Intramural NIH program supported the development of this model. Publication support was provided by Harvard Apparatus Inc. and ADInstruments Inc. The work by the authors was done as part of US government&#8211;funded research; however, the opinions expressed are not necessarily those of the National Institutes of Health.

Os procedimentos descritos abaixo foram realizados como parte de um protocolo aprovado pelo Comitê de Cuidados e Uso do Centro Clínico animal no National Institutes of Health. 1. Preparação para a cirurgia <ol><li> Gas esterilizar cateteres e instrumentos. </li></ol> 2. Prepare os cateteres <ol><li> Lave os cateteres com glicerol heparinizado (250 UI de heparina / 1 ml de glicerol) para garantir a permeabilidade e evitar vazamentos. Buj de extremidade do cateter, com uma tampa metálica (20 ga, 15 mm) para reter glicerol heparinizado. </li></ol> 3. Prepare Aseptic Workstation <ol><li> Use álcool 70% para pulverizar as estações de trabalho e de instrumentos bandejas. Use um campo estéril para cobrir a mesa e bandejas de instrumentos operacionais e instrumentos lugar na bandeja. </li></ol> 4. Prepare Rats para Cirurgia <ol><li> Lugar de rato individualmente em uma câmara de Lucite e expor a um anestésico; isoflurano (3-5%) misturaed com o oxigênio até inconsciente. Remover rato da câmara e fazer a barba peles de anterior e posterior áreas do pescoço. Aplique lubrificante pomada para os olhos. </li></ol> 5. Implantação do Cateter <ol><li> Coloque rato anestesiado (confirmado por toe pitada) sobre uma mesa cirúrgica aquecida na posição ventral; colocar o nariz em cone do nariz para manter a anestesia com respirações espontâneas (isoflurano; 3,5%). Esfregar delicadamente a área cirúrgica 3 vezes uso de Betadine e 70% de álcool alternados. Faça uma incisão na pele 0,5 centímetros da linha média entre as escápulas usando uma tesoura cirúrgica. </li><li> Reposicionar rato na posição dorsal; restringir delicadamente as pernas para cada lado da mesa usando elásticos; manter a anestesia. Coloque dois rolou gaze estéril 4x4 sob pescoço para hiperextensão ligeiramente para melhor exposição. Fazer uma incisão na pele direito cervical ventral 2 centímetros da linha média do pescoço, a nível da clavícula, usando um bisturi. </li></ol> 6. DireitoJugular Vein Cateterismo <ol><li> Utilizando uma tesoura cirúrgica, sem corte dissecar a veia jugular direita, para separar o salivar e tecidos linfáticos para visualizar e isolar uma secção de 5 mm do vaso. Usando sutura de seda 4-0, coloque um laço frouxo em ambas as extremidades cranianos e caudal da embarcação para maximizar a exposição do recipiente. Utilizando uma tesoura cirúrgica micro fazer uma incisão grande o suficiente para passar o cateter, de acordo com o vaso entre as duas ligaduras e amarrar a ligadura craniana em torno do navio. </li><li> Inserção do cateter venoso para dentro do vaso para o coração com a ajuda do gancho e micro fórceps de dissecação e avançar o cateter até que todo o segmento de PU 3F é no vaso. Use as ligaduras nas extremidades cranial e caudal para fixar o cateter para o navio. </li></ol> 7. Esquerda Carótida Cateterismo <ol><li> Usando uma pinça hemostática, sem rodeios dissecar o músculo omo-hióideo longitudinalmente para expor a artéria carótida esquerda e isolate uma secção de 5 milímetros da embarcação. Verifique se o nervo vago (na cor branca) está completamente separado da artéria. Tome cuidado para não rasgar ou quebrar o nervo. </li><li> Usando sutura de seda 4-0, coloque um laço solto na extremidade caudal do navio, amarrar a extremidade craniana do recipiente e colocar uma pinça buldogue caudalmente acima da sutura para parar o fluxo de sangue após a incisão. Utilizando uma tesoura cirúrgica micro, fazer uma incisão, grande o suficiente para passar o cateter, de acordo com o vaso entre as duas ligaduras. Inserção do cateter arterial para o coração com a ajuda do gancho e micro fórceps de dissecação. </li><li> Usar um suporte de agulha lisa sem bloqueio para segurar a porção do cateter no interior do vaso apertado antes de remover o grampo de buldogue. Avançar o cateter com um par de pinças, enquanto