1. Diluições odor <ol><li> A maioria dos odores são solúveis em óleo de parafina. No entanto, DMSO ou etanol também pode ser usado como solventes alternativos para odores particular. Preparar diluições apropriadas (por exemplo, volume de 1:10: volume; v: v) de odores pura em frascos de vidro. Diluições mais odor são estáveis ​​à temperatura ambiente, mas para compostos altamente voláteis, é melhor fazer diluições trabalhando em uma base semanal. Cada sensillum responde aos odores diferentes dentro de uma faixa de concentração diferente. Para Drosophila, uma tabela look-up útil para concentrações adequadas para uso com um sensillum dado pode ser encontrada em 6 de 7. Para o experimento de vídeo, usamos óleo de parafina como um controle de solvente e acetato de metila (10 -6 v: v em óleo de parafina) e 1-octen-3-ol (10 -7 v: v em óleo de parafina) para Drosophila e Anopheles gravações, respectivamente. </li><li> Com uma tesoura, corte o papel para cromatografia em 3 mm x 5 tiras centímetros para que eles se encaixam dentro de pipetas Pasteur. </li><li> Pipetar 30 mL do odor desejado sobre uma tira de papel filtro e insira-o na pipeta de vidro. Cut ~ 3 cm de ar tubo de linha e insira-o na extremidade aberta da pipeta, fechando-a com um conector. O conector é usado para selar a pipeta que será então anexado ao tubo de ar da linha de uma bomba de ar, quando é hora de entregar o odor durante o experimento. </li></ol> 2. Sistema de entrega de odor <ol><li> Usando uma broca pequena, corte a 10 mL de plástico sorológicos pipeta (por exemplo, no 4 mL marca) e criar dois buracos (por exemplo, no mL -1,5 e -0,5 marcas mL) que será usada para manter as pipetas contendo os odores. Inserir uma ponteira 200 mL no acoplador farpado e introduzir o acoplador na extremidade sem corte da pipeta 10 mL. A pipeta será usado como parte do sistema de entrega de odorantes. </li><li> Anexar a pipeta em um suporte magnético com um grampo de pipeta e posicioná-lo perto do microscópio. </li></ol> 3. Eletrodos nitidez <ol><li> Para aguçar eletrodos, preparar uma solução 0,5 M de hidróxido de potássio (KOH) e filtro para remover partículas finas (por exemplo, usando um filtro de M 45). Pegue uma seringa de 20 ml e faça um pequeno furo (~ 2 mm de diâmetro) utilizando uma agulha na parede perto do (~ 1 cm da ponta), em que o fio elétrico está inserido (Figura 1A). Ponta </li><li> Encha a seringa com 0,5 M KOH, e apertá-lo em um suporte sob o microscópio para que a ponta é colocada no campo de visão (Figura 1B, C). Insira o fio elétrico no pequeno orifício na parede da seringa (Figura 1B), certificando-se que o fio não está diretamente na frente da entrada da seringa. Ligue este fio para o catodo de uma fonte de alimentação DC (por exemplo, Heerbrugg Selvagem MTR32, ver métodos) ou um pólo de uma fonte de alimentação AC (por exemplo Selvagem Heerbrugg-LEP 990.018). Anexar o eixo suporte do eletrodo para o micromanipulador manual sobre o lado direito do microscópio, e anexar um cabo elétrico na base do eixo do suporte do eletrodo com um clipe de crocodilo. Conecte o cabo para o ânodo da fonte de alimentação DC ou o outro pólo da fonte de alimentação AC (Figura 1A). </li><li> Insira o fio de tungstênio (~ 5 cm de comprimento) para o suporte do eletrodo, e anexá-lo ao eixo do suporte do eletrodo sobre o manipulador. Definir a fonte de alimentação 6 V, e insira a ponta do fio dentro da seringa várias vezes para aprimorar-lo, tomando cuidado para monitorar a ponta sob o microscópio durante o processo (Figura 1C). Para obter um eletrodo ideal para a gravação, coloque 90% de seu comprimento na solução por até 1 min, e retire-o lentamente. Em seguida, insira apenas ~ 50% do eletrodo para mais fina por 30 s, e repita-o para obter a ponta do fio afiado (~ 10 vezes). A ponta do eletrodo deve ser fino o suficiente para entrar no sensillum, mas não tão fina como a dobrar quando se toca durante as gravações (passos 6 e 7). Embora observando a ponta do eletrodo sob o microscópio de dissecação enquanto ele está sendo afiada é uma boa indicação de sua espessura, apenas olhando para ele sob o microscópio de gravação em alta ampliação dará uma idéia clara se um eletrodo dado é adequado para a gravação. </li></ol> 4. Inseto prep: Drosophila antena <ol><li> Construir um aspirador de voar. Corte um pedaço de tubo de ar longa o suficiente para pendurar confortavelmente em seu pescoço (cerca de 90-120 cm). Corte a ponta de uma ponteira 200 mL e inseri-lo em uma das extremidades do tubo. Por outro lado a posição final, a ~ 1,5 cm x 1,5 cm de malha peça para que ele cria uma barreira física, mas não impede o fluxo de ar para fora do tubo. Corte a ponta de uma pipeta de 1 mL e posição do ponta mais larga em cima da abertura do tubo, bloqueando a malha no meio. Esta parte será usada para pegar e manipular moscas do vinagre adultos (Figura 2). </li><li> Dê uma lâmina de microscópio