Este trabalho foi financiado pelo Escritório do Programa de Pesquisa Naval Young Investigator Award N000141110914, o Office of Naval Research Grant N000141010827, NSF Prémio Carreira CCF1054898, do NIH Director New Innovator Award 1DP2OD007292 e um Instituto Wyss para Biologicamente Inspirada Fundo Startup Faculdade de Engenharia (para PY) e Centro de Ciências da Vida Fundo de inicialização (para PC) Tsinghua-Pequim.

1. DNA Sequence projeto <ol><li> Use software UNIQUIMER 27 para projetar uma estrutura SST-finito, especificando o número de hélices duplas, comprimentos de hélice superior e inferior para cada dupla hélice, eo padrão cruzado para criar um 24H × lona 28T. Depois de definir estes parâmetros, a arquitetura geral (vertente composição eo arranjo complementaridade) é ilustrado graficamente no programa. </li><li> Gerar sequências para os fios da estrutura especificada para atender o arranjo complementaridade e requisitos adicionais (se houver). Conceber sequências de ADN, minimizando a sequência de simetria 28 (para a maioria das estruturas). <ol><li> Gerar nucleótidos (A, C, G e T) aleatoriamente um por um. </li><li> Nucleotídeos Igualar complementares aos gerados seguindo a regra de emparelhamento de bases de A a T e vice-versa; C a G e vice-versa. </li><li> Não use segmentos de repetição além oito ou nove nucleotídeos. Quando tal repcomer segmentos surgir durante o projeto, mutar os nucleotídeos gerados mais recentemente até que a exigência de repetição do segmento está satisfeito. </li><li> Não utilizar quatro bases A, C, G ou T consecutivos. </li><li> Use nucleótidos pré-especificados nos pontos de ligação de cadeia simples (por exemplo T e G como o vigésimo primeiro e vigésimo segundo nucleótidos, respectivamente, para a maioria dos fios) para evitar o deslizamento bases em torno dos pontos de ligação (por exemplo, se ambos vigésimo primeiro e vigésimo segundo nucleotídeos foram T, foi possível para o vigésimo primeiro nucleótido que se ligam ao nucleótido que o vigésimo segundo nucleótido é suposto vincular a). </li></ol></li><li> Modificar as sequências de ADN manualmente para rotulagem de estreptavidina, a transformação de rectângulos dentro de tubos, a formação de diferentes rectângulos e tubos em diferentes escalas, e para evitar a agregação causada pelos domínios expostas sobre SST. <ol><li> Substitua os domínios expostos no limite da tela molecular com tra poli-Tcts. </li><li> Para a marcação de estreptavidina, desenhar os segmentos de pega (o segmento adicional acrescentada ao componente de fio que se pode ligar a um homólogo complementar, como uma cadeia anti-handle) tais que pode acomodar uma cadeia anti-pega com 3 &#39;modificação biotina. </li><li> Para a conversão de um rectângulo em um tubo, remover as linhas superior e inferior do rectângulo e inserir uma nova linha cuja TSMs tem complementaridade específicas para as peças correspondentes no segundo a linha superior e a segunda a linha inferior. </li><li> Para um domínio único exposta cadeia de diferentes formas, substituir com segmentos poli-T de 10-11 nucleótidos de comprimento, ou cobrir por protetores de borda que são complementares ao domínio expostos e terminam com um 10-11 nucleotídeos longos segmentos de poli-T. </li></ol></li></ol> 2. Preparação dos Canvas Molecular <ol><li> Obter fios de componentes de ADN de sequências especificadas dissolvidos em água isenta de ARNase de uma oligonucleotide fabricante em V fundo placas de 96 poços com oligonucleotídeos sintetizados em uma escala de 10 nmol com dessalinização padrão. Centrífuga as placas de 96 poços com as fitas de DNA para cerca de 10 s a 600 x