Este estudo foi financiado pelo Conselho de Pesquisa sueco (K2008-57x-20 676-01-3).

1. Isolamento exossomo <ol><li> Cultivar células em meio com exossomo livre de soro. Assim, qualquer soro adicionado ao meio de cultura celular deve ser esgotado de exossomos por ultracentrifugação a 120 000 xg durante a noite a 4 ° C antes do uso. </li><li> Transferir a suspensão celular para tubos cônicos. </li><li> Centrifugar a 300 xg por 10 minutos a 4 ° C para sedimentar as células. </li><li> Transfira o sobrenadante para tubos de ultracentrifugação e, se não completamente cheio adicionar PBS. </li><li> Centrifugar a amostra a 16 500 xg por 20 minutos a 4 ° C para continuar a remover as células e restos celulares. </li><li> Filtrar o sobrenadante através de um 0,2 m de filtro para remover partículas maiores que 200 nm. </li><li> Transferir o sobrenadante filtrado para tubos de ultracentrífuga novo e fechar os tubos antes de ultracentrífuga a 120 000 xg por 70 minutos a 4 ° C para agregar as exossomos. </li><li> Desprezar o sobrenadante. </li><li> Para recuperação exossomo máxima, ressuspender o exossomo enriquecered pellet repetidamente em um pequeno volume (~ 3 x mL 50) de um tampão apropriado. Esse buffer depende das experiências jusante planejada após o isolamento exossomo. Por exemplo, tampão de lise é usado para a proteína e isolamento de RNA, PBS é usado para microscopia eletrônica e citometria de fluxo e por meio de estudos funcionais podem ser preferidos. </li></ol> Nota; exossomos também pode ser isolado de fluidos corporais diferentes, tais como plasma, usando o mesmo procedimento que para meios de cultura de células. Para fluidos viscosos, pode ser necessário para diluir a amostra com PBS antes da centrifugação e filtração. Em relação à velocidade de centrifugação para o ponto 5 acima, pode ser aumentada para 29 500 xg, ea ultracentrifugação no ponto 7 pode ser estendido para 90 minutos 18. Se a amostra precisa ser mais purificada do pellet exossomo pode ser lançada em um gradiente de sacarose e os exossomos serão principalmente encontrados na fração represeNTING uma densidade de 1,13-1,19 g / ml 2. 2. Identificação exossomo por microscopia eletrônica <ol><li> Para continuar a reduzir proteínas contaminantes, ressuspender o pellet exossomo enriquecido em PBS e ultracentrífuga a 120 000 xg por 70 minutos a 4 ° C para a re-pellet exossomos. </li><li> Dê uma pequena alíquota da amostra para isolamento de proteínas e de medição de proteína total. Certifique-se que apenas uma pequena parte da amostra é lisados ​​e utilizado para a medição de proteína e manter o exossomos intacta, resolvido em PBS, em separado sobre o gelo ou a -80 ° C para novas experiências. </li><li> Colocar uma gota, cerca de 10 mg de proteína exosomal do exossomos intacta ressuspenso em PBS, em uma Parafilm. Então, com uma pinça, com cuidado a posição de uma grade de carbono formvar níquel revestido em cima de cada gota de 30-60 minutos. Garantir que a grade está posicionado com o lado voltado para a queda de revestimento contendo exossomos. </li><li> Coloque três gotas, cada mL 30, da PBS em tele Parafilm e lave a grade sequencialmente, o posicionamento da grade em cima das gotas de PBS, e usar um papel absorvente entre elas. Use o papel absorvendo suavemente apenas mantendo-lo de perto ao lado da grade, sem fazer contato com a área revestida. </li><li> Fixar a amostra por depositar uma gota de paraformaldeído 2% sobre o Parafilm e colocar a grade em cima da queda de 10 minutos. </li><li> Repita a etapa de lavagem no ponto 4, antes de imunomarcação com um anticorpo apropriado. Os anticorpos usados ​​são anti-CD63 e anti-MHC classe II. Microscopia eletrônica também pode ser realizada sem imunomarcação como exossomos podem ser identificados apenas com base no tamanho e morfologia. No entanto, recomendamos para avaliar o tamanho, morfologia e da presença de uma proteína de membrana para uma validação mais conclusivos. </li><li> Transferência da grelha para uma queda de 30 mL do anticorpo primário de escolha e incubar por 40 minutos. Lavar, repetindo o ponto 4, mas o uso de 0,1% de soro albumina bovina na PBS em vez de PBS sozinho. </li><li> Repita o ponto 7, mas com a 10 nm de ouro-anticorpo marcado secundário e lavar com PBS sozinho. </li><li> Pós-fix da amostra pela adição de uma gota de glutaraldeído 2,5% para o Parafilm e incubar a grade em cima da queda de 10 minutos. Repita a lavagem no ponto 4, mas use cinco gotas de água deionizada em vez de três gotas de PBS. </li><li> Contraste da amostra, adicionando uma gota de acetato de uranila 2% para o Parafilm e incubar a grade em cima da queda de 15 minutos. </li><li> Incorporar a amostra pela adição de uma gota de metil-celulose 0,13% e acetato de uranila 0,4% para o Parafilm e incubar a grade em cima da queda de 10 minutos. </li><li> Retire o excesso de líquido com cuidado usando um papel absorvente, antes de posicionar a grade em um papel com o lado revestido para cima e deixe secar por 5 minutos. </li><li> Examine os preparativos com um microscópio eletrônico ou armazenar as redes em uma caixa de grade para trabalhos futuros. </li></ol> 3.Caracterização exossomo por citometria de fluxo Como exossomos são muito pequenos para serem detectados pelo equipamento atual citometria de fluxo, é necessário primeiro não amarrar o exossomos para contas revestidas de