Os autores gostariam de agradecer o Dr. Andrew King, PhD e Katrina King for a contribuição das ilustrações. NIH concede: R00HL087927.

1. Antes de iniciar Procedimento Cirúrgico Nota: Antes de começar qualquer procedimento animais garantir que você tenha obtido a permissão apropriada através da sua instituição / organização. Tal como acontece com todas as cirurgias de sobrevivência, certifique-se que a cirurgia é realizada sob condições estéreis ea medicação para a dor e antibióticos apropriados necessários são usados ​​para um bom resultado. <ol><li> Antes de iniciar o procedimento de cateterismo avaliar os cateteres por rubor-los com soro fisiológico estéril para assegurar que são patentes. </li><li> Anestesiar o rato. </li><li> Prepare o rato para o procedimento cirúrgico. <ol class="lalpha"><li> Raspar os pêlos das regiões cirúrgicos, que incluem a parte de trás do pescoço (entre as omoplatas) e na região da perna interior. </li><li> Betadine e usando um matagal etanol 70%, respectivamente, esfrega as regiões raspada cirúrgica começando no centro e fazer uma varredura para fora circular. Repetir3 vezes para cada região, terminando com uma limpeza final com etanol 70%. </li><li> Colocar o animal em uma superfície estéril e drape lugar estéril sobre áreas cirúrgicas. (O uso de Press-n-Seal é um draping ideal cirúrgico permitindo que o investigador para monitorar o animal durante todo o procedimento.) </li></ol></li><li> Garantir que todos os instrumentos cirúrgicos para o procedimento cirúrgico ter sido esterilizados. </li></ol> 2. Preparação de áreas cirúrgicas para colocação do cateter <ol><li> Com o rato, que prona (em seu estômago), fazer cerca de uma polegada e meia (12 mm) incisão horizontal na parte de trás do pescoço ao nível das escápulas com tesoura ou um bisturi, então blunt dissecar um subcutânea &quot;de bolso&quot; em parte de trás aproximadamente o tamanho de um quarto. Este será utilizado como uma área para colocar uma pequena quantidade de tubulação que irá compensar o crescimento dos animais e / ou movimento, ou seja, para que o cateter não é puxado e, portanto, sobre removido da artéria era lugard polegadas (Alternativamente, esta etapa pode ser realizada imediatamente antes do túnel do cateter.) </li><li> Coloque o rato sobre suas costas (decúbito dorsal) e fazer uma incisão na região inguinal [aproximada ½ incisão (12 mm) polegadas ao longo do ângulo natural da perna. </li><li> Blunt dissecar para separar o tecido conjuntivo (Figura 1) (pode usar blunt-ponta tesoura, hemostats, cotonetes, etc) (em geral, mantendo o blunt tesouras com ponta e / ou cotonetes em um ângulo de 45 graus o que garante a fácil localização da região de interesse) até a artéria ea veia femoral estão expostos. <ol class="lalpha"><li> A veia é vermelho escuro na cor e na artéria é mais clara e mais brilhante do que a veia. O nervo que corre ao longo da artéria é esbranquiçada no tom. </li></ol></li><li> Blunt dissecar na região das pernas para fazer uma pequena região aberta abaixo da pele (bolso ou seja, aproximadamente o tamanho de um quarto) ao longo do interior da perna para a colocação de uma pequena seção do cateterismor (mais uma vez de levar em conta o movimento de animais e de crescimento do animal, se a colocação crônica). </li><li> Coloque os afastadores na área da incisão para que você possa ver a plena artéria e veia. </li><li> Usando uma pinça de ponta fina suavemente separar o nervo (de cor esbranquiçada), que é ao longo da artéria femoral longe da artéria e veia. (Figura 2) Tenha cuidado para não cortar ou danificar o nervo. </li><li> Separado da artéria e veia como uma unidade, tentando expor um comprimento de cerca de ¼ polegada seção (mm 5-7) da artéria / veia. </li><li> Repita o processo em separar a veia da artéria. Mantenha seus instrumentos cirúrgicos (pinça ponta fina ie) perpendicular aos vasos e separar os vasos em paralelo. Isso ajuda a evitar rasgar, picar ou danificar os vasos. Ao colocar a pinça de ponta fina suavemente entre a artéria e veia por baixo e, lentamente, abrindo a pinça e repetir isso, você irá lentamente separam os navios. Nota: se você fizer lágrima ou observar algunssangramento use um cotonete estéril e / ou 2 x 2 gaze e uma pressão sobre a área até que o sangramento parou, em seguida, continuar com a cirurgia. </li></ol> 3. Tunelização do cateter <ol><li> Salina estéril embebido lugar 2 x 2 gaze sobre a incisão e virar o animal ao seu estômago. </li><li> Coloque o Rochester Pean fórceps (uma pinça longa reta) na incisão na parte de trás que foi feito anteriormente e orientar a fórceps por via subcutânea nas costas ao nível dos quadris [assegurar as pontas dos hemostats são apontados para cima, não (para a coluna ) para