e coloque um pedaço de cera dental mais ou menos no meio do lado longo. Em cima dela positiond tampa de vidro ligeiramente inclinada para cima (~ 30), certificando-se que a cera não está diretamente abaixo da parte mais alta, o que impediria a visualização do vinagre voar sob o microscópio. Puxar um eletrodo de vidro com o puxador vertical. Sua ponta deve ser fina e flexível o suficiente para caber entre o segundo e terceiro segmento antenal, e manter a estabilidade de antena para as gravações. Posição do eletrodo de vidro em um outro pedaço de cera e coloque-o no lado da tampa de vidro, longe o suficiente para que quando a ponta é reduzida atinge o canto da tampa de vidro (Figura 3A). </li><li> Trabalhar a partir de uma garrafa ou frasco de moscas adultas do genótipo desejado, pegar uma mosca vinagre adultos usando o aspirador voar. Embora as fêmeas são normalmente utilizados por causa de seu maior tamanho, os machos também podem ser usados. Coloque uma ponteira 200 mL em cima da ponta de 1 mL para evitar a voar a partir de escapar. Soprar no tubo, de modo que a mosca é empurrado para o final da ponta da pipeta 200 mL. Guarnição da extremidade larga da ponta da pipeta com a lâmina de barbear alguns milímetros de distância do fly-se, em seguida, insira um pouco de cera para evitar a voar a partir de backing out. Sob um microscópio, corte outra vez perto da cabeça da mosca do vinagre, prestando atenção para não danificar o animal. Com uma ponteira de pequeno porte, empurrar a cera para forçar a cabeça voar para fora de modo que cerca de metade dos olhos extrusão da ponta (Figura 3B). Certifique-se que suas pernas não saem tão bem, ou eles podem se mover e interferir com as gravações. </li><li> Monte a voar em um pedaço de cera, a cabeça virada para cima, e coloque-o no slide na frente do vidro da tampa. Empurre a cabeça ligeiramente contra o canto do vidro, de modo que as antenas estender e descansar sobre o vidro. Inferior a ponta do capilar de vidro entre o segundo e terceiro segmento antenal (Figura 3B). </li><li> Diferentes partes da antena dará acesso a tipos diferentes sensilla. Dependendo necessidades específicas experimental, a antena deverá ser orientado de forma diferente para permitir o acesso a tipos diferentes sensilla. Para gravar a partir sensilla basiconic grandes como em nosso exemplo, a arista é empurrado para baixo no vidro (Figura 3B). </li></ol> 5. Inseto prep: Anopheles palpos maxilares <ol><li> Usando um aspirador elétrico (Figura 2E), recolher 40-60 3-5 dias de idade mosquitos (machos e fêmeas misturados) na gaiola de plástico pequeno (Figura 2F). Mosquitos deveria ter sido criados em condições normais, ou seja, uma incubadora de insetos ou insetário de 25-28 ° C com umidade de 70-80%. Coloque a gaiola de plástico com os animais no gelo para ~ 15 minutos até que eles são anestesiados pelo frio. Uma vez que os animais têm parado de se mover, a transferência somente 4-6 animais ao palco sob o microscópio de uma só vez, mantendo o resto dos animais no gelo durante os procedimentos. Embora as fêmeas são normalmente utilizados por causa de sua sensibilidade ao CO 2, os homens também podem ser empregadas. Selecione mosquitos feminino ou masculino, a julgar pela estrutura de sua antena (feather-like nas fêmeas, filamento semelhante em homens), e remover as suas asas e pernas com uma pinça fina para imobilizá-los. Mantê-los em um copo de plástico pequeno, com um papel molhado na parte inferior, para impedi-los de dessecação. </li><li> Coloque dois pedaços de fita dupla face (~ 1 cm de comprimento) paralelos uns aos outros (~ 1 cm de distância), no centro e no lado do vidro do carro (Figura 3C). Utilizando uma pinça fina, coloque um mosquito na fita central sob o microscópio de dissecação, e transformá-lo de lado e manter seu corpo e um olho na fita. Ajustar a posição do palpos maxilares para que ambos os palpos estender paralelo na fita (Figura 3D). Palpos maxilares corrigir o colocando cordas finas (por exemplo, cabelos humanos), tanto na base e na ponta de palpos (Figura 3D). A fita lateral é usado como um repositório de cordas finas, enquanto a fita central precisa ser substituído após cada gravação (Figura 3C). </li></ol> 6. Gravação de Drosophila melanogaster <ol><li> Coloque o slide sob o microscópio (Figura 4A) com ampliação baixa e posicionar a antena mais ou menos no meio do campo de visão (FOV) (Figura 4B). Delicadamente mais baixo dos eletrodos de modo que o eletrodo de referência está localizado perto do olho da mosca eo eletrodo de gravação é perto da antena (Figura 4C). Aumentar a ampliação e re-posição da antena no meio do FOV (Figura 4D). </li><li> Coloque o odor próximo dispositivo de entrega para a cabeça da mosca, apontando para a antena. </li><li> Com pequeno aumento (Figura 4C), insira o eletrodo de referência para o olho da mosca. Abaixe o eletrodo de registro no topo da