Pericardite sterile in Aachener Minipigs come modello per la miopatia atriale e la fibrillazione atriale

Riepilogo

Descriviamo un modello di pericardite sterile in minipigs per studiare la miopatia atriale e la fibrillazione atriale (AF). Presentiamo tecniche chirurgiche e anestetiche, strategie per l'accesso vascolare e un protocollo per studiare l'inducibilità della fibrillazione atriale.

Abstract

La fibrillazione atriale (AF) è l'aritmia più comune causata dal rimodellamento strutturale degli atri, chiamata anche miopatia atriale. Le terapie attuali mirano solo alle anomalie elettriche e non alla miopatia atriale sottostante. Per lo sviluppo di nuove terapie, è necessario un modello animale di grandi dimensioni riproducibile di miopatia atriale. Questo documento presenta un modello di miopatia atriale sterile indotta da pericardite nei minipig di Aachener. La pericardite sterile è stata indotta spruzzando talco sterile e lasciando uno strato di garza sterile sulla superficie epicardica atriale. Ciò ha portato all'infiammazione e alla fibrosi, due componenti cruciali della fisiopatologia della miopatia atriale, rendendo gli atri suscettibili all'induzione della fibrillazione atriale. Due elettrodi pacemaker sono stati posizionati epicardicamente su ciascun atrio e collegati a due pacemaker di diversi produttori. Questa strategia ha permesso ripetute stimolazioni programmate atriali non invasive per determinare l'inducibilità della fibrillazione atriale in determinati punti temporali dopo l'intervento chirurgico. Sono stati utilizzati diversi protocolli per testare l'inducibilità af. I vantaggi di questo modello sono la sua rilevanza clinica, con l'inducibilità della fibrillazione atriale e la rapida induzione dell'infiammazione e della fibrosi, entrambe presenti nella miopatia atriale, e la sua riproducibilità. Il modello sarà utile nello sviluppo di nuove terapie mirate alla miopatia atriale e alla fibrillazione atriale.

Introduzione

La fibrillazione atriale (FA) è l'aritmia cardiaca più diffusa, che porta a morbilità, mortalità e spese sanitarie significative¹. In molti casi, la fibrillazione atriale è semplicemente il sintomo elettrico della miopatia atriale sottostante, che è definita dal rimodellamento strutturale, elettrico, autonomo e contrattile degli atri. Questa miopatia atriale può portare a fibrillazione^atriale e ictus ^2,3. La maggior parte delle terapie mira solo al rimodellamento elettrico, ma non mira ai cambiamenti strutturali sottostanti negli atri (infiammazione e fibrosi)4,5,6,7. Questo è probabilmente uno dei motivi per cui le terapie attuali sono solo marginalmente efficaci, specialmente nella miopatia atriale più avanzata⁸.

Un modello animale riproducibile è fondamentale per colpire l'infiammazione e la fibrosi presenti nella miopatia atriale. Modelli di tachipacing atriale sono stati sviluppati in diverse specie animali di grandi dimensioni 9,10,11,12. In questi modelli, il tessuto atriale viene stimolato continuamente per lunghi periodi per indurre cambiamenti elettrici ed eventualmente strutturali. I principali svantaggi dei modelli di tachipacing sono la lunga durata prima che compaiano i segni strutturali della miopatia atriale e la loro rilevanza solo per le sindromi cliniche in cui si sviluppano anomalie elettriche prima della miopatia atriale. Un rischio teorico è il fallimento del piombo di stimolazione a causa della fibrosi durante il lungo follow-up⁹.

Nei modelli di pericardite sterile, il talco sterile viene spruzzato sulla superficie epicardica degli atri per indurre una reazione infiammatoria e fibrotica acuta, con conseguente miopatia atriale^13,14. I suini hanno anatomia cardiaca e fisiologia simili a quelle degli esseri umani e, pertanto, i modelli suini hanno un'elevata rilevanza traslazionale. I vantaggi dell'utilizzo di minipig sono che sono più facili da maneggiare grazie alle loro dimensioni più piccole rispetto ai ceppi di maiale convenzionali e possono essere mantenuti per un lungo periodo senza alcun aumento significativo del peso corporeo¹⁰. Tutti questi motivi rendono la pericardite sterile nei minipig un ottimo modello per lo studio della miopatia atriale e della fibrillazione. Questo protocollo e video mirano a facilitare l'impostazione di questo modello in diverse strutture di ricerca e standardizzare i protocolli per studiare l'inducibilità della fibrillazione atriale.