evitar ferir a medula espinhal]. Aproximadamente na região do quadril por sua vez a ponta hemostat para a incisão que foi feita na região da perna e empurre a ponta da hemostats fora da incisão perna preparado. </li><li> Gentilmente segure o fim dos cateteres (não o final, que será inserido na artéria / veia) com a pinça e puxe os cateteres através da cavidade que foi feitoe, finalmente, a incisão no pescoço. </li><li> Coloque a seringa agulha apropriada ponta embotada preenchido com Heparina 20 U / ml / salina na extremidade dos cateteres respectivos e preencher os cateteres (garantir que não há bolhas de ar) com o heparinizado / salina. Mais uma vez verificar que os cateteres são patentes e nenhum dano chegou à cateteres. Deixe as seringas anexado ao final das linhas de cateter para garantir que nenhum ar é capaz de entrar em linhas de cateter e transformar o rato sobre suas costas, mais uma vez. </li></ol> 4. Inserindo os cateteres na veia femoral e da artéria (Figura 3) <ol><li> Coloque um pedaço dobrado de 4,0 estéril seda / thread sob a veia femoral e depois cortar a seda no final dobrado. Haverá agora dois pedaços de seda sob a veia. Ou, em alternativa, coloque 2 peças de 4,0 seda sob a veia individualmente. </li><li> Separar os de seda que você colocou sob a veia, uma peça para a perna (extremidade distal) eo outro para o corpo. Tou seja, uma ligadura frouxa no lado mais próximo ao corpo, em seguida, usando hemostats pequenos, segure e puxe a seda ensinou, mas não apertar o nó. Puxe o outro pedaço de seda, tanto quanto possível para a perna (extremidade distal) e amarrar este com um nó triplo, segure a seda com hemostats pequenos e puxe ensinado. Este método permitirá que a veia se encher de sangue, tornando mais fácil para fazer a incisão que é exigido para a inserção do cateter (passo 4). </li><li> Colocar 1-2 gotas de lidocaína para a veia. </li><li> Usando o Vanna micro-dissecar tesoura, faça uma pequena incisão na veia, aproximadamente ¼ através de e em um ângulo de 45 graus. </li><li> Coloque uma pinça de ponta fina (45 fórceps) na incisão e usando um par de fórceps; cuidado alimentar no cateter da veia. Abra cuidadosamente a forceps que são colocados na veia, pois isso permitirá ao pesquisador posicionar o cateter venoso sob a fórceps e na veia. </li><li> Quando o cateter está totalmente inserido (adex. Centímetros 6-7) (ao fazer o cateter uma marca é colocado no cateter para ajudar o cirurgião na identificação quando o cateter está totalmente inserido) (isto coloca o cateter venoso em veia cava abdominal), aperte a ligadura da veia anterior em torno de e cateter, dando um nó triplo (garantir que não é a oclusão da veia). Use o fio de seda perto da perna (ligadura posterior) para novamente garantir o cateter (nó triplo) e assegurar a colocação. Lentamente, chamar de volta a seringa até que haja um pouco de sangue visível no cateter, que ajuda a garantir que os nós de sutura não estão muito apertadas e que o cateter é funcional. Após a verificação, o êmbolo até que o sangue não é mais visível no cateter. Nota: é possível inserir dois cateteres na veia femoral, se necessário. </li><li> Repita os passos 9-13 para colocar um cateter na artéria femoral com as seguintes exceções: <ol class="lalpha"><li> Amarrar o mais próximo de seda para a perna (posterior) com um nó triplo e puxe taught antes de amarrar a ligadura soltos perto do corpo (anterior) antes de fazer a incisão para a colocação do cateter. Isto permitirá que a artéria se encha de sangue tornando-o mais fácil de cortar. Garantir a sutura proximal é puxado ensinou a oclusão da artéria antes de cortar a artéria. Isso irá evitar a perda de sangue quando o corte é feito. </li><li> Inserção do cateter arterial aproximadamente 5 cm da artéria femoral (que coloca o cateter na aorta abdominal). </li><li> Ao fixar o cateter com a sutura, certifique-se a sutura não é muito apertado e oclusão do cateter. </li></ol></li></ol> 5. Cirúrgica Encerramento <ol><li> Faça um centavo para fazer um loop tamanho trimestre em cateteres e coloque no interior da perna (o loop deve caber na área, que foi contundente dissecados anterior). Depois de colocar dois cateteres, prenda-os com 1-2 pontos de sutura cirúrgica 5,0 na camada muscular. </li><li> Fechar a incisão com 4,0 Ethilon com os não-contínua sutures. </li><li> Vire o rato em seu estômago e fazer outro ciclo no cateteres sobre o tamanho do quarto e colocar no bolso dissecados nas costas. Fechar a incisão com sutura. </li><li> Usando uma gota de vetbond, segura os cateteres nas costas. </li><li> Prenda o cateter próximo à incisão de volta com hemostats acolchoadas e remover as seringas a partir das extremidades. </li><li> Fit o rato com uma jaqueta tether tipo, boné dos cateteres (para manter o bloqueio de heparina), e remover o hemostats acolchoada. </li></ol> - Para manutenção a longo prazo substituir solução salina com cateter 20 heparina U / ml / salina. 