o afrouxamento do suporte de agulha lentamente até que todo o segmento de cateter 2F PU é no vaso. Amarre a ligadura caudal solta ao redor do cateter e navio para garantir, mas não tão tight como a oclusão, o cateter. </li></ol> 8. Usando um Hemostat Em linha reta, um túnel cinco centímetros do tubo de volta Subcutânea atrás da orelha e através da incisão entre a escápula. Exteriorizar os cateteres através do tubo e retirar o tubo. 9. Feche a Ventral incisão com três aço inoxidável grampos de sutura, ea Dorsal incisão com fio de seda 4-0 para garantir a Cateteres exteriorizado no lugar. Monitor de 10. Pós-cirúrgico e Cuidados <ol><li> Após cateterismo, encerrar a anestesia e recuperar o rato em decúbito lateral em uma gaiola com cama de celulose. Observe os ratos em intervalos de RH 2 por pelo menos 4 horas ou até que não mostrando sinais de dor e, em seguida, uma vez por dia. Dê cetoprofeno [5 mg / kg, injeção subcutânea (SQ)] imediatamente após o procedimento e cada 12 horas se o rato mostra sinais de dor ou angústia. Em nossa experiência, não há ratos têm exigido analgesia adicional para a dor após a INICIAl injecção. Características observadas que provocam consideração para doses adicionais de analgesia incluem, mas não se limitando a; postura anormal; aumento / diminuição da freqüência respiratória, unthrifty / ungroomed, infecção / inflamação do local da incisão, secreção ocular, piloereção (&quot;haircoat cravado&quot;), redução da atividade em resposta a estímulos sonoros ou táteis. NOTA: Os ratos recuperados durante 72 horas que ganham&gt; 10 g de peso pré-cateterismo serão incluídos no estudo. </li></ol> 11. A ligação a hemodinâmica do sistema <ol><li> Após a recuperação, se inscrever ratos saudáveis ​​(ganho de peso&gt; 10 g) em estudo. Coloque ratos em câmara de Lucite e anestesiar como descrito anteriormente. </li><li> Coloque cortina estéril na mesa cirúrgica com pinça hemostática estéril, micro fórceps, 1 ml seringas com agulha romba anexados. NOTA: As pontas da pinça hemostática deve ser coberto com borracha para evitar danos no cateter. Coloque rato anestesiado em um cirúrgicatabela na posição e lugar ventral nariz no cone do nariz para manter a anestesia (3-5%), com respirações espontâneas. </li><li> Braçadeira arterial e cateteres venosos usando um par de borracha tampado hemostats logo abaixo a ficha de metal. Utilizar um par de fórceps para remover o pino de metal no final do cateter e anexar uma seringa de 1 ml cheio com solução salina de heparina com uma agulha cega ligada. Por sua vez, remova as hemostats e retirar 0,1 ml para garantir os cateteres são patentes. </li><li> Re-braçadeira os cateteres, retire a agulha e anexar esse fim a um cateter mais tempo (pré-lavado com heparina salina) que está ligado a um suporte giratório e amarrado em cima da gaiola caixa de sapatos. Conecte esses cateteres para os transdutores para aquisição de dados e gravação, amostragem, ou infusão. NOTA: Todos os cateteres são protegidos com condutas mola enrolada longos o suficiente para permitir a gama completa de um animal de movimento em sua gaiola. </li><li> Após conexão cateter, encerrar anestesia erecuperar os animais na posição esternal numa gaiola com cama de celulose. Para manter a permeabilidade do cateter arterial, lave manualmente as linhas com 0,05 ml de solução salina heparina (50 UI / ml) a cada 1 hora, durante 24 horas, que coincidem com as avaliações regulares dos animais. </li></ol> 12. coleta de sangue, de Monitorização da Pressão and Drug Administration <ol><li> Anexar seringa vazia para torneira ligada ao cateter arterial e retirar 0,6 ml nivelado embutido. Anexar amostra seringa, tomar amostra, e voltar a 0,6 ml nivelado em linha seguida por 0,7 ml solução salina heparinizada. </li><li> Usar dados de hardware e software de aquisição de medir e MAP registro e freqüência cardíaca de forma contínua. </li><li> Ligue o sistema de entrega de drogas automatizada (ADDS) ao cateter venoso. NOTA: Adiciona ajusta a taxa de infusão de vasopressor (alto, baixo, ou 0 dose) com base no MAP detectada a pressões mantidos dentro da faixa fisiológica normal. </li></ol>