antena sem tocar sua superfície. </li><li> Mudar para alta ampliação, controlar o eletrodo de registro com o micromanipulador e inseri-lo em um sensillum selecionados (Figura 4D). Qualquer ponto ao longo do comprimento sensillum é bom para a gravação. Uma vez dentro do sensillum, o eletrodo pode ser empurrado para mais longe na (por vezes durante todo o tempo)para obter uma melhor relação sinal-ruído. Uma vez que o eletrodo está na sensillum, a atividade espontânea das células pode ser detectado. </li></ol> 7. Gravação de Anopheles gambiae <ol><li> Coloque a lâmina de vidro sob o microscópio de baixa ampliação (10x) e posicione o palpos maxilares aproximadamente no meio do FOV ea cabeça no topo (Figura 4E). Girar o palco até que um dos palpos é em um ângulo reto com o eletrodo de registro. </li><li> Ajuste a altura dos eletrodos de modo que o eletrodo de referência está posicionada logo acima do olho do mosquito eo eletrodo de gravação está perto do palpos maxilares. </li><li> Coloque o dispositivo de entrega odor de modo que seja o mais próximo possível do palpos. </li><li> Insira o eletrodo de referência para o olho com menor ampliação (10x), e mudar para a maior ampliação (100x), insira o eletrodo de registro no sensillum peg no palpo (Figura 4F). Uma vez que o eletrodo está na sensillum, a atividade espontânea das células pode ser detectado. </li></ol> 8. Resultados representativos Dependendo do sensillum ea qualidade da gravação, pode-se distinguir diferentes números de neurônios olfativos dentro de um traço único. No sensilla grandes basiconic de Drosophila melanogaster, por exemplo, entre 2 e 4 células que diferem em amplitude pico deve aparecer durante a gravação 9, 10. Em nosso experimento de vídeo, a Drosophila ab2 sensillum mostra duas células, uma. Uma célula (Figura 5, picos de azul) e uma célula B (Figura 5, os pontos verdes) Nem celular é ativado durante a aplicação de óleo de parafina (Figura 5A), enquanto que somente a célula A responde à diluição 10 -6 de acetato de metila (Figura 5B). No palpo maxilar do Anopheles gambiae, o ranhuras peg sensillum contém três células, mas apenas dois são facilmente discriminados (Figura 5C, picos de azul e verde, respectivamente). No experimento de vídeo que mostram como as células B responde a uma diluição de 10 -7 1-octen-3-ol (Figura 5D). <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Eletrodo sharpener (A) Vista geral do aparato eletrodo apontador. (B) A seringa contendo 0,5 M KOH (à esquerda) usado para afiar o eletrodo (direita). (C) Close-up da ponta do eletrodo ao lado da abertura da seringa. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Como preparar um aspirador de voar e aspirador de mosquito (A) A partir do material:... Ar tubo de plástico linha, duas ponteiras de corte, e mesh (B) O aspirador de voar uma vez que está concluída (C) Detalhe da final que é usado para capturar moscas do vinagre Detalhe (D) de a outra extremidade do aspirador voar. (E) O aspirador elétrico para coleta de mosquito consiste de um corpo principal e uma gaiola de plástico destacável. (F) A gaiola de plástico destacável para os mosquitos. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Preparando-se uma mosca do vinagre (Drosophila melanogaster) e um mosquito da malária (Anopheles gambiae) para gravação (A) Imagem de um vinagre de voar montado no slide antes de posicioná-lo sob o microscópio. (B) Close-up da cabeça voar vinagre com a antena mantido no lugar pelo capilar de vidro. (C) Imagem de um mosquito montado em o slide. (D) Close-up da cabeça de mosquito com tromba e palpos degola na fita. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Gravar a partir de uma mosca do vinagre (Drosophila melanogaster) e um mosquito da malária (Anopheles gambiae) (A) Vista sobre a configuração de eletrofisiologia. (B) Close-up da preparação voar montado no microscópio. Observe a posição respectiva do eletrodo de registro (à esquerda), o sistema de entrega de odor (meio da pipeta), eo eletrodo de gravação (direita). (C) Imagem da mosca sob a objetiva de 10x. Imagem (D) da antena voar sob 100x o objectivo;. sensilla grande basiconic (setas), intercaladas entre os não-sensoriais cabelos (pontas de seta) vista (E) 10x de um mosquito montado para gravação (F) exibir uma ampliação alta do palpo mosquito e um sensillum peg (seta). . <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig5.jpg" alt="Figura 5" /> Figura 5. Exemplos de gravações de Drosophila melanogaster eAnopheles gambiae (A) A sensillum ab2 de Drosophila melanogaster abriga dois neurônios sensoriais;.. A célula A (pontos azuis) e de células B (spikes verde) (B) As células A e B durante a aplicação de 10 -6 acetato de metila (C) A peg sensillum de Anopheles gambiae abriga dois neurônios sensoriais; a célula A (pontos azuis) e de células B (spikes verde) (D) Aplicação de 10 -7 1-octen-3-ol a sensillum peg..