6. Manutenção do cateter (luvas estéreis deve ser usado durante o procedimento) <ol><li> Braçadeira do cateter com uma pinça almofadada. </li><li> Remova o plugue do cateter. </li><li> Coloque uma seringa sem corte com solução de bloqueio para o cateter. </li><li> Liberação do fórceps. </li><li> Preencher o cateter com a solução de bloqueio (volume é pré-determined-tipicamente 0,3 ml). </li><li> Prenda o cateter ao liberar para evitar qualquer refluxo de sangue para a ponta do cateter e retire a seringa. </li><li> Recoloque o plugue do cateter. </li><li> Unclamp a pinça e empurre o plug-in um pouco de sangue para garantir que não está na ponta do cateter. </li></ol> 7. Amostragem de sangue (luvas estéreis deve ser usado durante o procedimento) Braçadeira do cateter com uma pinça almofadada. <ol><li> Remova o plugue do cateter. </li><li> Retire lentamente solução de bloqueio usando uma seringa sem corte e descarte. </li><li> Anexar seringa de amostragem para o cateter e, lentamente, retirar a amostra. </li><li> Braçadeira do cateter com uma pinça almofadada e coloque uma seringa com solução de bloqueio para o cateter e re-encher o cateter com a solução de bloqueio. </li><li> Prenda o cateter enquanto re-encher o cateter com a solução. </li><li> Re-insira a ficha do cateter. </li><li> Remova a pinça almofadada e empurre t<html> ele ligar um pouco mais. </li></ol> 8. Infusão de drogas <ol><li> Braçadeira do cateter com uma pinça almofadada. </li><li> Remova o plugue do cateter. </li><li> Retire lentamente solução de bloqueio usando uma seringa sem corte e descarte. </li><li> Anexar seringa cheia de drogas para o cateter e infundir a substância no animal. <ul><li> pode-se usar uma torneira de 3 vias, bem como um intermediário se múltiplas injeções são necessárias, exigindo assim menos fluido de infusão para o animal. </li><li> um também pode anexar uma bomba de seringa de infusão constante com um filtro estéril para infusão contínua. </li></ul></li><li> Braçadeira com uma pinça almofadada e coloque uma seringa com solução de bloqueio para o cateter e re-encher o cateter com a solução de bloqueio. </li><li> Prenda o cateter enquanto re-encher o cateter com a solução. </li><li> Re-insira a ficha do cateter. </li><li> Remova a pinça almofadada e empurre o plug-in um pouco mais. </li></ol>e &quot;Pressão&gt; 9. Sangue e amostragem de frequência cardíaca <ol><li> Prenda o cateter arterial com uma pinça almofadada e retire o plugue do cateter. </li><li> Anexar a linha arterial para o transdutor de pressão. </li><li> Siga as instruções do fabricante para usar o software para a coleta de pressão arterial. </li><li> Na conclusão do período de monitoramento da pressão arterial, usando uma pinça almofadada braçadeira do cateter e desconectar-se do transdutor. </li><li> Lave o cateter com a solução de bloqueio e substituir a ficha cateter como descrito acima. </li></ol> 10. Resultados representante A medida da pressão arterial representante foi retirado de um animal consciente movimentando-se livremente e é apresentado na Figura 4. Fenilefrina (3 ug / kg, iv), um agonista dos receptores alfa 1 adrenérgicos, foi administrado para a linha de veia femoral para aumentar a pressão arterial e, simultaneamente, medir a pressão arterial a partir da linha femoral arterial. Fentolamina (4 mg / kg, iv),um antagonista alfa-adrenérgico não seletivo, foi então administrado para reduzir a pressão arterial. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig1.jpg" /> Figura 1. Dissecção do tecido. Com o rato em suas costas, você terá feito cerca de uma polegada e meia (12 mm) incisão sobre o ângulo da perna e usando uma tesoura sem corte ou sem corte hemostats você vai dissecar o tecido conjuntivo para expor a artéria ea veia femoral. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig2.jpg" /> Figura 2. Separação da artéria femoral e da veia do tecido conjuntivo. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig3.jpg" /> Figura 3. Colocação do cateter. Vanna usando micro-tesouras de dissecação lugar de uma pequena incisão de aproximadamente ¼ do caminho o navio em um ângulo de 45 graus (em cima) e coloque uma pinça de ponta fina em diaincisão e e usando um par de pinças de alimentação do cateter dentro do vaso (meio). Por último, após a conclusão da colocação do cateter de sutura do cateter no lugar (abaixo). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig4.jpg" /> Figura 4. Medir a pressão Representante de sangue retiradas de um animal consciente movimentando-se livremente.