g. <ol><li> Pipetar 1 mL de cada uma das cavidades 362 com as cadeias de ADN para a 24H × 28T rectângulo (Figura 3A), a 100 uM por cordão (especificação do fabricante) para um tubo de ensaio de 2 ml. Adicionar 138 uL de água destilada desionizada H 2 O para o tubo 2 ml de ensaio para fazer uma solução estoque da mistura Strand a uma concentração de 200 nM por cordão. </li></ol></li><li> Adicionar 50 ul da solução estoque 200 nM de mistura vertente, 10 ul de tampão 10X de recozimento A (50 mM de Tris, pH 7,9, EDTA 10 mM, 250 mM MgCl2), e 40 ul de água destilada desionizada H 2 O para uma solução a 0,2 ml tubo de PCR. Isto faz com que uma amostra de 100 ul da tela molecular em 1X tampão de emparelhamento A (5 mM de Tris, pH 7,9, 1 mM de EDTA, 25 mM de MgCl2). </li><li> Emparelhar o sample durante 17 horas num aparelho de ciclos térmicos de arrefecimento de 90 ° C a 25 ° C. Programa do termociclador como se segue: a rampa para baixo a partir de 90 ° C a 61 ° C a uma velocidade constante de 5 ° C por min; rampa para baixo a partir de 60 ° C a 25 ° C a uma velocidade constante de 20 min por ° C; e incubar a 4 ° C até que a amostra pode ser retirado do termociclador. </li><li> Preparar um 2% de gel de agarose nativa. <ol><li> Medir 2,4 g de agarose em um copo de 600 ml. Adicionar 120 ml de tampão TBE 0,5x (44,5 mM Tris-borato, pH 8,3, EDTA 1 mM) e 30 ml de água desionizada destilada no copo. </li><li> Microondas durante 3 minutos (ou 40 - 60 segundos mais depois da fervura). Repor a água perdida durante a evaporação através da adição de 30 ml de água, o que ajuda a manter a concentração de agarose, o gel a 2%. </li><li> Agitar o conteúdo do copo durante 1 min num banho de água fria. Adicionar 1 ml de 1,2 M de MgCl2 (para fazer uma de 10 mM de MgCl 2 concentração no gel) e pré-manchar o engenho gelh 6 ul de corante SYBR Seguro (1: 20.000). </li><li> Despeje a solução de gel em uma caixa de gel seco e inserir um 1,5 mm de espessura de 12 poços pente eletroforese em gel. Deixar a solução solidificar para 15 - 30 min em uma plataforma ainda. </li><li> Pour tampão de gel de corrida (44,5 mM Tris-borato, pH 8,3, EDTA 1 mM e MgCl2 10 mM) na caixa de gel. Carga 2 - 3 mL de 1 kb escada de DNA em um poço de gel de agarose. Misturar 4 ul de corante azul de bromofenol a 6X (0,25% azul de bromofenol, Tris 5 mM, EDTA 1 mM, MgCl2 10 mM e glicerol a 30%) com 20 ul da amostra da tela molecular e carregar a solução em outro poço do em gel de agarose. </li></ol></li><li> Execute o nativo 2% de agarose durante 2 horas a 100 V num banho de água gelada (azul de bromofenol, mostrado em azul, corre mais rápido do que fios de componentes para que ele possa servir como um indicador de que se o tempo de 2 horas de corrida é o caso). </li><li> Imagem do gel utilizando um scanner de gel com um filtro adequado para o SYBR mancha segura (Figura 2B </strong&gt;). </li><li> Em uma luz azul transilluminator, extirpar a banda dominante com mobilidade similar à faixa de 1.500 pares de bases do DNA escada 1 kb usando uma lâmina de barbear limpa afiada. Coloque a peça de gel desejada (s) em uma coluna de rotação e, em seguida, triturar o gel em pedaços finos utilizando um pilão microtubo. Centrifuga-se a 438 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Medir a concentração do ADN utilizando um espectrofotómetro de ultra-violeta a 260 nm. <ol><li> Utilizar 2 ul de ADNase ultrapura / água destilada-RNase livre como o branco para calibrar a máquina. </li><li> Utilizar um volume equivalente de a amostra recolhida a partir da coluna de centrifugação para obter uma estimativa da concentração de ADN. O valor medido de concentração (&quot;um&quot; = ng / ul) obtida a uma absorção de UV de 260 nm vai ajudar a determinar o factor de diluição para a AFM e de imagem TEM. </li><li> Converter a concentração medida a partir de &quot;um&quot; (ng / mL) com &quot;b&quot; (nM) seguinte b = a x 10 6 / (330 &amp;# 215; número de nucleótidos). NOTA: O peso molecular de um nucleótido é de 330 g / mol. O valor da concentração molar calculada irá determinar o fator de diluição para a AFM e TEM de imagem. Como para o caso de um 24H × 28T rectângulo, a medição comum para a amostra purificada é de cerca de 10-60 ng / mL. À medida que o número de nucleótidos de uma tal estrutura é 14,616 Da, a concentração molar é de cerca de 2-12 nM. A concentração final é determinada pela recolha de rendimento (cerca de 20 - 50%) a partir da centrifugação e o volume da banda de gel excisada para fora (quanto maior o volume, o mais diluir a amostra purificada). </li></ol></li></ol> 3. Microscopia de Força Atômica Imagem <ol><li> Descasca mica ligado a um disco de amostra metálica usando fita adesiva para obter uma superfície plana e coloque o disco de amostra para o palco de imagem. </li><li> Adicionar 40 ul de tampão de emparelhamento 1X A seguido por 5 ul (2-5 nM) da amostra purificada do 24H × 28Tretângulo para a superfície recém-mica clivada. Deixe a mistura de se contentar com cerca de 2 min. </li><li> Instale AFM chip de cantilever nitreto de silício em um suporte cantilever. Use uma ponta triangular C (freqüência de ressonância, f 0 = 40-75 kHz; mola constante, k = 0,24 Nm -1) para a imagem latente. </li><li> Uma imagem de amostra no modo de tocar fluido. Utilize os seguintes parâmetros de imagem para digitalização: digitalização tamanho de 2 mm, 1.024 linhas de resolução e velocidade de varredura de 0,5-1 Hz (Figura 2C). </li><li> Se necessário, adicionam-se 10 ul ou mais de 10 mM de NiCl2 solução para aumentar a resistência de ligação de ADN 29-mica. </li></ol> 4. Preparação de Amostras para Streptavidin Labeling <ol><li> Criar manualmente o rectângulo 24H × 28T tal que fios de pega em locais específicos são incorporados para serem complementares às cadeias anti-pega com modificação biotina, que por sua vez são capazes de se ligar a streptavidem especificamente. <ol><li> Modificar a tela molecular, anexando um &#39;segmento de 3 17 nucleótidos, que consiste de uma sequência de duas sequências de nucleótidos (TT) como um espaçador e um identificador de 15 nucleótidos (GGAAGGGATGGAGGA) para os azulejos 14 na fila superior 14 e na parte inferior telhas linha do rectângulo (Figura 3A) para rotular o limite. Esta sequência é complementar de uma 3 &#39;biotina modificada cadeia anti-pega (TCCTCCATCCCTTCC-biotina). </li></ol></li><li> Para a rotulagem interna, anexar o segmento 3 &#39;17 nucleotídeos para 8 azulejos internos e 6 azulejos de contorno do retângulo (Figura 4A). <ol><li> Misturar os fios 28 com alças (rotulagem limite) com o resto dos fios que compõem o rectângulo 24H × 28T (334 fios) para fazer uma solução estoque 200 nM. Misturar os fios 14 com alças (rotulagem interno) com o resto dos fios que compõem o rectângulo 24H × 28T (348 fios) para se obter uma solução estoque 200 nM. </li></ol></li><li> Para borotulagem undary, adicionar 50 ul da solução estoque 200 nM dos fios, 6 uL de 100 uM de biotina os fios modificado anti-pega, 10 ul de 10X o recozimento tampão A, e 34 ul de água destilada desionizada para um 0,1-0,2 tubo de ensaio ml PCR. A concentração final da cadeia componente é de 100 nM e a concentração final do fio modificado anti-biotina pega é de 6000 Nm. Note-se que 28 moléculas do anti-lidar com biotina modificada cadeia se ligam