<ol>
	<li>Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+Untersuchungen+an+einzelnen+Geruchsrezeptoren+auf+der+Antenne+des+TotengrAbers+(Necrophorus+Coleoptera).">Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera).</a> Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).</li><li>Schneider, D., Hecker, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zur+Elektrophysiologic+der+Antenne+des+Seidenspinners+Bombyx+mori+bei+Reizung+mit+angereicherten+Extrakten+des+Sexuallockstoffes.">Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes.</a> Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).</li><li>Touhara, K., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensing+odorants+and+pheromones+with+chemosensory+receptors.">Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors.</a> Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).</li><li>Sato, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors+are+heteromeric+ligand-gated+ion+channels.">Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels.</a> Nature. 452, 1002-1006 (2008).</li><li>Wicher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+odorant+receptors+are+both+ligand-gated+and+cyclic-nucleotide-activated+cation+channels.">Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels.</a> Nature. 452, 1007-1011 (2008).</li><li>Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+basis+of+odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna.</a> Cell. 117, 965-979 (2004).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors.">Insect olfactory receptors.</a> Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Lu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).</li><li>Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+mosquito+receptor+for+human-sweat+odorant.">Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant.</a> Nature. 427, 212-213 (2004).</li><li>Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. o. l. e. c. u. l. a. r. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=anatomical,+and+functional+organization+of+the+Drosophila+olfactory+system.">anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system.</a> Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).</li><li>Fishilevich, E., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+functional+subdivision+of+the+Drosophila+antennal+lobe.">Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe.</a> Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).</li></ol>