anticorpo (Figura 1). Estas contas podem ser comprados como um produto pronto feito ou feito em laboratório com o anticorpo de escolha. Dependendo da origem exosomal celular, diferentes anticorpos pode ser acoplado a grânulos que podem ser tanto de caráter magnético ou látex. Atualmente usamos anti-MHC classe II ou anti-CD63 grânulos revestidos para esta análise. <ol><li> Para o uso de &quot;caseiro&quot; contas revestidas de anticorpo, usamos quatro esferas de látex M revestido com anticorpos anti-CD63. Lavar 25 mL 4 contas de látex M (30 x 10 6 esferas) duas vezes em 100 l MES buffer, 3 000 xg por 15-20 minutos e dissolver o sedimento em 100 mL de buffer MES. Prepare a mistura de anticorpos contendo um volume igual de 12,5 mg de anticorpos com o mesmo volume de tampão MES. Adicione ocontas à mistura anticorpo e incubar sob agitação durante a noite em temperatura ambiente. Lave as contas revestidas de anticorpo três vezes com PBS (3 000 xg por 20 minutos) e dissolver o sedimento em 100 l de tampão de armazenamento (com uma concentração final de 300 000 contas / mL). </li><li> Para cada amostra (cada anticorpo), continue com um volume igual a um mínimo de 30 mg de proteína exosomal (do exossomos intacta resolvido em PBS) por ~ 100 000 contas revestidas de anticorpo. </li><li> Incubar exossomos e contas, em um volume total de 300 mL PBS, durante a noite a 4 ° C em movimentos suaves. </li><li> Bloco, adicionando 300 ml de 200 mM de glicina e incubar por 30 minutos. </li><li> Lavar os complexos exossomo-bead duas vezes em tampão de lavagem (soro 1-3% em PBS), a 600 xg por 10 minutos. </li><li> Incubar os complexos exossomo-talão com 50 mL de anticorpos IgG a 4 ° C. Lavar os complexos exossomo-bead duas vezes em tampão de lavagem, tal como descrito na etapa 5. </li><li> Adicionar 90 mL tampão de lavagem e 10 mlanticorpo de escolha (de preferência anti-CD9, anti-CD63 ou anti-CD81) para os complexos exossomo-talão e incubar por 40 minutos sob movimento suave. Lavar os complexos exossomo-bead duas vezes em tampão de lavagem, tal como descrito na etapa 5. </li><li> Adicionar 300 mL de tampão de lavagem e aquisição de dados usando citometria de fluxo. </li></ol> Como discutido acima, contas diferentes podem ser usados, tais como esferas de látex como descrito no protocolo ou esferas magnéticas. Se esferas magnéticas são usadas em vez, por favor, note que o protocolo é um pouco diferente. A etapa de bloqueio (ponto 4) não é necessária ea lavagem é realizada com a colocação do tubo em um suporte magnético em vez de uma centrifugação. O buffer de armazenamento utilizado para a &quot;homemade&quot; contas revestidas de anticorpo, contém 0,1% de glicina e de sódio a 0,1% Azid em PBS, com um pH de 7,2. Importante, certifique-se usar o soro exossomo esgotados para o tampão de lavagem de citometria de fluxo (1-3% de soro em PBS), para evitar qualquerexossomos soro contaminar a análise. Nota; ao realizar caracterização exossomo usando anticorpos contas junto é importante reconhecer que é apenas uma subpopulação específica, específica para o anticorpo utilizado, que é isolada e caracterizada. 4. Exossomo detecção por Western blot Western blot é um método bem estabelecido e não vamos entrar em detalhes sobre o método em si, mas o foco sobre a importância de um isolamento de proteínas adequada antes do Western blot e os diferentes anticorpos utilizados. <ol><li> Dissolver o sedimento exossomo no tampão de lise de proteínas de escolha e de pipetagem completamente, seguido de vortex-mistura. Para mais lisar as exossomos, sonicate a amostra em banho-maria 3 x 5 minutos com vortex de mistura entre eles. Finalmente centrifugar a amostra, 13 000 xg por 5 minutos em temperatura ambiente, e transferir o sobrenadante para um tubo eppendorf novo. </li><li> Measure a proteína total por um método de escolha e de carga 20-50 mg de proteína por poço. </li><li> Separar e transferir as proteínas por eletroforese em gel e eletroforese. </li><li> Bloco e lave a membrana antes de realizar imunocoloração contra proteínas enriquecido em exossomos. </li><li> Detectar a proteína específica por quimioluminescência sistema de imagem, digital e software de análise. </li></ol> Como não há marcadores específicos exossomo, proteínas que são enriquecidos em exossomos, de todas as origens diferentes celulares, são comumente usados ​​para a detecção exossomo. Estes são proteínas, como tetraspanins (por exemplo, CD9, CD63 e CD81), proteína do citoesqueleto associados (por exemplo Ezrin) e proteínas envolvidas na biogênese multivesiculares (por exemplo, Tsg101 e alix). Outras proteínas que também são comumente detectados em exossomos são Flotillin, Hsc70 e proteínas rab diferentes etc, no entanto, também existem células proteínas específicas encontradas em exossomos como A33 (células do epitélio intestinal), CD3(Células T) e MHC classe II (células apresentadoras de antígenos). Assim, dependendo do que tipo de célula do exossomos são liberados a partir dos marcadores para a detecção pode variar. Como outros compartimentos da célula também pode produzir vesículas, é mais recomendada para determinar a presença de proteínas a partir desses compartimentos, como o retículo endoplasmático (por exemplo, calnexin e Grp78) eo aparelho de Golgi (por exemplo, GM130). Assim, a falta dessas proteínas indica pouca ou nenhuma contaminação de outros compartimentos de vesículas na amostra estudada. 