Isolamento de celulares lipídicas Gotas: Duas técnicas de purificação Começando a partir de células de levedura e placentas humanas

Resumo

Duas técnicas de isolamento de gotículas lipídicas celulares a partir de 1) células de levedura e 2) placentas humanas estão apresentadas. A peça central de ambos os processos é a centrifugação de gradiente de densidade, onde a camada flutuante resultante contendo as gotículas podem ser facilmente visualizadas por olho, extraiu-se, e quantificada por análise de Western Blot quanto à pureza.

Resumo

Gotículas lipídicas são organelas dinâmicas que podem ser encontrados na maioria das células procariotas e eucariotas certos. Estruturalmente, as gotículas constituídas por um núcleo de lípidos neutros rodeadas por uma monocamada de fosfolipido. Uma das técnicas mais úteis na determinação dos papéis celulares de gotículas foi identificação proteoma de proteínas ligadas, que podem ser isolados, juntamente com as gotas. Aqui, dois métodos são descritos para isolar gotículas lipídicas e suas proteínas ligadas a partir de duas amplas eucariontes: levedura de fissão e as células das vilosidades da placenta humana. Apesar de ambas as técnicas têm diferenças, o método main - gradiente de densidade centrifugação - é compartilhado por ambas as preparações. Isto demonstra a ampla aplicabilidade das técnicas de isolamento de gotículas apresentados.

No primeiro protocolo, as células de levedura são convertidas em esferoplastos por digestão enzimática das paredes celulares. Os esferoplastos resultantes são então gently lisadas em um homogeneizador folgadas. Ficoll é adicionado ao lisado para providenciar um gradiente de densidade, e a mistura é centrifugada três vezes. Depois da primeira rotação, as gotículas lipídicas são localizadas na camada flutuante de cor branca dos tubos de centrífuga, juntamente com o retículo endoplasmático (ER), a membrana de plasma, e vacúolos. Dois rotações subsequentes são utilizados para remover estes três organelos. O resultado é uma camada que tem apenas gotículas e as proteínas ligadas.

No segundo protocolo, as células das vilosidades da placenta são isolados a partir de placenta humana prazo por digestão enzimática com tripsina e DNase I. As células são homogeneizadas num homogeneizador folgada. De baixa velocidade de centrifugação e de velocidade média passos são usadas para remover as células não quebradas, os detritos celulares, os núcleos, e as mitocôndrias. É adicionada sacarose ao homogenato para providenciar um gradiente de densidade, e a mistura é centrifugada para separar as gotículas lipídicas a partir do outro cellulafracções r.

A pureza das gotículas lipídicas em ambos os protocolos, é confirmada por análise Western Blot. As frações de gotículas de ambas as preparações são adequados para a análise proteômica e lipidomas subseqüente.

Introdução

Gotículas lipídicas celulares são organelas dinâmicas que servem múltiplas funções nas células. Eles são centros de armazenamento de lípidos neutros, que podem ser convertidas em energia ou utilizadas para a síntese de fosfolípidos. As gotículas de desempenhar um papel central em condições fisiológicas e patológicas, incluindo a aterosclerose, obesidade e doenças metabólicas relacionadas, e também as doenças infecciosas ^1,2. Além disso, eles são fontes interessantes para combustíveis de biodiesel.

Muita informação sobre os papéis celulares de gotículas lipídicas foi obtida a partir de análise proteômica e lipidomas de gotículas purificados a partir de organismos de grande alcance ^3. Estes organismos incluem as bactérias, levedura ^{4,5 6-11,} plantas ^12,13, nematóides ^14, e voa ^15,16. Dado o interesse no papel de gotículas lipídicas em doenças metabólicas humanos, as gotas foram também isolados a partir de células animais em cultura e umtecidos nimal. Linhas de células cultivadas têm incluído 3T3-L1 adipócitos ^17, de ovário de hamster chinês (CHO), células K2 ^{18, 19,20} hepatocyes humanos, e linhas de células epiteliais ^21. Tecidos animais a partir do qual as gotas foram isolados incluíram rato músculo esquelético ^22, fígado ^23, e glândulas mamárias ^23. Como mencionado acima, o objetivo da maioria dos estudos de isolamento gota é realizar análise proteômica sobre os fatores ligados e lipidomas no neutro e fosfolipídios.

