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Resumo

Investigar as interações entre patógenos bacterianos e seus hospedeiros é uma importante área de pesquisa biológica. Aqui, descrevemos as técnicas necessárias para medir efetoras translocação por Coxiella burnetii durante o silenciamento do gene siRNA usando substrato BlaM.

Resumo

Coxiella burnetii, o agente causador da febre Q, é um patógeno intracelular que se baseia em um IV Dot / Icm Secreção Sistema Tipo de estabelecer um nicho replicativo. Uma coorte de efectores são translocados através deste sistema na célula hospedeira para manipular processos de acolhimento e permitir a criação de um único vacúolo derivadas de lisossoma para replicação. O método aqui apresentado envolve a combinação de duas técnicas bem estabelecidas: o silenciamento do gene específico utilizando siRNA e medição de translocação efectora utilizando um substrato baseado em TERF que se baseia na actividade β-lactamase. Aplicando estas duas abordagens, podemos começar a compreender o papel dos factores do hospedeiro em função do sistema de secreção bacteriana e translocação efetoras. Neste estudo nós examinamos o papel dos reguladores importantes da via de tráfico endocítica Rab5A e Rab7A, ambos. Nós demonstramos que silenciar a expressão de qualquer proteína resulta em uma diminuição no translocatio efectoraeficiência n. Estes métodos podem ser facilmente modificados para examinar outros agentes patogénicos intracelulares e extracelulares que também utilizam sistemas de secreção. Desta forma, uma imagem global dos factores do hospedeiro envolvidos na translocação bacteriana efetoras podem ser revelados.

Introdução

Coxiella burnetii é um patógeno intracelular único que faz com que a febre Q infecção humana zoonótica. Esta doença está associada a um largo espectro de apresentações clínicas que se prolongam a partir de seroconversão assintomática para infecção crónica com risco de vida que frequentemente se manifesta como endocardite anos após a exposição 1. A infecção humana ocorre principalmente através da inalação de aerossóis contaminados com ruminantes o principal reservatório para infecção, em particular, vacas leiteiras, ovelhas e cabras. Embora a infecção por Coxiella nestes animais é normalmente subclínicas, a infecção pode desencadear o aborto e a carga bacteriana considerável dentro do fluido de parto e da placenta podem contaminar o ambiente local 1. Um exemplo da enorme carga tal contaminação pode ter sobre a saúde pública e indústria da agricultura foi observada recentemente no surto de febre Q que ocorreu na Holanda 2. Entre 2007 e2010, mais de 4.000 casos humanos de febre Q foram diagnosticados e este surto estava ligada à contaminação significativa de cabra cultiva 3. Além disso, Coxiella é uma potencial arma biológica, como classificado pelos Centros dos EUA para Controle e Prevenção de Doenças, devido à estabilidade ambiental das bactérias e de baixa dose infecciosa necessária para causar morbidade e mortalidade 4 grave.

Coxiella existe em duas fases: Fase I organismos, isoladas de fontes naturais, são extremamente virulenta e Fase II organismos são altamente atenuado in vivo. Por exemplo, depois de várias passagens in vitro em Coxiella burnetii de nove milhas Fase I organismos, bactérias em fase II foram produzidos que contêm uma deleção cromossómica irreversível resultando em lipopolissacárido truncada (LPS) 5. Esta linhagem, C. burnetii NMII, é fenotipicamente semelhante à Fase I em modelos de cultura de tecidos e fornece um modo mais segurol para os investigadores a estudar patogênese Coxiella em laboratórios 5. Nos últimos anos, vários avanços têm avançado rapidamente no campo da genética Coxiella. Mais notavelmente, o desenvolvimento de meios axénica (acidificada forma cisteína citrato - ACCM-2) permitiu o crescimento isento de células de Coxiella em líquidos e sólidos em meios de 6,7. Isto resultou na melhoria directa de ferramentas genéticas disponíveis para Coxiella, incluindo um sistema de expressão indutível de genes, vectores de transporte e sistemas de transposões aleatórios 8-11. Mais recentemente, dois métodos para a inativação do gene alvo também foram desenvolvidos, abrindo o caminho para examinar os candidatos de genes de virulência específicos 12.

Após internalização por macrófagos alveolares, Coxiella replica para números elevados dentro de um compartimento ligado à membrana denominado o Coxiella- contendo vacúolo (CCV). O CCV requer tráfico endocítica hospedeiro thásperas precoces e tardias endossomas até que amadurece em uma organela derivados do lisossoma 13. Ao longo deste processo, o CCV adquire factores do hospedeiro que quer aparecer transitoriamente ou permanecer associado com o vacúolo, incluindo, mas não limitado a, Rab5, RAB7 proporcionou, CD63 e LAMP-13-15 janeiro. A replicação de Coxiella dentro das células hospedeiras é inteiramente dependente de um Dot / Icm Tipo IVB Secreção sistema totalmente funcional (T4SS) 8,16,17. Este sistema de secreção seja uma estrutura multi-proteína ancestral relacionada com sistemas de conjugação e abrange ambas as membranas bacterianas e vacuolares para administrar proteínas bacterianas, denominado efectores, para o citoplasma de acolhimento 18. O Coxiella T4SS é funcionalmente muito semelhante ao tipo IVB Dot / Icm sistema de secreção bem caracterizado de Legionella pneumophila 19,20. Curiosamente, a activação do T4SS e subsequente translocação efector não ocorre até que atinge o lisossoma Coxiella derivada ácidaorganela, aproximadamente 8 horas pós-infecção 17,21. Até à data, mais de 130 effectors Dot / ICM foram identificados 9,17,22-24. Muitos destes efectores provavelmente desempenham um papel importante durante a replicação de Coxiella dentro das células hospedeiras; no entanto, apenas alguns efetores foram caracterizados funcionalmente 25-29.