a um 24H × 28T retângulo para a cadeia anti-lidar com biotina modificada é superior a 100% para fazer a ligação favorável. </li><li> Para a marcação interna, adicionar 50 ul da solução estoque 200 nM dos fios, 3 ul de anti-lidar com o fio interno biotina modificada a 100 uM, 10 ul de tampão de emparelhamento 10X a A, 37 ul de água destilada desionizada para um 0,1 - 0,2 ml de tubo de ensaio de PCR. A concentração final da cadeia componente é de 100 nM e a concentração final de biotina de anti-modifi punho<html> ed vertente é de 3000 nM. Note-se que 14 moléculas do anti-handle biotina modificada cadeia se ligam a um 24H × 28T retângulo para lidar com anti-cadeia modificada biotina é superior a 100% para fazer a ligação favorável. </li><li> Recozer ambas as amostras em um termociclador durante 17 horas utilizando os passos descritos em 2.3. </li><li> Preparar um 2% de gel de agarose nativa como descrito nas etapas 2.4. </li><li> Purifica-se ambas as amostras, tal como descrito nas etapas 2.5. </li><li> Medem-se as concentrações das estruturas de ADN desejadas conforme descrito nas etapas 2.6. </li></ol> 5. Microscopia de Força Atômica para a rotulagem Streptavidin <ol><li> Imagem cada amostra utilizando um AFM tal como descrito no passo 3 (Figuras 3B e 4B). </li><li> Depois da primeira ronda de imagem latente, adicionar 40 ul de tampão de emparelhamento 1X A seguido por 1 ul de estreptavidina a 10 mg / ml para a amostra. Deixe a mistura de se contentar com cerca de 2 min antes recriação de imagens (Figuras 3C e 4C). </li></ol>_title &quot;&gt; 6. conversão de um retângulo em um tubo <ol><li> A fim de projetar um tubo com base no retângulo, manter todos os componentes em SSTs lugar, exceto as linhas superior e inferior. Introduzir uma nova linha cujo SSTs são projetados concatenando os superiores e inferiores meias-telhas de suas respectivas colunas para ciclizar o retângulo original em um tubo de conformação (Figura 5A). </li><li> Misture a nova linha de fios (fios 14) com os fios que compõem o 24H × 28T rectângulo excluindo as linhas superior e inferior (336 cadeias) para se obter uma solução estoque 200 nM. </li><li> Seguir a purificação em gel de passos 2,2 - 2,7 (Figura 5B). </li></ol> 7. Microscópio Eletrônico de Transmissão de imagem <ol><li> Pesar 0,06 g de formiato de uranilo em 3 ml de água destilada para preparar uma solução de formato de mancha de uranilo aquoso a 2%. Filtra-se a solução de formato de mancha de uranilo aquoso a 2%, utilizando um filtro de 0,2 um ligado a uma seringa. <ol><li> Adicionam-se 5 ul deNaOH 5 N para 1 mL de solução de coloração foi filtrada. Resumidamente vortex a solução e centrifugar a 20000 x g. </li></ol></li><li> Fulgor descarregar as grades revestidas de carbono (lado revestido virado para cima) com as seguintes configurações: 25 mA, 45 s, 0,1 mbar e polaridade Alta Tensão negativa. </li><li> Use uma pinça de fecho automático para agarrar uma grade tratados brilho descarregador da borda. </li><li> Pipetar 3,5 mL de amostra para a grade para 4 min. Utilizar um pedaço de papel de filtro para pavio fora da amostra, levando o papel de filtro em contacto com a rede, a partir do lado. </li><li> Imediatamente adicionar 3,5 ml da solução de coloração sobre a grelha durante 1 min. </li><li> Pavio fora a mancha como em 7.4 e mantenha o papel de filtro contra a grade para 1 - 2 min. </li><li> Transfira a grade para um suporte de amostra TEM e imagem usando um JEOL JEM-1400 operado a 80 kV com ampliação variando de 10 K para 80 K (Figura 5C). </li></ol> 8. A construção de formas arbitrárias usando a Molecular Canvas <ol><li> Identificar uma forma e seleccionar