Pericardite estéril em Miniporcos Aachener como modelo para miopatia atrial e fibrilação atrial

Resumo

Descrevemos um modelo de pericardite estéril em miniporcos para estudar miopatia atrial e fibrilação atrial (AF). Apresentamos técnicas cirúrgicas e anestésicos, estratégias de acesso vascular e protocolo para estudar a induibilidade da AF.

Resumo

Fibrilação atrial (AF) é a arritmia mais comum causada pela remodelação estrutural da atria, também chamada de miopatia atrial. As terapias atuais visam apenas as anormalidades elétricas e não a miopatia atrial subjacente. Para o desenvolvimento de novas terapias, é necessário um modelo animal reprodutível de miopatia atrial. Este artigo apresenta um modelo de miopatia atrial induzida por pericáteca estéril em miniporcos Aachener. Pericardite estéril foi induzida pela pulverização de talco estéril e deixando uma camada de gaze estéril sobre a superfície epicardial atrial. Isso levou à inflamação e fibrose, dois componentes cruciais da fisiopatologia da miopatia atrial, tornando a atria suscetível à indução de AF. Dois eletrodos marcapasso foram posicionados epicoticamente em cada átrio e conectados a dois marcapassos de diferentes fabricantes. Essa estratégia permitiu que a repetida estimulação atrial não invasiva determinasse a indução da AF em pontos de tempo especificados após a cirurgia. Foram utilizados protocolos diferentes para testar a induibilidade de AF. As vantagens deste modelo são sua relevância clínica, com induibilidade de AF e a rápida indução de inflamação e fibrose - ambos presentes na miopatia atrial - e sua reprodutibilidade. O modelo será útil no desenvolvimento de novas terapias voltadas à miopatia atrial e à AF.

Introdução

A fibrilação atrial (AF) é a arritmia cardíaca mais prevalente, levando a significativa morbidade, mortalidade e despesas com saúde¹. Em muitos casos, a AF é apenas o sintoma elétrico da miopatia atrial subjacente, que é definida pela remodelagem estrutural, elétrica, autônoma e contratil da atria. Esta miopatia atrial pode levar a AF e derrame ^2,3. A maioria das terapias visa apenas a remodelagem elétrica, mas não visa as mudanças estruturais subjacentes na atria (inflamação e fibrose)4,5,6,7. Esta é provavelmente uma das razões pelas quais as terapias atuais são apenas marginalmente eficazes, especialmente na miopatia atrial mais avançada⁸.

Um modelo animal reprodutível é crucial para atingir a inflamação e a fibrose presentes na miopatia atrial. Modelos de taquipacing atrial foram desenvolvidos em várias espécies animais de grande porte 9,10,11,12. Nesses modelos, o tecido atrial é acelerado continuamente por longos períodos para induzir mudanças elétricas e eventualmente estruturais. As principais desvantagens dos modelos de taquipacing são a longa duração antes que os sinais estruturais de miopatia atrial apareçam e sua relevância apenas para síndromes clínicas nas quais anormalidades elétricas se desenvolvem antes da miopatia atrial. Um risco teórico é a falha de chumbo-ritmo devido à fibrose durante o longo seguimento⁹.

Em modelos de pericotelite estéril, talco estéril é pulverizado sobre a superfície epicárida da ária para induzir uma reação inflamatória e fibrosa aguda, resultando em miopatia atrial^13,14. Os suínos têm anatomia cardíaca e fisiologia semelhante à dos humanos e, portanto, os modelos suínos têm alta relevância translacional. As vantagens do uso de miniporcos são que são mais fáceis de manusear devido ao seu tamanho menor do que as cepas de suínos convencionais e podem ser mantidos por um longo período sem qualquer aumento significativo no peso^{corporal 10}. Todas essas razões fazem da pericardite estéril em miniporcos um excelente modelo para a investigação de miopatia atrial e fibrilação. Este protocolo e vídeo visam facilitar a configuração desse modelo em diferentes instalações de pesquisa e padronizar protocolos para estudar a induibilidade da AF.

