끝나면 피드 펌프 아래의 회색 상자 내에서 끄기와 stage1 펌프 이미지를 각각 눌러 펌프를 중지하여 펌프를 중지합니다.</li>
	<li>스테이지 1 박스의 오른쪽에 전원을 끄고 BNC 전원 케이블을 분리하여 챔버에 전원을 끕니다.</li>
	<li>깊이 여과 및 크로마토그래피 방법과 같은 추가 설명 및 정화 절차를 위해 수집 된 제품 수확 재료를 가져 가라. 셀 수확 재료를 폐기하십시오.</li>
	<li>폐튜브를 빈 용기에 넣고, 관도를 분리하고 포트에 침투하고 펌프 헤드에서 폐튜브를 방출하여 유수방의 나머지 유체를 배출합니다.</li>
	<li>튜브를 다시 연결하고, 폐튜브를 펌프 헤드에 다시 넣고, 60mL/min의 급식 펌프 속도와 60mL/분의 스테이지1 펌프 속도를 사용하여 사료 튜브 의 끝에서 DI 물을 통해 흐르고 있습니다. 15-20분 동안 계속하십시오. 흐름을 폐기합니다.</li>
	<li>15-20 분 동안 피드 펌프를 사용하여 튜브 및 챔버를 통해 70 % 이소 프로필 알코올 (IPA)을 펌프합니다. 흐름을 폐기합니다.</li>
	<li>15-20 분 동안 피드 펌프를 사용하여 튜브와 챔버를 지우기 위해 DI 물로 세척 절차를 반복하십시오. 흐름을 폐기합니다.</li>
	<li>탁도 프로브와 구균 챔버에서 튜브를 분해하고 70 %의 IPA로 영역을 청소하십시오.</li>
	<li>탁도 프로브를 분해하고 70%의 IPA로 탁도 프로브 내부를 청소합니다. 모든 부품을 건조하게 한 다음 다음 사용을 위해 다시 조립하십시오. 참고: 식증 챔버는 일회용으로 제조되지만 이 프로토콜에 설명된 대로 올바르게 처리및 세척하면 재사용할 수 있습니다.</li>
</ol>

<ol>
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저자는이 원고에 설명 된 제품에 재정적 인 이익이 없으며 공개 할 다른 것은 없습니다.

설명된 것은 CHO 셀라인의 HCCF로부터의 모델 단일클론 항체의 1차 설명에서 벤치 스케일 AWS의 구현을 위한 단계별 프로토콜이다. 대표 결과에 나타난 바와 같이, 1차 설명에서 AWS를 사용하면 효과적인 셀 설명과 제품 복구가 발생했습니다. 또한 낮은 수준의 유지 보수 및 운영 요구 사항 및 확장 기능을 통해 기본 설명에서 더 넓은 응용 프로그램 잠재력을 제공합니다.
중요한 것은, 대표적인 결과는 공급 펌프 속도가 세포의 분리에 중요하다는 것을 건의합니다. 또한, 탁도 측정에서 높은 셀 밀도를 검출하는 데 있어 한계로 인해 작동 셀 밀도는 AWS 시스템을 사용할 때 고려해야 할 또 다른 요소입니다. 탁도 프로브는 높은 세포 밀도 사료 재료를 실행할 때 포화되기 때문에, 공급 재료의 세포 밀도를 측정하고 세포 배양 유체를 오프라인으로 명확히함으로써 세포 분리 효율을 계산하는 것이 가장 좋을 수 있다. 명확한 명확한 정확한 오프라인 측정을 통해 이러한 문제를 해결하는 데 고려될 수 있는 한 가지 공정 전략은 여러 챔버를 연속으로 사용하는 것입니다. 이 프로토콜은 주로 단일 챔버를 사용하는 데 초점을 맞추고 있지만,이 시스템은 세포의 상태에 최소한의 영향을 미치고 높은 제품 회수를 초래할 수있는 세포의 순차적 설명을 위해 세 개의 추가 챔버를 작동 할 수 있습니다. 또한 AWS 및 셀 제거 유량에 대한 전력과 같은 다른 매개 변수는 특정 셀 유형 또는 작동 모드에 더욱 최적화될 수 있습니다. 전반적으로 AWS 구현 전에 이러한 고려 사항을 사용하여 작업 매개 변수 및 전략을 최적화하는 것이 좋습니다.
많은 응용 분야 의 잠재력 중에서도 지속적인 바이오 프로세싱에서 AWS를 사용하는 것이 유망합니다. AWS는 원심분리를 대체하고 필터표면적(14)을대폭 줄일 수 있기 때문에 AWS를 사용하면 연속 적인 바이오 제조와 호환되는 후속 여과 및 크로마토그래피 공정을 위한 셀 프리 재료의 일정한 흐름을 가능하게 합니다. 이러한 호환성 및 고세포 밀도(예: >50 x 106 셀/mL) 및 더 긴 배양 기간(예: >14일)에 대한 관류 기술의 가용성으로 인해 AWS는 1차 설명 외에도 새로운 연속 세포 출혈 전략을 개발할 수 있습니다.
경우에 따라, 생성된 단백질 치료의 최대 30%는 세포 출혈물질(15,16)에서정상 상태 작동 중에 제거된다. 또한, 제거된 단일클론 항체가 표준 수확 물질로 풀링되려면 특정 품질 특성이 충족되어야 한다. 이러한 사양이 충족되지 않으면 제품 수율에 영향을 미칠 수 있는 재료의 거부가 발생할 수 있습니다. 이러한 제품 손실을 보상하기 위해 AWS를 이용한 셀 출혈 물질의 지속적인 설명은 장기 관류프로세스(17)동안 정상 상태로 구현될 수 있다. 이러한 전략은 출혈 물질의 제품 손실을 줄이고 생산된 단백질을 더 많이 활용할 수 있다. 또한 AWS를 이용한 지속적인 설명 후 세포는 더 높은 세포 밀도와 생산성을 위해 원하는 경우 생물 반응기에 다시 추가될 수 있습니다. 따라서 AWS를 사용하여 셀 출혈 재의 지속적인 설명은 주어진 공정에서 수율을 증가시키고/또는 이차 필터 표면적을 감소시킬 수 있는 기회를 제공할 수 있습니다.
요약하면, AWS의 유틸리티는 간단한 기본 설명에 국한되지 않고 제조 속도와 운영 유연성을 향상시킬 수 있는 지속적인 바이오 프로세싱 응용 분야에 대한 유틸리티가 있을 수 있습니다.