Protocollo

Questo protocollo è stato approvato dal Comitato etico per la sperimentazione animale dell'Università di Anversa (numero di caso 2019-29) e segue le linee guida per la cura degli animali dell'Università di Anversa. Diciassette minipig Aachener di 6 mesi (maschi, castrati) del peso di ~ 20 kg sono stati selezionati per questo studio.

1. Farmaci e anestesia

1. Premedicazione
   1. Assicurarsi che i maiali siano a digiuno per 12 ore, ma con accesso illimitato all'acqua.
   2. Per la sedazione, somministrare in un'unica iniezione intramuscolare: atropina 0,05 mg/kg, ketamina 10 mg/kg, midazolam 0,5 mg/kg.
   3. Determinare il peso esatto del maiale dopo che ha perso conoscenza (circa 10 minuti dopo la dose). Trasportare il maiale in sala operatoria.
   4. Metti il maiale su una piastra riscaldante.
   5. Applicare il monitoraggio ECG, il pulsossimetro ed eseguire una termometria iniziale.
   6. Inserire un catetere sopra l'ago (22 G) nella vena marginale dell'orecchio o nella vena safena esterna.
2. Anestesia
   1. Per l'induzione dell'anestesia, somministrare un bolo di propofol (1-4 mg/kg IV) prima di iniziare l'intubazione. Se si nota l'anestesia superficiale, somministrare un bolo extra di midazolam 0,2 mg / kg IV e procedere all'intubazione dopo ~ 5 min.
   2. Intubazione
      1. Metti il maiale in posizione prona.
      2. Chiedi a un assistente di tenere aperta la bocca dell'animale usando due fionde di garza e / o uno spargitore di bocca. Spruzzare 1 mL (10 mg) di lidocaina nella laringe con una siringa senza ago da 2 mL, attendere 30-60 s per desensibilizzare la laringe e quindi continuare.
      3. Posizionare un tubo endotracheale (ETT) con un diametro interno di 6,5 mm utilizzando un laringoscopio. Usa un laringoscopio per visualizzare, sposta l'epiglottide dal palato molle e posiziona uno stylet nell'ETT per una migliore manipolazione.
         NOTA: La bocca del maiale non può essere aperta ampiamente e la distanza dalla punta del naso alla laringe è lunga. Pertanto, la visualizzazione della glottis rima è limitata. Quindi, l'ETT e lo stylet aiutano la visualizzazione.
   3. Quando si collega il ventilatore, somministrare farmaci supplementari se necessario: midazolam 0,5 mg/kg IV e/o alfentanil 30 μg/kg IV.
   4. Utilizzare le seguenti impostazioni del ventilatore: ventilazione di controllo del volume (VCV) con un volume di marea preimpostato di 10 mL/kg, che porta a una pressione inspiratoria di picco (PIP) di 11-15 cmH₂0, una pressione positiva di fine espiratoria PEEP di 2-5 cmH₂0; frequenza respiratoria: 12-16 Brpm per mantenere la CO2 di fine marea (ETCO2) tra 35-45 mmHg; FiO₂: 50% (da ridurre quando la saturazione è del 100%); sevoflurano 2,5%.
   5. Per l'analgesia, utilizzare alfentanil 0,5-1 μg· (kg·min) ^-1 CRI.
   6. Somministrare un bolo di 10 mL/kg di plasmalita 3-5 mL· (kg·h) ^-1 oltre 10-20 minuti per correggere l'ipotensione dovuta a ipovolemia.
   7. Somministrare 1 g di cefazolina IV. Per ogni 2 ore di intervento chirurgico, somministrare un extra di 500 mg di cefazolina IV.
      NOTA: Per una panoramica del farmaco di emergenza da avere a portata di mano in sala operatoria, vedere Tabella 1. Il cateterismo della vescica urinaria è difficile nei suini maschi e, in generale, non è necessario per questa procedura.
   8. Rasare la regione toracica e del collo dell'animale.
   9. Applicare l'unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza e l'irritazione oculare durante l'anestesia.
   10. Monitorare continuamente i parametri vitali. Controlla la profondità dell'anestesia almeno ogni 10 minuti valutando se il tono mascellare è rilassato, il riflesso palpebrale è assente, gli occhi sono ruotati e non ci sono segni comportamentali di eccitazione. Controllare il colore della mucosa e il tempo di ricarica capillare per valutare la perfusione tissutale. Registrare tutti i dati, insieme a tutti i farmaci somministrati, in una tabella anestetica individuale.
   11. Posizionamento della linea arteriosa
       1. Preparare il sistema di conduzione della pressione. Aggiungere 5000 UI di eparina a un sacchetto IV di 500 ml di NaCl allo 0,9%.
       2. Riportare l'animale in posizione supina. Estendere la gamba e localizzare l'arteria femorale utilizzando gli ultrasuoni con la sonda vascolare in ambiente carotideo. Disinfettare la zona inguinale con clorexidina. Utilizzare l'umonio per la sterilizzazione della sonda ad ultrasuoni (o utilizzare un coperchio del trasduttore sterile) e utilizzare guanti sterili per assicurare la tecnica antisettica.
       3. Perforare l'arteria femorale utilizzando la guida ecografica. Inserire una guaina da 3 Fr utilizzando la tecnica Seldinger.
          NOTA: A causa del piccolo diametro dell'arteria femorale, può essere utile lasciare che un assistente inserisca il filo guida attraverso l'ago. Solo l'azione di sollevare la sonda ad ultrasuoni può dislocare la punta dell'ago.
       4. Fissare la guaina con una sutura. Collegare la guaina al trasduttore e sciacquare. Monitorare la pressione arteriosa in tempo reale.