Protocolo

Este protocolo foi aprovado pelo Comitê de Ética para Testes em Animais da Universidade de Antuérpia (caso número 2019-29) e segue as diretrizes de cuidados com animais da Universidade de Antuérpia. Foram selecionados para este estudo 17 miniporcos Aachener de 6 meses (masculino, castrado) pesando ~20 kg.

1. Medicação e anestesia

1. Premeditação
   1. Certifique-se de que os suínos estejam em jejum por 12h, mas com acesso ilimitado à água.
   2. Para sedação, administre o seguinte em uma injeção intramuscular: atropina 0,05 mg/kg, cetamina 10 mg/kg, midazolam 0,5 mg/kg.
   3. Determine o peso exato do porco depois que ele perdeu a consciência (aproximadamente 10 min de dose pós). Transporte o porco para o centro cirúrgico.
   4. Coloque o porco em uma almofada de aquecimento.
   5. Aplique monitoramento de ECG, oxímetro de pulso e realize uma termometria inicial.
   6. Insira um cateter sobre a agulha (22 G) na veia auditiva marginal ou na veia safena externa.
2. Anestesia
   1. Para a indução da anestesia, administre um bolus de propofol (1-4 mg/kg IV) antes de iniciar a intubação. Se for notada anestesia superficial, administre um bolus extra de midazolam 0,2 mg/kg IV e prossiga para a intubação após ~5 min.
   2. Intubação
      1. Coloque o porco em posição propensa.
      2. Peça a um assistente para manter a boca do animal aberta usando dois estillings de gaze e/ou um espalhador bucal. Pulverizar 1 mL (10 mg) de lidocaína na laringe com uma seringa sem agulha de 2 mL, esperar por 30-60 s para dessensibilizar a laringe e, em seguida, continuar.
      3. Coloque um tubo endotraqueal (ETT) com diâmetro interno de 6,5 mm usando um laringoscópio. Use um laringoscópio para visualizar, deslocar as epiglotas do paladar macio e colocar um estomes no ETT para melhor manipulação.
         NOTA: A boca do porco não pode ser amplamente aberta, e a distância da ponta do nariz até a laringe é longa. Portanto, a visualização do rima glottis é limitada. Assim, o ETT e o estilo ajudam na visualização.
   3. Ao conectar o ventilador, dê medicação suplementar, se necessário: midazolam 0,5 mg/kg IV e/ou alfentanil 30 μg/kg IV.
   4. Use as seguintes configurações do ventilador: ventilação de controle de volume (VCV) com volume de maré pré-definido de 10 mL/kg, levando a uma pressão inspiratória de pico (PIP) de 11-15 cmH₂0, um PEEP de pressão final-expiratória positiva de 2-5 cmH₂0; taxa respiratória: 12-16 Brpm para manter CO2 de maré final (ETCO2) entre 35-45 mmHg; FiO₂: 50% (a ser reduzido quando a saturação é de 100%); sevoflurano 2,5%.
   5. Para analgesia, use alfentanil 0.5-1 μg· (kg·min) ^-1 CRI.
   6. Administrar um bolus de 10 mL/kg de plasmalyte 3-5 mL· (kg·h) ^-1 sobre 10-20 min para corrigir hipotensão devido à hipovolemia.
   7. Administrar 1 g de cefazoline IV. Para cada 2h de cirurgia, administre 500 mg extras de cefazolina IV.
      NOTA: Para uma visão geral da medicação de emergência para ter em mãos na sala de cirurgia, consulte a Tabela 1. O cateterismo urinário da bexiga é difícil em suínos machos e, em geral, não é necessário para este procedimento.
   8. Raspe a região torácica e do pescoço do animal.
   9. Aplique pomada veterinária nos olhos para evitar ressecamento e irritação nos olhos durante a anestesia.
   10. Monitore continuamente os parâmetros vitais. Verifique a profundidade da anestesia pelo menos a cada 10 minutos avaliando se o tonus da mandíbula está relaxado, o reflexo palpebral está ausente, os olhos são girados, e não há sinais comportamentais de excitação. Verifique a cor da mucosa e o tempo de recarga capilar para avaliar a perfusão tecidual. Registre todos os dados, juntamente com todos os medicamentos administrados, em um gráfico anestésico individual.
   11. Colocação da linha arterial
       1. Prepare o sistema de condução de pressão. Adicione 5000 UI de heparina a um saco iv de 500 mL de 0,9% NaCl.
       2. Devolva o animal à posição supina. Estenda a perna e localize a artéria femoral usando ultrassom com a sonda vascular em configuração carótida. Desinfete a zona inguinal com clorexidina. Use umônio para esterilização da sonda de ultrassom (ou use uma tampa transdutor estéril) e use luvas estéreis para assegurar técnica antisséptica.
       3. Puna a artéria femoral usando orientação de ultrassom. Insira uma baia de 3 Fr usando a técnica Seldinger.
          NOTA: Devido ao pequeno diâmetro da artéria femoral, pode ser útil deixar um assistente inserir o fio guia através da agulha. Apenas a ação de levantar a sonda de ultrassom pode deslocar a ponta da agulha.
       4. Fixar a baia com uma sutura. Conecte a baia ao transdutor e lave. Monitore a pressão arterial em tempo real.