Pistas olfativas são usados ​​por organismos para identificar fontes de alimento, parceiros em potencial, e predadores. Neurônios sensoriais olfativos (ORS) são o centro primeiro relé entre estímulos externos e os centros superiores do cérebro onde a informação é processada. Em Drosophila melanogaster e Anopheles gambiae, ORS são facilmente acessíveis e sua atividade elétrica pode ser monitorada enquanto estimulado por puffs odor. A única técnica de grava?...

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		<div>
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		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Paraffin oil</td>
<td>Odors</td>
<td>Fluka</td>
<td>76235</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>High purity odors (&gt;98%)</td>
<td>Odors</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Methyl acetate 
#296996 
1-octen-3-ol 
#74950 </td>
</tr>
<tr>
<td>Filter paper strips</td>
<td>Odors</td>
<td>Fisherbrand</td>
<td>05-714-1</td>
<td>Chromatography paper</td>
</tr>
<tr>
<td>Connectors</td>
<td>Odors</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06365-40</td>
<td>1/16x1/8"</td>
</tr>
<tr>
<td>Glass vials</td>
<td>Odors</td>
<td>Agilent Technologies</td>
<td>5182-0556</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Air line plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Python Products</td>
<td>500PAL</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 serological pipette</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Corning</td>
<td>4101</td>
<td>10 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06418-0</td>
<td>0.050"x0.090"OD</td>
</tr>
<tr>
<td>Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>13-678-20A</td>
<td>5-3/4 inches</td>
</tr>
<tr>
<td>Programmable stimulus controller</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Syntech</td>
<td>CS-55</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Anti-vibration table</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>63533</td>
<td>36&#x201D;Wx30&#x201D;Dx29&#x201D;H</td>
</tr>
<tr>
<td>Faraday cage</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>MI8133303</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Inverted microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>E600FN ECLIPSE</td>
<td>Recording microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>10x and 100x objectives</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>10x Plan Fluor 100x L Plan</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>EZ645</td>
<td>electrode sharpening/insect prep microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>Magnetic stands</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Newport</td>
<td>MODEL 150</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>IDAC</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>IDAC-4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Acquisition software</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>Autospike</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 macromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>NARISHIGE</td>
<td>MN-151</td>
<td>Joystick manipulator 
Used for positioning reference electrode
</td>
</tr>
<tr>
<td>1 micromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>EXFO</td>
<td>PCS-6000</td>
<td>Used for positioning recording electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>Crocodile clip</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>AL-B-12-0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Electric cable</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>B-36-0</td>
<td>Test Cable Assembly</td>
</tr>
<tr>
<td>2 electrode holders</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>AC probe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Universal single ended probe (10xAC)</td>
</tr>
<tr>
<td>Tungsten electrodes</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Microprobes</td>
<td>M210</td>
<td>straight tungsten rods, 0.005&#x201C;x3&#x201C;</td>
</tr>
<tr>
<td>Potassium hydroxide</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>221473</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>BD</td>
<td>301625</td>
<td>20 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Power supply</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>WILD HEERBRUGG 6V 40W</td>
<td>e.g MTR32</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vertical puller</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Narishige</td>
<td>PB-7</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Razor blade</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>55411-050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dental wax</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Patterson</td>
<td>091-1503</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microscope slide</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-550A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-541A</td>
<td>18X18 #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>Polypropylene mesh</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Small Parts inc.</td>
<td>CMP-0500-B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass electrode</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Frederick Haer & Co.</td>
<td>27-32-0-075</td>
<td>Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
<td>Insect prep</td>
<td>3M</td>
<td>MMM6652P3436</td>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>021x0053</td>
<td>Dumont #5 Mirror Finish Forceps</td>
</tr>
<tr>
<td>Small plastic cup</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>89009-662</td>
<td>7 x 5.7 (23/4 x 21/4)</td>
</tr>
<tr>
<td>Electric aspirator</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Gempler&#x2019;s</td>
<td>RHM200</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