2. Chirurgia

1. Preparazione
   1. Assicurarsi che l'animale sia supino in una posizione stabile. Per una maggiore stabilità, posizionare le sacche IV preriscaldate in posizione paraspinale per sostenere l'animale.
   2. Posizionare la piastra di messa a terra dell'elettrocauterizzazione sotto l'animale. Utilizzare una piccola quantità di gel ad ultrasuoni per garantire il corretto contatto con la pelle.
   3. Preparazione della pelle: radere l'animale nelle seguenti regioni: collo, arti superiori, torace anteriore, parte superiore dell'addome, siti di elettrodi inguinali ed ECG. Eseguire tre scrub alternati con alcool 70% e iodio 2% per disinfettare correttamente la pelle.
   4. Posizionare tende sterili. Avvolgere anche gli artigli dell'animale in fogli o guanti sterili. Usa una garza sterile per ritrarli.
   5. Per garantire condizioni sterili, drappeggiare l'area chirurgica con coperture chirurgiche sterili, utilizzare strumenti sterili e lavorare in condizioni sterili fino alla chiusura della pelle.
      NOTA: Durante la procedura, i chirurghi devono indossare un cappuccio per capelli, una maschera per la bocca, un camice chirurgico e guanti sterili.
2. Posizionamento chirurgico di un catetere venoso centrale permanente (CVC)
   1. Fai un'incisione di 5 cm nel solco sul bordo mediale del muscolo sternocleidomastoideo. Sezionare senza mezzi termini fino a raggiungere la vena giugulare interna.
   2. Rimuovere il tessuto fibroso intorno alla vena e posizionare una sutura quadrata (= da 3 a 4 punti che formano un cerchio) con Prolene 6-0 attorno al sito di cateterizzazione desiderato per ottenere il controllo dei vasi.
   3. Cannulare la vena giugulare interna con un CVC a 3 tripli lumen francesi utilizzando la tecnica Seldinger. Stringere la sutura Prolene 6-0 attorno al catetere.
   4. Fissare l'impugnatura del catetere al muscolo sternocleidomastoideo.
   5. Tunnel la lumina a tre cateteri separatamente: utilizzare un grande paio di forbici di dissezione smussate per creare il tunnel e un morsetto atraumatico tirare la lumina del catetere attraverso il tunnel.  Attaccare saldamente le estremità del catetere alla pelle e premere sulla porta di iniezione senza ago. I siti di uscita della lumina del catetere sono situati dietro l'orecchio e il più lontano possibile dal sito di incisione per garantire una lunghezza massima della traiettoria del catetere sotto la pelle.
   6. Chiudere il sito di incisione in due strati.
3. Sternotomia
   1. Fare un'incisione mediana dal manubrio dello sterno a 3 cm sotto il processo xifoide fino a quando lo sterno diventa evidente.
   2. Sezionare senza mezzi termini caudalmente dal processo xifoideo. Metti un dito sul lato viscerale dello sterno e rimuovi il tessuto connettivo il più lontano possibile seguendo la superficie sternale viscerale.
      NOTA: Il tessuto connettivo viene rimosso per prevenire lesioni miocardiche durante l'esecuzione della sternotomia.
   3. Usa la sega dello sterno per fendere lo sterno. Controllare tutti i siti di sanguinamento. Utilizzare lo spargitore di sterno per allargare l'accesso alla cavità toracica. Evitare di danneggiare la pleura.
   4. Aprire il pericardio con attenzione e utilizzare suture di sospensione per tenerlo fuori dal campo chirurgico.
4. Posizionamento del piombo del pacemaker (vedere la Figura 1)
   1. Posiziona un guinzaglio pacemaker sull'atrio sinistro.
      1. Testare il meccanismo di estensione e retrazione della vite di fissaggio del piombo. Quindi, mettere la punta su una pinza (curva) e curvare lo stylet di 60 ° se necessario.
      2. Metti un impacco sul ventricolo sinistro e tiralo delicatamente da parte per avere una vista dell'atrio sinistro.