2. Cirurgia

1. Preparação
   1. Certifique-se de que o animal está supino em uma posição estável. Para estabilidade extra, coloque sacos IV pré-armados em posição paraspinal para apoiar o animal.
   2. Coloque a placa de aterramento do eletrocautery sob o animal. Use uma pequena quantidade de gel de ultrassom para garantir o contato adequado com a pele.
   3. Preparação da pele: raspe o animal nas seguintes regiões: pescoço, membros superiores, tórax anterior, parte superior do abdômen, sítios eletrodos inguinais e ECG. Realize três esfoliantes alternados com álcool 70% e iodo 2% para desinfetar adequadamente a pele.
   4. Coloque cortinas estéreis. Enrole as garras do animal em lençóis estéreis ou luvas também. Use gaze estéril para retraí-las.
   5. Para garantir condições estéreis, cubra a área cirúrgica com coberturas cirúrgicas estéreis, use instrumentos estéreis e trabalhe em condições estéreis até o fechamento da pele.
      NOTA: Durante todo o procedimento, os cirurgiões devem usar uma touca de cabelo, uma máscara bucal, um vestido cirúrgico e luvas estéreis.
2. Colocação cirúrgica de cateter venoso central permanente (CVC)
   1. Faça uma incisão de 5 cm na ranhura na borda medial do músculo estenicleidomastoide. Disseca sem rodeios até que a veia jugular interna seja alcançada.
   2. Remova o tecido fibroso ao redor da veia e coloque uma sutura quadrada (= 3 a 4 pontos formando um círculo) com Prolene 6-0 ao redor do local desejado de cateterismo para ganhar o controle do vaso.
   3. Cannulate a veia jugular interna com um CVC de 3 lúmen triplo francês usando a técnica Seldinger. Aperte a sutura Prolene 6-0 ao redor do cateter.
   4. Fixar a alça do cateter ao músculo estenicleidomastoide.
   5. Túnel a luminária de três cateter separadamente: use um grande par de tesouras dissecando sem cortes para criar o túnel e um grampo atrauático puxe a luminária do cateter através do túnel.  Conecte as extremidades do cateter firmemente à pele e coloque na porta de injeção sem agulhas. Os locais de saída da luminária do cateter estão situados atrás da orelha e o mais longe possível do local da incisão para garantir um comprimento máximo de trajetória do cateter sob a pele.
   6. Feche o local da incisão em duas camadas.
3. Sternotomia
   1. Faça uma incisão mediana do manúbrio do esterno até 3 cm abaixo do processo xifoide até que o esterno se torne aparente.
   2. Dissecar sem rodeios do processo xifoide. Coloque um dedo no lado visceral do esterno e remova o tecido conjuntivo o mais longe possível seguindo a superfície popal visceral.
      NOTA: O tecido conjuntivo é removido para evitar lesões no miocárdio durante a realização de esternotomia.
   3. Use a serra de esterno para cortar o esterno. Controle todos os locais de sangramento. Use o espalhador de esterno para ampliar o acesso à cavidade torácica. Evite danificar a pleura.
   4. Abra o pericárdio cuidadosamente e use suturas de suspensão para mantê-lo fora do campo cirúrgico.
4. Colocação de chumbo marca-passo (ver Figura 1)
   1. Coloque uma liderança marcapasso no átrio esquerdo.
      1. Teste o mecanismo de extensão e retração do parafuso de fixação do chumbo. Em seguida, coloque a ponta em um fórceps (curvo) e curve o estom com 60° se necessário.
      2. Coloque uma compressa no ventrículo esquerdo e puxe-a suavemente para ter uma visão do átrio esquerdo.
         NOTA: A pressão no ventrículo causará rapidamente hipotensão. Certifique-se de que o anestesista antecipe isso com norepinefrina de baixa dose através do CVC. Solte o ventrículo quando a pressão arterial média cair abaixo de 40 mmHg por >20 s. Só prossiga quando a pressão sanguínea do animal se normalizar.