single sensillum recordings in the insects drosophila melanogaster and anopheles gambiae

O sentido do olfato é essencial para insetos para encontrar alimentos, companheiros, predadores, e os locais de oviposição 3. Inseto neurônios sensoriais olfativos (ORS) são colocados em pêlos sensoriais chamados sensilla, que cobrem a superfície dos órgãos olfativos. A superfície de cada sensillum é coberta com minúsculos poros, através do qual odorants passar e dissolver em um líquido chamado linfa sensillum, que banha os dendritos sensorial do ORS alojados em um sensillum dado. Os dendritos OSN expressar odorant receptor (OR) proteínas, que em insetos funcionam como canais iónicos dependentes de odor 4, 5. A interação de odores com ORs aumenta ou diminui a taxa de disparo basal da OSN. Esta atividade neuronal na forma de potenciais de ação incorpora a primeira representação da qualidade, intensidade e características temporais do odorant 6, 7. Dado o fácil acesso a estes pêlos sensoriais, é possível realizar gravações extracelular de ORS único pela introdução de um eletrodo de registro para a linfa sensillum, enquanto o eletrodo de referência é colocado na linfa dos olhos ou do corpo do inseto. Em Drosophila, sensilla casa entre uma e quatro ORS, mas cada OSN normalmente exibe uma amplitude pico característico. Técnicas de classificação de Spike torná-lo possível atribuir respostas spiking a ORS individual. Este single sensillum técnica de gravação (SSR) monitora a diferença de potencial entre a linfa sensillum eo eletrodo de referência como os pontos elétricos que são gerados pela atividade do receptor de ORS 1, 2, 8. Mudanças no número de espigas, em resposta ao odor representam a base celular do odor de codificação em insetos. Aqui, descrevemos o método de preparação usado atualmente em nosso laboratório para realizar SSR em Drosophila melanogaster e Anopheles gambiae, e mostrar os traços representante induzida pela odores de forma sensillum específicos.

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Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Respostas eletrofisiológicas de neurônios sensoriais olfativos de odores pode ser medido em insetos usando gravações sensillum único. Neste artigo vamos demonstrar de vídeo como realizar gravações sensillum única nas antenas da mosca do vinagre (<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt;) E os palpos maxilares do mosquito da malária (<em&gt; Anopheles gambiae</em&gt;).

Único Recordings Sensillum na Insetos Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

25.0K visualizações.  Rockefeller University. Respostas eletrofisiológicas de neurônios sensoriais olfativos de odores pode ser medido em insetos usando gravações sensillum único. Neste artigo vamos demonstrar de vídeo como realizar gravações sensillum única nas antenas da mosca do vinagre ( Drosophila melanogaster) E os palpos maxilares do mosquito da malária ( Anopheles gambiae).

Vídeo: Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Única unidade de In vivo Gravações do quiasma óptico de rato

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Neurociência

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

As gravações eletrofisiológicas da via fibra Gigante da D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualização de Propriocepção em<em&gt; Drosophila</em&gt; As larvas e pupas

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Marcação de células individuais no Sistema Nervoso Central de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenética estimulação do comportamento de fuga em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinação da atividade locomotora espontânea em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Tingimento Insetos para Comportamentais Ensaios: o comportamento de acasalamento dos anestesiado<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condições que afetam Espaço Social em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Clones em um ensaio comportamental para Mechanosensation de MarcM baseada em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Uma maneira simples para medir alterações na Recompensa comportamento de busca Usando<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...