Neste estudo nós utilizamos um ensaio de fluorescência com base translocação que se baseia na clivagem do substrato CCF2-AM FRET (daqui em diante referido como o substrato BlaM) através da actividade β-lactamase dentro do citoplasma da célula hospedeira (Figura 1). O gene de interesse é fundida com a TEM-1 β-lactamase (BlaM) em um plasmídeo repórter que proporciona a expressão constitutiva. O substrato BlaM é composto por dois fluoróforos (cumarina e fluoresceina) que formam um par de FRET. Excitação da cumarina resultados em FRET da fluoresceína e emissão de fluorescência verde na ausência de translocação efectora; No entanto, se o Blaproteína de fusão M-efectora é translocado para dentro do citoplasma de acolhimento, a resultante β-lactamase cliva o anel de actividade β-lactama do substrato BlaM, separando o par de FRET produzindo emissão de fluorescência azul seguinte de excitação. Este ensaio de translocação foi bem comprovada como uma abordagem para identificar proteínas efectoras a partir de uma gama de diferentes bactérias intracelulares e extracelulares, incluindo C. burnetii, L. pneumophila, L. longbeachae, Chlamydia trachomatis, E. enteropatogênica coli, Salmonella e Brucella 17,30-35.

Para determinar o papel dos factores do hospedeiro específicas sobre Coxiella efetoras translocação nós utilizamos um método bem estabelecido para o silenciamento do gene conhecido como interferência de RNA, em particular as pequenas interferência RNA (siRNA). Originalmente identificado em Caenorhabditis elegans, a interferência RNA é um processo celular endógena conservada usado para defe inataNSE contra vírus, bem como do gene regulação 36,37. Após a ligação do siRNA específica da sequência, a degradação de ARNm ocorre através RISC (induzida por complexo de ARN de silenciamento) resultando no silenciamento de genes específicos ou knockdown 38. Neste estudo, siARN foi usada para alvejar duas proteínas do hospedeiro, e Rab5A Rab7A, que são reguladores importantes da via endocítica. O impacto de silenciar Rab5A e Rab7A na translocação efetoras foi determinada segundo C. burnetii pBlaM-CBU0077. CBU0077 foi selecionado como foi mostrado anteriormente para ser translocado pelo sistema de secreção de Dot / Icm de Coxiella 17.

Utilizando tanto o silenciamento do gene siRNA e no ensaio de translocação fluorescencebased descrito aqui, estamos começando a estabelecer um papel para fatores do hospedeiro na translocação de proteínas efetoras por Coxiella. Esta abordagem pode ser aplicada a uma vasta gama de bactérias tanto intracelulares e extracelulares que possuem secretio semelhantesistemas n responsáveis ​​pela translocação de proteínas efectoras.

Protocolo

Nota: Todos os procedimentos que envolvem o crescimento ou a manipulação de Coxiella burnetii RSA439 NMII deve ser realizada em um Contenção Nível Físico 2 Laboratório e dentro de uma cabine de segurança biológica em conformidade com as directrizes locais. Um diagrama esquemático do fluxo de trabalho de transfecção e ensaio de translocação inversa descrito abaixo é mostrado na Figura 2.

1. Preparação de C. burnetii Cultura Expressando CBU0077 fundido com p-lactamase (pBlaM-CBU0077) (dia 1)

  1. Prepare 1X ACCM-2 6:
    1. Combinam-se as componentes listadas na Tabela 1. Ajustar o pH a 4,75 com NaOH 6 M e esterilizar filtro (não autoclave). ACCM-2 é estável durante cerca de três semanas armazenados a 4 ° C.
  2. Gerar C. stocks burnetii pBlaM-CBU0077.
    1. Infect HeLa 229 células com o C. estirpe burnetii transportando pBlaM-CBU0077 e passagem até grande vacuolES são observados na maioria das células.
      1. Cresça o C. burnetii estirpe transportando pBlaM-CBU0077 em 20 ml ACCM-2 que contém 3 ug / ml de cloranfenicol em um balão de cultura de 75 centímetros dois tecidos com tampa ventilada durante 7 dias a 37 ° C em 5% de CO2, 2,5% de O2.
      2. Centrifugar a C. cultura burnetii pBlaM-CBU0077 a 15000 × g durante 15 min à temperatura ambiente.
      3. Re-suspender o sedimento em 20 mL de DMEM + 10% de soro fetal de vitelo (FCS) + 3 ug / ml de cloranfenicol (meio de manutenção). Remova a mídia a partir de um 50% confluentes 75 cm2 frasco de células HeLa 229. C. Adicionar re-suspenso burnetii a células HeLa 229. Incubar durante 2 dias a 37 ° C em 5% de CO2 para permitir que a infecção das células de HeLa de 229 a estabelecer.
      4. Células dividido em 175 cm2 frasco de cultura de tecidos.
        1. Remover o meio do frasco de 75 cm2 e lava-se a monocamada com duas vezes 10 ml de PBS pré-aquecido.
        2. Adicionar 1 ml de oF 0,05% de tripsina-EDTA células solução e local em CO 2 temperatura de 37 ° C + 5% durante 3 - 5 minutos para separar as células.
        3. células re-suspensão em 10 ml de meio de manutenção. Adicionar 2 ml de células ressuspensas em um 2 frasco de 175 cm, que inclua 38 ml de meio de manutenção.
        4. Incubar a 37 ° C em 5% de CO 2 durante mais 3 - 5 dias até 100% de confluência é atingido e são observadas grandes vacúolos.
    2. Recolher o sobrenadante do frasco de 175 cm 2, adicionam-se 10 mL de dH2O para cobrir as células HeLa infectadas 229 e incubar durante 15 min para lisar as células infectadas.
    3. Combinar o sobrenadante e as células lisadas e a pelete a 15000 × g durante 15 min à temperatura ambiente.
    4. Re-suspender pellet em 10 ml de dH 2 O. Lisar as células por mais passando repetidamente a re-suspensão através de uma agulha 23G ligada a uma seringa de 10 ml, pelo menos, 20 vezes. Pelete a 500 x g durante 5 min para remover os detritos celulares.
    5. Retirar sedimento e sobrenadante a 15000 × g durante 15 min à temperatura ambiente para recolher C. burnetii.
    6. Re-suspender C. burnetii em DMEM + FCS a 10% e a quantificação do número de bactérias como por 4. Diluir com 1 x 10 genomas 9 / ml, utilizando meio DMEM + FCS a 10% + 10% de dimetilsulfóxido (DMSO), alíquota de 50 ul das existências em tubos de microcentrífuga e armazenar a -80 ° C.
  3. Inocular 10 ml de pré-aquecido ACCM-2 que contém 3 ug / ml de cloranfenicol com 20 ul de C. burnetii pBlaM-CBU0077 estirpe 17 (de stocks gerados em 1,2 armazenadas a -80 ° C) em um 25 centímetros garrafa de cultura de tecidos 2 com tampa ventilada. Crescer a cultura bacteriana de 7 dias a 37 ° C em 5% de CO2, 2,5% de O2.