      3. Após a visualização do átrio esquerdo, coloque firmemente a ponta de chumbo na parede livre atrial esquerda, o mais perto possível das veias pulmonares e o mais longe possível do ventrículo. Enrosque-o estendendo a hélice para o tecido atrial, de preferência com uma leve inclinação. Faça isso o mais rápido possível e solte a pressão no ventrículo esquerdo imediatamente.
      4. Meça o limiar de sensoriamento e o ritmo e a impedância do chumbo usando um estimulador elétrico programável ou programador de marcapasso. Certifique-se de que não há sobrecaptura ventricular (QRS ampla no ECG) ao andar em altas tensões (10 V). Se não estiver satisfeito, retire a hélice da liderança e comece de novo a partir da etapa 2.4.1.1.
         NOTA: O limite normal de ritmo deve ser <1 V com uma largura de pulso de 0,5 ms (tipicamente ~0,5 V @0,5 ms).
   2. Coloque uma liderança de marca-passo no átrio direito, completamente análoga à colocação da liderança atrial esquerda.
   3. Certifique-se de que ambos os condutores deixem o tórax na linha média; o chumbo atrial esquerdo deve ser encapsulado através da gordura subcutânea abdominal do processo xifoide para o flanco esquerdo, o atrial direito levar ao flanco direito.
   4. Faça um bolso de marca-passo na gordura subcutânea no flanco esquerdo e direito do porco. Conecte os marca-passos aos cabos e coloque-os dentro dos bolsos. Conecte um marca-passo capaz de realizar (50 Hz) estourando com a haste atrial esquerda (para permitir o ritmo) e um marca-passo de um fabricante diferente (a fim de evitar o crosstalk durante a leitura de ambos os marcapassos simultaneamente) para a liderança atrial direita (para permitir a detecção). Feche em 2 camadas com suturas simples clássicas, a camada interna com Vicryl 1-0 e a camada externa com Mersilene 0.
5. Indução de pericáteca estéril
   1. Exponha a atria novamente puxando suavemente os ventrículos. Cubra os ventrículos com gaze (e leve a gaze depois).
   2. Pulverizar talco estéril sobre a superfície epicárardial de ambos os atria usando o dispensador que está incluído na embalagem. Como a bradicardia e a hipotensão seguirão essa manipulação, dê ao coração tempo suficiente para se recuperar espontaneamente após aproximadamente um minuto; se necessário, inicie ou aumente (a taxa de infusão de) um gotejamento de norepinefrina.
   3. Deixe uma camada de gaze estéril (5 cm x 5 cm) na superfície epicárardial de ambos os átrio: uma peça esquerda e uma direita.
   4. Verifique a posição do marca-passo antes de iniciar o fechamento.
6. Fechando o baú
   1. Deixe um dreno no mediastino e túnel para a superfície da pele. Conecte o ralo a um frasco de vácuo estéril; abra a conexão quando a primeira camada da pele estiver fechada (para evitar vazamento de ar). Remova o ralo ao trazer o animal de volta ao seu estábulo.
   2. Feche o pericardium com Prolene 6-0.
   3. Feche o esterno usando uma técnica clássica de cerclusão com fio de aço inoxidável.
   4. Feche a subcute em duas camadas com rosca resorbável.
   5. Realizar um bloqueio severo infiltrando-se em 5 mL de bupivacaína de 0,5% na pele; garantir o contato ósseo com o esterno para se infiltrar no periósteo.
      NOTA: Alternativamente, pode ser ainda melhor usar analgesia preventiva realizando o bloco de sternal ANTES da incisão do esterno.
   6. Feche a pele com uma sutura intradérmica contínua usando rosca resordenável.