분비 치료 단백질을 포함하는 바이오 제조 공정에서 중요한 단계는 수확 된 세포 배양액 (HCCF)에서 바이오 매스를 제거하는 것입니다. 전통적으로, 바이오 제조업체는 단일 클론 항체1의생산에 있는 그들의 1 차적인 해명 방법으로 심층 여과 다음 원심 여과를 채택했습니다. 그러나, 원심 분리는 세포에 높은 전단 응력으로 이끌어 낼 수 있습니다, HCCF에 있는 증가한 세포 파편의 결과로. 이것은 잠재적으로 여과 도중 필터 파울로 이끌어 내고 그 후에 다운스트림 크로마토그래피효율1,2,3을감소시킬 수 있는 추가 오염물질 후 여과귀 귀착될 수 있습니다. 또한 특정 공정에 대한 원심분리기의 사용자 지정비용이 많이 들 수 있으며 확장성을 제한하는 요인이 될 수 있는 클린-인-플레이스 시스템과 살균 시스템에 추가 연결이 필요할 수 있습니다. 깊이 필터를 사용하면 원심 분리의 한계를 보완하고 일회용 기술4를활용할 수 있습니다. 그러나 깊이 필터는 주로 높은 세포 배양 밀도5를견딜 수 없기 때문에 이차 설명으로 사용됩니다. 대안적으로, 접선 유량 여과(TFF) 세포 보존 장치는 전단 응을 완화하기 위해 사용되었지만 막 편광 및 가난한 수확 수율6과같은 어려움을 겪을 수 있다. 원심 분리 및 깊이 여과 또는 TFF의 사용으로 인해 발생하는 위의 문제는 HCCF의 1 차 설명 프로세스를 개선할 수있는 기회를 만듭니다.
음향 분리는 고품질 단백질 제품7,8을사용하여 세포 배양으로부터 분비된 단백질을 수확하는 데 활용할 수 있는 기술로 도입되었다. 음향 분리는 중단된 유체와 상호 작용하는 다차원 서파의 전파 및 반사를 통해 달성되고입자를 유지한 입자 9,10. 이 입자는 유체 드래그, 중력 및 음향 방사선의 세 가지 힘을 경험합니다. 각 힘이 동등하게 서로 반대하여 평형에 도달하면 입자가 일시 중단되어 초음파서파(10)내에 갇혀 있습니다. 세포 배양 현탁액에서, 세포는 서 있는 파의 이 압력 노드 평면 내에서 유지되고, 노드는 세포가 합쳐짐에 따라 증가하고, 결국 이러한 세포 노드 클러스터는 중력력9에서떨어진다. 이러한 퇴적된 세포는 매체에서 제거되어 명확히 된 매체를 펌핑하여 추가 다운스트림 처리를 위해 펌핑할 수 있습니다. 분리 방법으로 초음파의 활용은 지질 입자와적혈구(11)의 분리에서 포유류 관류 세포 배양에 이르는 생물학적 응용 분야로 변환하기시작했다. 원심분리, 깊이 여과 또는 TFF를 피함으로써 비용, 인건비 및 세포 스트레스를 줄이는 상대적인 기능을 갖춘 바이오 제조업체는 음향 분리를 사용하는 잠재적 인 응용 프로그램을 모색하고 있습니다.
이 연구는 CHO 세포 배양을 명확히 하기 위한 벤치탑 음향 파 분리기(AWS)를 운영하기 위한 일반적인 프로토콜을 제공하고, 대표 데이터를 제공하며, 효과적인 세포 설명 및 제품 회수를 달성하는 방법을 보여줍니다.