5. Isolamento do RNA e análise exosomal RNA <ol><li> Dissolver o sedimento exossomo no tampão de lise RNA de escolha e executar extração de RNA. Kits de isolamento diferentes RNA pode ser usado de acordo com experimentos a jusante, mas os métodos de coluna com base fornece amostras com um espectro mais amplo de RNA. Atualmente estamos usando miRCURY Kit Isolamento RNA por Exiqon, mas outros kits pode ser adequado, dependendo do scquestão ientific na mão. </li><li> Ao realizar o isolamento do RNA é importante trabalhar em um ambiente livre de RNase. Portanto, use de ácido nucléico e dicas nuclease livre pipeta e limpe juízes e equipamentos livres de contaminantes e RNases. </li><li> Para o isolamento do RNA, usando miRCURY Kit Isolamento RNA, dissolver o sedimento exossomo em 350 ml de solução de lise e executar vórtice de mistura por 15 segundos. </li><li> Adicionar 200 mL de etanol a 95% e vortex de mistura por 10 segundos. </li><li> Coloque uma coluna em um tubo de coleta e transferir os exossomos lisadas para a coluna e centrifugar 1 minuto a 14 000 x g. </li><li> Lavar três vezes adicionando 400 mL de solução de lavagem para a coluna que contém o RNA exosomal e centrifugar por 1 minuto a 14 000 x g. </li><li> Centrifugar por 2 minutos a 14 000 xg para se certificar de que a coluna é seco e colocar a coluna seca em um tubo eppendorf RNase-free. </li><li> Adicionar 50 mL tampão de eluição para a coluna e centrifugar por 2<html> minutos a 200 xg, seguido de 1 minuto a 14 000 x g. </li><li> Continue com o RNA isolado ou armazená-lo em -80 ° C. </li></ol> Para detecção e análise do RNA total extraído exosomal, use um Agilent 2100 Bioanalyzer com o RNA 6000 Nano ou Kit Pico RNA 6000. A análise mostra o rendimento RNA exosomal e distribuição de tamanho. 6. Resultados representante Exossomos são pequenos demais para ser detectado pelos métodos de citometria de fluxo disponíveis, e são, portanto, ligado ao anticorpo revestido contas antes de serem analisados ​​(Figura 1). Como exossomo-bead complexos pode agregar o fluxo gráfico de dispersão citometria pode conter diferentes populações de solteiro, duplo e triplo grânulos (Figura 2A). A seta indica as contas individuais que são analisados. A CD63 positivo população de esferas-exossomo único em relação ao seu controle isotipo é mostrado na Figura 2B. e_content &quot;&gt; Devido ao tamanho pequeno de exossomos, eles só podem ser visualizados diretamente com microscopia eletrônica, e não por microscopia de luz. típicas características morfológicas de exossomos são arredondados e 3-10 nm vesículas da membrana de tamanho. Na Figura 3, microscopia eletrônica fotografias mostram exossomos imunocoradas (A) com o ouro marcado com anticorpos para CD63 (indicado pela seta) e não-histoquímica exossomos (B). Para determinar que o vesículas isoladas são, na verdade exossomos e de melhor caracterizar as proteínas exosomal, Western Blot é comumente usado. Figura 4 mostra a ausência de calnexin, um marcador de retículo endoplasmático. Isto indica a contaminação pouco de vesículas do retículo endoplasmático. Além disso, a Figura 4 mostra as presenças de CD81 em exossomos, que é um tetraspanin comumente enriquecido em exossomos. RNA celular contêm principalmentes RNA ribossomal (rRNA), vistos como os dois picos proeminentes para o 18S rRNA 28S e subunidades em uma análise Bioanalyzer (Figura 5A). No entanto, RNA exosomal diferem em seu perfil como exossomos falta os dois picos rRNA (18S e 28S) e são ricos em RNA curto, como mRNA e miRNA (Figura 5B). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig1.jpg" /> Figura 1. Devido ao tamanho pequeno de exossomos (3-10 nm), eles não podem ser distinguir do ruído de fundo e, quando analisados ​​por citometria de fluxo. Portanto, é necessário anexá-los a contas revestidas de anticorpo antes da exossomos são analisados, que depois podem ser visualizadas pelo laser. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig2.jpg" /> Figura 2. As contas exossomo complexo pode agregar entre si e formam grânulos duplos e triplos (A). A seta está demonstrando o único grânulo-exo<html> alguns população, que é fechado e usado para análise posterior. Essa população será diretamente comparado com um controle isotipo (cheio de cinza de pico) para determinar a presença de moléculas de membrana da exossomos. CD63 exossomos positiva (pico preto aberto) são mostrados na figura B. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig3.jpg" /> Figura 3. Microscopia eletrônica de exossomos com a morfologia típica e tamanho (40-80 nm) (A e B). A seta na figura A indica a partícula de ouro do anticorpo secundário, verificando-se que este exossomo têm CD63 em sua superfície da membrana. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig4.jpg" /> Figura 4. Resultados Western Blot mostrando a ausência do calnexin retículo endoplasmático proteína, mas a presença da proteína comumente enriquecido em exossomos, tetraspanin CD81. ve_content &quot;&gt; <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3037/3037fig5.jpg" /> Figura 5. Resultados Bioanalyzer mostrando presença de RNA em células (A) e exossomos (B). Setas indica a 18S e subunidades 28S rRNA presente em células. Como exosomal RNA viril contêm RNA pequenos rRNA pouco ou nenhum é identificado em exossomos.