3. Cuidados pós-operatórios

1. Progressivamente, desligue todos os sedativos enquanto fecha a pele do animal.
2. Mantenha o animal na sala de cirurgia com monitoramento próximo da temperatura corporal, ventilação e patêidade das vias aéreas, oxigenação e parâmetros hemodinâmicos.
3. Devido a uma queda substancial na temperatura corporal que ocorre frequentemente durante o procedimento, mantenha o animal aquecido usando cobertores, almofada de aquecimento e embalagens quentes. Forneça oxigênio durante a recuperação, especialmente quando se observa o tremor.
4. Aplique um patch de fentanil de 50 μg/h para analgesia pós-operatória. Como há um atraso de 6-8 h antes que o patch de fentanil se torne eficaz, administre 0,05-0,1 mg/kg de morfina subcutânea para fazer a ponte neste período.
5. Quando o animal está estável, está mostrando um aumento na temperatura corporal; pode levantar a cabeça; está engolindo; apresenta reflexos oculares normais; e está respirando espontaneamente, livremente e profundamente sem um ETT no lugar, sem sinais de obstrução das vias aéreas superiores; ele pode ser transportado de volta para a caneta. Fornecer meios de aquecimento durante a fase de recuperação (por exemplo, lâmpada infravermelha, tapete de aquecimento, cobertores).
   NOTA: Evite colocar o animal de volta na caneta muito cedo , pois a parada respiratória é possível, mesmo horas após a cessação dos entorpecentes.
6. Faça um check-up no animal: a cada 15 minutos durante a primeira hora pós-operatória, depois de hora em hora para as primeiras 4-6 h ou mais frequentemente se o animal não estiver confortável. Quando o animal apresenta sinais de dor, administre a morfina suplementar subcutânea 0,025-0,05 mg/kg a cada 2h até ficar confortável. Administrar 1 g de cefazolina 8 e 16 horas após a cirurgia.
   NOTA: A avaliação da dor consiste em elementos subjetivos como atitude, comportamento (pé, comer, beber) e careta. Os sinais objetivos de dor são frequência cardíaca elevada, taxa respiratória elevada e respiração superficial. O animal voltará ao seu estado normal e comportamento dentro de 24 horas. Remova o patch de fentanil no 3º dia após a operação.

4. Táquia atrial para indução de AF

1. Injete cetamina 10 mg/kg e midazolam 0,5 mg/kg intramuscularmente (sem atropina) e espere até que um nível suficiente de sedação seja atingido.
2. Pesar o porco novamente para acompanhamento. Coloque o animal em uma sling de contenção e leve-o para o centro cirúrgico.
3. Conecte o monitoramento de ecg e saturação de oxigênio e coloque as cabeças do programador sobre seus marcapassos correspondentes. Interrogar os marca-passos.
4. Verifique as configurações do marca-passo para a ocorrência de AF espontânea. Procure um aviso de chumbo ventricular ao usar um marca-passo de câmara dupla.
5. Determine a impedância e os limiares de detecção e ritmo. Ao realizar estudos de eletrofisiologia (EP), sempre caminhe em duas vezes a tensão limiar e observe um aumento no limiar de tensão durante o experimento.
6. Determine o período refratária eficaz atrial (AERP) aproximado pelo menor comprimento de ciclo no qual a captura de 1:1 é mantida durante o ritmo de estouro.
   NOTA: Este método é diferente da determinação clínica da AERP, mas mais relevante para este protocolo.
7. Determine o tempo de condução entre as pistas atrial esquerda e direita medindo o tempo entre o início do pico de ritmo e a despolarização atrial no chumbo atrial direito.
8. Para o primeiro protocolo, aplique um ritmo de estouro para 20 s com um comprimento de ciclo de AERP + 30 ms. Após a cessação do ritmo, verifique a presença de AF e meça quanto tempo dura o episódio. Faça uma pausa de pelo menos 5 s entre cada sessão de ritmo e espere até que a frequência cardíaca do ritmo sinusal se recupere para a linha de base. Repita esta ≥10 vezes; note a exibição da inducibilidade AF como uma porcentagem - a proporção de tentativas "bem sucedidas" para a quantidade total de tentativas de induzir AF.
   NOTA: Apenas episódios > 5 s são considerados relevantes.
9. Para o segundo protocolo, aplique um ritmo de estouro para 20 s, começando com um comprimento de ciclo de AERP + 20 ms. Durante a rajada seguinte, diminua o comprimento do ciclo até o comprimento mínimo do ciclo com captura de 1:1. Repita isso pelo menos 10 vezes. Observe a duração de AF e a inducibilidade af.
10. Para o terceiro protocolo, aplique um ritmo de estouro para 5 s a 50 Hz. Repita isso pelo menos 10 vezes. Observe a duração de AF e a inducibilidade af.
11. Deixe o animal acordar ou continuar com outros procedimentos (por exemplo, ecocardiografia, tratamento, coleta de sangue)

5. Eutanásia

1. Após o experimento ➤ que durou um mês ➤ os animais são eutanizados com uma overdose de iv pentobarbital (50 mg/kg, IV). Os pontos finais humanos para a eutanásia eram sinais persistentes de dor ou desconforto severos, apesar do tratamento adequado. Isso é avaliado clinicamente diariamente: sinais alarmantes incluem hipertensão, taquicardia, aumento da taxa respiratória, alterações comportamentais (inquietação, imobilização, vocalização) e aperto da mandíbula.

6. Cirurgia falsa

1. Execute o mesmo protocolo sem pulverizar talco sobre o epicárdio atrial ou deixar uma camada de gaze estéril.

Resultados

Morbidade e mortalidade:
Quando começamos a desenvolver esse modelo de pericardite estéril em miniporcos Aachener, notamos a mortalidade perioperatória de 4 em cada 17 suínos (23,5%): 3 em cada 4 óbitos ocorreram nas 6 primeiras cirurgias por causa de um "efeito curva de aprendizagem". As etiologias foram as seguintes: 2 porcos morreram por causa de parada respiratória pós-operatória; este problema foi resolvido reduzindo a dose de alfentanil. Um porco morreu por causa da fibrilação ventricu...

Discussão

Um modelo animal de grande porte confiável é um grande trunfo para o estudo da miopatia atrial e af e o desenvolvimento de novas terapias para AF. A implantação de condutores de marca-passo no epicárdio atrial permitiu um acompanhamento longitudinal e testes eletrofisiológicos repetitivos, o que é difícil em animais pequenos. Miniporcos são fáceis de manusear, e seus corações são estruturalmente e fisiologicamente semelhantes ao coração humano¹⁰.

O modelo...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg	Carfil
Anesthesia and preparation
ECG electrodes
Endotracheal tube 6.5 mm ID	Covidien	115-65OR
External cardioverter-defibrillator	Innomed	Cardio-aid 200B
Heating pad	OK.	OUB 60321
Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch	BD	381323
Laryngoscope blade size 4	Miller	SUS426601
Monitor	GE Medical systems	2600040-003
Respirator	Datex-Ohmeda	1009-9000-000
Shaver	Aesculap	GT 104 / REF 985203
Syringe driver pump	Fresenius Kabi	082470
Arterial and central venous line placement
3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide	Arrow medical	EU-22703-EN
Arteral catheter 3 French, 8 cm	Vygon	1,15,090
Caresite Luer access device	B. Braun	415122-01
Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL)
heparinized saline
Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm
Pressure monitoring set, 195 cm	Edwards Lifesciences	T005021M
Pressure tubing 180 cm	Edwards Lifesciences	50P172
suture with needle
Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL
Ultrasound gel	Zealand coating	446-1
Ultrasound with vascular probe	Philips healthcare	EPIQ 7C / REF BZE1723
Surgical set
Blunt-tip surgical scissors	Martin	11-934-25
60 degrees curved Debakey forceps	Aesculap	FB403
Anatomical forceps	AS	13-102-16
Debakey forceps	Geister	10-0634
Electrocautery module	Alsa	Alsatom SU 140/D MPC
Holders for stainless steel wire	COBE	013-123
Mosquito	Leibinger	32-01008
Needledriver, fine	Delacroix-Chevalier	50302-21
Needledriver, normal	Aesculap	BM 77
Rib spreader	Martin	24-178-01
Scalpel	Swann-Morton	0511	no. 24
Scissors for stainless steel wire	Jakobi	411830
Spreaders	AS	16-058-00
Sternum saw	Eure-Power	5000020
Sternum saw blade	MicroAire	ZR-032M
Surgical consumables
Disinfectant: iodine, chlorhexidine
Electrocautery pencil with push button, cable 5 m	Dongguan QueenMed Equipment	ESPB4001LQ
Gastric tube	Vygon	390.12
Mersilene-0, 75 cm	Ethicon	F2505H
Monocryl 3-0, 70 cm	Ethicon	Y423H
Mouth masks, hair nets
Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining	Oriplast Krayer	VK00352
Prolene 6-0, 75 cm	Ethicon	8711H
Stainless steel monofilament non-absorbable suture	Ethicon	W995
Sterile drapes	3M	9010
Sterile gauze 20 x 10 cm	Stella	35921
Sterile gloves
Sterile surgical gown
Steritalc PF3	Novatech	16863
Vicryl-0, 75 cm	Ethicon	V324H
Cardiac pacing
Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm	Boston Scientific	4474
Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm	Abbott	2088TC
Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3	Lomir	DF H1PU
Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover	Lomir	SS CEG1
Micropace cardiac stimulator	Boston Scientific	EPS 320
Pacemaker for pacing	Medtronic	Azure XT DR MRI SureScan
Pacemaker for sensing	Biotronik	Eluna 8 DR-T
Pacemaker programmer for pacing	Medtronic	CareLink Encore 29901A
Pacemaker programmer for sensing	Biotronik	ICS 3000 DS CD-W US
Medication
Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL	Sterop
Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL	Sterop
Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine	Boehringer Ingelheim	BE021402
Cefazoline 2 g powder	Mylan	BE319794
Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone	Sanofi
Durogesic 50 µg/h fentanyl patches	Janssen-Cilag
Glucose 5%, 500 mL	Baxter	AE0063
Ketalar 50 mg/mL, 10 mL	Pfizer	804101
Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine	Aspen
Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000	Aspen
Midazolam 5 mg/ml, 3 mL	B. Braun	3521740
Morfine 10 mg/mL, 1 mL	Sterop
NaCl 0.9%, 500 mL	Baxter	AKE1323
Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine	Pohl Boskamp
Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL	Aguettant
Plasmalyte 1000 mL	Baxter	AKE0324
Propofol 10 mg/mL, 20 mL	B. Braun	3521810
Protamine 1400 IU/mL, 5 mL	Leo pharma
Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL	Janssen-Cilag	95103
Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol	AstraZeneca
Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL	Abbvie	1283-415
Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium	Aspen