<ol>
	<li>Buckingham, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indwelling+catheters+for+direct+recording+of+arterial+blood+pressure+and+intravenous+injection+of+drugs+in+the+conscious+rat.">Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat.</a> J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).</li><li>Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proceedings:+A+dual+catheter+system+for+the+simultaneous+infusion+and+sampling+of+the+vascular+system+of+the+unrestrained+rat.">Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat.</a> J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).</li><li>Solomon, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+dosing+of+lipid+A+analogue+E5564+in+rats+depends+on+the+timing+of+treatment+and+the+route+of+Escherichia+coli+infection.">Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection.</a> J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).</li><li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacillus+anthracis+cell+wall+produces+injurious+inflammation+but+paradoxically+decreases+the+lethality+of+anthrax+lethal+toxin+in+a+rat+model.">Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model.</a> Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).</li><li>Quezado, Z. M., Natanson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+hemodynamic+abnormalities+and+vasopressor+therapy+in+sepsis+and+septic+shock.">Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock.</a> Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).</li><li>Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+local+and+systemic+antibiotics+in+rat+fecal+peritonitis.">The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis.</a> J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).</li><li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+individual+survival+benefits+of+tumor+necrosis+factor+soluble+receptor+and+fluid+administration+are+not+additive+in+a+rat+sepsis+model.">The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model.</a> Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).</li><li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severity+of+sepsis+alters+the+effects+of+superoxide+anion+inhibition+in+a+rat+sepsis+model.">Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model.</a> J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).</li><li>Karzai, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protection+with+antibody+to+tumor+necrosis+factor+differs+with+similarly+lethal+Escherichia+coli+versus+Staphylococcus+aureus+pneumonia+in+rats.">Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats.</a> Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).</li><li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femoral+Arterial+and+Venous+Catheterization+for+Blood+Sampling,+Drug+Administration+and+Conscious+Blood+Pressure+and+Heart+Rate+Measurements.">Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), e3496 (2012).</li></ol>

The authors have no potential conflicts of interest.