<table><tbody><tr><td>Acoustophorectic chamber</td><td>Pall</td><td>CAS-AC-K1 Cadence acoustic chamber kit</td><td></td></tr><tr><td>ActiCHO P</td><td>GE</td><td>SH31025.01</td><td>powder medium</td></tr><tr><td>AWS</td><td>Pall</td><td>CAS-SYS (60500101-SP)</td><td></td></tr><tr><td>Cadence Acoustic Separator Software</td><td>Pall</td><td>Cadence Acoustic Separator Interface Ver. 1.0.4</td><td></td></tr><tr><td>CHO-K1 cells</td><td>VRC</td><td>VRC01</td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td>Dell</td><td>Latitude 3470</td><td>Windows 7, 64 bit OS</td></tr><tr><td>Isopropanol (70%)</td><td>LabChem</td><td>LC157605</td><td>20L prepped 70% IPA</td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Corning</td><td>25-005-CV</td><td>200 mM stock solution</td></tr><tr><td>Masterflex L/S 14 tubing</td><td>Cole-Parmer</td><td>96400-14</td><td>peroxide-cured silicone tubing, 25ft</td></tr><tr><td>Masterflex L/S 16 tubing</td><td>Cole-Parmer</td><td>96400-16</td><td>peroxide-cured silicone tubing, 25ft</td></tr><tr><td>Tubing set</td><td>Pall</td><td>CAS-FP-K1 Tubing set</td><td></td></tr><tr><td>Turbidity probe</td><td>Pall</td><td>CAS-TS-S1 (60500106)</td><td></td></tr></tbody></table>

primary clarification of cho harvested cell culture fluid using an acoustic separator

1차 해명은 수확된 세포 배양액 내에서 치료 제품으로부터 세포를 초기 제거하는 바이오 제조 공정에서 필수적인 단계이다. 원심분리 또는 여과와 같은 전통적인 방법은 세포 제거를 위해 널리 구현되지만, 이러한 프로세스의 장비는 큰 발자국을 가지고 있으며 작동에는 오염 위험과 필터 파울링이 포함될 수 있습니다. 또한, 전통적인 방법은 1 차적인 설명을 위한 연속적인 바이오 프로세싱 계획에 이상적이지 않을 수 있습니다. 따라서, 음향(sound) 파를 이용한 대체 어플리케이션은 세포 배양액으로부터 세포를 지속적으로 분리하는 것을 조사하였다. 본 연구에서 제시된 벤치 스케일 음향파 분리기(AWS)를 사용하여 CHO 세포 생물반응기 수확으로부터 단일클론 IgG1 항체를 함유하는 배양유체의 1차 분리를 위한 상세한 프로토콜이 있다. 대표적인 데이터는 AWS에서 제공되며 효과적인 셀 설명 및 제품 복구를 달성하는 방법을 보여줍니다. 마지막으로 지속적인 바이오 프로세싱에서 AWS에 대한 잠재적 인 응용 프로그램에 대해 설명합니다. 전반적으로, 이 연구는 CHO 세포 배양에 대한 기본 설명에서 AWS구현을 위한 실용적이고 일반적인 프로토콜을 제공하고 지속적인 바이오 프로세싱에서 애플리케이션 잠재력을 더 설명합니다.

프로토콜에 설명된 바와 같이, AWS는 그림 1에도시된 바와 같이 12.4 x 106 셀/mL의 밀도로 HCCF를 명확히 하는 데 사용되었습니다. 상기 사료 펌프는 3.5mL/min(5L/day)으로 설정되어, 10-20 L 배양에 적합한 범위 내에서 세포 출혈 속도를 나타내었다. HCCF가 AWS 챔버에 진입함에 따라 피드 탁도 프로브의 탁도 측정은 일관된 상태로 유지되었으며, 약 1,000-1,100 NTU, 프로브1 탁도 프로브의 측정은 NTU 40-50 NTU(그림8)에남아 있었습니다. 두 가지 측정을 사용하여 세포 제거 효율
<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/61161/61161equ02.jpg">
계산및 평균 95%. 40-50 NTU의 탁도 측정은 달성 가능한 최소 탁도 수준이었기 때문에 시리즈의 추가 AWS 챔버에서 더 이상 분리할 수 없는 것으로 나타났습니다.
AWS는 낮은 유량으로 고효율로 분리할 수 있지만, HCCF를 챔버 내에서 더 오랜 시간 동안 유지하면 온도가 상승하여 낮은 유량을 선택할 때 고려해야 합니다. 도 9는 3.5mL/분의 공급 유속에서 수습 챔버및 음향 분리 후 HCCF의 온도 차이의 예이며, 이는 음향 챔버 내에서 장기간에 의한 온도의 >6°C 증가를 나타냈다.
높은 세포 밀도 수확 (즉, >20 x 106 세포/mL)을 실행할 때 또 다른 중요한 고려 사항은 탁도 프로브의 포화입니다. 사료 탁도 프로브에 대한 탁도 측정은 4,400NTU(도10)를통해 포화되어 세포 제거 효율 계산에서 과소 평가될 수 있다.
세포 설명에 대한 상이한 사료 속도의 효과를 테스트하기 위해 세포 제거 효율은 상이한 이송 속도로 측정되었습니다. 도 11에도시된 바와 같이, 사료 펌프 속도가 증가함에 따라 세포 제거 효율이 ~100%에서 57%로 크게 감소하였다. 일반적으로, 공급 펌프 속도가 느려질수록 세포 설명이 더 좋습니다. 그러나 각 응용 프로그램에 대해 피드 속도를 최적화하는 것이 좋습니다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig01.jpg"> 그림 1: AWS 설정. 펌프가소프트웨어(a)로켜지면 HCCF는 피드 튜탁프로브(c)를통해 피드펌프(b)를통해 서투하여 AWS챔버(d)로채널화하였다. 챔버 내부, 음향 힘은 파도의 노드의 흐름에서 세포를 갇혀 응집발생. 부력 감소로 세포는 중력을 통해 떨어지게 하고, 세포는 1단계펌프(e)를통해 세포 수확병(f)을 통해 아쿠스토포레틱 챔버의 폐포트에서 제거되었고, 명확한 물질은 챔버의 침투포트를 통해 프로브1 탁도 프로브(c)로 빠져나와 제품 수확병(g)으로 하였다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig02.jpg"> 그림 2: AWS 시스템 뒤로. 탁도 프로브와 챔버는 탁도 프로브이더넷(a)및 챔버 전원 BNC(b) 케이블을 통해AWS 시스템 뒷면의 각 포트에 연결됩니다. 또한 컴퓨터는 PC 이더넷케이블(c)을통해 연결됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig03.jpg"> 그림 3: 탁도 프로브 및 하우징. 각 탁도프로브(a)는각각의 탁도 계수 및 온도계 하우징(b)에 적절히 삽입되고 나사로 조여져야 한다. 챔버 전원 BNC 케이블(c)은챔버내의 압제 트랜스듀서가 유체로 채워진 후에만 수선식 챔버(d)의뒷면에 연결되어야합니다. 프로브는 다음과 같이 표시됩니다 : F = 피드 탁도, 1 = 프로브1 탁도, 2, 3 및 4는 사용되지 않는 프로브 (또는 절차를 직렬화하는 데 사용할 수 있음). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig04.jpg"> 그림 4: 탁도 하우징과 축전 챔버 사이의 연결. 피드 튜브는 피드 펌프를 통해 사료 탁도포트(a)의입력에 연결됩니다. 사료 탁도포트(b)의출력은 y-튜브를 통해 유상증실(c)의입구 포트에 연결된다. stage1 튜브는 단계1 펌프를 통해 수거 용기에 대한 수중식챔버(d)의폐기물 포트에서 연결된다. 축축챔버(e)의 침투포트는 프로브1 탁도 포트(f)의 입력에 연결된다. 수확 튜브는 프로브1 탁도 포트(g)에서 제품 수집 용기로 연결됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig04large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig05.jpg"> 그림 5: 음향 분리기 소프트웨어의 판독 패널입니다. 이 프로그램에는"판독"및"컨트롤"이라는두 개의 패널이 있습니다. "판독"패널 내에서, 탁도(a),온도(b),및 백분율감소(c)가모니터링된다. 데이터 녹화를 시작하려면"시작 테스트"버튼(d)을클릭해야 하며 버튼의 색상을 녹색으로 변경합니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig05large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig06.jpg"> 그림 6: 프로그램의 패널을 제어합니다. "컨트롤"패널 내에서 펌프를 켜거나 끌 수 있으며, 펌핑 속도를사료(a)및 기타단계(b)에대해 변경할 수 있다. 또한, 압전 트랜스듀서의 챔버 전원을 켜거나 끌 수있으며(c)슬라이드바(d)로변경할 수 있다. 이 실험은 제조업체에서 권장하는 CHO 셀에 권장되는 전원 설정이기 때문에 10W를 사용했습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig06large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig07.jpg"> 그림 7: AWS 챔버. 세포가 챔버 내부에 들어가면 음향 력은 파도 노드에 세포를 갇혀 세포가 클러스터 (a)를 발생시켰습니다. 이 세포 클러스터는 부력을 잃고 결국 중력에 의해 정착 될 때까지 크기가 증가 (b). 다음으로, 정착된 세포는 1단계 펌프를 통해 수선식 챔버의 폐포트에서 세포 수확병(c)으로 제거되었다. 제품은 침투 포트 (d)를 통해 챔버를 빠져 나간 반면 HCCF는 입구 포트 (e)를 통해 챔버를 지속적으로 채웠다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig07large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig08.jpg"> 그림 8: 공급 펌프 비율이 3.5mL/min인 12 x 106 셀/mL CHO 세포 배양에 대한 탁도 측정. 사료 탁도(파란색)는 약 1,000NTU였고 스테이지 1 탁도미터(주황색)를 빠져나가는 침투는 40-60 NTU였다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig08large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig09.jpg"> 그림 9: 3.5mL/분의 이송 펌프 비율을 가진 12 x 106 셀/mL CHO 세포 배양에 대한 온도 측정. 사료 온도(blue)는 약 21°C였으며 스테이지 1 탁도미터(orange)를 빠져나가는 침투는 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig09large.jpg" target="_blank"></a> 약 27°C였다.
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig10.jpg"> 도 10: 높은 세포 밀도 샘플에 대한 탁도 측정 예. 세포 밀도가 >20 x 106 셀/mL일 때, 사료 탁도 측정은 4,400 NTU의 최대 값으로 포화되어 세포 제거 효율을 과소평가하였다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig10large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 11" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61161/61161fig11.jpg"> 그림 11: 세포 제거 효율 비교. 사료 속도가 증가함에 따라 세포 분리가 감소했습니다. 따라서 사료 속도가 증가함에 따라 세포 설명 효율이 감소했습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61161/61161fig11large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>매개 변수</td>
			<td>사양</td>
		</tr>
<tr>
<td>유량</td>
			<td>0 – 10 L/h</td>
		</tr>
<tr>
<td>압력 범위</td>
			<td>0 – 2 바 (0 - 30 psi)</td>
		</tr>
<tr>
<td>체온 을 먹이</td>
			<td>0 – 40 °C (32 - 104 ° F)</td>
		</tr>
<tr>
<td>작동 온도</td>
			<td>0 – 40 °C (32 - 104 ° F)</td>
		</tr>
</tbody></table>표 1: 작동 조건. 유량, 압력 범위, 공급 유체 및 작동 온도를 위한 AWS 제조업체의 권장 작동 조건입니다.

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Primary Clarification of CHO Harvested Cell Culture Fluid using an Acoustic Separator

여기에 제시된 음향 분리기사용CHO세포배양의 1차 해명에 대한 프로토콜이 있다. 이 프로토콜은 쉐이크 플라스크 배양 또는 생물 반응기 수확의 1 차적인 설명을 위해 사용될 수 있고 관류 생물 반응기 작업 도중 세포 출혈 물질의 지속적인 설명을 위한 잠재적인 응용을 가지고 있습니다.

음향 분리기사용 CHO 수확세포 배양액의 1차 해명

Primary clarification is an essential step in a biomanufacturing process for the initial removal of cells from therapeutic products within the harvested ...

primary-clarification-cho-harvested-cell-culture-fluid-using-an

Research

JoVE Journal

Bioengineering

5.0K 조회수.  U.S. Food and Drug Administration. 여기에 제시된 음향 분리기사용CHO세포배양의 1차 해명에 대한 프로토콜이 있다. 이 프로토콜은 쉐이크 플라스크 배양 또는 생물 반응기 수확의 1 차적인 설명을 위해 사용될 수 있고 관류 생물 반응기 작업 도중 세포 출혈 물질의 지속적인 설명을 위한 잠재적인 응용을 가지고 있습니다.

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Preparation of Primary Acute Lymphoblastic Leukemia Cells in Different Cell Cycle Phases by Centrifugal Elutriation

The ability to synchronize cells has been central to advancing our understanding of cell cycle regulation. Common techniques employed include serum deprivation; chemicals which arrest cells at different cell cycle phases; or the use of mitotic shake-off which exploits their reduced adherence. However, all of these have disadvantages. For example, serum starvation works well for normal cells but less well for tumor cells with compromised cell cycle checkpoints due to oncogene activation or tumor suppressor loss. Similarly, chemically-treated cell populations can harbor drug-induced damage and show stress-related alterations. A technique which circumvents these problems is counterflow centrifugal elutriation (CCE), where cells are subjected to two opposing forces, centrifugal force and fluid velocity, which results in the separation of cells on the basis of size and density. Since cells advancing through the cycle typically enlarge, CCE can be used to separate cells into different cell cycle phases. Here we apply this technique to primary acute lymphoblastic leukemia cells. Under optimal conditions, an essentially pure population of cells in G1 phase and a highly enriched population of cells in G2/M phases can be obtained in excellent yield. These cell populations are ideally suited for studying cell cycle-dependent mechanisms of action of anticancer drugs and for other applications. We also show how modifications to the standard procedure can result in suboptimal performance and discuss the limitations of the technique. The detailed methodology presented should facilitate application and exploration of the technique to other types of cells.

This protocol describes the use of centrifugal elutriation to separate primary acute lymphoblastic leukemia cells into different cell cycle phases.

원심 Elutriation에 의해 다른 세포 주기 단계에서 기본 급성 림프 구성 백혈병 세포의 준비

The ability to synchronize cells has been central to advancing our understanding of cell cycle regulation. Common techniques employed include serum ...

연구

암 연구학

Isolation and Enrichment of Liver Progenitor Subsets Identified by a Novel Surface Marker Combination

During chronic liver injuries, progenitor cells expand in a process called ductular reaction, which also entails the appearance of inflammatory cellular infiltrate and epithelial cell activation. The progenitor cell population during such inflammatory reactions has mostly been investigated using single surface markers, either by histological analysis or by flow cytometry-based techniques. However, novel surface markers identified various functionally distinct subsets within the liver progenitor/stem cell compartment. The method presented here describes the isolation and detailed flow cytometry analysis of progenitor subsets using novel surface marker combinations. Moreover, it demonstrates how the various progenitor cell subsets can be isolated with high purity using automated magnetic and FACS sorting-based methods. Importantly, novel and simplified enzymatic dissociation of the liver allows for the isolation of these rare cell populations with a high viability that is superior in comparison to other existing methods. This is especially relevant for further studying progenitor cells in vitro or for isolating high-quality RNA to analyze the gene expression profile.

Liver injuries are accompanied by progenitor cell expansion that represents a heterogeneous cell population. Novel classification of this cellular compartment allows for the distinguishing of multiple subsets. The method described here illustrates the flow cytometry analysis and high purity isolation of various subsets that can be used for further assays.

분리 및 소설 표면 마커 조합에 의해 확인 된 간 전구 부분 집합의 농축

During chronic liver injuries, progenitor cells expand in a process called ductular reaction, which also entails the appearance of inflammatory cellular ...

발생학

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

미세 유체 정밀 작은 볼륨 샘플 처리를위한 플랫폼 및 음향 마이크로 디바이스로 구분 생물 입자 크기의 사용

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

생체공학

A Microfluidic Platform for High-throughput Single-cell Isolation and Culture

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet high-throughput, method to perform single-cell culture experiments. Here, we report a microfluidic chip-based strategy for high-efficiency single-cell isolation (~77%) and demonstrate its capability of performing long-term single-cell culture (up to 7 d) and cellular heterogeneity analysis using clonogenic assay. These applications were demonstrated with KT98 mouse neural stem cells, and A549 and MDA-MB-435 human cancer cells. High single-cell isolation efficiency and long-term culture capability are achieved by using different sizes of microwells on the top and bottom of the microfluidic channel. The small microwell array is designed for precisely isolating single-cells, and the large microwell array is used for single-cell clonal culture in the microfluidic chip. This microfluidic platform constitutes an attractive approach for single-cell culture applications, due to its flexibility of adjustable cell culture spaces for different culture strategies, without decreasing isolation efficiency.

Here, we present a protocol for isolating and culturing single cells with a microfluidic platform, which utilizes a new microwell design concept to allow for high-efficiency single cell isolation and long-term clonal culture.

높은 처리량 단일 세포의 분리 및 문화를위한 미세 유체 플랫폼

Studying the heterogeneity of single cells is crucial for many biological questions, but is technically difficult. Thus, there is a need for a simple, yet ...