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Arterial e cateterização da veia têm sido historicamente usado para forma aguda e crônica monitor de pressão arterial amostra de sangue, e fornecer substâncias no modelo experimental de ratos animais 1-4. Uma grande vantagem destes instrumentações cirúrgico é que ele permite que os procedimentos de monitoramento, incluindo, o sangue a administração da droga de amostragem e monitorização da pressão arterial, a ser realizado com perturbações mínimas e / ou estresse para o animal 1. Numerosos investigadores escreveram protocolos e têm metodologias específicas pelas quais seu laboratório realiza o procedimento cirúrgico 5-8. O vídeo e ilustrações demonstrar o que o nosso laboratório tem encontrado para ser bem sucedido no que diz respeito ao arterial femoral e procedimento de cateterização venosa. Ratos são comumente usados ​​em laboratório para uma multidão de estudos científicos, devido ao seu pequeno tamanho e comodidade no manuseio. Há vários locais onde uma crônicacateter pode ser colocado dentro de um animal, incluindo a veia jugular, aorta abdominal, artéria carótida e da artéria femoral, para citar alguns. A localização rat femoral para os resultados do cateterismo crônica em aumento do tempo de permeabilidade do cateter e teve a recuperação mais rápida do pré-cirúrgica peso do animal em comparação com outros locais cateter 9. Numerosos investigadores têm usado cateteres para coleta de sangue aguda e crónica 1-5,11-13. Em muitos estudos de sangue são necessários vários empates de um animal e canulação externo / cateterismo é uma metodologia que é vantajoso devido à sua natureza não-traumática, além disso ele pode ser feito enquanto o animal estiver consciente, portanto, não está limitado pelos efeitos de anestésicos e também o animal pode ser livremente mover 1,10. O melhor método pelo qual a obter amostras de sangue e para medir os hormônios do estresse em roedores tem sido debatido por muito tempo 6,13. Com relação à farmacocinética studies, o cateterismo do animal permite a pesquisa de amostragem de sangue repetidas com restrição mínima ao utilizar um sistema de cateter implantado cronicamente. Além disso, estudos têm demonstrado redução da concentração basal de adrenalina, noradrenalina e dopamina no plasma de ratos movimentando-se livremente (cateter jugular) em comparação com animais que foram tratados (30 segundos) e ou restringido (5 minutos) 14. Um método adicional pelo qual a discernir aumentos do estresse é através da medição dos níveis plasmáticos de corticosterona. Anteriormente, foi sugerido que, mesmo após 3-4 dias de tempo de recuperação cirúrgica que os níveis plasmáticos de corticosterona foram elevadas no rato crônica canulados 15. No entanto, as recentes melhorias na metodologia determinaram que não há diferenças nos níveis plasmáticos de corticosterona base nos ratos veia jugular canulada em comparação com ratos não canulados 16. Além disso, HPLC metodologia para análise de corticosterona também revelou que corticóidesuma níveis são elevados por estresse restrição, no entanto, estável após cateterismo jugular 16. Um uso adicional de cateterismo crônica é a medição da pressão arterial e freqüência cardíaca em roedores. Há várias metodologias que são utilizadas para medir a pressão arterial e frequência cardíaca em ratos, que incluem a não-invasivo metodologias tail cuff, os procedimentos de radiotelemetria e direta algaliação. Cada método tem suas vantagens e desvantagens, que são descritos em detalhes em outras publicações. Habitação cheias de líquido cateteres podem ser implantados em múltiplas artérias dentro do rato. A artéria femoral é apenas uma artéria que pode ser utilizado para esta medida. Para as medidas da pressão arterial / freqüência cardíaca, a extremidade distal do cateter é conectado a um transdutor de pressão calibrada. O cateter pode ser abrigado em uma mola de proteção que está ligado a um suporte giratório para permitir a livre circulação do animal, ou ligado a uma Surgi botãocamente implantado para o animal. Algaliação têm a vantagem de minimizar o estresse de longo prazo sobre o animal 17,18. Além disso, os materiais são baratos, a calibração é fácil para medidas de pressão e contínua medidas a longo prazo podem ser obtidos em condições de estresse relativamente baixa por semanas numerosas 19. Seríamos negligentes se não mencionar que existem desvantagens para esta técnica, inclusive, é uma técnica cirúrgica invasiva, a manutenção do cateter é necessária para manter a permeabilidade danos, à artéria devido à implantação do cateter ea potencial de infecção para citar alguns. Para as medidas de gravações crônica da pressão arterial direta de cronicamente implantados cateteres arteriais são mais tecnicamente desafiador, mas são mais precisos e pode ser feito continuamente, sem perturbar o animal. Cauda-manguito medições são menos precisos, porém eles não necessitam de cirurgia e também pode ser repetidaed. Cauda-manguito metodologias exigem manipulação, além de aquecimento do animal para dilatar os vasos da cauda para facilitar a detecção do pulso 20. Manuseio e estresse por calor adicionado pode afetar medidas de pressão arterial, portanto, não prevê medidas verdadeiramente precisa. Além disso, o não-direta método cauda-manguito não permite coleta de sangue fácil simultânea ou administração da droga. Um método adicional pelo qual medida direta pode ser alcançado é utilizando a metodologia de telemetria. Telemetria permite gravações de alta qualidade da pressão arterial (e outras medidas) continuamente por longos períodos de tempo no consciente animais movimentando-se livremente sem restrições ou anestésicos 18. No entanto, dispositivos de telemetria, enquanto ideal são muito dispendiosos. Quando comparado com a telemetria, os benefícios do cateterismo são: diminuição da &quot;setup&quot; e os custos operacionais, a capacidade de facilmente administrar drogas e facilmente tirar amostras de sangue em animais conscientes movimentando-se livremente. O administradoion de drogas e substâncias, e obtenção de amostras de sangue do animal de pesquisa pode ser feito enquanto minimamente perturbar o animal, minimizando o estresse para o animal e permitindo uma medida mais exata.