<html> Investigando abordagens terapêuticas para um modelo clínico da doença exige que a capacidade de executar com precisão monitorização hemodinâmica, exigindo, portanto, o acesso vascular. Em nosso modelo de sepse, o cateterismo arterial fornece monitoramento de pressão sistêmica e venosa permite a aplicação da terapia clínica padrão. A terapia padrão para sepse inclui a infusão de antibióticos para tratar a infecção bacteriana e a infusão de fluidos e de fármacos para manter a pressão arterial dentro da gama desejada. Ambos os cateteres são utilizados para a coleta de sangue. Neste projeto, a aplicação de infusão programável bombas com accionamento automático da taxa de perfusão vasopressor baseado em tempo real as médias de pressão arterial é um avanço em relação à situação clínica que requer titulação manual por parte do pessoal médico e no cenário pré-clínico torna o uso desta modalidade possível para o estudo de um grande número de animais de tratamento. . e_content &quot;&gt; Algumas complicações foram sentidas no início do desenvolvimento do modelo Estes incluíram oclusão parcial arterial e cateteres venosos de mais aperto, laços em componentes PU2 e PU3, (1-2%); extravio de cateter venoso jugular em um pequeno ramo, (&lt;1%); morte súbita inexplicada após a recuperação (sem trombo pulmonar ou outro órgão danos evidentes), (1-2%) resolvido, mantendo concentração de isoflurano 2-3,5% com taxa de 2 O fluxo de 2 L / min . Outras complicações cirúrgicas comuns de hemorragia, infecção local e danos auto-infligidos não foram observados. Uma vez que a proficiência cirúrgica é atingido, cada procedimento deve ser capaz de ser concluída em não mais do que 15 min. A taxa de sucesso é medido como uma recuperação saudável e cateteres de patente, pode-se esperar que excede 90%, uma vez completamente formado. Uma animal adicional é incluído em cada estudo para minimizar a perda de dados e o número total de animais necessários e conta para um cateter que não pode ser &quot;emfusão só &quot;ou mortalidade devido a complicações. A etapa mais importante neste processo é a concepção e colocação de cateteres. Os materiais devem ser suave na ponta, a fim de não perfurar a parede do vaso sem engaste muito facilmente. O corpo do cateter tem de ser mais rígida (de ponta) para ser capaz de fazer avançar para dentro do recipiente suficiente e ser fixado no seu lugar. A Figura 1 mostra os três diâmetros de tubagem que estão conectados para o cateter arterial e 2 tubos de diâmetro diferente ligado para os cateteres venosos. Estes componentes são deslizados um dentro do outro para reduzir diâmetro na ponta do cateter e são coladas em conjunto com âncoras adicionados para assegurar a colocação do cateter no vaso ou coração é mantido. Uma vez recuperado e conectado à giratória e corda, o mapa e as formas de onda de PVC deve ser semelhante aos dados representados na Figura 2. Para manter patenc cateter arterialy durante o monitoramento, de um autoclismo heparina salina por hora (0,05 ml) deve ser realizada. A infusão contínua mantém a desobstrução do cateter venoso. Durante a ligação da linha e flush, muita atenção deve ser pago para garantir que não haja bolhas de ar na linha. Uma bolha de ar de ≥0.1ml pode resultar em uma embolia no pulmão, cérebro ou outros órgãos. Formas de onda de hemodinâmica são registados e analisados ​​ao longo do estudo. Quando se comprime em tempo o eixo x, A Figura 3 mostra as mudanças na PAM e PVC ao longo de 1 h, bem como as alterações na frequência e efeito da infusão do vasopressor. O procedimento tem várias limitações potenciais. Em nossos estudos, os cateteres permanecer patente por até 11 dias. Não se sabe quanto tempo os cateteres permaneceria patente para além deste período. Para ajustar os cateteres, tal como descrito, existe uma dimensão mínima vascular, o que se correlaciona aproximadamente com peso roedor, que obrigue os animais inscritos neste estudo a ser maior do que200 g. O uso de um cateter de diâmetro menor resultaria no aumento da resistência ao fluxo diminuição da patência. Atingir as medidas de pressão venosa central requer a colocação do cateter preciso no átrio suficiente para a conta para o tamanho e crescimento durante o período de estudo e pode ser um desafio. Uma vez dominado, arterial e cateterismo vascular pode fornecer a base para uma ampla variedade de modelos de roedores que exigem monitorização hemodinâmica, coleta de sangue e infusão de fluidos ou terapias, minimizando qualquer dor e angústia durante a instrumentação ou manusear uma vez recuperado. De facto, em conjunto com uma publicação descrevendo JOVE 10 cateterismo anterior da veia femoral, temos realizado com sucesso este modelo com três cateteres implantados.

Arterial e venosa cateterismo de ratos tem sido muito utilizado em pesquisas de laboratório. 1, 2 Cateterismo pode ser usado para monitoramento de parâmetros hemodinâmicos, incluindo sistólica, diastólica e pressão arterial média (PAM), freqüência cardíaca (FC) e da pressão venosa central (PVC) 3,4. Além disso, esses cateteres de infusão de permitir o tratamento padrão ou terapias potenciais, bem como a amostragem de sangue para analisar ainda mais o mecanismo subjacente de uma doença ou de tratamento. Portanto, tendo acesso vascular em um modelo animal pequeno é crítica para estudar as medidas de desempenho clínicos e os efeitos do tratamento. Para estudar as causas subjacentes da doença crítica, é importante para desenvolver o primeiro um modelo para simular a condição humana. Inoculação intra-traqueal de uma quantidade conhecida de bactérias tem sido utilizados com sucesso para reproduzir a patogénese da pneumonia, uma infecção pulmonar grave o que então se desenvolve em sépsis.3, 5 Monitoramento medidas hemodinâmicas e fornecer tratamento clínico convencional é fundamental para simular cuidados de suporte de rotina. Tratamento clínico padrão inclui infusão de antibióticos, que auxilia na limpeza da infecção subjacente e a administração de fluidos e vasoconstritores, duas terapias empregadas em pacientes sépticos para manter a pressão arterial. 5-7 Acesso Vascular, especificamente implantação de cateteres de patentes é especialmente importante quando estudamos terapias experimentais para sepse. Durante muitos anos, a capacidade de administrar o tratamento clínico padrão para roedores foi limitada pela disponibilidade de materiais com as propriedades necessárias para a construção de cateteres implantáveis ​​e a capacidade da tecnologia de infusão para distribuir pequenos volumes com precisão ao longo do tempo. Além disso, a capacidade de desencadear uma infusão, em resposta à monitorização contínua de uma medida hemodinâmica específico permite uma posição consistente e reprodutívelmodelo ard tratamento pelo uso de amostra maior tamanhos típicos de estudos com roedores. 8, 9 Estas limitações tecnológicas em materiais e hardware de precisão foram superados, mas para proporcionar simultaneamente terapias de rotina durante o acompanhamento de parâmetros hemodinâmicos, tanto arterial e acesso vascular venosa deve estar disponível. O vídeo detalha a técnica cirúrgica de implantes artéria carótida e cateteres na veia jugular comuns em um rato anestesiado. Após um período de recuperação de 72 h, os animais serão anestesiados e re-ligado a um tirante de configuração giratória e ligado à carcaça do roedor usado para ligar os cateteres implantados ao sistema de monitorização hemodinâmica. Durante o estudo, o sistema permite que um fluido de infusão com base ou entrega de um determinado volume a uma determinada taxa de infusão ou um sistema automatizado que proporciona uma taxa de infusão de acordo com a pressão arterial média detectado para manter uma determinada gama de pressão. O sistema de infusão de líquidosusa seringa programável bombas que fazem interface com saídas digitais do sistema de aquisição de dados e são controlados pelo software de monitorização, o MAP. A configuração de baraço e giro permite a livre circulação do rato durante o estudo, enquanto a monitoração da pressão, infusão de líquidos e vasoconstritores, e realizando coleta de sangue sem ter que manipular os animais. O monitoramento simultâneo de até 12 animais instrumentado com dois cateteres cada (em nossa configuração) com o hardware expansível para monitoramento 24 animais instrumentados permite uma grande flexibilidade para o estudo de vários grupos estratificados em cada experimento. Este procedimento de cateterização pode ser benéfico para instalações de pesquisa que utilizam modelos de roedores semelhantes que precisam de acesso vascular para o monitoramento, a amostragem e tratamento por até 11 dias. Se o centro de pesquisa, considerando este procedimento tem experiência com roedores e uma estrutura de apoio adequada para a manutenção destes animais, em seguida, developing essas habilidades podem proporcionar uma economia de custos significativa, reduzindo o custo total por rato cateterização de mais de US $ 180 a menos de US $ 50 (incluindo rato naïve, componentes de cateter e custos técnicos) e aumentando a flexibilidade de horários (ratos ingênuos estão prontamente disponíveis vs. cronograma de entrega empresa de ratos implantados). O sucesso desse processo depende das habilidades do indivíduo que executa os cateterismos. Os animais de formação exigidos para se tornar proficientes neste procedimento variou de 20 a 40 ratos com uma taxa de patência cateter resultante de&gt; 90%.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="715">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:299px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:131px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">straight micro dissecting forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-8102</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">delicate straight hemostatic forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-7114</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">delicate curved hemostatic forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td style="width:119px;">&#160;7-4</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">serrefine curved, very delicate micro clamp</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-5471</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro dissecting hook</td>
			<td>Miltex</td>
			<td style="width:119px;">19-220</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">angled on edge micro dissecting spring scissor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-5618</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">light operating scissor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-6750</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">scalpel handle and blade (#10)</td>
			<td>Cincinnati Surgical</td>
			<td style="width:119px;">RS-9843</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pack of 4-0 silk suture with curved needle</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">FS-2</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">straight micro suturing needle holder</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-6410</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">wound clip</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td style="width:119px;">59027</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gauze 2&#34;x2&#34;&#160;</td>
			<td>Dynarex</td>
			<td style="width:119px;">3362</td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">gauze 4&#34;x4&#34;&#160;</td>
			<td>Covidien</td>
			<td style="width:119px;">2556</td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anesthesia vaporizer</td>
			<td>Surgivet</td>
			<td style="width:119px;">V703001</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">lucite box</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">isoflurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">downdraft Table</td>
			<td>Airscience</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">table top surgical platform</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">arterial Catheter</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">venous Catheter</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Data Acquisition System</td>
			<td style="width:131px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;">Powerlab 16/30</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Data Analysis software</td>
			<td style="width:131px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;">LabChart v7.3</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Programmable infusion pumps</td>
			<td style="width:131px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">PHD Ultra</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model

O sucesso de um modelo animal pequeno para estudar a doença crítica é, em parte, dependente da habilidade do modelo para simular a condição humana. Inoculação intra-traqueal de uma quantidade conhecida de bactérias tem sido utilizados com sucesso para reproduzir a patogénese da pneumonia, que então se desenvolve em sépsis. Monitoramento de parâmetros hemodinâmicos e fornecer tratamento clínico padrão, incluindo a infusão de antibióticos, fluídos e medicamentos para manter a pressão arterial é fundamental para simular cuidados de suporte de rotina neste modelo, mas para fazê-lo requer tanto arterial e acesso vascular venosa. O vídeo detalha a técnica cirúrgica de implantes artéria carótida e cateteres na veia jugular comuns em um rato anestesiado. Após um período de recuperação de 72 h, os animais serão anestesiados e re-ligado a um tirante de configuração giratória e ligado à caixa de roedor que liga os cateteres implantados ao sistema de monitorização hemodinâmica. Esta configuração permite a livre circulação dorato durante o estudo, enquanto monitora continuamente as pressões, infusão de líquidos e medicamentos (antibióticos, vasopressors) e realizando coleta de sangue.

As alterações na pressão vascular são transmitidos através dos cateteres cheios de fluido (Figura 1) e convertida em sinais eléctricos representados pelas formas de onda hemodinâmicos (Figuras 2, 3). Sem acesso vascular, estas medidas não poderiam ser feitas. Transmissão em tempo real das formas de onda permite a detecção e análise de mudanças em um batimento a batimento base (Figura 2). Comprimir a escala de tempo das formas de onda permite quantificar as alterações que ocorrem ao longo de um período mais longo (minutos até dias) (Figura 3, 4 curvas superiores), que pode ser correlacionada com as alterações nas taxas de infusão vasopressora (Figura 3, 4 curvas inferiores). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig1.jpg" /> Figura 1. Cateter Projeto: Os detalhes dos componentes das arteriais e venosos cateteres PU, poliuretano;. PE, polietileno (comprimento do segmento) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig2.jpg" /> Figura 2. Em tempo real formas de onda Mapa de 4 roedores típicos 7 dias após o cateterismo mais de 7 seg. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig3.jpg" /> Figura 3. ondas MAP compactado pelo tempo de 4 roedores típicos (superiores 4 formas de onda) 7 dias após o cateterismo mais de 1 hora. Quando o mapa é em média mais baixos (4 formas de onda), esse valor é usado para disparar ACRESCENTA elevada (&lt;90 mmHg) , baixo (&lt;100 mmHg) ou parar (&gt; 110) resposta do fluxo da bomba de infusão. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig3highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Cateterismo da artéria carótida e jugular para executar as medidas hemodinâmicas, infusões e Sangue de amostragem em um Rat Consciente Modelo

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

71.0K visualizações.  National Institutes of Health. Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Vídeo: Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

Cateterismo arterial e venoso femoral para coleta de sangue, Drug Administration e Pressão Arterial Consciente e Medidas de freqüência cardíaca

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

Medicina

Training a Sophisticated Microsurgical Technique: Interposition of External Jugular Vein Graft in the Common Carotid Artery in Rats

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in peripheral arterial bypass surgery as well as in arteriovenous fistulas.1-5 The experimental procedure of vein graft interposition in the common carotid artery by using the cuff-technique has been applied in several research projects to examine the aetiology of neointimal hyperplasia and therapeutic options to address it. 6-8 The cuff prevents vessel anastomotic remodeling and induces turbulence within the graft and thereby the development of neointimal hyperplasia.
Using the superior caval vein graft is an established small-animal model for venous arterialization experiment.9-11 This current protocol refers to an established jugular vein graft interposition technique first described by Zou et al., 9 as well as others.12-14 Nevertheless, these cited small animal protocols are complicated.
To simplify the procedure and to minimize the number of experimental animals needed, a detailed operation protocol by video training is presented. This video should help the novice surgeon to learn both the cuff-technique and the vein graft interposition. Hereby, the right external jugular vein was grafted in cuff-technique in the common carotid artery of 21 female Sprague Dawley rats categorized in three equal groups that were sacrificed on day 21, 42 and 84, respectively. Notably, no donor animals were needed, because auto-transplantations were performed. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice. In addition, the graft patency rate was 60 % for the first 10 operated animals and 82 % for the remaining 11 animals. The blood flow at the time of sacrifice was 8&plusmn;3 ml/min. In conclusion, this surgical protocol considerably simplifies, optimizes and standardizes this complicated procedure. It gives novice surgeons easy, step-by-step instruction, explaining possible pitfalls, thereby helping them to gain expertise fast and avoid useless sacrifice of experimental animals.

Neointimal hyperplasia is the primary cause of stenosis in arterialized veins. We propose a new protocol whereby the right external jugular vein is grafted using the cuff technique in the common carotid artery of Sprague Dawley rats. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice.

Treinar um técnica microcirúrgica sofisticado: Interposição de enxerto de veia jugular externa na artéria carótida comum em ratos

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in ...

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Um modelo murino de implante de stent na artéria carótida para o Estudo da reestenose

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Adult Mouse Venous Hypertension Model: Common Carotid Artery to External Jugular Vein Anastomosis.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model creating an artificial fistula between the common carotid artery (CCA) and the external jugular vein (EJV) has been widely described and proved technically feasible. This construct provokes a consistent cerebral venous hypertension (CVH), and therefore has helped studying the contribution of venous hypertension to formation, clinical symptoms, and prognosis of brain AVMs and dural AVFs. Equivalent mice models have been only scarcely described and have shown trouble with stenosis of the fistula. An established murine model would allow the study of not only pathophysiology but also potential genetic therapies for these cerebrovascular diseases.
We present a model of arteriovenous fistula that produces a durable intracranial venous hypertension in the mouse. Microsurgical anastomosis of the murine CCA and EJV can be difficult due to diminutive anatomy and frequently result in a non-patent fistula. In this step-by-step protocol we address all the important challenges encountered during this procedure. Avoiding excessive retraction of the vein during the exposure, using 11-0 sutures instead of 10-0, and making a carefully planned end-to-side anastomosis are some of the critical steps. Although this method requires advanced microsurgical skills and a longer learning curve that the equivalent in the rat, it can be consistently developed.
This novel model has been designed to integrate transgenic mouse techniques with a previously well-established experimental system that has proved useful to study brain AVMs and dural AVFs. By opening the possibility of using transgenic mice, a broader spectrum of valid models can be achieved and genetic treatments can also be tested. The experimental construct could also be further adapted to the study of other cerebrovascular diseases related with venous hypertension such as migraine, transient global amnesia, transient monocular blindness, etc.

We describe a method for creating a reliable model of cerebral venous hypertension in the adult mouse. This model has been widely described and tested in the rat. This new counterpart in the mice opens the possibility of using genetic modified animals and thereby broadens the applications of the model.

Adulto Rato venoso Hipertensão Modelo: artéria carótida comum para External Jugular Vein anastomose.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Infusões artéria carótida para farmacocinéticas e farmacodinâmicas Análise de taxanos em Ratos

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Lesão Balloon Vascular e Administração Intraluminal em Rat Carótida

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

A Rabbit Model of Durable Transgene Expression in Jugular Vein to Common Carotid Artery Interposition Grafts

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, intimal hyperplasia, and atherosclerosis. The goal of this article is to demonstrate a method for placing bilateral venous interposition grafts in a rabbit, then transducing the grafts with a gene transfer vector that achieves durable transgene expression. The method allows the investigation of the biological roles of genes and their protein products in normal vein graft homeostasis. It also allows the testing of transgenes for the activities that could prevent vein graft failure, e.g., whether the expression of a transgene prevents the neointimal growth, reduces the vascular inflammation, or reduces atherosclerosis in rabbits fed with a high-fat diet. During an initial survival surgery, the segments of right and left external jugular vein are excised and placed bilaterally as reversed end-to-side common carotid artery interposition grafts. During a second survival surgery, performed 28 days later, each of the grafts is isolated from the circulation with vascular clips and the lumens are filled (via an arteriotomy) with a solution containing a helper-dependent adenoviral (HDAd) vector. After a 20-min incubation, the vector solution is aspirated, the arteriotomy is repaired, and flow is restored. The veins are harvested at time points dictated by individual experimental protocols. The 28-day delay between the graft placement and the transduction is necessary to ensure the adaptation of the vein graft to the arterial circulation. This adaptation avoids rapid loss of transgene expression that occurs in vein grafts transduced before or immediately after grafting. The method is unique in its ability to achieve durable, stable transgene expression in grafted veins. Compared to other large animal vein graft models, rabbits have advantages of low cost and easy handling. Compared to rodent vein graft models, rabbits have larger and easier-to-manipulate blood vessels that provide abundant tissue for analysis.

This method describes the placement of interposition vein grafts in rabbits, the transduction of the grafts, and the achievement of durable transgene expression. This allows the investigation of physiological and pathological roles of transgenes and their protein products in grafted veins, and testing of gene therapies for vein graft disease.

Um modelo de coelho da expressão do Transgene durável na veia Jugular para enxertos de interposição da artéria carótida comum

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, ...

Phase Contrast Magnetic Resonance Imaging in the Rat Common Carotid Artery

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous studies have shown that abnormal blood flow may be associated with systemic vascular risk. Thus, PC-MRI can facilitate the translation of data obtained from animal models of cardiovascular diseases to pertinent clinical investigations. In this report, we describe the procedure for measuring blood flow in the common carotid artery (CCA) of rats using cine-gated PC-MRI and discuss relevant analysis methods. This procedure can be performed in a live, anesthetized animal and does not require euthanasia after the procedure. The proposed scanning parameters yield repeatable measurements for blood flow, indicating excellent reproducibility of the results. The PC-MRI procedure described in this article can be used for pharmacological testing, pathophysiological assessment, and cerebral hemodynamics evaluation.

The overall goal of this procedure is to measure the blood flow in the rat common carotid artery by using noninvasive phase contrast magnetic resonance imaging.

Imagens de ressonância magnética fase contraste na artéria carótida comum de rato

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous ...

Microsurgical Skills of Establishing Permanent Jugular Vein Cannulation in Rats for Serial Blood Sampling of Orally Administered Drug

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, which could potentially affect results. The jugular vein cannulation (JVC) in rats is a widely used model for repeated blood collection but requires adequate training of surgery skills and animal care. This article details the microsurgical procedures for establishing and maintaining a permanent JVC rat model with specific focus on the placement and sealing of the jugular cannula. The importance of monitoring physiological (e.g., body weight, food, and water intake) and hematological parameters, was highlighted with results presented for 6 days post-surgery during the rat&#39;s recovery. The drug-plasma concentration-time profile of orally administered natural phenol ellagic acid was determined in the JVC rat model.

Detailed microsurgical techniques are demonstrated to establish a longer-term jugular vein cannulation rat model for sequential blood collection in the same animal. Physiological and hematological parameters have been monitored during the rat's recovery phase. This model has been applied to study pharmacokinetics of orally administered polyphenol without inducing animal stress.

Habilidades Microcirúrgicas de Estabelecer Cannulação permanente de veia jugular em ratos para amostragem de sangue serial de droga administrada oralmente

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Amostragem Repetitiva de Sangue da Veia Subclávia de Rato Consciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...