Microfluidic Buffer Exchange for Interference-free Micro/Nanoparticle Cell Engineering

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic properties, enable bio imaging and control cell phenotype. A critical yet inadequately addressed issue is the significant number of particles that remain unbound after cell labeling which cannot be readily removed by conventional centrifugation. This leads to an increase in bio imaging background noise and can impart transformative effects onto neighboring non-target cells. In this protocol, we present an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy termed as Dean Flow Fractionation (DFF) to efficiently separate labeled cells from free NPs in a high throughput manner. The developed spiral microdevice facilitates continuous collection (&#62;90% cell recovery) of purified cells (THP-1 and MSCs) suspended in new buffer solution, while achieving &#62;95% depletion of unbound fluorescent dye or dye-loaded NPs (silica or PLGA). This single-step, size-based cell purification strategy enables high cell processing throughput (106 cells/min) and is highly useful for large-volume cell purification of micro/nanoparticle engineered cells to achieve interference-free clinical application.

This protocol describes the use of an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy to purify micro/nanoparticle engineered cells with efficient depletion of unbound particles.

간섭이없는 마이크로 / 나노 입자의 세포 공학을위한 미세 유체 버퍼 교환

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic ...

Microfluidic Acoustophoresis for Flowthrough Separation of Gram-Negative Bacteria using Aptamer Affinity Beads

This article describes the fabrication and operation of microfluidic acoustophoretic chips using a microfluidic acoustophoresis technique and aptamer-modified microbeads that can be used for the fast, efficient isolation of Gram-negative bacteria from a medium. This method enhances the separation efficiency using a mix of long, square microchannels. In this system, the sample and buffer are injected into the inlet port through a flow controller. For bead centering and sample separation, AC power is applied to the piezoelectric transducer via a function generator with a power amplifier to generate acoustic radiation force in the microchannel. There is a bifurcated channel at both the inlet and outlet, enabling simultaneous separation, purification, and concentration. The device has a recovery rate of &gt;98% and purity of 97.8% up to a 10x dose concentration. This study has demonstrated a recovery rate and purity higher than the existing methods for separating bacteria, suggesting that the device can separate bacteria efficiently.

This paper describesthe fabrication and operation of microfluidic acoustophoretic chips using the microfluidic acoustophoresis technique and aptamer-modified microbeads that can be used for fast, efficient isolation of Gram-negative bacteria from a medium.

Aptamer 친화성 비드를 사용한 그람 음성 박테리아의 유류 분리를 위한 미세유체 Acoustophoresis

This article describes the fabrication and operation of microfluidic acoustophoretic chips using a microfluidic acoustophoresis technique and ...

공학

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

Zygotes are essential intermediates between haploid and diploid states in the life cycle of many organisms, including yeast (Figure 1) 1. S. cerevisiae zygotes result from the fusion of haploid cells of distinct mating type (MATa, MATalpha) and give rise to corresponding stable diploids that successively generate as many as 20 diploid progeny as a result of their strikingly asymmetric mitotic divisions 2. Zygote formation is orchestrated by a complex sequence of events: In this process, soluble mating factors bind to cognate receptors, triggering receptor-mediated signaling cascades that facilitate interruption of the cell cycle and culminate in cell-cell fusion. Zygotes may be considered a model for progenitor or stem cell function.
Although much has been learned about the formation of zygotes and although zygotes have been used to investigate cell-molecular questions of general significance, almost all studies have made use of mating mixtures in which zygotes are intermixed with a majority population of haploid cells 3-8. Many aspects of the biochemistry of zygote formation and the continuing life of the zygote therefore remain uninvestigated.
Reports of purification of yeast zygotes describe protocols based on their sedimentation properties 9; however, this sedimentation-based procedure did not yield nearly 90% purity in our hands. Moreover, it has the disadvantage that cells are exposed to hypertonic sorbitol. We therefore have developed a versatile purification procedure. For this purpose, pairs of haploid cells expressing red or green fluorescent proteins were co-incubated to allow zygote formation, harvested at various times, and the resulting zygotes were purified using a flow cytometry-based sorting protocol. This technique provides a convenient visual assessment of purity and maturation. The average purity of the fraction is approximately 90%. According to the timing of harvest, zygotes of varying degrees of maturity can be recovered. The purified samples provide a convenient point of departure for "-omic" studies, for recovery of initial progeny, and for systematic investigation of this progenitor cell.

Flow Cytometry-based Purification of S. cerevisiae Zygotes

To purify zygotes of S. cerevisiae, haploid cells of opposite mating type were engineered to express red or green fluorescent proteins, co-incubated to allow zygote formation, and fractionated using a flow cytometry-based protocol. The highly-enriched fraction enables subsequent "-omic" studies, recovery of initial progeny, and systematic investigation of zygote morphogenesis.

의 흐름 세포 계측법 기반 정화<em&gt; S. cerevisiae</em&gt; Zygotes

Zygotes are essential intermediates between haploid and diploid states in the life cycle of many organisms, including yeast (Figure 1) 1. S. cerevisiae ...

생물학

Size Exclusion Chromatography for Separating Extracellular Vesicles from Conditioned Cell Culture Media

Extracellular vesicles (EVs) are nano-sized lipid-membrane bound structures that are released from all cells, are present in all biofluids, and contain proteins, nucleic acids, and lipids that are reflective of the parent cell from which they are derived. Proper separation of EVs from other components in a sample allows for characterization of their associated cargo and lends insight into their potential as intercellular communicators and non-invasive biomarkers for numerous diseases. In the current study, oligodendrocyte derived EVs were isolated from cell culture media using a combination of state-of-the-art techniques, including ultrafiltration and size exclusion chromatography (SEC) to separate EVs from other extracellular proteins and protein complexes. Using commercially available SEC columns, EVs were separated from extracellular proteins released from human oligodendroglioma cells under both control and endoplasmic reticulum (ER) stress conditions. The canonical EV markers CD9, CD63, and CD81 were observed in fractions 1-4, but not in fractions 5-8. GM130, a protein of the Golgi apparatus, and calnexin, an integral protein of the ER, were used as negative EV markers, and were not observed in any fraction. Further, when pooling and concentrating fractions 1-4 as the EV fraction, and fractions 5-8 as the protein fraction, expression of CD63, CD81, and CD9 in the EV fraction was observed. The expression of GM130 or calnexin was not observed in either of the fraction types. The pooled fractions from both control and ER stress conditions were visualized with transmission electron microscopy and vesicles were observed in the EV fractions, but not in the protein fractions. Particles in the EV and protein fractions from both conditions were also quantified with nanoparticle tracking analysis. Together, these data demonstrate that SEC is an effective method for separating EVs from conditioned cell culture media.

The protocol here demonstrates that extracellular vesicles can be adequately separated from conditioned cell culture media using size exclusion chromatography.

조절된 세포 배양 배지에서 세포외 소포를 분리하기 위한 크기 배제 크로마토그래피

Extracellular vesicles (EVs) are nano-sized lipid-membrane bound structures that are released from all cells, are present in all biofluids, and contain ...

신경과학

Harvesting and Disaggregation: An Overlooked Step in Biofilm Methods Research

Biofilm methods consist of four distinct steps: growing the biofilm in a relevant model, treating the mature biofilm, harvesting the biofilm from the surface and disaggregating the clumps, and analyzing the sample. Of the four steps, harvesting and disaggregation are the least studied but nonetheless critical when considering the potential for test bias. This article demonstrates commonly used harvesting and disaggregation techniques for biofilm grown on three different surfaces. The three biofilm harvesting and disaggregation techniques, gleaned from an extensive literature review, include vortexing and sonication, scraping and homogenization, and scraping, vortexing and sonication. Two surface types are considered: hard non-porous (polycarbonate and borosilicate glass) and porous (silicone). Additionally, we provide recommendations for the minimum information that should be included when reporting the harvesting technique followed and an accompanying method to check for bias.

This paper details methods that demonstrate three common biofilm harvesting and disaggregation techniques on two surface types, ruggedness testing of a harvesting method and minimum information to consider when choosing and optimizing harvesting and disaggregation techniques to increase reproducibility.

수확 및 분해 : 생물막 방법 연구에서 간과 된 단계

Biofilm methods consist of four distinct steps: growing the biofilm in a relevant model, treating the mature biofilm, harvesting the biofilm from the ...

Leukemic Subpopulation Harvest: A Method for Spatial Separation of Leukemic Cell Subpopulations from 2D Co-culture

Source: Slone, W. L., et al. <a href="https://www.jove.com/t/53645">Modeling Chemotherapy Resistant Leukemia In Vitro.</a> J. Vis. Exp. (2016).
This video describes a method for spatial separation of three leukemic cell subpopulations: the suspended leukemic cells freely floating in the media, phase bright leukemic cells adhered to the surface of the mesenchymal stromal cell monolayer, and the phase dim leukemic cells that have migrated beneath the mesenchymal stromal cell monolayer from 2D co-culture.

Leukemic Subpopulation Harvest: 2D 공동 배양에서 백혈병 세포 하위 집단의 공간적 분리 방법

Source: Slone, W. L., et al. Modeling Chemotherapy Resistant Leukemia In Vitro. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes a method for spatial separation ...