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JL é um co-proprietário de uma patente relacionada com a utilização de exossomos como vetores para a transferência de RNA para as células.

Ao estudar o conteúdo molecular e / ou função de exossomos, é fundamental usar um método de isolamento de alta qualidade que proporciona um rendimento adequado e do grau mais baixo possível de contaminação. A metodologia descrita neste artigo é uma abordagem bem estabelecida para isolar exossomos e estudar seu conteúdo RNA e função biológica. Além disso, a importância da caracterização do exossomos isolada, por uma combinação de diferentes métodos, incluindo microscopia eletrônica, citometria de fluxo e Western blot, é realçado. Ao isolar exossomos, a primeira etapa de centrifugação (300 xg) é usado para células pellet que podem estar presentes na suspensão celular ou o fluido biológico estudado. A segunda centrifugação a 16 500 xg precisa ser suficientemente forte para células pellet mortos, maiores detritos, corpos apoptóticos e outras organelas. Após esta centrifugação, alguns protocolos incluem um passo nano-filtração, mas alguns investigators ter excluído essa etapa. No entanto, ressaltamos a importância de fragmentos de erradicação e vesículas maiores que 200 nm e, portanto, recomendamos incluindo uma etapa de filtração. Se um isolamento mais rigoroso é necessário, a 100 nm filtros podem ser utilizados, mas note que se fluidos viscosos são usados, estes filtros podem facilmente tornar-se bloqueado e material exosomal está perdido. Além disso, uma filtração nm 100 pode afetar a morfologia do exossomos e, além disso, se exossomos estão na escala maior eles podem ser perdidos. Assim, os 200 nm filtros parecem adequadas para o isolamento exossomo. Após a filtração, a ultracentrifugação obrigatória a 120.000 xg é usada para sedimentar as exossomos. Os exossomos podem ser novamente lavado com PBS, obrigado a contas revestidas de anticorpo e lavado, ou colocado em um gradiente de sacarose para remover proteínas contaminação. No entanto, este pode ser um processo muito demorado de recursos que argumentam não ser necessário, especialmente se o volume inicial da amostra é pequena e / ou o conteúdo de RNA of o exossomos é baixa, como medidas adicionais diminuirá substancialmente o material adicional. No entanto, mais uma vez, a natureza das vesículas isoladas deve ser comprovada pela presença e ausência de certas proteínas. Até o momento, nenhum marcador de proteína absolutamente única para exossomos foi identificado para verificar se a amostra contém exossomos e nada mais. Como resultado, uma combinação de métodos são necessários para caracterizar a exossomos, incluindo a determinação do tamanho e da morfologia do exossomos por microscopia eletrônica. Além disso, a pureza da amostra pode ser determinada por microscopia eletrônica, como este método pode fornecer uma visão geral do nível de contaminação da amostra, por exemplo, com vesículas maiores, como micropartículas, corpos apoptóticos ou restos celulares. Além disso, o teor de proteína do exossomos pode ser determinada por citometria de fluxo e Western blot, ea combinação destes dois métodos resulta em uma análise de ambas as membranas o limite (por exemplo, CD63 eCD81) e internalizado proteínas (por exemplo, Tsg101 e alix) do exossomos. Detecção de proteínas enriquecido em exossomos, como CD63, e Tsg101 alix, ea ausência de proteínas, como o retículo endoplasmático proteína calnexin, é uma indicação de que o exossomo enriquecido pellet é realmente exossomos e não vesículas contaminação de outros compartimentos da célula. O perfil do RNA que é detectado em exossomos é fundamentalmente diferente à do RNA encontrado em células intactas. Assim, RNA exosomal analisados ​​por Bioanalyzer ou em gel abordagens baseadas em análise de RNA falta os dois picos para o 18S e subunidades 28S rRNA, que são proeminentes na análise de RNA celular. Por isso, argumentam que a detecção de quantidades significantes de rRNA em uma amostra indica que o RNA total extraído não é de origem exosomal sozinho, e, portanto, que o método de isolamento precisa ser melhorado e qualidade assegurada.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comments (opcional) </td></tr><tr><td> Isolamento exossomo </td></tr><tr><td> Optima ultracentrífuga L-90K </td><td> Beckman Coulter </td><td> 65670 </td><td></td></tr><tr><td> Quick-selar tubos de ultracentrífuga </td><td> Beckman Coulter </td><td></td><td> Dependendo do rotor utilizado diferentes tubos são necessários. Ti70 (342.414), Ti45 (345776) </td></tr><tr><td> Quick-Seal Tubo Cordless kit Topper </td><td> Beckman Coulter </td><td> 358312 </td><td></td></tr><tr><td> Filtropur Seringa Filter, 0.20μm </td><td> Sarstedt </td><td> 83.1826.001 </td><td> Para fluidos viscosos e / ou grandes volumes, um sistema de filtração a vácuo, 0,2 m, com a VWR International pode ser usado em vez (514-0600). </td></tr><tr><td> Microscopia eletrônica </td></tr><tr><td> Formvar / carbono revestido grades de níquel </td><td> Ted Pella Inc </td><td> 1GN200 </td><td></td></tr><tr><td> Mouse-anti-CD63 humano </td><td> BD Bioscience </td><td> 556019 </td><td> Conc final: 0.05μg/μl </td></tr><tr><td> Isotipo controle; IgG1K (MOPC 21) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> M9269 </td><td> Conc final: 0.05μg/μl </td></tr><tr><td> Anti-IgG de rato conjugado ouro, 10 nm </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> G7777 </td><td> Conc Final: 1% </td></tr><tr><td> LEO 912AB Omega microscópio eletrônico </td><td> Carl Zeiss NTS </td><td></td><td> Ou equipamento equivalente. </td></tr><tr><td> Citometria de fluxo </td></tr><tr><td> 4μm aldehyd / sulfato de esferas de látex </td><td> Dynamics interfacial </td><td> 12-4000 </td><td></td></tr><tr><td> Anticorpos para o revestimento das esferas de látex </td><td></td><td></td><td> Por exemplo anti-CD63 da BD Bioscience (556019) </td></tr><tr><td> Intelli-Mixer RM-2L </td><td> ELMI </td><td></td><td> Ou equipamento equivalente. </td></tr><tr><td> IgG de soro humano </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> I4506 </td><td></td></tr><tr><td> Anticorpos para a detecção </td><td> BD Bioscience </td><td></td><td> Por exemplo: anti-CD63 PE (556.020) PE anti-CD9 (555.372) para controlo do isotipo PE anti-CD81 (555.676) (555.749) </td></tr><tr><td> BD FACSAria </td><td> BD Bioscience </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Western Blot </td></tr><tr><td> Transônicas T 490 DH </td><td> ELMA </td><td></td><td> Ou equipamento equivalente. </td></tr><tr><td> Isolamento do RNA e análise exosomal RNA </td></tr><tr><td> miRCURY RNA Isolation Kit </td><td> Exiqon A / S </td><td> 300110 </td><td></td></tr><tr><td> Agilent 2100 Bioanalyzer </td><td> Agilent Technologies </td><td> G2939A </td><td></td></tr></tbody></table>