os fios que correspondem à forma sobre a tela molecular. Para uma forma de triângulo por exemplo, selecionar 206 362 fios para fora da tela molecular. </li><li> Substituir o domínio expostos (isto é, ao longo da hipotenusa do triângulo) com um segmento de poli-T 10-11 nucleótidos de comprimento (desenho 1 na Figura 6A), ou adicionar um protector de arestas que é complementar ao domínio exposta e terminá-la com um 10-11 nucleótidos de comprimento do segmento de poli-T (desenho 2 na Figura 6A) para evitar a agregação. NOTA: Simplesmente recozimento das TSM que correspondem aos pixels do triângulo (sem usar fios protector) vai levar a agregação e nenhuma formação de banda do produto distinto num gel. Use o projeto protetor de borda de várias formas, pois é mais eficiente dos recursos; ele requer apenas quatro conjuntos de fios adicionais (Figura 6c), em comparação com 14 conjuntos adicionais na concepção de substituição (Figure 6B). </li><li> Criar uma biblioteca de cadeia para a tela molecular 310-pixel que inclui o núcleo set (a tela 362 SST), grupo 1 (* protetores de borda que se ligam a um domínio de um SST), jogo 2 * (protetores de borda que se ligam ao domínio 2 de um SST), 3 Set * (protetores de borda que se ligam ao domínio 3 de um SST) e conjunto de 4 * (protetores de borda que se ligam ao domínio 4 de SST) para dar um total de 1.344 protetores de borda. </li><li> Centrifugar as placas de 96 poços para os diferentes conjuntos de cerca de 10 s. Pipetar para fora os fios desejados a partir das placas, a fim de produzir uma solução stock de uma certa forma. <ol><li> Para a forma de um triângulo com protetores de borda, pipeta 1 ml de 206 fios do conjunto de núcleo, 0 conjunto de 1 *, 0 conjunto de 2 *, 0 conjunto de 3 * e 24 cordões de conjunto de 4 * em um 2 ml de centrífuga tubo. Adicionar 20 ul de água desionizada destilada ao tubo para fazer uma solução estoque 400 nM das cadeias de ADN. </li></ol></li><li> Adicionar 50 ul da solução estoque 400 nM de ADN stra<html> nds, 10 ul de tampão de emparelhamento 10X a B (mM de Tris, pH 7,9, 10 mM de EDTA, 125 mM de MgCl 2 50) solução de estoque e 40 ul destilada H2O desionizada para um tubo de PCR de 0,2 ml. Isto faz com que uma amostra de 100 ul do triângulo em 1X tampão de emparelhamento B (5 mM de Tris, pH 7,9, EDTA 1 mM, MgCl2 12,5 mM) com fios a uma concentração de cerca de 200 nM por cordão. </li><li> Recozer a mistura em um termociclador durante 17 horas como descrito no passo 2.3. </li><li> Preparar um 2% de gel de agarose nativo tal como descrito no passo 2.4. </li><li> Purifica-se a amostra, tal como descrito na etapa 2.5. </li><li> Medir a concentração de ADN como descrito no passo 2.6. </li><li> Imagem da amostra sob AFM tal como descrito no passo 3 (Figura 7C e 7D). </li><li> Escolher e misturar fios para diferentes formas usando a mesma biblioteca vertente. Emparelhar as diferentes soluções e combinar amostras purificadas de diferentes formas para economizar tempo durante AFM imagem. </li></ol>jove_title &quot;&gt; 9 Opcional:. Robot Automation da forma do projeto e Líquido Misturar <ol><li> Use um programa MATLAB personalizado para auxiliar no projeto de formas complexas. </li><li> Usar o software para entregar instruções sob a forma de uma sequência de pipetagem a um manipulador de robô líquido. Use o manipulador de líquidos robô para selecionar e misturar os fios que constituem a forma de destino. NOTA: Projeto Forma e vertente mistura foi automatizado para reduzir o erro humano e fazer a construção menos trabalho intensivo. </li></ol> 10. retângulos e tubos em diferentes escalas <ol><li> Construir diferentes rectângulos de tamanho (Figura 10), simplesmente alterando o número de hélices paralelas (H) e o número de voltas helicoidais (T). </li><li> Siga o passo 3 para um retângulo de tamanho específico. </li><li> Siga o passo 6 para um tubo de tamanho específico. </li></ol>