<html><table border="1"><tbody><tr><td> Nome </td><td> Tipo </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Cateter arterial </td><td> Consumível </td><td> SAI Infusion </td><td> RFA-01 </td></tr><tr><td> Cateter Venoso </td><td> Consumível </td><td> Commodities Scientific, Inc. </td><td> BB518-20 &amp; BB31785-V / 2 </td></tr><tr><td> 27g 1 / 2 &quot;Needle Blunt </td><td> Equipamento </td><td> Integrada Dispensing Solutions, Inc. </td><td> 9991113 </td></tr><tr><td> 23g 1 / 2 &quot;Needle Blunt </td><td> Equipamento </td><td> Integrada Dispensing Solutions, Inc. </td><td> 9991109 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508/" target="_blank">PowerLab/8SP</a> </td><td> Equipamento </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td>w.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508 / &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; ML765 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">Quad Ponte</a> </td><td> Equipamento </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">ML118</a> </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/software/research/LabChart-Software/" target="_blank">LabChart 7,2</a> </td><td> Software </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td></td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">BP Transdutor com torneira &amp; Cable</a> </td><td> Equipamento </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a></td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">MLT844</a> </td></tr><tr><td> Swivel Canal único </td><td> Equipamento </td><td> Instech </td><td> 375/22PS </td></tr><tr><td> Balanço do Eixo-Counter única Swivel Mount </td><td> Equipamento </td><td> Instech </td><td> CM375BP </td></tr><tr><td> Covance Harness Infusion </td><td> Equipamento </td><td> Instech </td><td> CIH105 </td></tr><tr><td> Tabela Unidade de Anestesia Top isoflurano </td><td> Equipamento </td><td> Protech International, Inc. </td><td> 61020 </td></tr><tr><td> Máscara de Anestesia de roedores </td><td> Equipamento </td><td> Protech International, Inc. </td><td> RAM-02 </td></tr><tr><td> Câmara de Indução de roedores </td><td> Equipamento </td><td> Protech International, Inc. </td><td> RIC-01 </td></tr><tr><td> Canister anestesia Gás Filtro </td><td> Equipamento </td><td> Protech Internacionalal, Inc. </td><td> 80120 </td></tr><tr><td> Tabletop capela de fluxo laminar </td><td> Equipamento </td><td> Sentry Air Systems, Inc. </td><td> SS-200-WSL </td></tr><tr><td> Oster A5 Ouro </td><td> Equipamento </td><td> Oster Professional Products </td><td> 78005-140 </td></tr><tr><td> Luz de fibra óptica com Guia Gooseneck dupla </td><td> Equipamento </td><td> LW Scientific, Inc. </td><td> ILL-1502-DGG1 </td></tr><tr><td> Deltaphase Pad isotérmico </td><td> Equipamento </td><td> Braintree Scientific </td><td> 39DP </td></tr><tr><td> Com ponta de algodão Aplicadores </td><td> Consumível </td><td> Solon Manufacturing Company </td><td> 36200 </td></tr><tr><td> Esponjas de gaze 2 &quot;x2&quot; </td><td> Consumível </td><td> Rança Kendall </td><td> 2146 </td></tr><tr><td> Náilon 5-0 </td><td> Consumível </td><td> Ethicon </td><td> 661G </td></tr><tr><td> Sutura de seda 4-0 </td><td> Consumível </td><td> DekNatel </td><td> 8-S, 136075-0208 </td></tr><tr><td> Adesivo tecido </td><td> Consumível </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td></tr><tr><td> Splinter &amp; Fixação Pinças </td><td> Equipamento </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-55 </td></tr><tr><td> Tissue Forceps estudante </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 91121-12 </td></tr><tr><td> Micro Pinça / Bracken Pinça </td><td> Equipamento </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 10-1942 </td></tr><tr><td> Extra Fine Pinça Graefe </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 11152-10 </td></tr><tr><td> Olsen-Hegar Porta Agulha </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 12002-12 </td></tr><tr><td> Estudante de pinça hemostática Halsted-Mosquito </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 91308-12 </td></tr><tr><td> Rochester Pean Forçap </td><td> Equipamento </td><td> Biomedical Research Instruments, Inc. </td><td> 31-1640 </td></tr><tr><td> Tesoura Cirúrgica estudante </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 91402-12 </td></tr><tr><td> Pinça Dumont </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 11251-35 </td></tr><tr><td> Micro Tesoura Dissecting </td><td> Equipamento </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-210 </td></tr><tr><td> Tesoura estrabismo </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 14075-11 </td></tr><tr><td> Hemostat Hartman </td><td> Equipamento </td><td> Belas Ciência Tools, Inc. </td><td> 13003-10 </td></tr><tr><td> Tesoura de tecido </td><td> Equipamento </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-150 </td></tr><tr><td> Retrator </td><td> Equipamento </td><td> Custom Made </td><td></td></tr></tbody></table>

femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements

Em vários campos de estudo, o acesso ao sistema circulatório em estudos de laboratório é necessário. Estudos farmacológicos em ratos usando cateteres implantados cronicamente permitir uma pesquisadora para efetivamente administrar substâncias e humanamente, realizar coleta de sangue repetidas e auxilia na consciência medições diretas da pressão arterial e freqüência cardíaca. Uma vez que o cateter é implantado de amostragem a longo prazo é possível. Vida e permeabilidade do cateter depende de múltiplos factores, incluindo a solução de bloqueio utilizado, o esquema de lavagem e material do cateter. Este vídeo vai demonstrar a metodologia da artéria femoral e cateterização venosa do rato. Além disso, o vídeo vai demonstrar o uso do cateter venoso femoral e arterial para coleta de sangue, administração de drogas e uso do cateter arterial em tomar medidas de pressão arterial e frequência cardíaca em ratos conscientes livremente em movimento. A corda e aproveitar ligado a um sistema giratório vai permitir que o animal a ser houtilizados e têm amostras colhidas pelo pesquisador com o mínimo de interrupção para o animal. Para manter a permeabilidade do cateter, manutenção diária cuidadosa do cateter é necessário utilizando solução de bloqueio (100 U / ml solução salina heparinizada), máquina de terra sem corte agulhas de seringa ponta ea utilização de filtros de seringa para minimizar a contaminação potencial. Com o cuidado de assepsia técnicas cirúrgicas, materiais de cateteres e técnicas adequadas de manutenção cuidadosa do cateter, é possível sustentar cateteres de patentes e os animais saudáveis ​​por longos períodos de tempo (várias semanas).

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Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Cateterização crônica dos vasos sangüíneos no rato é muitas vezes necessária para a administração de substâncias, obter amostra de sangue durante um período de tempo ou para medições de pressão direta consciente sangue. Cateterismo arterial femoral do rato e medidas correspondentes da pressão arterial em que o animal consciente será demonstrado.

Cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, Drug Administration e Pressão Arterial Consciente e Medidas de freqüência cardíaca

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

123.9K visualizações.  Michigan State University. Cateterização crônica dos vasos sangüíneos no rato é muitas vezes necessária para a administração de substâncias, obter amostra de sangue durante um período de tempo ou para medições de pressão direta consciente sangue. Cateterismo arterial femoral do rato e medidas correspondentes da pressão arterial em que o animal consciente será demonstrado.

Vídeo: Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Cateterismo da artéria carótida e jugular para executar as medidas hemodinâmicas, infusões e Sangue de amostragem em um Rat Consciente Modelo

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Medicina

Quantification of the Immunosuppressant Tacrolimus on Dried Blood Spots Using LC-MS/MS

The calcineurin inhibitor tacrolimus is the cornerstone of most immunosuppressive treatment protocols after solid organ transplantation in the United States. Tacrolimus is a narrow therapeutic index drug and as such requires therapeutic drug monitoring and dose adjustment based on its whole blood trough concentrations. To facilitate home therapeutic drug and adherence monitoring, the collection of dried blood spots is an attractive concept. After a finger stick, the patient collects a blood drop on filter paper at home. After the blood is dried, it is mailed to the analytical laboratory where tacrolimus is quantified using high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry (HPLC-MS/MS) in combination with a simple manual protein precipitation step and online column extraction.
For tacrolimus analysis, a 6-mm disc is punched from the saturated center of the blood spot. The blood spot is homogenized using a bullet blender and then proteins are precipitated with methanol/0.2 M ZnSO4 containing the internal standard D2,13C-tacrolimus. After vortexing and centrifugation, 100 &#181;l of supernatant is injected into an online extraction column and washed with 5 ml/min of 0.1 formic acid/acetonitrile (7:3, v:v) for 1 min. Hereafter, the switching valve is activated and the analytes are back-flushed onto the analytical column (and separated using a 0.1% formic acid/acetonitrile gradient). Tacrolimus is quantified in the positive multi reaction mode (MRM) using a tandem mass spectrometer.
The assay is linear from 1 to 50 ng/ml. Inter-assay variability (3.6%-6.1%) and accuracy (91.7%-101.6%) as assessed over 20 days meet acceptance criteria. Average extraction recovery is 95.5%. There are no relevant carry-over, matrix interferences and matrix effects. Tacrolimus is stable in dried blood spots at RT and at +4 &#176;C for 1 week. Extracted samples in the autosampler are stable at +4 &#176;C for at least 72 hr.

Here we describe a high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry (HPLC-MS/MS) assay to quantify the immunosuppressant tacrolimus in dried blood spots using a simple manual protein precipitation step and online column extraction.

Quantificação do imunossupressor tacrolimus em manchas de sangue seco utilizando LC-MS / MS

The calcineurin inhibitor tacrolimus is the cornerstone of most immunosuppressive treatment protocols after solid organ transplantation in the United ...