         NOTA: La pressione sul ventricolo causerà rapidamente ipotensione. Assicurati che l'anestesista anticipi questo con noradrenalina a basso dosaggio attraverso il CVC. Rilasciare il ventricolo quando la pressione sanguigna media scende al di sotto di 40 mmHg per >20 s. Procedere solo quando la pressione sanguigna dell'animale si è normalizzata.
      3. Dopo la visualizzazione dell'atrio sinistro, posizionare saldamente la punta di piombo sulla parete libera atriale sinistra, il più vicino possibile alle vene polmonari e il più lontano possibile dal ventricolo. Avvitarlo estendendo l'elica nel tessuto atriale, preferibilmente con una leggera inclinazione. Fallo il più velocemente possibile e rilascia immediatamente la pressione sul ventricolo sinistro.
      4. Misurare la soglia di rilevamento e stimolazione e l'impedenza del piombo utilizzando uno stimolatore elettrico programmabile o un programmatore di pacemaker. Assicurarsi che non vi sia sovracapture ventricolari (ampio QRS su ECG) durante la stimolazione ad alte tensioni (10 V). Se non soddisfatto, ritrarre l'elica del piombo e ricominciare dal punto 2.4.1.1.
         NOTA: la soglia di stimolazione normale deve essere <1 V con una larghezza di impulso di 0,5 ms (in genere ~ 0,5 V @ 0,5 ms).
   2. Posizionare un guinzaglio pacemaker sull'atrio destro, completamente analogo al posizionamento del piombo atriale sinistro.
   3. Assicurarsi che entrambi i cavi lascino il torace sulla linea mediana; il piombo atriale sinistro deve essere scavato attraverso il grasso sottocutaneo addominale dal processo xifoide al fianco sinistro, il piombo atriale destro al fianco destro.
   4. Crea una tasca per pacemaker nel grasso sottocutaneo sul fianco sinistro e destro del maiale. Collegare i pacemaker ai cavi e posizionarli all'interno delle tasche. Collegare un pacemaker in grado di eseguire una stimolazione a raffica (50 Hz) con il cavo atriale sinistro (per consentire la stimolazione) e un pacemaker di un produttore diverso (al fine di evitare la diafonia durante la lettura simultanea di entrambi i pacemaker) al cavo atriale destro (per consentire il rilevamento). Chiudere in 2 strati con le classiche suture singole, lo strato interno con Vicryl 1-0 e lo strato esterno con Mersilene 0.
5. Induzione della pericardite sterile
   1. Esporre nuovamente gli atri tirando delicatamente da parte i ventricoli. Coprire i ventricoli con una garza (e togliere la garza in seguito).
   2. Spruzzare il talco sterile sulla superficie epicardica di entrambi gli atri utilizzando il dispenser incluso nella confezione. Poiché la bradicardia e l'ipotensione seguiranno questa manipolazione, dare al cuore abbastanza tempo per riprendersi spontaneamente dopo circa un minuto; se necessario, iniziare o aumentare (la velocità di infusione di) una flebo di noradrenalina.
   3. Lasciare uno strato di garza sterile (5 cm x 5 cm) sulla superficie epicardica di entrambi gli atri: un pezzo a sinistra e uno a destra.
   4. Controllare la posizione dei lead del pacemaker un'ultima volta prima di iniziare la chiusura.
6. Chiusura del torace
   1. Lasciare uno scarico nel mediastino e tunnel alla superficie della pelle. Collegare lo scarico a un barattolo sottovuoto sterile; aprire la connessione quando il primo strato della pelle è chiuso (per evitare perdite d'aria). Rimuovere lo scarico quando si riporta l'animale alla sua stalla.
   2. Chiudere il pericardio con Prolene 6-0.
   3. Chiudere lo sterno utilizzando una classica tecnica cerclage con filo di acciaio inossidabile.
   4. Chiudere il sottocute in due strati con filo riassorbibile.
   5. Eseguire un blocco sternale infiltrando 5 ml di bupivacaina allo 0,5% nella pelle; assicurare il contatto osseo con lo sterno per infiltrarsi nel periostio.
      NOTA: In alternativa, potrebbe essere ancora meglio utilizzare l'analgesia preventiva eseguendo il blocco sternale PRIMA dell'incisione dello sterno.
   6. Chiudere la pelle con una sutura intradermica continua utilizzando filo riassorbibile.