2. transfecção Reverso de siRNA e semeadura de HeLa 229 Cells (DIA 4)

  1. Quando se utiliza o siRNA experimental para a primeira vez prepararo siARN da seguinte forma:
    1. Resumidamente centrifugar o siRNA liofilizou-se para garantir que o grânulo siRNA é recolhido no fundo do tubo.
    2. Re-suspender o siRNA sedimentadas a uma concentração final de 20 estoque uM pipetando o volume adequado de tampão 1x siRNA (Tabela 2).
    3. Pipetar a solução cima e para baixo 3 - 5 vezes para misturar e colocar num misturador orbital durante 30 min à TA, invertendo o tubo a cada 5-10 min.
    4. Resumidamente Centrifugar o tubo para garantir o siRNA é recolhido na parte inferior do tubo.
    5. Alíquota o siRNA em 50 mL alíquotas em tubos de microcentrífuga e armazenar a -20 ° C até ser necessário.
    6. Para gerar 1 fiM de concentração de ARNsi de trabalho, pipeta de 950 uL de tampão 1X siARN em uma aliquota de 50 ul de estoque (20 mM) quando necessário. Nota: Esta concentração de trabalho 1? M pode ser congelar-descongelado várias vezes para transfecções repetidas.
  2. Coloque DMEM + FCS a 10%,; 0,05% de tripsina-EDTA e PBS num banho de água a 37 ° C (ou equivalente) durante 30 minutos para aquecer antes da utilização.
  3. Preparação de componentes de transfecção:
    Nota: O protocolo seguinte foi optimizado para as células de HeLa 229 numa microplaca de 96 poços, com paredes pretas e fundo transparente plana. A optimização da quantidade de reagente de transfecção, a concentração de siRNA e semeadura densidade das células pode ser necessário para diferentes linhas de células.
    1. Para cada poço, usar 0,1 mL de reagente de transfecção, 15,9 ul de meio de soro reduzido (meio essencial mínimo utilizado para transfecções, referem-se a tabela de materiais) e 4 ul de 1 uM de siRNA (resultando numa concentração final de 40 siARN nM). Utilize tubos de microcentrífuga separados para OTP, PLK1, Rab5A e Rab7A. Meça cada condição de ensaio em triplicado. Um exemplo de uma disposição da placa de 96 poços é mostrado na Figura 3.
      Nota: Este protocolo inclui a utilização de dois controlos: OTP e PLK1. OTP écomposto por quatro siARN reunidas que foram optimizados para reduzir os efeitos fora do alvo e, assim, OTP é usado como um controlo negativo, não segmentação. Mexidos siRNA também poderia ser utilizada como um controlo negativo. A perda de resultados de expressão PLK1 na morte celular extensiva em um número de linhas de células através da indução de vias pró-apoptóticos e, por conseguinte, PLK1 siRNA é utilizado como controlo positivo para a transfecção em que a morte celular correlaciona-se a eficácia de transfecção.
      1. Para cada transfecção siRNA experimental, combine médio reduzido de soro de 0,4 mL de reagente de transfecção e 63,6 ul em um tubo de microcentrífuga individual. Vortex todos os tubos de microcentrífuga e permitir que os componentes de complexo durante 5 min à TA.
      2. Adicionar 16μl de cada siRNA experimental para os correspondentes tubos de microcentrífuga contendo o complexo de transfecção. Vortex e incubar durante 20 min à TA. Nota: É importante que não se exceda 30 minutos, como a eficiência de transfecção irá diminuir.
  4. Durante o 20 min incubation (2.3.1.2) adicionar 20 ul do reagente de transfecção + médio reduzido de soro + siRNA misturar nos poços apropriados de uma bandeja estéril preto, plana clara bottom 96 poços.
  5. Assim que o período de incubação de 20 min é completa, semente de HeLa de 229 células a uma densidade de 3,92 x 10 3 células / poço.
    1. Colheita de HeLa de 229 células confluente ou 75 cm balão de cultura de 2 tecidos sub-confluente em meio DMEM pré-aquecido + 10% de FCS e as células re-suspensão para uma densidade final de 4,9 x 10 4 culas / ml, tal como por métodos padrão. Para assegurar a eficiência de transfecção não é comprometida, preparar células durante o período de incubação de 20 min (2.3.1.2).
      1. Lavar a monocamada de células HeLa 229 duas vezes com 10 ml de PBS pré-aquecido.
      2. Adicionar 1 ml de 229 células 0,05% solução de tripsina-EDTA e local HeLa em CO 2 37 ° C + 5% para o 3 - 5 min para separar células.
      3. Recolher as células em 9 ml de pré-aquecida DMEM + 10% FCS. Contagem de células utilizando um hemocitómetro e preparar as células para uma densidade final de 4,9 x 10 4 culas / ml, utilizando meio DMEM + FCS a 10%.
    2. Pipetar 80 ul de células HeLa 229 com uma densidade de 4,9 x 10 4 culas / ml em cada poço que contém o reagente de transfecção + reduzido de soro siARN meio + mistura. Isto corresponde a uma densidade celular de 3,92 x 10 3 células / poço.
      Nota: A subtração é necessário para o substrato BlaM.
      1. Não adicionar células ou siRNA para "em branco" poços (Figura 3). Em vez disso, adicionar 80 mL de DMEM + 10% FCS a estes poços criados em triplicado.
    3. Incubar durante 24 horas a 37 ° C + 5% de CO 2.

3. Mudar mídia (DIA 5)

  1. Depois de 24 horas, remover a mídia usando um adaptador multicanal ligado a uma fonte de vácuo ou manualmente com uma pipeta multi-canal, e substituir com 100 l de Pré-aquecer frescoEd DMEM + 10% FCS.
  2. Incuba-se durante mais 48 h a 37 ° C + 5% de CO 2.
  3. Neste ponto, verifique a viabilidade das células visualmente utilizando um microscópio de luz padrão. Se a transfecção inversa tem sido bem sucedida, a morte celular significativa será observada nos poços contendo siARN PLK1 em comparação com OTP siARN.

4. Quantificação de Coxiella burnetii pBlaM-CBU0077 estirpe utilizando qPCR (dia 7)

  1. Após 7 dias de crescimento em ACCM-2 a 37 ° C em 5% de CO2, 2,5% de O 2 (1,3), centrifugar a 10 ml C. cultura burnetii pBlaM-CBU0077 a 15000 × g durante 15 min à temperatura ambiente.
  2. Re-suspender o sedimento bacteriano em 10 ml de pré-aquecida DMEM + 10% FCS. Prepare a 1:10 e 1: 100 diluições da cultura (amostra), utilizando dH2O
  3. Defina-se os componentes necessários para a qPCR.
    Nota: ADNg extracção pode ser realizada com antecedência e guardadas a -20 ° C untIL necessária.
    1. Preparação de padrões:
      1. Extrair a partir de ADNg Coxiella burnetii RSA439 NMII estirpe de tipo selvagem cultivadas em ACCM-2 a 37 ° C em 5% de CO2, 2,5% de O 2 durante 7 dias, usando um kit de extracção de ADNg, de acordo com as instruções do fabricante.
      2. Medir a concentração ADNg (g / mL) utilizando uma Nanodrop (ou equivalente) a uma absorvância de 260 nm.
      3. Calcular o número de cópias do genoma por ul usando a seguinte fórmula abaixo, e converter-se ao número de genomas / ml.
        figure-protocol-11316
      4. Ajustar o número de genomas / ml a 10 / ml (9, num volume final de 100 ul) num tubo de microcentrífuga novo usando dH2O Isto pode ser fervido durante 10 min e armazenadas a -20 ° C até ser necessário.
      5. No dia da infecção, gerar 10 diluições em série de 10 8 genomas / ml a 10 / ml 5 genomas do genoma 9 10s / ml.
        1. Pipetar 10 ul de 10 9 genomas / mL em 90 mL de dH2O para gerar 10 8 genomas / ml. Vortex para misturar. Pipetar 10 ul de 10 8 genomas / mL em 90 mL de dH2O para gerar 10 7 genomas / ml. Vortex e repita até 10 5 genomas / ml.
    2. Configurar reação qPCR. Criar uma mistura mestre para 25 poços para compensar eventuais erros de pipetagem. Para cada cavidade, 10 ul usar qPCR Master Mix; 2 ul de mistura de iniciadores (ompA 4.3.2.2) e 3 uL de dH2O
      Nota: OmpA é uma proteína da membrana externa da C. burnetii '39 e uma secção de 82 pares de bases dentro de uma região altamente conservada foi seleccionado para ser utilizado como uma sonda como anteriormente descrito 40.
      1. Configurar cada padrão (dH 2 O, 10 5, 10 6, 10 7, 10 8, 10 9 genomas / ml) e amostras (1:10 e 1: 100 de diluição) em uma de 96 cavidades de PCR arrancar a placa (não-contornado) em duplicado ou triplicado, respectivamente. Adicionar 5 mL de amostra ou padrão nos poços apropriados.
      2. Usando dH2O, diluir tanto o iniciador directo ompA (5'-CAGAGCCGGGAGTCAAGCT-3 ') e o iniciador inverso OmpA (5'-CTGAGTAGGAGATTTGAATCGC-3') para uma concentração final de 4 | iM e combinam no mesmo tubo de microcentrífuga.
        Nota: A mistura de iniciadores de ompA pode ser preparado antecipadamente e guardado a -20 ° C até ser necessário.
      3. Combinar 250 mL de qPCR Master Mix, 50 ul de mistura de iniciadores de ompA, 75 uL de dH2O e agitar com vortex para misturar. Adicionar 15 ul desta mistura principal para poços contendo os padrões ou de amostras.
      4. Colocar 8-tampa tampas tira de PCR para os poços apropriados e centrifugar de pulso dos tubos PCR para garantir que tudo está recolhidos no fundo dos tubos.
      5. Configure o seguinte programa em uma ma PCR quantitativolombo: 50 ° C durante 2 min, 95 ° C durante 10 min, seguido de 45 ciclos de 95 ° C durante 1 segundo e 60 ° C durante 20 segundos (Figura 4A).
    3. Analisar o Ct (limiar de ciclo) valores do qPCR:
      1. Transferir os valores de Ct para uma planilha usando a função de exportação do programa.
      2. Criar um gráfico de dispersão das normas 10 5 genomas / ml até 10 9 genomas / ml (expressas como valores de log). Descarte os valores atípicos óbvios entre as amostras em triplicado. Gerar uma linha de tendência logarítmica e determinar a equação do gráfico.
      3. Calcular o número total de genomas / mL na amostra usando a equação gerada em 4.3.3.2. Não se esqueça de ter em conta a diluição inicial (1:10 e 1: 100) das amostras.

5. Infecção de reverso células transfectadas (dia 7)

  1. Depois de calcular o total de genomas / ml no C. carrapichocultura netii pBlaM-CBU0077 para ser utilizada para a infecção, ajustar cultura bacteriano ressuspenso para infectar células a um MOI de 300 num volume final de 50 ul / poço, utilizando pré-aquecido DMEM + 10% FCS.
    Nota: A densidade esperada de células HeLa semeadas 229 com um tempo de replicação normal após 72 horas é 3.136 x 10 4 células / poço. A quantidade de bactérias necessárias para infectar a uma MOI de 300 é 9,408 x 10 6 em 50 mL, o que equivale a 1,88 x 10 8 bactérias / ml.
    1. Utilizando o valor calculado a partir dos genomas de qPCR (/ ml) (4.3.3.3), diluir as bactérias re-suspensas usando pré-aquecido DMEM + FCS a 10% num volume final de 2 ml para infectar as células transfectadas reversa.
  2. Remova a mídia existente a partir do branco e células transfectadas reversa.
  3. Adicionar 50 ul de bactéria diluída (1,88 x 10 8 bactérias / ml) aos poços apropriados. Adicionar 50 ul de DMEM + FCS a 10% para ambos o branco e upoços ninfected.
  4. Incubar durante 24 horas a 37 ° C + 5% de CO 2.

6. A adição de BlaM Substrato para determinar o nível de translocação (DIA 8)

  1. Prepare as soluções para a solução 6x carregamento de substrato BlaM.
    Nota: Solução A, B e C são fornecidas no kit substrato BlaM (Consulte a Tabela de Materiais). Solução B podem formar um precipitado à temperatura ambiente. Aquecer esta solução a 37 ° C antes de usar e o precipitado deve dissolver.
    1. Quando se utiliza o kit para o primeiro tempo, adicionar 185 ul de DMSO (fornecido com o kit de substrato BlaM) à solução dessecada A. Subsequentemente, armazenar o ressuspenso Uma solução a -20 ° C.
    2. Preparar solução 0,1 M probenicide antecipadamente e armazenar em alíquotas de 1 ml a -20 ° C até ser necessário.
      1. Prepare de NaOH 0,4 M (1,6 g em 100 ml de dH2O).
      2. Prepare Na 100 mM de tampão fosfato de pH 8 (1,56 g de NaH 2 PO 4 .2H 2 O e 1,41 g de Na 2 HPO 4 em 100 ml de dH2O).
      3. Dissolve-se 1,25 g de probenecid em 22 ml de NaOH 0,4 M, por agitação vigorosa.
      4. Adicionar 22 ml de Na 100 mM de tampão de fosfato a pH 8 (solução torna-se turva) e agitar para dissolver o precipitado que se forma.
      5. Ajustar o pH a 8 (se necessário) usando M NaOH / HCl 1.
      6. Mexa vigorosamente e aquecer ligeiramente (<50 ° C) até que a solução é mais clara.
      7. Filtro (0,2 um de tamanho de poro) e alíquota em volumes de 1 mL. alíquotas armazenar a -20 ° C.
  2. Para cada poço, usar 0,06 ul de solução A, 0,54 mL Solução B, 7,9 ul de solução C e 1,5 ul de 0,1 M de probenicida. Criar uma mistura principal para os 30 poços por primeiro combinando 1,8 mL de solução A e 16,2 ml de solução B em conjunto num tubo de microcentrífuga. Misturar bem utilizando um vortex. Adicionar 237 ul de solução C e 45 ul de 0,1 M de probenicida. Vortex de combinar todas components.
    Nota: A solução 6x carregamento é estável durante até 4 horas (no escuro), mas deve ser preparado tão próximo quanto possível antes da utilização.
  3. Adicionar 10 ul da solução 6x carregamento directamente em todos os poços em branco e inverter transfectadas sem retirar os meios de comunicação existentes.
  4. Incubar a placa a temperatura ambiente durante 2 horas no escuro.
  5. Para determinar o nível de translocação, quantificar a quantidade de fluorescência utilizando um leitor de microplacas.
    Nota: O procedimento seguinte é específico para o leitor de microplacas ClarioSTAR. leitores de microplacas equivalentes podem também ser utilizados.
    1. Criar um novo protocolo de intensidade de fluorescência usando endpoint como o modo de leitura.
    2. Ajustar os parâmetros básicos da seguinte forma:
      1. Escolha de microplacas de 96 poços.
      2. Em Configurações de óptica, selecione 2 multichromatics com as seguintes configurações definidas pelo utilizador: (1) Entrada 410-10 nm de excitação e de emissão 520-10 nm. (2) entrada de excitação 410-10 nm e emissão 450-10 nm. Assegurar o bem multichromatics é selecionado.
      3. Escolha média orbital com um diâmetro de 3 mm.
      4. Sob óptica, selecione óptica inferior.
      5. Sob velocidade e precisão, selecione preciso. Isto corresponde a oito regiões por poço.
    3. Ajustar o layout da placa escolhendo os poços apropriados como amostras.
    4. Seleccione a medição inicial.
    5. Retire a tampa e coloque a bandeja no leitor de placas. Para evitar atingir valores máximos de fluorescência, garantir o valor de ganho é ajustado. Para fazer isso, realizar um ajuste de ganho de um dos poços infectados que foi transfectada com o OTP inversa siARN. Isto corresponde à maior translocação esperado.
    6. Seleccione a medição início para medir todos os poços apropriados usando fluorescência de fundo em uma excitação de 410 nm e emissão de ambos os 450 nm e 520 nm para a fluorescência azul e verde, respectivamente.

7. Análise dos Resultados:

  1. Calcular a proporçãode 450 nm a 520 nm (azul para verde) para todas as amostras após redução em branco e expressa em relação à amostra não infectado OTP.
    Nota: as seguintes etapas de análise são fornecidas para um programa de planilha simples.
    1. Usando a função de exportação no leitor de microplacas, transferir os valores de fluorescência brutos obtidos tanto para 520 nm e 450 comprimentos de onda de emissão nm (6.5) em uma planilha.
    2. Calcula-se a média do "branco" leituras (meios apenas, sem células) para o comprimento de onda de 520 nm por adição de 520 nm, valores de fluorescência matérias e dividindo-se pelo número de poços (3). Repita usando os valores de 450 nm de comprimento de onda em branco. Estes valores representam a fluorescência de fundo, devido à placa de 96 poços e meios de comunicação.
    3. Subtrair a fluorescência de fundo. Utilizando os valores obtidos em 7.1.2 subtrair a média do comprimento de onda de 520 nm em branco a partir de todos os valores de fluorescência da amostra 520 nm. Repita o procedimento para os valores de 450 nm de comprimento de onda.
    4. Para obter o 450: a relação nm 520 utiliza os valores corrigidos em branco (7.1.3). Dividir cada valor de fluorescência da amostra a 450 nm, por seu valor de 520 nm correspondente.
    5. Calcula-se a média dos valores da relação de OTP não infectadas através da adição de 450: valores de relação 520 nm (a partir de 7.1.4) e dividindo-se pelo número de poços (3).
    6. Calcula-se a razão entre as amostras em relação a OTP não infectado dividindo a 450: 520 nm, relação em 7.1.4 calculada pela média do valor não infectado OTP proporção calculada em 7.1.5.

8. Adição de Núcleos Stain para determinar o número de células após a translocação Assay (DIA 8)

  1. Após quantificação de fluorescência, remover meios que contêm solução de carregamento 6x de todos os poços usando um adaptador de multi-canal ligado a uma fonte de vácuo ou manualmente com uma pipeta multi-canal.
  2. Adicionar 50 ul de solução a 4% de PFA (paraformaldeído)em PBS a todos os poços adequados para fixar as células. Incubar à temperatura ambiente durante 20 min.
  3. Remover 4% PFA solução PBS (como por 8.1) e lavar as células duas vezes com 75 ul de PBS.
  4. Adicionar 50 ul de um corante nuclear permeável de células, por exemplo, DAPI (4 ', 6-diamidino-2-fenilindole), a cada poço. Aquisição de imagens com um microscópio de fluorescência e quantificar o número de núcleos presentes em cada poço após o tratamento siRNA usando o software de análise de imagem apropriado, tal como ImageJ 41.

Resultados

Para este estudo, a C. burnetii pBlaM-CBU0077 estirpe foi seleccionada como CBU0077 tem sido mostrado previamente para ser um efector translocado do sistema de secreção de Coxiella Dot / Icm 17. Antes da infecção, o número total de genomas / ml no sete dias C. cultura burnetii pBlaM-CBU0077 foi enumerada utilizando qPCR. A Figura 4 demonstra um exemplo do ciclo limiar (Ct) valores esperados a partir de ambos os padrões...

Discussão

sistemas de secreção, e as proteínas efectoras bacterianas estes sistemas de transporte para o citoplasma das células hospedeiras, são um componente importante de virulência que muitas bactérias patogénicas utilizar para estabelecer uma infecção em nichos replicativas exclusivos. O foco de muitos grupos de pesquisa foi investigar a interação entre efetores bacterianas e proteínas do hospedeiro e a influência destes efectores têm sobre as vias celulares do hospedeiro. pesquisa muito limitada, se alguma, ex...

Divulgações

The authors have nothing to disclose.

Agradecimentos

This work was supported by National Health and Medical Research Council (NHMRC) grants (Grant ID 1062383 and 1063646) awarded to HJN. EAL is supported by an Australian Postgraduate Award.

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
Reagents
Citric acidSigmaC0759ACCM-2 medium component
Sodium citrateSigmaS4641ACCM-2 medium component
Potassium phosphateSigma60218ACCM-2 medium component
Magnesium chlorideCalbiochem442611ACCM-2 medium component
Calcium chlorideSigmaC5080ACCM-2 medium component
Iron sulfateFisherS93248ACCM-2 medium component
Sodium chlorideSigmaS9625ACCM-2 medium component
L-cysteineSigmaC6852ACCM-2 medium component
Bacto-neopeptoneBD211681ACCM-2 medium component
Casamino acidsFisherBP1424ACCM-2 medium component
Methyl beta cyclodextrinSigmaC4555ACCM-2 medium component
RPMI + GlutamaxThermoFisher Scientific61870-036ACCM-2 medium component
ChloramphenicolSigmaC0378For bacterial culture
ON-TARGETplus Non-targeting Control Pool (OTP)DharmaconD-001810-10-05Non-targeting control
siGENOME Human PLK1 (5347) siRNA - SMARTpoolDharmaconM-003290-01-005Causes cell death; measure of transfection efficiency
siGENOME Human RAB5A (5968) siRNA - SMARTpoolDharmaconM-004009-00-0005
siGENOME Human RAB7A (7879) siRNA - SMARTpoolDharmaconM-010388-00-0005
5X siRNA bufferDharmaconB-002000-UB-100Use sterile RNase-free water to dilute 5X siRNA buffer to 1X siRNA buffer
DharmaFECT-1 Transfection ReagentDharmaconT-2001-01For transfection
Opti-MEM + GlutaMAXThermoFisher Scientific51985-034Reduced-serum medium used for transfection
DMEM + GlutaMAXThermoFisher Scientific10567-014For cell culture and infection
Heat-inactivated fetal calf serum (FCS)Thermo ScientificSH30071.03Can use alternate equivalent product
DMSOSigmaD8418For storage of Coxiella strain
PBSFor cell culture
0.05% Trypsin + EDTAThermoFisher Scientific25300-054For cell culture
dH2OFor dilution of samples and standards for qPCR
Quick-gDNA Mini PrepZYMO ResearchD3007Can use alternate equivalent product to extract gDNA
SensiFAST SYBR No-ROX KitBiolineBIO-98020Can use alternate equivalent qPCR master mix product for qPCR reaction
LiveBLAzer FRET-B/G Loading kit with CCF2-AMInvitrogenK1032For measurement of translocation using fluorescence and generation of the 6X loading solution (contains Solution A, B, C and DMSO)
Sodium hydroxideMerck106469Probenicid solution component
Sodium phosphate monobasicSigma71505Probenicid solution component
di-Sodium hydrogen orthophosphateMerck106586Probenicid solution component
ProbenicidSigmaP8761Probenicid solution component
DRAQ5 Fluorescent Probe Solution (5 mM)ThermoFisher Scientific62251Nuclei stain to determine cell viablity. Use 1:4000 diluted in PBS. 
4% PFA (paraformaldehyde) solution in PBSSigmaP6148Fixing solution for HeLa 229 cells
25cm2 tissue culture flask with vented capCorning430639For growth of bacterial strain
96 Well Flat Clear bottom Black Polystyrene TC-Treated Microplates, Individually wrapped, with Lid, SterileCorning3603
75cm2 tissue culture flask with vented capCorning430641For growth of HeLa 229 cells
175cm2 tissue culture flask with vented capCorning431080For growth of HeLa 229 cells
HaemocytometerFor quantification of HeLa 229 cells
Tear-A-Way 96 Well PCR plates4titude4ti-0750/TAFor qPCR reaction
8-Lid chain, flatSarstedt65.989.002For qPCR reaction
NameCompanyCatalog NumberComments
Equipment
Bench top microfuge
Bench top vortex
Orbital mixer
CentrifugeEppendorf5810 RFor pelleting bacterial culture
NanodropFor gDNA quantification
Mx3005P QPCR machineAligent Technologies401456For quantification of Coxiella genomes in 7 day culture
ClarioSTAR microplate readerBMG LabTechFor measurement of fluorescence