Apical Resection Mouse Model to Study Early Mammalian Heart Regeneration

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring cardiomyocytes lost due to injury and disease. In contrast to the robust cardiac regeneration of certain lower vertebrates, adult mammalian hearts typically show minimal capacity for heart regeneration and repair. However, recent studies have sparked considerable scientific interest with the finding that, between postnatal day 1 to 7 (P1 to P7), the neonatal mouse heart retains significant regenerative potential after apical resection (i.e., surgical amputation and exposure of left ventricular apex). One major controversy over this finding might be due to the diverse surgery-related procedures used in efforts to replicate or expand upon this important finding. These instructions dynamically present the materials and methodology for apical resection in a mouse model. The salient steps of this rodent survival surgery involve hypothermia anesthesia, thoracotomy, surgical amputation of heart ventricular apex, and suture and recovery of mice. The approach described could expand the application of the apical resection mouse model for cardiovascular research.

A step-by-step video protocol of apical resection is demonstrated in this study. Apical resection is a recently highlighted surgical approach in mammalian heart regeneration research. This study may promote the application of apical resection as a standard methodology in research into the mechanism underlying heart regeneration.

A ressecção apical mouse modelo para estudar precoce Regeneração Mammalian Coração

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring ...

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity (RSNA) is of great interest in many areas of research such as chronic kidney disease, hypertension, heart failure, diabetes and obesity. Unequivocal assessment of the role of the sympathetic nervous system is thus imperative for proper interpretation of experimental results and understanding of disease processes. RSNA has been traditionally measured in anesthetized rodents, including mice. However, mice usually exhibit very low systemic blood pressure and hemodynamic instability for several hours during anesthesia and surgery. Meaningful interpretation of RSNA is confounded by this non-physiological state, given the intimate relationship between sympathetic nervous tone and cardiovascular status. To address this limitation of traditional approaches, we developed a new method for measuring RSNA in conscious, freely-moving mice. Mice were chronically instrumented with radio-telemeters for continuous monitoring of blood pressure as well as a jugular venous infusion catheter and custom-designed bipolar electrode for direct recording of RSNA. Following a 48-72 hour recovery period, survival rate was 100% and all mice behaved normally. At this time-point, RSNA was successfully recorded in 80% of mice, with viable signals acquired up to 4 and 5 days post-surgery in 70% and 50% of mice, respectively. Physiological blood pressures were recorded in all mice (116&plusmn;2 mmHg; n=10). Recorded RSNA increased with eating and grooming, as well-established in the literature. Furthermore, RSNA was validated by ganglionic blockade and modulation of blood pressure with pharmacological agents. Herein, an effective and manageable method for clear recording of RSNA in conscious, freely-moving mice is described.

Anesthetized mice exhibit non-physiological systemic blood pressure, which precludes meaningful assessment of autonomic tone given the intimate relationship between blood pressure and the autonomic nervous system. Thus, a novel method to simultaneously record renal sympathetic nerve activity and blood pressure with intravenous infusion in conscious mice is outlined.

Nova abordagem para gravação simultânea da atividade do nervo simpático Renal e pressão arterial com infusão intravenosa em consciente, ratos desenfreados.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

A cirurgia de derivação, coração direito Cateterismo e Vascular morfometria em um modelo de rato para induzida Fluxo de Hipertensão Arterial Pulmonar

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but regardless of the approach, an in vivo model is needed to test each treatment. The pig is one of the most used large animal models for cardiovascular disease. Its heart is very similar in anatomy and function to that of a human. The ameroid placement technique creates an ischemic area of the heart, which has many useful applications in studying myocardial infarction. This model has been used for surgical research, pharmaceutical studies, imaging techniques, and cell therapies.
There are several ways of inducing an ischemic area in the heart. Each has its advantages and disadvantages, but the placement of an ameroid constrictor remains the most widely used technique. The main advantages to using the ameroid are its prevalence in existing research, its availability in various sizes to accommodate the anatomy and size of the vessel to be constricted, the surgery is a relatively simple procedure, and the post-operative monitoring is minimal, since there are no external devices to maintain. This paper provides a detailed overview of the proper technique for the placement of the ameroid constrictor.

The purpose of this protocol is to demonstrate the placement of a delayed constricting device (an ameroid constrictor) around a coronary artery in a swine model. This device creates an ischemic area of the heart that is useful for studying new diagnostic imaging techniques and new methods of treatment.

Um modelo de isquemia cardíaca crônica em suínos, usando um Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

Routine Screening Method for Microparticles in Platelet Transfusions

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative for hospital blood banks. Cells fragment off microparticles (MP) when they are stressed. Blood and blood components may contain cellular fragments from a variety of cells, most notably from activated platelets. When performing their roles as innate immune cells and major players in coagulation and hemostasis, platelets change shape and generate microparticles. With dynamic light scattering (DLS)-based microparticle detection, it is possible to differentiate activated (high microparticle) from non-activated (low microparticle) platelets in transfusions, and optimize the use of this scarce blood product. Previous research suggests that providing non-activated platelets for prophylactic use in hematology-oncology patients could reduce their risk of becoming refractory and improve patient care. The goal of this screening method is to routinely differentiate activated from non-activated platelets. The method described here outlines the steps to be performed for routine platelet inventory management in a hospital blood bank: obtaining a sample from a platelet transfusion, loading the sample into the capillary for DLS measurement, performing the DLS test to identify microparticles, and using the reported microparticle content to identify activated platelets.