3. Cura postoperatoria

1. Progressivamente, spegnere tutti i sedativi mentre si chiude la pelle dell'animale.
2. Tenere l'animale in sala operatoria con un attento monitoraggio della temperatura corporea, della ventilazione e della pervietà delle vie aeree, dell'ossigenazione e dei parametri emodinamici.
3. A causa di un sostanziale calo della temperatura corporea che si verifica frequentemente durante la procedura, mantenere l'animale caldo usando coperte, piastra riscaldante e impacchi caldi. Fornire ossigeno durante il recupero, specialmente quando si notano brividi.
4. Applicare un cerotto di fentanil di 50 μg/h per l'analgesia postoperatoria. Poiché c'è un ritardo di 6-8 ore prima che il cerotto di fentanil diventi efficace, somministrare 0,05-0,1 mg / kg di morfina per via sottocutanea per colmare questo periodo.
5. Quando l'animale è stabile, mostra un aumento della temperatura corporea; può sollevare la testa; sta deglutendo; mostra riflessi oculari normali; e respira spontaneamente, liberamente e profondamente senza un ETT in atto, senza segni di ostruzione delle vie aeree superiori; può essere trasportato di nuovo alla penna. Fornire mezzi di riscaldamento durante la fase di recupero (ad esempio, lampada a infrarossi, tappetino riscaldante, coperte).
   NOTA: Evitare di rimettere l'animale nella penna troppo presto poiché è possibile l'arresto respiratorio , anche ore dopo la cessazione dei narcotici.
6. Eseguire un controllo sull'animale: ogni 15 minuti durante la prima ora postoperatoria, quindi ogni ora per le prime 4-6 ore o più frequentemente se l'animale non è a suo agio. Quando l'animale mostra segni di dolore, somministrare morfina supplementare per via sottocutanea 0,025-0,05 mg / kg ogni 2 ore fino a quando non è a suo agio. Somministrare 1 g di cefazolina 8 e 16 ore dopo l'intervento chirurgico.
   NOTA: La valutazione del dolore consiste in elementi soggettivi come atteggiamento, comportamento (stare in piedi, mangiare, bere) e smorfia. I segni oggettivi del dolore sono la frequenza cardiaca elevata, la frequenza respiratoria elevata e la respirazione superficiale. L'animale tornerà al suo stato normale e al suo comportamento entro 24 ore. Rimuovere il cerotto di fentanil il giorno 3 dopo l'operazione.

4. Tachipacizzazione atriale per l'induzione della fibrillazione atriale

1. Iniettare ketamina 10 mg/kg e midazolam 0,5 mg/kg per via intramuscolare (senza atropina) e attendere che venga raggiunto un livello sufficiente di sedazione.
2. Pesare di nuovo il maiale per il follow-up. Metti l'animale in una fionda di contenimento e portalo in sala operatoria.
3. Collegare il monitoraggio dell'ECG e della saturazione di ossigeno e posizionare le teste del programmatore sopra i pacemaker corrispondenti. Interroga i pacemaker.
4. Controllare le impostazioni del pacemaker per il verificarsi di AF spontanea. Cerca un avviso di piombo ventricolare quando usi un pacemaker a doppia camera.
5. Determinare l'impedenza e le soglie di rilevamento e stimolazione. Quando si eseguono studi di elettrofisiologia (EP), tenere sempre il passo al doppio della tensione di soglia e osservare un aumento della soglia di tensione durante l'esperimento.
6. Determinare il periodo refrattario effettivo atriale (AERP) approssimato dalla lunghezza del ciclo più breve alla quale viene mantenuta la cattura 1:1 durante la stimolazione a raffica.
   NOTA: Questo metodo è diverso dalla determinazione clinica AERP ma più rilevante per questo protocollo.
7. Determinare il tempo di conduzione tra i cavi atriali sinistro e destro misurando il tempo tra l'inizio del picco di stimolazione e la depolarizzazione atriale sul piombo atriale destro.
8. Per il primo protocollo, applicare un ritmo di scoppio per 20 s con una lunghezza del ciclo di AERP + 30 ms. Dopo la cessazione del ritmo, verificare la presenza di AF e misurare la durata dell'episodio. Fai una pausa di almeno 5 secondi tra ogni sessione di stimolazione e attendi fino a quando la frequenza cardiaca del ritmo sinusale non è tornata al basale. Ripeti questo ≥10 volte; si noti la visualizzazione dell'inducibilità AF come percentuale: la proporzione di tentativi "riusciti" rispetto alla quantità totale di tentativi di indurre AF.
   NOTA: solo gli episodi > 5 s sono considerati rilevanti.
9. Per il secondo protocollo, applicare un ritmo di scoppio per 20 s, iniziando con una lunghezza del ciclo di AERP + 20 ms. Durante la raffica successiva, diminuire la lunghezza del ciclo fino alla lunghezza minima del ciclo con acquisizione 1:1. Ripeti questo almeno 10 volte. Notare la durata AF e l'inducibilità AF.
10. Per il terzo protocollo, applicare un ritmo di burst per 5 s a 50 Hz. Ripetere questa operazione almeno 10 volte. Notare la durata AF e l'inducibilità AF.
11. Lascia che l'animale si risvegli o continui con altre procedure (ad esempio, ecocardiografia, trattamento, prelievo di sangue)

5. Eutanasia

1. Dopo l'esperimento ─ durato un mese ─ gli animali vengono sottoposti a eutanasia con sovradosaggio di pentobarbital per via endovenosa (50 mg/kg, IV). Gli endpoint umani per l'eutanasia erano segni persistenti di forte dolore o disagio, nonostante un trattamento adeguato. Questo viene valutato clinicamente su base giornaliera: i segni allarmanti includono ipertensione, tachicardia, aumento della frequenza respiratoria, cambiamenti comportamentali (irrequietezza, immobilizzazione, vocalizzazione) e serramento della mascella.

6. Chirurgia fittizia

1. Eseguire lo stesso protocollo senza spruzzare talco sull'epicardio atriale o lasciare uno strato di garza sterile.

Risultati

Morbilità e mortalità:
Quando abbiamo iniziato a sviluppare questo modello di pericardite sterile nei minipig di Aachener, abbiamo notato la mortalità perioperatoria di 4 su 17 suini (23,5%): 3 decessi su 4 si sono verificati nei primi 6 interventi chirurgici a causa di un "effetto curva di apprendimento". Le eziologie erano le seguenti: 2 maiali morirono a causa dell'arresto respiratorio postoperatorio; questo problema è stato risolto riducendo la dose di alfentanil. Un maiale è morto a causa de...

Discussione

Un modello animale di grandi dimensioni affidabile è una risorsa importante per lo studio della miopatia atriale e della fibrillazione atriale e lo sviluppo di nuove terapie per la fibrillazione atriale. L'impianto di cavi pacemaker sull'epicardio atriale ha permesso un follow-up longitudinale e test elettrofisiologici ripetitivi, che è difficile nei piccoli animali. I minipig sono facili da maneggiare e i loro cuori sono strutturalmente e fisiologicamente simili al cuore umano¹⁰.

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg	Carfil
Anesthesia and preparation
ECG electrodes
Endotracheal tube 6.5 mm ID	Covidien	115-65OR
External cardioverter-defibrillator	Innomed	Cardio-aid 200B
Heating pad	OK.	OUB 60321
Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch	BD	381323
Laryngoscope blade size 4	Miller	SUS426601
Monitor	GE Medical systems	2600040-003
Respirator	Datex-Ohmeda	1009-9000-000
Shaver	Aesculap	GT 104 / REF 985203
Syringe driver pump	Fresenius Kabi	082470
Arterial and central venous line placement
3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide	Arrow medical	EU-22703-EN
Arteral catheter 3 French, 8 cm	Vygon	1,15,090
Caresite Luer access device	B. Braun	415122-01
Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL)
heparinized saline
Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm
Pressure monitoring set, 195 cm	Edwards Lifesciences	T005021M
Pressure tubing 180 cm	Edwards Lifesciences	50P172
suture with needle
Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL
Ultrasound gel	Zealand coating	446-1
Ultrasound with vascular probe	Philips healthcare	EPIQ 7C / REF BZE1723
Surgical set
Blunt-tip surgical scissors	Martin	11-934-25
60 degrees curved Debakey forceps	Aesculap	FB403
Anatomical forceps	AS	13-102-16
Debakey forceps	Geister	10-0634
Electrocautery module	Alsa	Alsatom SU 140/D MPC
Holders for stainless steel wire	COBE	013-123
Mosquito	Leibinger	32-01008
Needledriver, fine	Delacroix-Chevalier	50302-21
Needledriver, normal	Aesculap	BM 77
Rib spreader	Martin	24-178-01
Scalpel	Swann-Morton	0511	no. 24
Scissors for stainless steel wire	Jakobi	411830
Spreaders	AS	16-058-00
Sternum saw	Eure-Power	5000020
Sternum saw blade	MicroAire	ZR-032M
Surgical consumables
Disinfectant: iodine, chlorhexidine
Electrocautery pencil with push button, cable 5 m	Dongguan QueenMed Equipment	ESPB4001LQ
Gastric tube	Vygon	390.12
Mersilene-0, 75 cm	Ethicon	F2505H
Monocryl 3-0, 70 cm	Ethicon	Y423H
Mouth masks, hair nets
Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining	Oriplast Krayer	VK00352
Prolene 6-0, 75 cm	Ethicon	8711H
Stainless steel monofilament non-absorbable suture	Ethicon	W995
Sterile drapes	3M	9010
Sterile gauze 20 x 10 cm	Stella	35921
Sterile gloves
Sterile surgical gown
Steritalc PF3	Novatech	16863
Vicryl-0, 75 cm	Ethicon	V324H
Cardiac pacing
Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm	Boston Scientific	4474
Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm	Abbott	2088TC
Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3	Lomir	DF H1PU
Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover	Lomir	SS CEG1
Micropace cardiac stimulator	Boston Scientific	EPS 320
Pacemaker for pacing	Medtronic	Azure XT DR MRI SureScan
Pacemaker for sensing	Biotronik	Eluna 8 DR-T
Pacemaker programmer for pacing	Medtronic	CareLink Encore 29901A
Pacemaker programmer for sensing	Biotronik	ICS 3000 DS CD-W US
Medication
Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL	Sterop
Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL	Sterop
Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine	Boehringer Ingelheim	BE021402
Cefazoline 2 g powder	Mylan	BE319794
Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone	Sanofi
Durogesic 50 µg/h fentanyl patches	Janssen-Cilag
Glucose 5%, 500 mL	Baxter	AE0063
Ketalar 50 mg/mL, 10 mL	Pfizer	804101
Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine	Aspen
Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000	Aspen
Midazolam 5 mg/ml, 3 mL	B. Braun	3521740
Morfine 10 mg/mL, 1 mL	Sterop
NaCl 0.9%, 500 mL	Baxter	AKE1323
Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine	Pohl Boskamp
Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL	Aguettant
Plasmalyte 1000 mL	Baxter	AKE0324
Propofol 10 mg/mL, 20 mL	B. Braun	3521810
Protamine 1400 IU/mL, 5 mL	Leo pharma
Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL	Janssen-Cilag	95103
Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol	AstraZeneca
Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL	Abbvie	1283-415
Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium	Aspen