isolation and characterization of rna-containing exosomes

O campo de pesquisa exossomo está se expandindo rapidamente, com um aumento dramático em publicações nos últimos anos. Essas pequenas vesículas (3-10 nm) de origem endocítica foram propostos para funcionar como uma forma de reticulócitos para erradicar o receptor de transferrina, enquanto amadurecimento em eritrócitos 1, e foram mais tarde chamado exossomos. Exossomos são formadas por brotamento dentro de tarde endossomos, produzindo corpos multivesiculares (MVBs), e são liberados no meio ambiente por meio da fusão da MVBs com a membrana plasmática 2. Desde a primeira descoberta de exossomos, uma ampla gama de células têm sido mostrados para liberar essas vesículas. Exossomos também foram detectadas em vários fluidos biológicos, incluindo plasma, fluido de lavado nasal, saliva e leite materno 3-6. Além disso, foi demonstrado que o conteúdo ea função de exossomos depende da célula de origem e as condições em que são produzidos. Uma variedade de funções foram os demôniosconcentrado para exossomos, como a indução de tolerância contra o alérgeno 7,8, a erradicação de tumores estabelecida em um camundongo 9, inibição e ativação de células natural killer 10-12, promoção de diferenciação em células T reguladoras 13, a estimulação da proliferação de células T 14 e indução de apoptose de células T 15. Ano de 2007 foi demonstrado que exossomos liberados dos mastócitos contêm RNA mensageiro (mRNA) e microRNA (miRNA), e que o RNA pode ser transportados a partir de uma célula para outra através de exossomos. Nas células do destinatário, o mRNA empurrados por exossomos mostrou-se traduzido em proteína, sugerindo uma função reguladora do RNA transferido 16. Além disso, temos também mostraram que exossomos derivadas de células cultivadas sob estresse oxidativo pode induzir tolerância contra o estresse ainda mais em células do receptor e, portanto, sugerem uma função biológica do ônibus exosomal RNA 17. Meios de cultura de células e fluidos biológicos contain uma mistura de vesículas e derramou fragmentos. Um método de isolamento de alta qualidade para exossomos, seguido pela caracterização e identificação do exossomos e seu conteúdo, é, portanto, crucial para distinguir exossomos de outras vesículas e partículas. Aqui, apresentamos um método para o isolamento de exossomos de ambos os meio de cultura de células e fluidos corporais. Este método de isolamento é baseado em centrifugação repetido e etapas de filtração, seguido por uma etapa de ultracentrifugação final em que o exossomos são peletizadas. Métodos importantes para identificar os exossomos e caracterizar a morfologia exosomal e teor de proteína são destacadas, incluindo microscopia eletrônica, citometria de fluxo e Western blot. A purificação do RNA total exosomal é baseado em cromatografia de coluna de rotação eo rendimento RNA exosomal e distribuição de tamanho é analisado usando um Bioanalyzer.