Desde lipídios neutros - os mais numerosos componentes de gotículas lipídicas - são menos densos do que a maioria dos outros materiais celulares, o isolamento de gotículas tem sido tradicionalmente realizada usando gradiente de densidade centrifugação. Essa técnica é a peça central de ambas as preparações apresentadas aqui. As técnicas anteriores são combinados e ^6,24 modificado para uma apresentação visual do isolamento de gotículas a partir de células de levedura de fissão cultivadase células humanas noncultured obtido a partir de tecido placentário. O objectivo é o de mostrar a ampla aplicabilidade desta técnica, escolhendo dois tipos de células muito diferentes de pontos para o isolamento a partir das gotículas. Esta técnica deve ser útil para aqueles que desejam isolar gotas da maioria dos organismos.

Protocolo 1 descreve o isolamento de gotículas lipídicas a partir da levedura de fissão, Schizosaccharomyces pombe, a qual tem sido utilizada como um modelo para observar a formação de gotículas durante a divisão celular eucariótica ^25. A levedura Saccharomyces cerevisiae brotamento tem sido amplamente utilizado como organismo-modelo para estudar a biologia das gotículas de lípidos. Protocolo n ° 1 é aplicável a ambos os organismos e as diferenças nos preparativos são realçados.

Protocolo 2 descreve o isolamento de gotículas lipídicas de células das vilosidades da placenta, que são, por sua vez obtida a partir de placenta humana prazo. Ocoleção de placentas prazo proporciona uma oportunidade única de forma segura e eticamente obter 200-250 g de tecido humano prontamente disponível ^26, que contém um número significativo de gotículas lipídicas. Isto está em contraste com a maior parte do trabalho de isolamento de gotículas de gordura em eucariotas superiores, onde as gotículas são originários a partir de células cultivadas. Nestes estudos, os ácidos gordos são, muitas vezes adicionado à cultura para promover a síntese de lípidos neutros e, assim, o crescimento de gotículas. Isto está em contraste com o trabalho aqui onde gotículas lipídicas são formadas sob condições nativas no tecido placentário.

As purezas das fracções de gotículas de lípido são determinados por análise de Western Blot, utilizando anticorpos de marcadores de organelos. Estes dois protocolos irá produzir fracções de gotículas lipídicas que são adequados para análise proteómica e lipidomas subsequente.

Protocolo

1. Isolando lipídicas gotas de (cisão) Células de levedura

Isolamento de gotículas do organismo modelo popular brotamento Saccharomyces cerevisiae é quase idêntico ao seguinte protocolo ^6. As diferenças nas preparações são anotados.

1. Crescer células de levedura

1. Prepare a mídia. Combine 36 g de YE5S pó por litro de dH ₂ O em garrafas de vidro ou frascos de cultura. Serão necessários cerca de 2 L de mídia. Autoclave a mídia a 121 ° C por 20 min. Permita que os meios de comunicação para arrefecer à temperatura ambiente. Para S. cerevisiae substituir YE5S com YPD.
2. Coloque 10-20 ml dos meios de comunicação YE5S resfriado em uma garrafa de cultura de 250 ml, utilizando técnicas estéreis. Inocular os meios de comunicação com uma pequena quantidade de células de levedura de uma placa de ágar utilizando uma vara de madeira estéril ou equivalente. Deixe as células crescer até à densidade óptica pretendida, a 30 ° C. Medir a densidade óptica a umcomprimento de onda de 595 nm utilizando um espectrofotómetro.
3. Coloque a mídia restante nos frascos de 2,8 L. Usar não mais do que 1 L de balão por meios de 2,8 L para assegurar uma mistura adequada durante o crescimento celular na incubadora de agitação. O rendimento final de células molhadas deve ser cerca de 10 g para ser capaz de adquirir gotículas lipídicas suficientes para análise proteômica e lipidomas.
4. Introduzir nas células do passo 1.2 em balões 2,8 L, tendo cada um 1 L de meios que foram preparados no passo 1.1.
5. Crescer as células com a densidade desejada, a 30 ° C.
6. Certifique-se que as células têm gotículas lipídicas. Reserva 1 ml das células. Medir a densidade óptica (OD) da amostra. Adicionar 0,1 ml de um estoque de 100 mM de BODIPY 493/503, em etanol por OD de células na amostra. Colocar 3 mL da amostra entre uma lâmina de vidro e uma lamela de vidro. Visualizar sob um microscópio fluorescente com um filtro de GFP (Figura 1A).
7. Sedimentar as células do passo 1.5 a 4 & #176; C a 3.800 g durante 10 min. Trabalhar em lotes de acordo com a capacidade dos tubos de centrífuga.
8. Deitar fora a mídia YE5S e lavar as células com um tampão de EMM + 600 mM sorbitol. Sorbitol fornece suporte osmótico.
9. Transferência das células para um tubo de centrífuga de 50 ml estéril e sedimentar as células a 4 ° C a 2.000 g durante 10 min. Remover o sobrenadante. Pesar as células húmidas. Ressuspender as células em 2 ml de EMM (+ sorbitol 600 mM) de tampão por grama de células.

