Este trabalho foi financiado por uma concessão do National Institutes of Health (AG023088 a BR).

Nota: A tensão Canton-S é a linha de fundo do tipo selvagem padrão obtido a partir da Bloomington Stock Center. 1. Preparação de Alimentos e Receita para 1000 ml de Alimentos Nota: Esta seção descreve o protocolo para a preparação de alimentos. Grandes vasos de metal são usados ​​para preparar cerca de 18 litros de alimento de cada vez. O protocolo aqui descrito é reduzido e utiliza 1,000 ml de H 2 O. A comida é autoclavado duas vezes. <ol><li> Misture 113 g de sacarose e 28 g levedura de cerveja em 643 ml de água. Deixe os ingredientes em um conjunto de placa quente a 25 ° C, com uma barra de agitação para misturar ao longo de 15 minutos. </li><li> Solução alimentar Autoclave por 20 min. </li><li> Misture 49 g de farinha de milho e 8,1 g de ágar em 268 ml de água e adicione à mistura de alimentos autoclavados descrito no passo 1.2. Misture bem com uma colher grande ou um batedor. </li><li> Mistura comida Autoclave por mais 20 min. </li><li> Coloque a comida em um prato e deixe esfriar com mistura constante com uma barra de agitação. Euf soluções adicionais deve ser adicionado a um alimento, tais como mifepristona (RU486), manter o alimento em uma placa quente até a 60 ° C e adicionar solução quando a comida atinge a temperatura desejada. </li><li> Dissolver 2,4 g tegosept em 10,7 ml 100% EtOH e manter em um prato frio com um agitador para dissolver completamente e misture por cerca de 15 min. </li><li> Adicionar solução tegosept para alimentos, quando a temperatura de alimentação é de 60 ° C e misture bem. </li><li> Use uma bomba ou um distribuidor de alimentos para servir cerca de 10 ml de alimento para uma grande frasco. Por utilizando um dispensador de alimentos pode-se derramar comida simultaneamente em 100 de largura, frascos de plástico (1 bandeja) de cada vez. </li><li> Cubra os tubos com Kimwipes e pano de queijo e deixar os alimentos à temperatura ambiente durante 12-24 horas para esfriar. Manter a comida, a 4 ° C e utilizar no prazo de 3-4 semanas. Aquecer os alimentos a temperatura ambiente antes do uso para o trabalho real. </li></ol> 2. Preparação de frascos de vidro <ol><li> Preparar alimentos de acordo com o protocolo listados na etapa 1. </li&gt; <li> Alíquota de 5 ml de alimento em cada um, frasco de vidro estreito, que é o tamanho correto para os monitores da população. Esta quantidade de alimentos deve ser baixa o suficiente para ser abaixo do anel inferior do monitor população. </li><li> Após a comida arrefece até à temperatura ambiente cobrir os frascos com tampões de esponja e mantê-los a 4 ° C durante até 2 semanas. Porque a quantidade de alimentos num frasco, é bastante baixo, é melhor usar o alimento dentro de uma ou duas semanas, para evitar qualquer secagem. </li><li> Aqueça os frascos à temperatura ambiente antes do uso. </li></ol> 3. Manutenção das Moscas dos Pais <ol><li> Crescer as moscas em frascos de plástico de largura, com comida padrão de laboratório e manter os frascos em uma câmara humidificada ambiente de temperatura controlada a 25 ° C num ciclo claro / escuro de 12 horas de luz. O período de luz do dia começa às 06h00 neste laboratório. </li><li> Na parte da manhã adulto claro voa a partir dos frascos de que moscas parentais serão coletados. </li><li> Colete flie recém ecloseds e separá-los por sexo em uma almofada CO 2 dentro de 8 horas após a eclosão ter certeza de que as moscas fêmeas são virgens. Moscas começar a acasalar 8 horas após a eclosão. </li><li> Quando a Virgem masculino e feminino moscas são entre 5 e 10 dias de idade, colocar 10 machos e 10 fêmeas moscas em um frasco com ração padrão e alguns grânulos de levedura ativa na parte superior. Nota: controlar a densidade das larvas usando o mesmo número de moscas e mantendo-os em um frasco, durante dois dias. A adição de levedura ativa promove a produção de ovos. </li><li> Mantenha as moscas para acasalar e botar ovos em uma câmara ambiental com temperatura controlada a 25 ° C com um ciclo claro / escuro de 12 horas de luz por 2 dias. Configure 5-10 frascos de moscas parentais. </li><li> Passar as moscas para um novo frasco de plástico em dias alternados e manter os tubos de ensaio com os ovos numa incubadora, a 25 ° C. </li></ol> 4. Coleta de moscas experimentais <ol><li> Após 9 dias moscas começará a EFeche dos frascos onde a parental moscas posto ovos (descritos no passo 3.6.). Limpar e descartar as moscas que eclosed durante o primeiro dia e devolver os frascos à incubadora. A maioria das moscas eclosed no dia 1 são as fêmeas. Uma população mais sincronizado de moscas vai EFeche no dia 2. </li><li> Dentro de 24 horas lugar moscas recém eclosed sobre CO 2 almofadas e recolher 25 do sexo masculino e 25 do sexo feminino moscas por frascos com um pincel ou uma colher de metal. Mantenha moscas em CO 2 almofadas por um curto período de tempo para minimizar os efeitos de CO 2. Anote o dia da eclosão no frasco. Montar pelo menos 5 frascos replicados para fins experimentais e para os grupos de controle. </li><li> Manter os frascos em câmaras climáticas com temperatura controlada a 25 ° C com um ciclo claro / escuro de 12 horas de luz. </li><li> Passar as moscas para um novo frasco de plástico todos os outros dias, utilizando um funil. </li><li> Envelhecemos as moscas até a idade desejada para a experimentação é atingido. </li></ol> 5. Configurando os monitores de Mobilidade <ol><li> Coloque apopulação monitora numa incubadora de temperatura controlada. </li><li> Conecte cada monitor com um cabo telefônico de 4 fios para a Unidade de Alimentação Interface (PSIU) via divisores de 5 vias (multi-linha), o que pode ligar até 5 monitores individuais para uma abertura no PSIU. Ver Figuras 1A e 2B. </li><li> Conecte o PSIU a uma tomada de linha (100-240 V). Conecte o conector de saída da fonte de alimentação em uma das duas tomadas de Psiu acasalamento. A luz verde adjacente acende verde quando conectado corretamente. </li><li> Conecte o PSIU à (USB) Universal Serial Bus hardware. Conecte o cabo USB entre o hardware USB com um Macintosh ou um PC com Windows para a gravação de dados. Seria melhor ter um computador dedicado apenas para a coleta de dados desde coleção corre para os dias de cada vez. </li><li> Faça o download do software USB (PSIUdrivers.zip). Software do driver USB é usado pela interface de alimentação e precisa ser baixado apenas uma vez. Ele sintetiza umligação de dados entre o programa de computador e os monitores PSIU / actividade. Para uma utilização PC uma porta e por um Macintosh usar uma porta serial simples. </li><li> Faça o download do programa de computador para Macintosh OSX (Intel) ou para Windows PC programas (XP/Vista/7), seguindo as instruções fornecidas pelo fabricante Notas 308.pdf. </li><li> Inicie o programa de computador e configurar o programa, clicando em Preferências, luzes ou monitores. O programa será executado até que o usuário seleciona &quot;quit&quot; para parar o programa. Se o programa de computador ou o computador é desligado os monitores vão continuar a contar as interrupções do feixe, mas a contagem não será gravado até que o programa é re-lançado. Nesse caso, a primeira leitura irá incluir todas as contagens desde a última vez que o PSIU enviados os dados para o computador. </li><li> Selecione a guia Preferences e escolha a porta serial, PSIU para Macintosh e COM para o PC. </li><li> Selecione o intervalo de leitura que varia de segundos, minutos ou uma hora. </li> &lt;li&gt; Selecionar os monitores: Cada monitor tem o seu número exclusivo que é dada pelo fabricante. Selecione a Faixa de monitor que corresponde aos números dados aos monitores pelo fabricante. </li><li> A caixa de Luzes: Certifique-se que todos os monitores estão conectados corretamente, que é marcado por uma luz verde ao lado do número do monitor sobre o software. A luz vermelha indica que a conexão for perdida, e uma caixa preta indica que o sistema está desligado ou mal configurado. </li></ol> 6. Configurando o Experimento <ol><li> Remova frascos de vidro contendo alimentos de 4 ° C e deixe-os aquecidos à temperatura ambiente. </li><li> Moscas machos e fêmeas separados da mesma idade em CO 2 pad. Para os estudos de envelhecimento, é possível iniciar estudos de mobilidade nos primeiros 3 dias de idade. </li><li> Coloque 10 do sexo masculino ou 10 moscas fêmeas em cada frasco de vidro contendo alimentos. Utilize pelo menos três frascos para cada linha experimental e controle de moscas e para cada gênero. </li><li> Mantenha o vials do seu lado até que as moscas se recuperar de CO 2 para garantir que as moscas não ficar preso no alimento. Moscas separadas em cerca de 8:00 e deixá-los durante cerca de 2 horas à temperatura ambiente, para se recuperar a partir de CO 2. </li><li> Colocar os tubos no interior dos monitores população alojados nas incubadoras. </li><li> Descarte os dados coletados nas primeiras 24 horas após as moscas são colocadas na incubadora para que eles se ajustar ao novo ambiente. </li><li> Passar as moscas após 3 ou 4 dias para novos frascos para evitar a secagem do alimento. Se moscas são propensas a morte ou idade são 40 dias ou mais, passar as moscas após 2 dias e utilize os dados coletados para o dia 2. Além disso, use mais de três frascos de cada grupo para garantir repetições adequadas. Dados de frascos com moscas mortas deve ser desconsiderada e não incluídos na análise. </li></ol> 7. Executando os monitora a atividade e cálculo da actividade espontânea total <ol><li> Selecione preferências - o intervalo de coleta de dados &lt;.br /&gt; Nota: O programa de computador permite a coleta dos dados em intervalos que variam de 1 segundo a 60 minutos. 10 e 30 minutos períodos foram encontrados para fornecer informações adequadas sobre a mobilidade sem ter um número esmagador de pontos no tempo. No período de tempo selecionado, o programa irá enviar a contagem total de corrente para cada monitor para o computador e começar a contar novamente a partir de zero. O programa de computador armazena os dados em uma nova pasta criada pelo sistema de dados de computador. Os dados coletados em cada monitor são armazenados separadamente, e documentos de texto individuais são criados para cada frasco. Os dados são recolhidos continuamente, desde que o programa de funcionamento. </li><li> No final do experimento, verificar os dados usando o FileScan110X para Macintosh OSX (Intel) ou SystemMB108 programa do Windows PC (XP/Vista/7) para. Nota: O programa de digitalização elimina leituras em duplicado e garante que as gravações estão completos. </li><li> Salve os dados coletados dentro de um prazo específico e período de dias. Escolha um nome de experimental e copiar os arquivos da pasta de dados de computador para análise. Nota: Neste momento, os intervalos de actividade pode ser alterada e convertida em diferentes. Os dados originais permanecerão armazenados na pasta de dados do computador e pode ser recuperado, enquanto eles não são excluídos. </li></ol> 8. Data Analysis <ol><li> Copie os dados coletados nos arquivos de texto em colunas de planilhas do Excel para análise de dados. Os dados recolhidos por este software estão em colunas, que contêm os números que representam a actividade total de um único monitor durante um período de tempo seleccionado pelo investigador. Nota: Os dados coletados para cada monitor em arquivos de texto separados. Há 32 colunas para cada monitor. As primeiras seis colunas estão vazias e apenas conter 0; próximos três contêm os dados coletados para o anel inferior, no meio, e no anel superior. O resto dos canais podem ser excluídos, uma vez que não contêm dados. Cada anel gera umvalor único por vez. Ver captura de tela dos dados brutos em Figura 2. </li><li> Calcula-se a actividade total dentro de um período de tempo desejado para cada monitor que representa a soma da actividade recolhida em três alturas diferentes de raios infravermelhos. Nota: O período de tempo pode variar desde várias horas, 24 horas ou vários dias. </li><li> Determinar a actividade locomotora média e o desvio padrão entre os três monitores que representam três réplicas biológicas. Nota: Os dados podem ser analisados ​​para significado estatístico usando um número de testes. Um teste t de duas caudas dos estudantes, uma análise one-way de variância (ANOVA) eo teste de post-hoc Tukey HSD poderia ser usado para determinar os efeitos de várias manipulações ambientais ou genéticos em 24 horas de atividade locomotora espontânea 16. Há um certo número de outros programas que podem ser utilizados e têm sido publicados 17. </li></ol>

<ol>
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S., Martin, I., Bhandari, p., Cook-Wiends, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+senescence+in+Drosophila+melanogaster.">Functional senescence in Drosophila melanogaster.</a> Aging Res. Rev. 4 (3), 372-397 (2005).</li><li>Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+Iterative+Negative+Geotaxis+(RING):+a+New+Method+for+Assessing+Age-related+Locomotor+Decline+in+Drosophila.">Rapid Iterative Negative Geotaxis (RING): a New Method for Assessing Age-related Locomotor Decline in Drosophila.</a> Exp. Gerontol. 40 (5), 386-395 (2005).</li><li>Nichols, C. D., Bechnel, J., Pandey, U. 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H., Yildirim, E., Edery, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assaying+locomotor+activity+to+study+circadian+rhythms+and+sleep+parameters+in+Drosophila.">Assaying locomotor activity to study circadian rhythms and sleep parameters in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. 43, 2157 (2010).</li><li>Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Locomotor+activity+level+monitoring+using+the+Drosophila+Activity+Monitoring+(DAM)+System.">Locomotor activity level monitoring using the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System.</a> Cold Spring Harbor Protoc. 11, (2010).</li><li>Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Processing circadian data collected from the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Protoc. 11, (2010).</li><li>Ardekani, R., Tavar&#233;, S., Tower, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+senescence+in+Drosophila+using+video+tracking.">Assessing senescence in Drosophila using video tracking.</a> Methods Mol. Biol. 965, 501-516 (2013).</li></ol>

Não temos nada a divulgar.

Atividade locomotora espontânea de moscas é influenciado por muitos fatores, como idade, antecedentes genéticos e sexo 2,13,18,19. Além disso, os factores ambientais tais como o teor calórico dos alimentos, a temperatura do meio, a adição de diversos fármacos, e dia / noite ciclo de luz pode afectar a actividade da mosca. Por exemplo, moscas macho da mesma idade têm uma maior atividade física espontânea entre mulheres (Figura 1). Portanto, as moscas da mesma idade e sexo devem ser ...

As moscas de fruta, Drosophila melanogaster, têm sido usadas como um organismo valioso modelo para estudar mecanismos subjacentes comportamentos complexos, tais como a aprendizagem ea memória, a interação social, agressão, abuso de drogas, o sono, a função sensorial, corte e acasalamento 1,2. Um comportamento que tem sido estudada através de vários protocolos é a atividade locomotora espontânea. Geotaxis negativo foi um dos primeiros métodos desenvolvidos para medir a actividade de Drosophila, e este protocolo envolve a medição da percentagem de moscas que atingem uma certa altura do frasco depois de moscas foram agitados para o fundo do recipiente de 1,3. Este método tem as vantagens de ser simples, barato, e uma vez que não requer qualquer equipamento especial que pode ser realizado em qualquer laboratório. Ela tem sido utilizada como uma ferramenta de rastreio valiosa para estudar os efeitos das diferentes manipulações genéticas em mobilidade mosca 3. No entanto, é tempo e trabalho intensivo umnd tem a possibilidade de viés devido a agitação variável dos frascos e gravações humanos. O método geotaxis negativo foi melhorado pelo desenvolvimento do método negativo rápida iterativo geotaxis (ANEL) de 4,5, o que tira fotografias dos frascos mosca seguintes agitação das moscas para o fundo. A vantagem deste protocolo é a sua sensibilidade e a possibilidade de testar um grande número de frascos de moscas, ao mesmo tempo. No entanto, este protocolo ainda tem o potencial de erro humano, e só mede geotaxis negativos. Outros laboratórios têm utilizado a simples observação em frascos de cultura para determinar a atividade locomotora 6. Recentemente foram desenvolvidos vários sistemas de gravação de vídeo para medir a atividade locomotora mosca. Um protocolo de monitoramento de vídeo fornece tempo para ajuste antes de gravar 7. O método descrito por Slawson et al. Também utiliza um impulso de ar para parar movement até o início da gravação, o que poderia ser um potencial estressor para os animais 7. Este método fornece informações sobre a velocidade média, velocidade máxima, tempo gasto em movimento, etc Outro sistema de rastreamento tridimensional mede a velocidade máxima de moscas individuais durante ~ 0,2 segundo de decolagem de vôo livre 8. Um protocolo de monitoramento de vídeo tridimensional utiliza moscas expressando GFP e múltiplas câmeras equipadas com filtros que permitam a detecção de fluorescência para determinar a mobilidade mosca 9. Moscas neste protocolo tendem a exibir padrões de voo cilíndricas, que é, potencialmente, devido à forma da cultura de Drosophila frascos 10. Este método foi melhorado através da utilização de uma cúpula, que permite medir o movimento espontâneo de duas moscas 11. Um método de alto rendimento que utiliza uma câmara para monitorizar e quantificar o comportamento individual e social da Drosophila automaticamente tem sido também descrito 12. Zou etal. desenvolveu um sistema de monitoramento comportamental (BMS) que usa duas câmeras assistidas por computador para registrar o comportamento e movimentos como o descanso da vida, movimento, voando, comendo, bebendo, ou morte de frutas tefritídeos indivíduo voa 13. Vários outros sistemas de vídeo têm sido desenvolvidas para monitorizar mosca actividade comportamental 14,15. Aqui nós descrevemos um método para quantificar atividade Drosophila que utiliza monitores população. Estes monitores estão alojados em incubadoras-e temperatura controlados por humidade a 25 ° C num ciclo de 12 horas de luz do dia-noite. Cada monitor população tem raios infravermelhos colocados em anéis posicionados em três alturas diferentes. Toda vez que uma mosca se move através dos anéis interrompe o feixe de infravermelho, que é gravado por um microprocessador que, independentemente registros e conta a atividade de moscas dentro do frasco. Um microprocessador carrega a actividade total dentro do frasco para o computador em interva definido pelo usuáriols que pode variar de 1 segundo a 60 minutos. O método descrito aqui fornece um amplo tempo para moscas para se adaptar ao novo ambiente e permite a medição simultânea da atividade locomotora espontânea de até 120 populações de moscas. Além disso, descrevemos a preparação dos alimentos, manutenção voar, configurar os monitores de mobilidade da população em incubadoras de temperatura controlada, e os fatores potenciais que podem afetar os resultados. Este método pode ser usado para estudar como diferentes modificações ambientais ou genéticos afectar a actividade locomotora espontânea das moscas.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sucrose FCC Food Grade 100 LB,</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90471380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewer&#8217;s Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90331280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Agar Fine</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-820-25F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90141125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl4-hydroxybenzoate, tegosept</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H5501-5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EtOH</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Active Dry Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ICN10140001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly CO2 pad</td>
			<td>LabScientific</td>
			<td>BGSU-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila carbon dioxide (CO2) tank</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>UN1013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brush for pushing the flies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shell vial wide</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buzzplugs for wide plastic vials</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS275</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials (25x95mm)</td>
			<td>Fischer Scientific Kimble 60931-8</td>
			<td>AS-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sponge plugs for glass vials</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Food Dispenser</td>
			<td>Applied Scientific (Fischer Scientific)</td>
			<td>AS780Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPM Drosophila Population Monitor</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply with line cord</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PSIU9 The Power Supply Interface Unit</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telephone cables and 5 way splitters</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Serial Bus (USB) hardware</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Macintosh or Windows PC with UCB port</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308X Data Acquisition Software for Macintoch OSX (Intel)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308 Data Acquisition Software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Macintosh</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB software (PSIUdrivers.zip)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem Notes 308</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf">(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf</a></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of the spontaneous locomotor activity in drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster tem sido usada como um excelente modelo para estudar organismo manipulações ambientais e genéticos que afectam o comportamento. Um tal comportamento é a atividade locomotora espontânea. Aqui nós descrevemos o nosso protocolo que utiliza Drosophila monitores da população e um sistema de rastreamento que permite o monitoramento contínuo da atividade locomotora espontânea de moscas por vários dias de cada vez. Este método é simples, fiável, e objectiva e pode ser usado para examinar os efeitos do envelhecimento, o sexo, as alterações no teor calórico dos alimentos, a adição de drogas, ou manipulações genéticas que imitam doenças humanas.

<html> A atividade locomotora espontânea em Drosophila depende sexo mosca (Figura 3A), o conteúdo calórico dos alimentos (Figura 3B) e ciclo claro / escuro. Uma vez que a luz é desligada atividade mosca diminui drasticamente. Figura 3A ilustra de 24 horas de gravações de moscas machos e fêmeas de atividade locomotora. Um asterisco no eixo x marca o momento em que a luz foi desligada ea transição para o ciclo escuro. Figura 3B ilustra o ...

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Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster são úteis no estudo de manipulações genéticas ou ambientais que afetam comportamentos, como a atividade locomotora espontânea. Aqui nós descrevemos um protocolo que utiliza monitores com raios infravermelhos e software de análise de dados para quantificar a atividade locomotora espontânea.

Determinação da atividade locomotora espontânea em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

determination-spontaneous-locomotor-activity-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

12.6K visualizações.  University of Connecticut Health Center.  Drosophila melanogaster são úteis no estudo de manipulações genéticas ou ambientais que afetam comportamentos, como a atividade locomotora espontânea. Aqui nós descrevemos um protocolo que utiliza monitores com raios infravermelhos e software de análise de dados para quantificar a atividade locomotora espontânea. 

Vídeo: Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Único Recordings Sensillum na Insetos Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Neurociência

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Assaying atividade locomotora para estudar ritmos circadianos e sono Parâmetros em Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

Locomotor ensaio, Aprendizagem e Memória Os déficits no Drosophila Modelos de neurodegeneração

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Marcação de células individuais no Sistema Nervoso Central de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenética estimulação do comportamento de fuga em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenetic Perturbação da atividade neural com Iluminação Laser no Semi-intacta<em&gt; Drosophila</em&gt; As larvas in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Ensaio simples para Quantificação de Prevenção Social<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condições que afetam Espaço Social em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

De alta resolução Quantificação do Comportamento Odor-guiada em<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Usando a<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Clones em um ensaio comportamental para Mechanosensation de MarcM baseada em<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...