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Isolation and Characterization of RNA-Containing Exosomes

Este artigo demonstra métodos para o isolamento, purificação e detecção de exossomos, bem como técnicas para análise de seu conteúdo molecular. Estes métodos são adaptáveis ​​para o isolamento exossomo de ambos os meios de cultura celular e fluidos biológicos, e podem além da análise de conteúdo molecular também ser útil em estudos funcionais.

Isolamento e Caracterização de RNA-Contendo exossomos

The field of exosome research is rapidly expanding, with a dramatic increase in publications in recent years. These small vesicles (30-100 nm) of ...

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Research

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Biology

99.2K visualizações.  University of Gothenburg. Este artigo demonstra métodos para o isolamento, purificação e detecção de exossomos, bem como técnicas para análise de seu conteúdo molecular. Estes métodos são adaptáveis ​​para o isolamento exossomo de ambos os meios de cultura celular e fluidos biológicos, e podem além da análise de conteúdo molecular também ser útil em estudos funcionais.

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Generation of RNA/DNA Hybrids in Genomic DNA by Transformation using RNA-containing Oligonucleotides

Synthetic short nucleic acid polymers, oligonucleotides (oligos), are the most functional and widespread tools of molecular biology. Oligos can be produced to contain any desired DNA or RNA sequence and can be prepared to include a wide variety of base and sugar modifications. Moreover, oligos can be designed to mimic specific nucleic acid alterations and thus, can serve as important tools to investigate effects of DNA damage and mechanisms of repair. We found that Thermo Scientific Dharmacon RNA-containing oligos with a length between 50 and 80 nucleotides can be particularly suitable to study, in vivo, functions and consequences of chromosomal RNA/DNA hybrids and of ribonucleotides embedded into DNA. RNA/DNA hybrids can readily form during DNA replication, repair and transcription, however, very little is known about the stability of RNA/DNA hybrids in cells and to which extent these hybrids can affect the genetic integrity of cells. RNA-containing oligos, therefore, represent a perfect vector to introduce ribonucleotides into chromosomal DNA and generate RNA/DNA hybrids of chosen length and base composition. Here we present the protocol for the incorporation of ribonucleotides into the genome of the eukaryotic model system yeast /Saccharomyces cerevisiae/. Yet, our lab has utilized Thermo Scientific Dharmacon RNA-containing oligos to generate RNA/DNA hybrids at the chromosomal level in different cell systems, from bacteria to human cells.

This work shows how to form an RNA/DNA hybrid at the chromosomal level and reveal transfer of genetic information from RNA to genomic DNA in yeast cells.

Geração de RNA / DNA híbrido em DNA genômico por transformação por meio de RNA contendo Oligonucleotídeos

Synthetic short nucleic acid polymers, oligonucleotides (oligos), are the most functional and widespread tools of molecular biology. Oligos can be ...

Biologia

Isolation &#38; Characterization of Hoechstlow CD45negative Mouse Lung Mesenchymal Stem Cells

Tissue resident mesenchymal stem cells (MSC) are important regulators of tissue repair or regeneration, fibrosis, inflammation, angiogenesis and tumor formation. Taken together these studies suggest that resident lung MSC play a role during pulmonary tissue homeostasis, injury and repair during diseases such as pulmonary fibrosis (PF) and arterial hypertension (PAH). Here we describe a technology to define a population of resident lung MSC. The definition of this population in vivo pulmonary tissue using a define set of markers facilitates the repeated isolation of a well-characterized stem cell population by flow cytometry and the study of a specific cell type and function.

Isolation &amp; Characterization of Hoechstlow CD45negative Mouse Lung Mesenchymal Stem Cells

In this article we demonstrate the isolation of murine resident lung mesenchymal stem cells (lung MSC), their expansion, characterization and analysis of immunomodulatory properties.

Isolamento &amp; Caracterização da Hoechst Baixa CD45 Negativo Mouse Células-Tronco Mesenquimais de pulmão

Tissue resident mesenchymal stem cells (MSC) are important regulators of tissue repair or regeneration, fibrosis, inflammation, angiogenesis and tumor ...

Isolation, Culture, and Functional Characterization of Adult Mouse Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of heart disease. In particular, the ability to study ion homeostasis, ion channel function, cellular excitability and excitation-contraction coupling and their alterations in diseased conditions and by disease-causing mutations have led to significant insights into cardiac diseases. Furthermore, the lack of an adequate immortalized cell line to mimic adult CMs, and the limitations of neonatal CMs (which lack many of the structural and functional biomechanics characteristic of adult CMs) in culture have hampered our understanding of the complex interplay between signaling pathways, ion channels and contractile properties in the adult heart strengthening the importance of studying adult isolated cardiomyocytes. Here, we present methods for the isolation, culture, manipulation of gene expression by adenoviral-expressed proteins, and subsequent functional analysis of cardiomyocytes from the adult mouse. The use of these techniques will help to develop mechanistic insight into signaling pathways that regulate cellular excitability, Ca2+ dynamics and contractility and provide a much more physiologically relevant characterization of cardiovascular disease.

Here we describe the isolation of adult mouse cardiomyoctyes using a Langendorff perfusion system. The resulting cells are Ca2+-tolerant, electrically quiescent and can be cultured and transfected with adeno- or lentiviruses to manipulate gene expression. Their functionality can also be analyzed using the MMSYS system and patch clamp techniques.

Isolamento, cultura e caracterização funcional de rato adulto Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of ...