Referências

  1. Delsing, C. E., Warris, A., Bleeker-Rovers, C. P. Q fever: still more queries than answers. Adv Exp Med Biol. 719, 133-143 (2011).
  2. Delsing, C. E., Kullberg, B. J., Bleeker-Rovers, C. P. Q fever in the Netherlands from 2007 to. Neth J Med. 68, 382-387 (2010).
  3. van der Hoek, W., et al. Epidemic Q fever in humans in the Netherlands. Adv Exp Med Biol. 984, 329-364 (2012).
  4. Madariaga, M. G., Rezai, K., Trenholme, G. M., Weinstein, R. A. Q fever: a biological weapon in your backyard. Lancet Infect Dis. 3, 709-721 (2003).
  5. Hoover, T. A., Culp, D. W., Vodkin, M. H., Williams, J. C., Thompson, H. A. Chromosomal DNA deletions explain phenotypic characteristics of two antigenic variants, phase II and RSA 514 (crazy), of the Coxiella burnetii nine mile strain. Infect Immun. 70, 6726-6733 (2002).
  6. Omsland, A., et al. Isolation from animal tissue and genetic transformation of Coxiella burnetii are facilitated by an improved axenic growth medium. Appl Environ Microbiol. 77, 3720-3725 (2011).
  7. Omsland, A., et al. Host cell-free growth of the Q fever bacterium Coxiella burnetii. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, 4430-4434 (2009).
  8. Beare, P. A., et al. Dot/Icm type IVB secretion system requirements for Coxiella burnetii growth in human macrophages. MBio. 2, e00175-e00111 (2011).
  9. Chen, C., et al. Large-scale identification and translocation of type IV secretion substrates by Coxiella burnetii. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 21755-21760 (2010).
  10. Voth, D. E., et al. The Coxiella burnetii cryptic plasmid is enriched in genes encoding type IV secretion system substrates. J Bacteriol. 193, 1493-1503 (2011).
  11. Beare, P. A., Sandoz, K. M., Omsland, A., Rockey, D. D., Heinzen, R. A. Advances in genetic manipulation of obligate intracellular bacterial pathogens. Front Microbiol. 2, 97 (2011).
  12. Beare, P. A., Larson, C. L., Gilk, S. D., Heinzen, R. A. Two systems for targeted gene deletion in Coxiella burnetii. Appl Environ Microbiol. 78, 4580-4589 (2012).
  13. Howe, D., Shannon, J. G., Winfree, S., Dorward, D. W., Heinzen, R. A. Coxiella burnetii phase I and II variants replicate with similar kinetics in degradative phagolysosome-like compartments of human macrophages. Infect Immun. 78, 3465-3474 (2010).
  14. Heinzen, R. A., Scidmore, M. A., Rockey, D. D., Hackstadt, T. Differential interaction with endocytic and exocytic pathways distinguish parasitophorous vacuoles of Coxiella burnetii and Chlamydia trachomatis. Infect Immun. 64, 796-809 (1996).
  15. Romano, P. S., Gutierrez, M. G., Beron, W., Rabinovitch, M., Colombo, M. I. The autophagic pathway is actively modulated by phase II Coxiella burnetii to efficiently replicate in the host cell. Cell Microbiol. 9, 891-909 (2007).
  16. Beare, P. A. Genetic manipulation of Coxiella burnetii. Adv Exp Med Biol. 984, 249-271 (2012).
  17. Carey, K. L., Newton, H. J., Luhrmann, A., Roy, C. R. The Coxiella burnetii Dot/Icm system delivers a unique repertoire of type IV effectors into host cells and is required for intracellular replication. PLoS Pathog. 7, e1002056 (2011).
  18. Segal, G., Shuman, H. A. Possible origin of the Legionella pneumophila virulence genes and their relation to Coxiella burnetii. Mol Microbiol. 33, 669-670 (1999).
  19. Zamboni, D. S., McGrath, S., Rabinovitch, M., Roy, C. R. Coxiella burnetii express type IV secretion system proteins that function similarly to components of the Legionella pneumophila Dot/Icm system. Mol Microbiol. 49, 965-976 (2003).
  20. Zusman, T., Yerushalmi, G., Segal, G. Functional similarities between the icm/dot pathogenesis systems of Coxiella'burnetii and Legionella pneumophila. Infect Immun. 71, 3714-3723 (2003).
  21. Newton, H. J., McDonough, J. A., Roy, C. R. Effector Protein Translocation by the Coxiella burnetii Dot/Icm Type IV Secretion System Requires Endocytic Maturation of the Pathogen-Occupied Vacuole. PLoS One. 8, e54566 (2013).
  22. Lifshitz, Z., et al. Computational modeling and experimental validation of the Legionella and Coxiella virulence-related type-IVB secretion signal. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, E707-E715 (2013).
  23. Voth, D. E., et al. The Coxiella burnetii ankyrin repeat domain-containing protein family is heterogeneous, with C-terminal truncations that influence Dot/Icm-mediated secretion. J Bacteriol. 191, 4232-4242 (2009).
  24. Weber, M. M., et al. Identification of C. burnetii type IV secretion substrates required for intracellular replication and Coxiella-containing vacuole formation. J Bacteriol. , (2013).
  25. Klingenbeck, L., Eckart, R. A., Berens, C., Luhrmann, A. The Coxiella burnetii type IV secretion system substrate CaeB inhibits intrinsic apoptosis at the mitochondrial level. Cell Microbiol. 15 (4), 675-678 (2013).
  26. Larson, C. L., Beare, P. A., Howe, D., Heinzen, R. A. Coxiella burnetii effector protein subverts clathrin-mediated vesicular trafficking for pathogen vacuole biogenesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, E4770-E4779 (2013).
  27. Luhrmann, A., Nogueira, C. V., Carey, K. L., Roy, C. R. Inhibition of pathogen-induced apoptosis by a Coxiella burnetii type IV effector protein. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 18997-19001 (2010).
  28. Newton, H. J., et al. A screen of Coxiella burnetii mutants reveals important roles for Dot/Icm effectors and host autophagy in vacuole biogenesis. PLoS Pathog. 10, (2014).
  29. Pan, X., Luhrmann, A., Satoh, A., Laskowski-Arce, M. A., Roy, C. R. Ankyrin repeat proteins comprise a diverse family of bacterial type IV effectors. Science. 320, 1651-1654 (2008).
  30. Charpentier, X., Oswald, E. Identification of the secretion and translocation domain of the enteropathogenic and enterohemorrhagic Escherichia coli effector Cif, using TEM-1 beta-lactamase as a new fluorescence-based reporter. J Bacteriol. 186, 5486-5495 (2004).
  31. de Felipe, K. S., et al. Legionella eukaryotic-like type IV substrates interfere with organelle trafficking. PLoS Pathog. 4, e1000117 (2008).
  32. de Jong, M. F., Sun, Y. H., den Hartigh, A. B., van Dijl, J. M., Tsolis, R. M. Identification of VceA and VceC, two members of the VjbR regulon that are translocated into macrophages by the Brucella type IV secretion system. Mol Microbiol. 70, 1378-1396 (2008).
  33. Raffatellu, M., et al. Host restriction of Salmonella enterica serotype Typhi is not caused by functional alteration of SipA, SopB, or SopD. Infect Immun. 73, 7817-7826 (2005).
  34. Wood, R. E., Newton, P., Latomanski, E. A., Newton, H. J. Dot/Icm Effector Translocation by Legionella longbeachae Creates a Replicative Vacuole Similar to That of Legionella pneumophila despite Translocation of Distinct Effector Repertoires. Infect Immun. 83, 4081-4092 (2015).
  35. Mueller, K. E., Fields, K. A. Application of beta-lactamase reporter fusions as an indicator of effector protein secretion during infections with the obligate intracellular pathogen Chlamydia trachomatis. PLoS One. 10, (2015).
  36. Agrawal, N., et al. RNA interference: biology, mechanism, and applications. Microbiol Mol Biol Rev. 67, 657-685 (2003).
  37. Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391, 806-811 (1998).
  38. Lam, J. K., Chow, M. Y., Zhang, Y., Leung, S. W. siRNA Versus miRNA as Therapeutics for Gene Silencing. Mol Ther Nucleic Acids. 4, e252 (2015).
  39. Martinez, E., Cantet, F., Fava, L., Norville, I., Bonazzi, M. Identification of OmpA, a Coxiella burnetii protein involved in host cell invasion, by multi-phenotypic high-content screening. PLoS Pathog. 10, e1004013 (2014).
  40. Jaton, K., Peter, O., Raoult, D., Tissot, J. D., Greub, G. Development of a high throughput PCR to detect Coxiella burnetii and its application in a diagnostic laboratory over a 7-year period. New Microbes New Infect. 1, 6-12 (2013).
  41. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9, 671-675 (2012).
  42. Prashar, A., Terebiznik, M. R. Legionella pneumophila: homeward bound away from the phagosome. Curr Opin Microbiol. 23C, 86-93 (2014).
  43. McDonough, J. A., et al. Host Pathways Important for Coxiella burnetii Infection Revealed by Genome-Wide RNA Interference Screening. MBio. 4 (1), e00606-e00612 (2013).
  44. Farfan, M. J., Toro, C. S., Barry, E. M., Nataro, J. P. Shigella enterotoxin-2 is a type III effector that participates in Shigella-induced interleukin 8 secretion by epithelial cells. FEMS Immunol Med Microbiol. 61, 332-339 (2011).
  45. Al-Khodor, S., Price, C. T., Habyarimana, F., Kalia, A., Abu Kwaik, Y. A Dot/Icm-translocated ankyrin protein of Legionella pneumophila is required for intracellular proliferation within human macrophages and protozoa. Mol Microbiol. 70, 908-923 (2008).
  46. Geddes, K., Worley, M., Niemann, G., Heffron, F. Identification of new secreted effectors in Salmonella enterica serovar Typhimurium. Infect Immun. 73, 6260-6271 (2005).
  47. Sory, M. P., Boland, A., Lambermont, I., Cornelis, G. R. Identification of the YopE and YopH domains required for secretion and internalization into the cytosol of macrophages, using the cyaA gene fusion approach. Proc Natl Acad Sci U S A. 92, 11998-12002 (1995).

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