2. A conversão de células de levedura de fissão em esferoplastos e subsequente lise

1. Adicionam-se 5 mg cada um de 1) enzima lítica de levedura e 2) de levedura de lise enzimas do fungo Trichoderma harzianum por grama de células húmidas, que foram pesadas no passo 1.9. Para S. cerevisiae aumentar estas enzimas com a mesma quantidade de Zymolyase.
2. Incubar as células a 30 ° C, sob agitação suave a 100 rpm durante 60 min.
3. Certifique-se de que os esferoplastos têm dr lipídicooplets. Ao repetir o passo 1.6 (Figura 1B).

3. Densidade centrifugação em gradiente

1. Agregar as esferoplastos por centrifugação a 4 ° C a 2.000 g durante 5 min.
2. Remova cuidadosamente o sobrenadante com uma pipeta de transferência de plástico.
3. Suavemente ressuspender os esferoplastos peletizadas com gelo frio de 10 mM Tris-HCl, 600 mM de sorbitol, e 200 ^ M de EDTA. Tenha em mente que os esferoplastos são muito frágeis.
4. Agregar as esferoplastos novamente usando as mesmas configurações como no passo 3.1. Remover cuidadosamente o sobrenadante e ressuspender as esferoplastos utilizando uma pipeta de transferência de plástico em 12% de Ficoll, 10 mM Tris-HCl, e 200 ^ M de EDTA a uma concentração de 2 ml / g de células.
5. Transferir os esferoplastos em suspensão para um homogeneizador de vidro e homogeneizar em gelo, 20-30 pancadas, com o pilão solto do homogeneizador de vidro.
6. Transfira os esferoplastos lisadas para tubos de centrífuga e sobreposição com o mesmo volume de 12% de Ficoll, 10 mM Tris-HCl, tampão e 200 fiM de EDTA. Escolha o número de tubos de centrífuga de usar para que cada tubo é de cerca de dois terços cheio.
7. Centrifugar a 4 ° C a 100,000 xg durante 1,5 horas num rotor SW28 ou equivalente. Permitir rotor a costa a uma parada (rotor desaceleração = 0).
8. Suavemente transferir a camada sobrenadante branco (Figura 2A), que contém as gotas, para um novo tubo (s) de centrifugação usando uma pipeta ou uma pipeta Pasteur curvada. Adicionar um volume suficiente de 12% de Ficoll, 10 mM Tris-HCl, tampão de EDTA e 200 ^ M para a amostra de modo que ele preenche mais ou menos um terço do tubo de centrifugação.
9. Adicionar o volume equivalente de 8% de Ficoll, 10 mM Tris-HCl, tampão de EDTA e 200 ^ M para o topo da amostra (s) no novo tubo (s) de centrifugação. Após a adição desta amortecer os tubos devem ser de cerca de dois terços do volume.
10. Centrifugar a 4 ° C a 100,000 xg durante 1 hora num rotor SW28 ou equivalente. Permitir rotor a costa a uma parada (rotor desaceleração = 0).
11. Suavemente transferir a camada de topo branco flutuante (Figura 2B), que irá conter as gotículas, para um novo tubo (s) de centrifugação usando uma pipeta ou uma pipeta Pasteur curvada. Adicionar 600 mM de sorbitol, 8% de Ficoll, 10 mM Tris-HCl, tampão de EDTA e 200 ^ M para a amostra de modo a que ocupe cerca de um terço do tubo de centrifugação.
12. Adicionar o volume equivalente a 250 mM de sorbitol, 10 mM Tris-HCl, e tampão EDTA 200 uM para o topo da amostra (s) no novo tubo (s) de centrifugação. Após a adição desta amortecer os tubos devem ser de cerca de dois terços do volume.
13. Centrifugar a 4 ° C a 100,000 xg durante 1 hora num rotor SW28 ou equivalente. Permitir rotor a costa a uma parada (rotor desaceleração = 0).
14. Transferir parte superior da camada branca (Figura 2C), que deve conter apenas as gotículas de lípidos e proteínas ligadas, a tubagem de diálise, e diálise O / N em 10 mM Tris-HCl e 200 ^ M de tampão de EDTA para eliminar o Ficoll.

2. Isolando lipídicas Gotas de placenta humana vilosidades Células

Placentas foram coletadas de mulheres saudáveis ​​com gestações únicas submetidos de forma eletiva entrega cesariana antes do início do trabalho de parto espontâneo no prazo. Assuntos deu o consentimento escrito e informado para a coleção de sua placenta. A coleção, e posterior utilização, de placentas foi realizada com a aprovação da Universidade do Tennessee e Universidade do Tennessee Graduate School of Medicine, em Knoxville Institutional Review Board (# 8757B e # 3338, respectivamente).

1. Isolamento de células das vilosidades da placenta humana

Parte 1 do protocolo é uma modificação de um protocolo publicado anteriormente por ²⁶ Petroff et al.

Prepare as seguintes soluções:

• De NaCl (1 L): Dissolver 9 g de NaCl (M 58,4 g / mol) em dH ₂ O, para se obter uma solução de 1 litro. Filtro de esterilizar (0,2; MM membrana).
• Solução salina equilibrada de 10x Hank (10x HBSS) (1 L): 4 g de KCl (M 74,5 g / mol); de 0,6 g _de KH ₂ PO ₄ (M 136,086 g / mol), 80 g de NaCl (M 58,44 g / mol); Na ₂ HPO ₄ (M 141,96 g / mol), 10 g de D-glucose (M 180,16 g / mol). Dissolve-se cada um dos componentes em dH ₂ O, para se obter uma solução de 1 litro. Filtro de esterilizar (0,2 membrana mm).
• Tampão de digestão de enzima (0,6 ml): combinar 70 ml 10x HBSS com 3,3 ml de 7,5% de Na Biscarbonate, 17,5 mL de HEPES 1 M, e 266,1 ml _{de dH2O;} filtro de esterilizar (membrana de 0,2 um). Armazenar a 4 ° C.
• DNase I: imediatamente antes da utilização, adicionar 5 ml estéril 0,9% de NaCl para um frasco de DNase. Mantenha no gelo até o uso ou armazenar a -20 ° C.

1. Preparando placenta para dissecção
   1. Obter uma placenta humana e processo tão perto do tempo de entrega possível. Usar um recipiente selado, tal como um refrigerador para transportar a placenta. Tenha cuidado ao ladoling materiais biológicos humanos.
   2. Na capa de segurança biológica, transferir a placenta para um recipiente estéril autoclave, e lavar cuidadosamente o sangue a partir de placenta e de membranas utilizando solução estéril a 0,9% de NaCl (salina). Descarte sangrenta salina no 1 L proveta como lixo biológico líquido.
   3. Coloque a placenta em um campo estéril, com a superfície lisa, tendo o cordão umbilical voltada para cima. Com nítidas, tesoura de ponta fina e pinças remover membranas fetais e do cordão umbilical.
   4. Vire a placenta de forma que a superfície materna (superfície áspera) é voltado para cima. Remover o tecido sobreposta placa basal, cerca de 3 mm a partir da superfície.
2. Dissecando a placenta
   1. Dissecar um cotilédone de cada vez evitando a placa coriônica. Colete tecido das vilosidades em um copo de 250 ml com solução salina.
   2. Lavar tecido várias vezes em um copo separado com 0,9% de NaCl por agitação com uma pinça, utilizando o copo de 1 L para resíduos líquidos.
   3. Transferir um cotilédone de cada vez para uma placa de Petri 150 milímetros. Segure com uma pinça e raspar tecido com lâmina de barbear de navios na placa de Petri. Colocar o tecido raspado num copo separado, contendo 0,9% de NaCl. Repita o procedimento para todas as peças de tecido.
   4. Transferir pequena porção do tecido da peneira de dissociação de células e enxaguar com 0,9% de NaCl extensivamente até o eluato torna-se clara. Repetir para todo o tecido.
   5. Depois de enxaguar o tecido raspado do crivo de dissociação celular, drenar o excesso líquido e peso.
      Neste ponto, o tecido pode ser armazenado S / N, num balão de Erlenmeyer estéril a 4 ° C em DMEM.
3. A digestão enzimática do tecido placentário
   1. Preparar a mistura de digestão do tecido: 100 ml de tampão de diluição de enzima pré-aquecido, 1 ml de DNase I e 20 ml de 2,5% de tripsina 10x.
   2. Dividir o tecido, a transferência de 60 g a partir de tecido recolhido total (geralmente cerca de 250-300 g) para um balão de Erlenmeyer esterilizado de 500 ml.
   3. Adicionar a mistura de digestão de tecido para o balão de Erlenmeyer contendo o tecido, e incubar a 37 ° C num agitador durante 45 minutos a 150 rpm.
4. Coletar as células dissociadas
   1. Após os primeiros 45 min de dissociação, defina o recipiente de digestão em uma inclinação até que o tecido se instala.
   2. Recolher o sobrenadante, tomando cuidado para não coletar tecido não dissociada. Adicionar uma quantidade igual de HBSS para o sobrenadante foi recolhido e transferir para tubos estéreis de 15 ml de centrífuga. Para porções adicionais de tecido não dissociado, repetir procedimento a partir do passo 3.2 com o tecido não dissociado.
   3. Centrifuga-se o homogeneizado a 4 ° C a 1.000 g durante 15 min.
   4. Para cada lote, após a centrifugação, aspirar o sobrenadante sem perturbar o sedimento. As células das vilosidades da placenta são predominantemente na parte branca da pelota, sobrepondo-se as células vermelhas do sangue.
   5. Transferência das células das vilosidades (parte branca da pelota) para a sterile 50 ml tubo de centrifugação cónico e manter em gelo.
   6. Depois de recolher as células a partir de todas as três fases de digestão, filtrar a suspensão através de um filtro de 100 mm de células de nylon inserida no topo de um tubo de centrífuga de 50 ml estéril cónica. Se a filtração da suspensão de células diminui, levante sobre o filtro para extrair um vácuo no interior do tubo.
   7. Centrifugar a 4 ° C a 1.000 g durante 10 min. Remova cuidadosamente o sobrenadante sem perturbar o sedimento.

2. Homogeneização de células das vilosidades da placenta

1. Antes de iniciar o processo de isolamento, preparar 50 ml de lise hipotónico Médio (HLM) contendo 20 mM Tris-HCl, pH 7,4 e EDTA 1 mM. Adicionar os inibidores da protease de HLM imediatamente antes da utilização e manter o meio em gelo.
2. Na capa de segurança biológica, adicionar 4 vezes o volume do pelete celular HLM gelada para as células. Forma suave e profunda voltar a suspender as células por pipetagem as células-se-and-baixo com uma pipeta de 10 ml.
3. Incubar as células em suspensão em gelo durante 10 min.
4. Transferência das células para o homogeneizador de Dounce, a qual deve estar em gelo. Lentamente homogeneizar as células através da aplicação de 20-25 movimentos suaves com o pilão folgada do homogeneizador.
5. Centrifugar o lisado celular a 4 ° C a 3000 xg durante 10 min para remover as células não rompidas, núcleos e restos celulares.
6. Recolhe-se o sobrenadante e transferir para um tubo SW28 (ou uma alternativa que pode ser centrifugado a 25.000 x g). Centrifugar a 4 ° C a 25000 x g durante 20 min para remover as mitocôndrias.

3. Isolando gotículas lipídicas por ultracentrifugação

1. Preparar 50 ml de carbonato de sódio 100 mM (M 106 g / mol) de tampão (pH 11,5) e 50 ml de solução a 60% (w / w) de sacarose. Adicionar os inibidores de protease para o tampão de carbonato de sódio imediatamente antes da utilização e manter em gelo.
2. Recolhe-se o sobrenadante a partir do passo 2.6 para um tubo de centrífuga de 50 ml, ajustara 20% de sacarose e de transferência para a parte inferior de um tubo de ultracentrífuga para o rotor SW28, ou equivalente. Sobrenadante densidade sobreposição ajustado com ~ 10 ml de tampão de carbonato de sódio 100 mM gelado (pH 11,5) e 0,5-1 ml de gelado HLM para encher o tubo.
3. Centrifugar a 4 ° C a 130,000 g durante 45 min, utilizando rotor basculante SW28. Permitir rotor a costa a uma parada (rotor desaceleração = 0).
4. Recolher a camada flutuante, ajustar para 10% de sacarose e transferir para a parte inferior de um tubo de ultracentrífuga 13,2 ml para um rotor SW41Ti, ou equivalente. Sobreposição densidade ajustada sobrenadante com cerca de 5 ml de tampão de carbonato de sódio 100 mM gelado (pH 11,5) e 0,5 mL de HLM gelada.
5. Centrifugar a 4 ° C a 274,000 g durante 60 min utilizando SW41Ti rotor basculante. Permitir rotor a costa a uma parada (rotor desaceleração = 0) para minimizar a interrupção da camada de gotículas de lipídios.
6. Recolher cuidadosamente a camada superior flutuante (Figura 2D), contendogotículas lipídicas com uma pipeta de 1 ml e repita o passo 3.4.
7. Centrifugar a 4 ° C a 274,000 g durante 30 min utilizando SW41Ti rotor basculante. Permitir rotor a costa a uma parada (rotor desaceleração = 0).
8. Recolher cuidadosamente a camada flutuante de cor branca top contendo gotículas lipídicas com uma pipeta Pasteur dobrada em três tubos de 1,5 ml contendo 100 mL HLM.

Fração gotículas lipídicas Caracterização (Protocolos 1 e 2)

A recuperação e a pureza da fracção de gotículas de gordura pode ser verificada por Western Blot combinada com luz ou microscopia electrónica. Além disso, as alíquotas após diferentes passos de centrifugação pode ser recolhida e retida para determinar a eficiência de purificação. Em Western Blotting, é mais apropriado comparar o volume da fração de gotículas de gordura que representa o equivalente a todo o lisado celular de comparar gotículas lipídicas para outras frações de membrana em tEle função do teor de proteína total ^{de 24.}

Resultados

Se a centrifugação em gradiente de densidade funcionou como esperado, a camada flutuante deve conter gotículas lipídicas e ser desprovido de outros organelos toda a progressão dos spins de alta velocidade.

Para Protocolo 1, Western Blot foram realizadas com anticorpos para marcadores gotículas lipídicas (Erg6p) e organelas que foram encontrados para interagir com gotículas lipídicas em levedura, ER (Dpm1p), mitocôndria (Por1p), membrana plasmática (Pma1p), e vacúolos (Vma1p).

Discussão

As etapas críticas dentro deste protocolo

Certifique-se para ser consistente com os meios e as densidades celulares durante o crescimento das células em cultura. Gotículas lipídicas celulares são únicos na medida em que as suas proteínas associadas são altamente dependentes do ambiente no qual as células são cultivadas ^17. Portanto, os meios de comunicação em que as células são cultivadas e da densidade das células devem ser c...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Protocol 1
1. Growing yeast cells and converting to spheroplasts
Edinburgh Minimal Media (EMM)	Sunrise Science Products	2005
Yeast extract with 5 supplements (YE5S)	Sunrise Science Products	2011	YE5S media with 225 mg/ml of each supplement: adeninie, histidine, leucine, lysine, uracil. The equivalent for budding yeast would be YPD.
YPD powder	Sunrise Science Products	1875	For S. cerevisiae
Sorbitol	Fisher Scientific	BP439
Yeast Lytic Enzyme	MP Biomedicals	215352610
Lysing Enzymes from Trichoderma harzianum	Sigma-Aldrich	L1412
Zymolayse-20T	Sunrise Science Products	N0766391	For S. cerevisiae
BODIPY 493/503	Invitrogen	D-3922
Microscope Slides	Fisher Scientific	12-544-7
Microscope Cover Glass	Fisher Scientific	12-542-B
Plastic transfer pipette	Fisher Scientific	137115AM
1 L glass bottle
250 ml flask
2.8 L flasks
2. Yeast lipid droplet isolation
Tris-HCl	Fisher Scientific	BP153
EDTA	Fisher Scientific	BP120
Ficoll 400	Fisher Scientific	BP525
12-14k Spectra/Por Dialysis Membrane	SpectrumLabs	132680
EDTA-free Protease Inhibitor Cocktail Tablets	Roche Diagnostics	11873580001	irritant
Dounce Homogenizer	Sigma-Aldrich	D9938
Ultracentrifuge Tubes 25 mm x 89 mm (for SW28)	Beckman-Coulter	355642
12-14k Spectra/Por Dialysis Membrane	SpectrumLabs	132680
Temperature-controlled shaker	New Brunswick Scientific	C25KC
Thermo Sorvall Legend XTR centrifuge	Thermo-Scientific	75004521
Swinging Bucket Centrifuge Rotor	Thermo-Scientific	75003607
Fiberlite* F15-6x100y Fixed-Angle Rotor	Thermo-Scientific	75003698
Ultracentrifuge LB-M	Beckman-Coulter
SW28 Ultracentrifuge Rotor	Beckman-Coulter	342204
Protocol 2
1. Placental villous cells isolation
Disposable underpads	Fisher Scientific	23666062
Autoclavable pan (container), 3 L	Fisher Scientific	1336110
Fine scissors, sharp-sharp, straight	Fine Science Tools	1406011
London Forceps	Fine Science Tools	1108002
Dumont #7b Forceps	Fine Science Tools	1127020
Razor blades	Fisher Scientific	S65921
Screen cup for CD-1	Fisher Scientific	S1145
40 mesh screen	Fisher Scientific	S0770
Fisherbrand cell stainers 100 μm	Fisher Scientific	22363549
150 mm Petri Dishes	Fisher Scientific	NC9054771
NaCl	Fisher Scientific	S642
KCl	Fisher Scientific	P333
KH2PO4	Fisher Scientific	P386
Na2HPO4	Fisher Scientific	S374
D-Glucose	Fisher Scientific	D16
HEPES	Fisher Scientific	BP310
2.5% Trypsin 10x	Invitrogen	15090046
DNase I grade II, from bovine pancreas	Roche Applied Science	10104159001
Sodium bicarbonate solution	Sigma-Aldrich	S8761
500 ml Erlenmeyer flasks
250 ml Beakers
15 ml Centrifuge tubes
10 ml Serological pipettes
50 ml Centrifuge tubes
DMEM	Invitrogen	11965084
2. Lipid droplets isolation from villous placental cells
Tris-HCl	Fisher Scientific	BP153
EDTA	Fisher Scientific	BP120
D-Sucrose	Fisher Scientific	BP220
Sodium Carbonate	Fisher Scientific	BP357
EDTA-free protease inhibitor cocktail tablets	Roche Diagnostics	11873580001	irritant
Dounce homogenizer	Sigma-Aldrich	D9938
Ultracentrifuge tubes 25 mm x 89 mm (for SW28)	Beckman-Coulter	355642
Ultra-Clear centrifuge tubes 14 mm x 89 mm (for SW41)	Beckman-Coulter	344059
Disposable borosilicate glass Pasteur pipets	Fisher Scientific	1367820C
Biological safety hood	Thermo-Scientific
Waterbath	Fisher Scientific
Temperature-controlled shaker	New Brunswick Scientific	C25KC
Thermo Sorvall Legend XTR centrifuge	Thermo-Scientific	75004521
Swinging Bucket Centrifuge Rotor	Thermo-Scientific	75003607
Ultracentrifuge LB-M	Beckman-Coulter
SW28 Ultracentrifuge Rotor	Beckman-Coulter	342204
SW41 Ti Ultracentrifuge Rotor	Beckman-Coulter	331336
Western blot
IRDye 680 Goat Anti-Rabbit IgG	LI-COR	926-68071	dilution 1:15,000
IRDye 800CW Goat Anti-Mouse IgG	LI-COR	926-32210	dilution 1:5,000
NuPAGE Novex 12% Bis-Tris gels	Invitrogen	NP0341
Primary antibodies for Protocol 1
Erg6p	gift from Dr. G. Daum	Graz University of Technology, Austria	dilution 1:5,000
Dpm1p	Abcam	ab113686	4 μg/ml
Por1p	gift from Dr. G. Daum	Graz University of Technology, Austria	dilution 1:5,000
Pma1p	gift from Dr. G. Daum	Graz University of Technology, Austria	dilution 1:10,000
Vma1p (anti-ATP6V1A)	Abcam	ab113745	0.5 μg/ml
Primary antibodies for Protocol 2
Perilipin 2 (anti-ADFP)	Abcam	ab52355	2 μg/ml
Calnexin	Cell Signaling Technology	2679	dilution 1:1,000
GM130	Biorbyt	orb40533	dilution 1:25
COX IV	Cell Signaling Technology	4850	dilution 1:1,000
MEK1	Biorbyt	orb38775	dilution 1:50