Isolation and Characterization of Microvesicles from Peripheral Blood

The release of extracellular vesicles (EVs) including small endosomal-derived exosomes (Exos, diameter &#60; 100 nm) and large plasma membrane-derived microvesicles (MVs, diameter &#62; 100 nm) is a fundamental cellular process that occurs in all living cells. These vesicles transport proteins, lipids and nucleic acids specific for their cell of origin and in vitro studies have highlighted their importance as mediators of intercellular communication. EVs have been successfully isolated from various body fluids and especially EVs in blood have been identified as promising biomarkers for cancer or infectious diseases. In order to allow the study of MV subpopulations in blood, we present a protocol for the standardized isolation and characterization of MVs from peripheral blood samples. MVs are pelleted from EDTA-anticoagulated plasma samples by differential centrifugation and typically possess a diameter of 100 - 600 nm. Due to their larger size, they can easily be studied by flow cytometry, a technique that is routinely used in clinical diagnostics and available in most laboratories. Several examples for quality control assays of the isolated MVs will be given and markers that can be used for the discrimination of different MV subpopulations in blood will be presented.

Extracellular vesicles present in blood have been suggested as novel biomarkers for various diseases. Here, we present a protocol for the isolation of large plasma membrane-derived microvesicles from peripheral blood samples and their subsequent analysis by conventional flow cytometry and Western Blotting.

Isolamento e caracterização de microvesículas a partir de sangue periférico

The release of extracellular vesicles (EVs) including small endosomal-derived exosomes (Exos, diameter &#60; 100 nm) and large plasma membrane-derived ...

Isolation and Characterization of Adult Cardiac Fibroblasts and Myofibroblasts

Cardiac fibrosis in response to injury is a physiological response to wound healing. Efforts have been made to study and target fibroblast subtypes that mitigate fibrosis. However, fibroblast research has been hindered due to the lack of universally acceptable fibroblast markers to identify quiescent as well as activated fibroblasts. Fibroblasts are a heterogenous cell population, making them difficult to isolate and characterize. The presented protocol describes three different methods to enrich fibroblasts and myofibroblasts from uninjured and injured mouse hearts. Using a standard and reliable protocol to isolate fibroblasts will enable the study of their roles in homeostasis as well as fibrosis modulation.

Obtaining a pure population of fibroblasts is crucial to studying their role in wound repair and fibrosis. Described here is a detailed method to isolate fibroblasts and myofibroblasts from uninjured and injured mouse hearts followed by characterization of their purity and functionality by immunofluorescence, RTPCR, fluorescence-assisted cell sorting, and collagen gel contraction.

Isolamento e Caracterização de Fibroblastos Cardíacos Adultos e Miofibroblastos

Cardiac fibrosis in response to injury is a physiological response to wound healing. Efforts have been made to study and target fibroblast subtypes that ...

Isolation and Characterization of Exosomes from Skeletal Muscle Fibroblasts

Exosomes are small extracellular vesicles released by virtually all cells and secreted in all biological fluids. Many methods have been developed for the isolation of these vesicles, including ultracentrifugation, ultrafiltration, and size exclusion chromatography. However, not all are suitable for large scale exosome purification and characterization. Outlined here is a protocol for establishing cultures of primary fibroblasts isolated from adult mouse skeletal muscles, followed by purification and characterization of exosomes from the culture media of these cells. The method is based on the use of sequential centrifugation steps followed by sucrose density gradients. Purity of the exosomal preparations is then validated by western blot analyses using a battery of canonical markers (i.e., Alix, CD9, and CD81). The protocol describes how to isolate and concentrate bioactive exosomes for electron microscopy, mass spectrometry, and uptake experiments for functional studies. It can easily be scaled up or down and adapted for exosome isolation from different cell types, tissues, and biological fluids.

This protocol illustrates the 1) the isolation and culture of primary fibroblasts from the adult mouse gastrocnemius muscle as well as 2) purification and characterization of exosomes using a differential ultracentrifugation method combined with sucrose density gradients followed by western blot analyses.

Isolamento e Caracterização de Exossomos de Fibroblastos de Músculo Esquelético

Exosomes are small extracellular vesicles released by virtually all cells and secreted in all biological fluids. Many methods have been developed for the ...

Isolation and Characterization of Mouse Primary Liver Sinusoidal Endothelial Cells

Liver sinusoidal endothelial cells (LSECs) are specialized endothelial cells located at the interface between the circulation and the liver parenchyma. LSECs have a distinct morphology characterized by the presence of fenestrae and the absence of basement membrane. LSECs play essential roles in many pathological disorders in the liver, including metabolic dysregulation, inflammation, fibrosis, angiogenesis, and carcinogenesis. However, little has been published about the isolation and characterization of the LSECs. Here, this protocol discusses the isolation of LSEC from both healthy and nonalcoholic fatty liver disease (NAFLD) mice. The protocol is based on collagenase perfusion of the mouse liver and magnetic beads positive selection of nonparenchymal cells to purify LSECs. This study characterizes LSECs using specific markers by flow cytometry and identifies the characteristic phenotypic features by scanning electron microscopy. LSECs isolated following this protocol can be used for functional studies, including adhesion and permeability assays, as well as downstream studies for a particular pathway of interest. In addition, these LSECs can be pooled or used individually, allowing multi-omics data generation including RNA-seq bulk or single cell, proteomic or phospho-proteomics, and Assay for Transposase-Accessible Chromatin using sequencing (ATAC-seq), among others. This protocol will be useful for investigators studying LSECs&#39; communication with other liver cells in health and disease and allow an in-depth understanding of the role of LSECs in the pathogenic mechanisms of acute and chronic liver injury.