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative in hospital blood banks. The goal is to differentiate activated from non-activated platelets to optimize the use of platelets. Providing non-activated platelets to hematology-oncology patients might reduce their high risk to become refractory.

Método de triagem para micropartículas em transfusões de plaquetas de rotina

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative for hospital blood ...

Absorbent Microbiopsy Sampling and RNA Extraction for Minimally Invasive, Simultaneous Blood and Skin Analysis

Conventional skin biopsy limits the clinical research that involves cosmetically sensitive areas or pediatric applications due to its invasiveness. Here, we describe the protocol for using&#160;an absorbent microneedle-based device, absorbent microbiopsy, for minimally invasive sampling of skin and blood mixture. Our goal is to help facilitate rapid progress in clinical research, the establishment of biomarkers for skin disease and reducing the risk for clinical research participants. In contrast to conventional skin biopsy techniques, the absorbent microbiopsy can be performed within seconds and does not require intensive training due to its simple design. In this report, we describe the use of absorbent microbiopsy, including loading and application, on a&#160;volunteer. Then, we show how to isolate RNA from the absorbed sample. Finally, we demonstrate the use of quantitative reverse transcription PCR (RT-qPCR) to quantify mRNA expression levels of both blood (CD3E and CD19) and skin (KRT14 and TYR). The methods that we describe utilize off the shelf kits and reagents. This protocol offers a minimally invasive approach for simultaneous sampling of skin and blood within the same absorbent microbiopsy matrix. We have found human ethics committees, clinicians and volunteers to be supportive of this approach to dermatological research.

In this article, we demonstrate how the absorbent microbiopsy technique is performed and how the sample can be used for RNA extraction for simple and simultaneous sampling of skin and blood in a minimally invasive manner.

Amostragem Microbiopsy absorvente e extração do RNA para sangue minimamente invasiva, simultânea e análise de pele

Conventional skin biopsy limits the clinical research that involves cosmetically sensitive areas or pediatric applications due to its invasiveness. Here, ...

Simultaneous Electrocardiography Recording and Invasive Blood Pressure Measurement in Rats

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. Research focusing on cardiovascular disease models, potential cardiovascular therapeutic targets or pharmaceutical agents requires assessment of systemic arterial pressure and heart rhythm changes. In situations where radio telemetry systems are not available or affordable, the technique of femoral artery cannulation is an alternative way to obtain intra-arterial pressure waveform recordings and systemic BP measurements. This technique is economical and can be performed with standard equipment in animal facilities. However, invasive arterial pressure recording requires cannulation of small arteries, which can be a challenging surgical skill. Here, we present step-by-step protocols for femoral artery cannulation procedures. Key procedures include the calibration of the data acquisition system, tissue dissection and femoral artery cannulation, and setup of the arterial cannulation system for pressure recording. Surface electrocardiography recording procedures are also included. We also present examples of BP recordings from normotensive and hypertensive rats. This protocol allows reliable direct recordings of systemic BP with simultaneous electrocardiography.

Here, we describe a setup for simultaneous recording of electrocardiography and intra-arterial blood pressure (BP) in experimental rats, which can be done with standard equipment in animal facilities and can be applied to physiological or pharmacological studies to investigate pathogenic or therapeutic mechanisms in cardiovascular medicine.

Gravação simultânea de eletrocardiografia e sangue invasiva pressão medida em ratos

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. ...

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arterial Blood Pressure

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor because of the acceleration of intimal hyperplasia due to the exposure to arterial blood pressure. The present protocol is designed for the establishment of experimental venous intimal hyperplasia by interposing rabbit jugular veins to the ipsilateral carotid arteries. The protocol does not require surgical procedures deep in the body trunk and the extent of the incision is limited, which is less invasive for the animals, allowing long-term observation after implantation. This simple procedure enables researchers to investigate strategies to attenuate the progression of intimal hyperplasia of the implanted vein grafts. Using this protocol, we reported the effects transduction of microRNA-145 (miR-145), which is known to control the phenotype of vascular smooth muscle cells (VSMCs) from the proliferative to the contractile state, into harvested vein grafts. We confirmed the attenuation of intimal hyperplasia of vein grafts by transducing miR-145 before implantation surgery through the phenotype change of the VSMCs. Here we report a less invasive experimental platform to investigate the strategies that can be used to attenuate intimal hyperplasia of vein grafts in revascularization surgeries.

The present protocol aims to experimentally create venous intimal hyperplasia by subjecting veins to arterial blood pressure for developing strategies to attenuate venous intimal hyperplasia following revascularization surgery using vein grafts.

Um modelo de interposição venosa de coelho imitando cirurgia de revascularização usando enxertos de veia para avaliar hiperplasia intimal sob pressão arterial

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor ...