Стерильный перикардит у минипигов Aachener как модель миопатии предсердий и фибрилляции предсердий

Резюме

Мы описываем модель стерильного перикардита в минипигах для изучения предсердной миопатии и фибрилляции предсердий (ФП). Мы представляем хирургические и анестезиологические методы, стратегии сосудистого доступа и протокол для изучения индуцируемости ФП.

Аннотация

Фибрилляция предсердий (ФП) является наиболее распространенной аритмией, вызванной структурным ремоделированием предсердий, также называемой предсердной миопатией. Современные методы лечения нацелены только на электрические аномалии, а не на лежащую в основе предсердную миопатию. Для разработки новых методов лечения необходима воспроизводимая модель миопатии предсердий крупного животного происхождения. В данной работе представлена модель стерильной миопатии предсердий, вызванной перикардитом, у минипигов Aachener. Стерильный перикардит был вызван распылением стерильного талька и оставлением слоя стерильной марли над эпикардиальной поверхностью предсердия. Это привело к воспалению и фиброзу, двум важнейшим компонентам патофизиологии предсердной миопатии, что делает предсердия восприимчивыми к индукции ФП. Два кардиостимулятора были расположены эпикардиально на каждом предсердии и соединены с двумя кардиостимуляторами разных производителей. Эта стратегия позволяла проводить повторную неинвазивную запрограммированную стимуляцию предсердий для определения индуцируемости ФП в определенные моменты времени после операции. Для проверки индуцируемости ФП использовались различные протоколы. Преимуществами этой модели являются ее клиническая значимость, с индуцируемостью ФП и быстрой индукцией воспаления и фиброза, как присутствующих при предсердной миопатии, так и ее воспроизводимостью. Модель будет полезна при разработке новых методов лечения, нацеленных на предсердную миопатию и ФП.

Введение

Фибрилляция предсердий (ФП) является наиболее распространенной сердечной аритмией, приводящей к значительной заболеваемости, смертности и расходам на здравоохранение¹. Во многих случаях ФП является просто электрическим симптомом основной предсердной миопатии, которая определяется структурным, электрическим, вегетативным и сократительным ремоделированием предсердий. Эта предсердная миопатия может привести к ФП и инсульту ^2,3. Большинство методов лечения нацелены только на электрическое ремоделирование, но не нацелены на основные структурные изменения в предсердиях (воспаление и фиброз)4,5,6,7. Это, вероятно, одна из причин, почему современные методы лечения эффективны лишь незначительно, особенно при более продвинутой предсердной миопатии⁸.

Воспроизводимая животная модель имеет решающее значение для борьбы с воспалением и фиброзом, присутствующими при миопатии предсердий. Модели тахипаирования предсердий были разработаны у нескольких крупных видов животных 9,10,11,12. В этих моделях предсердная ткань непрерывно развивается в течение длительных периодов времени, чтобы вызвать электрические и, в конечном итоге, структурные изменения. Основными недостатками моделей тахипации являются длительная продолжительность появления структурных признаков предсердной миопатии и их актуальность только для клинических синдромов, при которых электрические аномалии развиваются до предсердной миопатии. Теоретическим риском является отказ от темпа из-за фиброза во время длительного наблюдения⁹.

В моделях стерильного перикардита стерильный тальк распыляют на эпикардиальную поверхность предсердий, чтобы вызвать острую воспалительную и фиброзную реакцию, в результате чего миопатия предсердий^13,14. Свиньи имеют анатомию и физиологию сердца, аналогичные человеческой, и поэтому модели свиней имеют высокую трансляционную значимость. Преимущества использования минипигов заключаются в том, что они легче обрабатывать из-за их меньшего размера, чем обычные штаммы свиней, и могут поддерживаться в течение длительного периода без какого-либо значительного увеличения массы тела¹⁰. Все эти причины делают стерильный перикардит у минипигов отличной моделью для исследования предсердной миопатии и фибрилляции. Этот протокол и видео направлены на то, чтобы облегчить настройку этой модели в различных исследовательских учреждениях и стандартизировать протоколы для изучения индуцируемости ФП.

протокол

Этот протокол был одобрен Этическим комитетом по испытаниям на животных Университета Антверпена (номер дела 2019-29) и соответствует руководящим принципам ухода за животными Университета Антверпена. Семнадцать 6-месячных минипигов Aachener (самцов, кастрированных) весом ~ 20 кг были отобраны для этого исследования.

1. Лекарства и анестезия

1. Премедикация
   1. Убедитесь, что свиньи голодают в течение 12 ч, но с неограниченным доступом к воде.
   2. Для седации вводят в одну внутримышечную инъекцию: атропин 0,05 мг/кг, кетамин 10 мг/кг, мидазолам 0,5 мг/кг.
   3. Определить точный вес свиньи после того, как она потеряла сознание (примерно через 10 мин после дозы). Транспортируйте свинью в операционную.
   4. Поместите свинью на грелку.
   5. Примените мониторинг ЭКГ, пульсоксиметр и выполните начальную термометрию.
   6. Вставьте игольчатый катетер (22 г) в крайнюю вену уха или наружную подкожную вену.
2. Анестезия
   1. Для индукции анестезии вводят болюс пропофола (1-4 мг/кг в/в) перед началом интубации. Если отмечена поверхностная анестезия, вводят дополнительный болюс мидазолама 0,2 мг/кг в/в, и приступают к интубации через ~5 мин.
   2. Интубация
      1. Поместите свинью в положение лежа.
      2. Попросите помощника держать рот животного открытым, используя две стропы марли и / или разбрасыватель рта. Распылите 1 мл (10 мг) лидокаина в гортань безыгольчатым шприцем 2 мл, подождите 30-60 с, чтобы десенсибилизировать гортань, а затем продолжайте.
      3. Поместите эндотрахеальную трубку (ETT) с внутренним диаметром 6,5 мм с помощью ларингоскопа. Используйте ларингоскоп для визуализации, смещения надгортанника с мягкого неба и поместите стилет в ETT для лучшей манипуляции.
         ПРИМЕЧАНИЕ: Рот свиньи не может быть широко открыт, а расстояние от кончика носа до гортани велико. Поэтому визуализация голосовой щели рима ограничена. Следовательно, ETT и stylet помогают визуализации.
   3. При подключении аппарата ИВЛ при необходимости дают дополнительные препараты: мидазолам 0,5 мг/кг в/в и/или альфентанил 30 мкг/кг в/в.
   4. Используйте следующие настройки вентилятора: регулировка громкости вентиляции (VCV) с заданным приливным объемом 10 мл/кг, ведущей к пиковому давлению вдоха (PIP) 11-15 смH₂0, положительному давлению peep на конце выдоха 2-5 смH₂0; частота дыхания: 12-16 Brpm для поддержания конечного приливного CO2 (ETCO2) между 35-45 мм рт.ст.; FiO₂: 50% (снижается при насыщении 100%); севофлуран 2,5%.
   5. Для обезболивания используют альфентанил 0,5-1 мкг· (кг·мин) ^-1 КРИ.
   6. Вводят болюс 10 мл/кг плазмалита 3-5 мл· (кг·ч) ^-1 в течение 10-20 мин для коррекции гипотонии вследствие гиповолемии.
   7. Вводят 1 г цефазолина IV. Каждые 2 ч операции вводят дополнительно 500 мг цефазолина IV.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Обзор неотложных лекарств, которые необходимо иметь под рукой в операционной, см. в таблице 1. Катетеризация мочевого пузыря затруднена у самцов свиней и, в целом, не нужна для этой процедуры.
   8. Побрейте грудную клетку и область шеи животного.
   9. Наносите ветеринарную мазь на глаза, чтобы предотвратить сухость и раздражение глаз во время анестезии.
   10. Непрерывный мониторинг жизненно важных параметров. Проверяйте глубину анестезии хотя бы каждые 10 мин, оценивая, расслаблен ли тонус челюсти, отсутствует ли пальпебральный рефлекс, вращаются глаза, отсутствуют поведенческие признаки возбуждения. Проверьте цвет слизистой оболочки и время пополнения капилляров, чтобы оценить перфузию тканей. Запишите все данные вместе со всеми введенными лекарствами в индивидуальную анестезирующую схему.
   11. Размещение артериальной линии
       1. Подготовьте систему проведения давления. Добавьте 5000 МЕ гепарина в внутривенный мешок объемом 500 мл 0,9% NaCl.
       2. Верните животное в положение лежа на спине. Вытяните ногу и найдите бедренную артерию с помощью ультразвука с сосудистым зондом в условиях сонной артерии. Продезинфицируйте паховую зону хлоргексидином. Используйте umonium для стерилизации ультразвукового зонда (или используйте стерильную крышку датчика) и используйте стерильные перчатки для обеспечения антисептической техники.
       3. Пункция бедренной артерии с помощью ультразвукового наведения. Вставьте оболочку 3 Fr по методике Зельдингера.
          ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за небольшого диаметра бедренной артерии может быть полезно позволить помощнику вставить направляющую проволоку через иглу. Само действие лифтинга ультразвукового зонда может вывихнуть кончик иглы.
       4. Зафиксируйте оболочку швом. Подключите оболочку к преобразователю и смывайте. Контролируйте артериальное давление в режиме реального времени.

2. Хирургия

1. Подготовка
   1. Убедитесь, что животное находится на спине в стабильном положении. Для дополнительной устойчивости поместите предварительно расплавленные внутривенные мешки в параспинальное положение, чтобы поддержать животное.
   2. Поместите заземляющую пластину электрокоагуляции под животное. Используйте небольшое количество ультразвукового геля для обеспечения правильного контакта с кожей.
   3. Подготовка кожи: брить животное в следующих областях: шея, верхние конечности, передняя грудная клетка, верхняя часть живота, паховые и ЭКГ-электродные участки. Выполните три чередующихся скраба со спиртом 70% и йодом 2% для правильной дезинфекции кожи.
   4. Поместите стерильные шторы. Заверните когти животного в стерильные простыни или перчатки. Используйте стерильную марлю, чтобы втянуть их.
   5. Чтобы обеспечить стерильные условия, задрапируйте хирургическую область стерильными хирургическими покрытиями, используйте стерильные инструменты и работайте в стерильных условиях до закрытия кожи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: На протяжении всей процедуры хирурги должны носить шапочку для волос, маску для рта, хирургический халат и стерильные перчатки.
2. Хирургическое размещение постоянного центрального венозного катетера (CVC)
   1. Сделайте 5 см разрез в бороздке на медиальной границе грудино-ключично-сосцевидной мышцы. Тупо рассекают до тех пор, пока не будет достигнута внутренняя яремная вена.
   2. Удалите фиброзную ткань вокруг вены и поместите квадратный шов (= от 3 до 4 швов, образующих круг) с Проленом 6-0 вокруг желаемого места катетеризации, чтобы получить контроль над сосудом.
   3. Каннулировать внутреннюю яремную вену с помощью 3 французских трехпросветных CVC с использованием техники Зельдингера. Затяните шов Prolene 6-0 вокруг катетера.
   4. Зафиксируйте ручку катетера на грудино-ключично-сосцевидной мышце.
   5. Туннелируйте три катетерные люмины отдельно: используйте большую пару тупых рассекающих ножниц для создания туннеля и атравматический зажим, чтобы протянуть люмину катетера через туннель.  Плотно прикрепите концы катетера к коже и поместите на безыгольчатый инъекционный порт. Места выхода люмины катетера расположены за ухом и как можно дальше от места разреза для обеспечения максимальной длины траектории катетера под кожей.
   6. Закройте место разреза в два слоя.
3. Стернотомия
   1. Сделайте срединный разрез от манубрия грудины на 3 см ниже мечевидного отростка до тех пор, пока грудина не станет очевидной.
   2. Тупо рассекают каудально от мечевидного отростка. Положите палец на висцеральную сторону грудины и удалите соединительную ткань как можно дальше вслед за висцеральной стернальной поверхностью.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Соединительная ткань удаляется для предотвращения повреждения миокарда при выполнении стернотомии.
   3. Используйте кормовую пилу для расщепления грудины. Контролируйте все участки кровотечения. Используйте распределитель грудины для расширения доступа к грудной полости. Избегайте повреждения плевры.
   4. Осторожно откройте перикард и используйте суспензионные швы, чтобы он не попадал в хирургическое поле.
4. Размещение кардиостимулятора (см. рисунок 1)
   1. Поместите кардиостимулятор на левое предсердие.
      1. Проверьте механизм удлинения и втягивания винта фиксации провода. Затем положите наконечник на (изогнутые) щипцы и при необходимости согните стиль на 60°.
      2. Наложите компресс на левый желудочек и осторожно отведите его в сторону, чтобы иметь вид на левое предсердие.
         ПРИМЕЧАНИЕ: Давление на желудочек быстро вызовет гипотонию. Убедитесь, что анестезиолог ожидает этого с низкими дозами норадреналина через CVC. Отпустите желудочек, когда среднее кровяное давление опустится ниже 40 мм рт.ст. в течение >20 с. Приступайте только тогда, когда артериальное давление животного нормализовалось.
      3. После визуализации левого предсердия плотно положите свинцовый кончик на левую свободную стенку предсердия, как можно ближе к легочным венам и как можно дальше от желудочка. Вкрутите его, расширив спираль в ткань предсердия, предпочтительно с небольшим наклоном. Сделайте это как можно быстрее и немедленно снимите давление на левый желудочек.
      4. Измерьте порог чувствительности и темпа и импеданс провода с помощью программируемого электрического стимулятора или программатора кардиостимулятора. Убедитесь, что нет желудочкового перезахвата (широкий QRS на ЭКГ) при ходьбе при высоких напряжениях (10 В). Если это не удается, уберите спираль свинца и начните заново с этапа 2.4.1.1.
         ПРИМЕЧАНИЕ: Порог нормального темпа должен составлять <1 В при ширине импульса 0,5 мс (обычно ~0,5 В при 0,5 мс).
   2. Поместите поводок кардиостимулятора на правое предсердие, полностью аналогично размещению левого предсердного поводка.
   3. Убедитесь, что оба провода покидают грудную клетку на средней линии; левый предсердный свинец должен быть туннелирован через брюшной подкожный жир от мечевидного отростка на левый фланг, правый предсердный свинец на правый фланг.
   4. Сделайте карман кардиостимулятора в подкожно-жировой клетчатке на левом и правом фланге свиньи. Подключите кардиостимуляторы к проводам и поместите их в карманы. Подключите кардиостимулятор, способный выполнять (50 Гц) импульсный темп с левым предсердным проводом (чтобы обеспечить кардиостимуляцию) и кардиостимулятор от другого производителя (чтобы избежать перекрестных помех при одновременном считывании обоих кардиостимуляторов) с правым предсердным проводом (чтобы обеспечить зондирование). Закройте в 2 слоя классическими одиночными швами, внутренний слой с Vicryl 1-0 и внешний слой с Mersilene 0.
5. Индукция стерильного перикардита
   1. Снова обнажите предсердия, осторожно оттянув желудочки в сторону. Закройте желудочки марлей (а затем уберите марлю).
   2. Распылите стерильный тальк на эпикардиальную поверхность обоих предсердий с помощью дозатора, который входит в упаковку. Поскольку за этой манипуляцией последуют брадикардия и гипотония, дайте сердцу достаточно времени, чтобы самопроизвольно восстановиться примерно через одну минуту; при необходимости начинают или увеличивают (скорость инфузии) капельницу норадреналина.
   3. Оставьте один слой стерильной марли (5 см х 5 см) на эпикардиальной поверхности обоих предсердий: один кусок слева и один правый.
   4. Проверьте положение кардиостимулятора в последний раз перед началом закрытия.
6. Закрытие сундука
   1. Оставьте дренаж в средостении и туннелируйте его к поверхности кожи. Подключите слив к стерильной вакуумной банке; открыть соединение, когда первый слой кожи закрыт (во избежание утечки воздуха). Удалите дренаж при возвращении животного в конюшню.
   2. Закройте перикард проленом 6-0.
   3. Закройте грудину с помощью классической техники серклажа проволокой из нержавеющей стали.
   4. Закройте подкутис в два слоя рассасывающейся нитью.
   5. Выполняют стернальную блокаду путем инфильтрации 5 мл 0,5% бупивакаина в кожу; обеспечить контакт кости с грудиной для проникновения в надкостницу.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве альтернативы, возможно, было бы даже лучше использовать упреждающую анальгезию, выполняя стернальный блок ДО разреза грудины.
   6. Закройте кожу непрерывным внутрикожным швом с помощью рассасывающейся нити.

3. Послеоперационный уход

1. Постепенно выключайте все седативные средства, закрывая кожу животного.
2. Держите животное в операционной комнате с тщательным контролем температуры тела, вентиляции и проходимости дыхательных путей, оксигенации и гемодинамических параметров.
3. Из-за существенного снижения температуры тела, которое часто происходит во время процедуры, держите животное в тепле, используя одеяла, грелку и горячие пакеты. Обеспечивают кислородом во время восстановления, особенно когда отмечается дрожь.
4. Нанесите фентаниловый пластырь 50 мкг/ч для послеоперационного обезболивания. Поскольку существует задержка в 6-8 ч до того, как фентаниловый пластырь станет эффективным, вводят 0,05-0,1 мг / кг морфина подкожно, чтобы преодолеть этот период.
5. Когда животное стабильно, проявляется повышение температуры тела; может поднимать голову; глотает; проявляет нормальные глазные рефлексы; и дышит спонтанно, свободно и глубоко без ЭТТ на месте, без признаков обструкции верхних дыхательных путей; его можно транспортировать обратно в ручку. Обеспечить средства нагрева во время фазы восстановления (например, инфракрасная лампа, нагревательный коврик, одеяла).
   ПРИМЕЧАНИЕ: Не помещайте животное обратно в загон слишком рано , так как возможна остановка дыхания, даже через несколько часов после прекращения приема наркотиков.
6. Проводите осмотр животного: каждые 15 мин в течение первого часа после операции, затем ежечасно в течение первых 4–6 ч или чаще, если животному не комфортно. Когда животное проявляет признаки боли, вводите дополнительный морфин подкожно по 0,025–0,05 мг/кг каждые 2 ч до тех пор, пока он не станет комфортным. Вводят по 1 г цефазолина через 8 и 16 ч после операции.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Оценка боли состоит из субъективных элементов, таких как отношение, поведение (стояние, еда, питье) и гримаса. Объективными признаками боли являются повышенная частота сердечных сокращений, повышенная частота дыхания и поверхностное дыхание. Животное вернется к своему нормальному состоянию и поведению в течение 24 ч. Удалите фентаниловый пластырь на 3-й день после операции.

4. Тахипапсирование предсердий для индукции ФП

1. Вводят кетамин 10 мг/кг и мидазолам 0,5 мг/кг внутримышечно (без атропина) и ждут, пока не будет достигнут достаточный уровень седации.
2. Взвесьте свинью еще раз для последующего наблюдения. Поместите животное в удерживающую стропу и принесите его в операционную.
3. Подключите ЭКГ и мониторинг насыщения кислородом и поместите головки программатора над соответствующими кардиостимуляторами. Допрашивайте кардиостимуляторы.
4. Проверьте настройки кардиостимулятора на наличие спонтанной ФП. Ищите предупреждение о желудочковом свинце при использовании двухкамерного кардиостимулятора.
5. Определите пороговые значения импеданса, а также датчики и темпа. При выполнении электрофизиологических исследований (ЭП) всегда ставьте в темпе удвоенное пороговое напряжение и следите за увеличением порога напряжения во время эксперимента.
6. Определите предсердный эффективный рефрактерный период (AERP), приближенный к кратчайшей длине цикла, при которой сохраняется захват 1:1 во время фазы разрыва.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Этот метод отличается от клинического определения AERP, но более актуален для этого протокола.
7. Определите время проводимости между левым и правым предсердными проводами, измерив время между инициацией скачка темпа и деполяризацией предсердий на правом предсердном отведении.
8. Для первого протокола примените скорость всплеска в течение 20 с с длиной цикла AERP + 30 мс. После прекращения темпа проверьте наличие AF и измерьте, как долго длится эпизод. Делайте паузу не менее чем на 5 с между каждым сеансом темпа и ждите, пока частота сердечных сокращений синусового ритма не восстановится до исходного уровня. Повторите это ≥10 раз; обратите внимание на отображение индуцируемости ФП в процентах — долю «успешных» попыток к общему количеству попыток индуцировать ФП.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Актуальными считаются только эпизоды > 5 с.
9. Для второго протокола примените скорость всплеска в течение 20 с, начиная с длины цикла AERP + 20 мс. Во время следующего всплеска уменьшите длину цикла до минимальной длины цикла с захватом 1:1. Повторите это не менее 10 раз. Обратите внимание на продолжительность автофокусировки и индуцируемость автофокусировки.
10. Для третьего протокола примените скорость всплеска в течение 5 с при 50 Гц. Повторите это не менее 10 раз. Обратите внимание на продолжительность автофокусировки и индуцируемость автофокусировки.
11. Дайте животному проснуться или продолжите другие процедуры (например, эхокардиографию, лечение, забор крови)

5. Эвтаназия

1. После эксперимента, который длился один месяц, животных усыпляют при передозировке в/в пентобарбитала (50 мг/кг, в/в). Гуманными конечными точками эвтаназии были сохраняющиеся признаки сильной боли или дискомфорта, несмотря на адекватное лечение. Это оценивается клинически на ежедневной основе: тревожные признаки включают гипертонию, тахикардию, повышенную частоту дыхания, поведенческие изменения (беспокойство, иммобилизация, вокализация) и сжатие челюсти.

6. Фиктивная хирургия

1. Выполняйте тот же протокол, не распыляя тальк над эпикардом предсердия и не оставляя слоя стерильной марли.

Результаты

Заболеваемость и смертность:
Когда мы начали разрабатывать эту модель стерильного перикардита у минипигов Aachener, мы заметили периоперационную смертность 4 из 17 свиней (23,5%): 3 из 4 смертей произошли в первых 6 операциях из-за «эффекта кривой обучения». Этиология была следующей: 2 ...

Обсуждение

Надежная модель крупных животных является основным активом для изучения предсердной миопатии и ФП и разработки новых методов лечения ФП. Имплантация кардиостимуляторных отведений на предсердный эпикард позволила продольное наблюдение и повторное электрофизиологическое тестирован...

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg	Carfil
Anesthesia and preparation
ECG electrodes
Endotracheal tube 6.5 mm ID	Covidien	115-65OR
External cardioverter-defibrillator	Innomed	Cardio-aid 200B
Heating pad	OK.	OUB 60321
Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch	BD	381323
Laryngoscope blade size 4	Miller	SUS426601
Monitor	GE Medical systems	2600040-003
Respirator	Datex-Ohmeda	1009-9000-000
Shaver	Aesculap	GT 104 / REF 985203
Syringe driver pump	Fresenius Kabi	082470
Arterial and central venous line placement
3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide	Arrow medical	EU-22703-EN
Arteral catheter 3 French, 8 cm	Vygon	1,15,090
Caresite Luer access device	B. Braun	415122-01
Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL)
heparinized saline
Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm
Pressure monitoring set, 195 cm	Edwards Lifesciences	T005021M
Pressure tubing 180 cm	Edwards Lifesciences	50P172
suture with needle
Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL
Ultrasound gel	Zealand coating	446-1
Ultrasound with vascular probe	Philips healthcare	EPIQ 7C / REF BZE1723
Surgical set
Blunt-tip surgical scissors	Martin	11-934-25
60 degrees curved Debakey forceps	Aesculap	FB403
Anatomical forceps	AS	13-102-16
Debakey forceps	Geister	10-0634
Electrocautery module	Alsa	Alsatom SU 140/D MPC
Holders for stainless steel wire	COBE	013-123
Mosquito	Leibinger	32-01008
Needledriver, fine	Delacroix-Chevalier	50302-21
Needledriver, normal	Aesculap	BM 77
Rib spreader	Martin	24-178-01
Scalpel	Swann-Morton	0511	no. 24
Scissors for stainless steel wire	Jakobi	411830
Spreaders	AS	16-058-00
Sternum saw	Eure-Power	5000020
Sternum saw blade	MicroAire	ZR-032M
Surgical consumables
Disinfectant: iodine, chlorhexidine
Electrocautery pencil with push button, cable 5 m	Dongguan QueenMed Equipment	ESPB4001LQ
Gastric tube	Vygon	390.12
Mersilene-0, 75 cm	Ethicon	F2505H
Monocryl 3-0, 70 cm	Ethicon	Y423H
Mouth masks, hair nets
Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining	Oriplast Krayer	VK00352
Prolene 6-0, 75 cm	Ethicon	8711H
Stainless steel monofilament non-absorbable suture	Ethicon	W995
Sterile drapes	3M	9010
Sterile gauze 20 x 10 cm	Stella	35921
Sterile gloves
Sterile surgical gown
Steritalc PF3	Novatech	16863
Vicryl-0, 75 cm	Ethicon	V324H
Cardiac pacing
Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm	Boston Scientific	4474
Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm	Abbott	2088TC
Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3	Lomir	DF H1PU
Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover	Lomir	SS CEG1
Micropace cardiac stimulator	Boston Scientific	EPS 320
Pacemaker for pacing	Medtronic	Azure XT DR MRI SureScan
Pacemaker for sensing	Biotronik	Eluna 8 DR-T
Pacemaker programmer for pacing	Medtronic	CareLink Encore 29901A
Pacemaker programmer for sensing	Biotronik	ICS 3000 DS CD-W US
Medication
Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL	Sterop
Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL	Sterop
Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine	Boehringer Ingelheim	BE021402
Cefazoline 2 g powder	Mylan	BE319794
Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone	Sanofi
Durogesic 50 µg/h fentanyl patches	Janssen-Cilag
Glucose 5%, 500 mL	Baxter	AE0063
Ketalar 50 mg/mL, 10 mL	Pfizer	804101
Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine	Aspen
Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000	Aspen
Midazolam 5 mg/ml, 3 mL	B. Braun	3521740
Morfine 10 mg/mL, 1 mL	Sterop
NaCl 0.9%, 500 mL	Baxter	AKE1323
Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine	Pohl Boskamp
Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL	Aguettant
Plasmalyte 1000 mL	Baxter	AKE0324
Propofol 10 mg/mL, 20 mL	B. Braun	3521810
Protamine 1400 IU/mL, 5 mL	Leo pharma
Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL	Janssen-Cilag	95103
Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol	AstraZeneca
Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL	Abbvie	1283-415
Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium	Aspen