Here we outline and demonstrate a protocol for primary mouse liver sinusoidal endothelial cell (LSEC) isolation. The protocol is based on liver collagenase perfusion, nonparenchymal cell purification by low-speed centrifugation, and CD146 magnetic bead selection. We also phenotype and characterize these isolated LSECs using flow cytometry and scanning electron microscopy.

Isolamento e Caracterização de Células Endoteliais Hemorlicais do Fígado Primário do Rato

Liver sinusoidal endothelial cells (LSECs) are specialized endothelial cells located at the interface between the circulation and the liver parenchyma. ...

Isolation and Characterization of Intact Phycobilisome in Cyanobacteria

In cyanobacteria, phycobilisome is a vital antenna protein complex that harvests light and transfers energy to photosystem I and II for photochemistry. Studying the structure and composition of phycobilisome is of great interest to scientists because it reveals the evolution and divergence of photosynthesis in cyanobacteria. This protocol provides a detailed and optimized method to break cyanobacterial cells at low cost by a bead-beater efficiently. The intact phycobilisome can then be isolated from the cell extract by sucrose gradient ultracentrifugation. This method has demonstrated being suitable for both model and non-model cyanobacteria with different cell types. A step-by-step procedure is also provided to confirm the integrity and property of phycobiliproteins by 77K fluorescence spectroscopy and SDS-PAGE stained by zinc sulfate and Coomassie Blue. The isolated phycobilisome can also be subjected to further structural and compositional analyses. Overall, this protocol provides a helpful starting guide that allows researchers unfamiliar with cyanobacteria to quickly isolate and characterize intact phycobilisome.

The current protocol details the isolation of phycobilisomes from cyanobacteria by centrifugation through a discontinuous sucrose density gradient. The fractions of intact phycobilisomes are confirmed by 77K fluorescent emission spectrum and SDS-PAGE analysis. The resulting phycobilisome fractions are suitable for negative staining of TEM and mass spectrometry analysis.

Isolamento e Caracterização de Ficobilisome intacto em cianobactérias

In cyanobacteria, phycobilisome is a vital antenna protein complex that harvests light and transfers energy to photosystem I and II for photochemistry. ...

Isolation and Characterization of Cyanobacterial Extracellular Vesicles

Cyanobacteria are a diverse group of photosynthetic, Gram-negative bacteria that play critical roles in global ecosystems and serve as essential biotechnology models. Recent work has demonstrated that both marine and freshwater cyanobacteria produce extracellular vesicles -&#160;small membrane-bound structures released from the outer surface of the microbes. While vesicles likely contribute to diverse biological processes, their specific functional roles in cyanobacterial biology remain largely unknown. To encourage and advance research in this area, a detailed protocol is presented for isolating, concentrating, and purifying cyanobacterial extracellular vesicles. The current work discusses methodologies that have successfully isolated vesicles from large cultures of Prochlorococcus, Synechococcus, and Synechocystis. Methods for quantifying and characterizing vesicle samples from these strains are presented. Approaches for isolating vesicles from aquatic field samples are also described. Finally, typical challenges encountered with cyanobacterial vesicle purification, methodological considerations for different downstream applications, and the trade-offs between approaches are also discussed.

The present protocol providesdetailed descriptions for isolation, concentration,and characterization of extracellular vesicles from cyanobacterial cultures. Approaches for purifying vesicles from cultures at different scales, trade-offs among methodologies, and considerations for working with field samples are also discussed.

Isolamento e Caracterização de Vesículas Extracelulares Cianobacterianas

Cyanobacteria are a diverse group of photosynthetic, Gram-negative bacteria that play critical roles in global ecosystems and serve as essential ...

Isolation and Characterization of the Immune Cells from Micro-dissected Mouse Choroid Plexuses

The brain is no longer considered as an organ functioning in isolation; accumulating evidence suggests that changes in the peripheral immune system can indirectly shape brain function. At the interface between the brain and the systemic circulation, the choroid plexuses (CP), which constitute the blood-cerebrospinal fluid barrier, have been highlighted as a key site of periphery-to-brain communication. CP produce the cerebrospinal fluid, neurotrophic factors, and signaling molecules that can shape brain homeostasis. CP are also an active immunological niche. In contrast to the brain parenchyma, which is populated mainly by microglia under physiological conditions, the heterogeneity of CP immune cells recapitulates the diversity found in other peripheral organs. The CP immune cell diversity and activity change with aging, stress, and disease and modulate the activity of the CP epithelium, thereby indirectly shaping brain function. The goal of this protocol is to isolate murine CP and identify about 90% of the main immune subsets that populate them. This method is a tool to characterize CP immune cells and understand their function in orchestrating periphery-to-brain communication. The proposed protocol may help decipher how CP immune cells indirectly modulate brain function in health and across various disease conditions.

This study uses flow cytometry and two different gating strategies on isolated perfused mice brain choroid plexuses; this protocol identifies the main immune cell subsets that populate this brain structure.

Isolamento e Caracterização das Células Imunes de Plexos Choroides de Camundongos Micro-dissecados

The brain is no longer considered as an organ functioning in isolation; accumulating evidence suggests that changes in the peripheral immune system can ...