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Nature. 461 (7260), 74-77 (2009).</li><li>Han, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+origami+with+complex+curvatures+in+three-dimensional+space.">DNA origami with complex curvatures in three-dimensional space.</a> Science. 332 (6024), 342-346 (2011).</li><li>Liu, W., Zhong, H., Wang, R., Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystalline+two-dimensional+DNA+origami+arrays.">Crystalline two-dimensional DNA origami arrays.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 50 (1), 264-267 (2011).</li><li>Zhao, Z., Liu, Y., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organizing+DNA+origami+tiles+into+larger+structures+using+preformed+scaffold+frames.">Organizing DNA origami tiles into larger structures using preformed scaffold frames.</a> Nano Lett. 11 (7), 2997-3002 (2011).</li><li>Woo, S., Rothemund, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmable+molecular+recognition+based+on+the+geometry+of+DNA+nanostructures.">Programmable molecular recognition based on the geometry of DNA nanostructures.</a> Nat. Chem. 3 (8), 620-627 (2011).</li><li>Delebecque, C. J., Lindner, A. B., Silver, P. A., Aldaye, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+intracellular+reactions+with+rationally+designed+RNA+assemblies.">Organization of intracellular reactions with rationally designed RNA assemblies.</a> Science. 333 (6041), 470-474 (2011).</li><li>Lin, C., Liu, Y., Rinker, S., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+tile+based+self-assembly:+building+complex+nanoarchitectures.">DNA tile based self-assembly: building complex nanoarchitectures.</a> ChemPhysChem. 7 (8), 1641-1647 (2006).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanomaterials+based+on+DNA.">Nanomaterials based on DNA.</a> Annu. Rev. Biochem. 79 (1), 65-87 (2010).</li><li>Voigt, N. V., Nangreave, J., Yan, H., Gothelf, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+origami:+a+quantum+leap+for+self-assembly+of+complex+structures.">DNA origami: a quantum leap for self-assembly of complex structures.</a> Chem. Soc. Rev. 40 (12), 5636-5646 (2011).</li><li>Wei, B., Dai, M., Yin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complex+Shapes+self-assembled+from+single+stranded+DNA+tiles.">Complex Shapes self-assembled from single stranded DNA tiles.</a> Nature. 485 (7400), 623-626 (2012).</li><li>Wei, B., Wang, Z., Mi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uniquimer:+software+of+de+novo+DNA+sequence+generation+for+DNA+self-assembly:+an+introduction+and+the+related+applications+in+DNA+self-assembly.">Uniquimer: software of de novo DNA sequence generation for DNA self-assembly: an introduction and the related applications in DNA self-assembly.</a> J. Comput. Theor. Nanosci. 4 (1), 133-141 (2007).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=De+novo+design+of+sequences+for+nucleic+acid+structural+engineering.">De novo design of sequences for nucleic acid structural engineering.</a> J. Biomol. Struct. Dyn. 8 (3), 573-581 (1990).</li><li>Hansma, H. G., Laney, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+binding+to+mica+correlates+with+cationic+radius:+assay+by+atomic+force+microscopy.">DNA binding to mica correlates with cationic radius: assay by atomic force microscopy.</a> Biophys. J. 70 (4), 1933-1939 (1996).</li><li>Seelig, G., Soloveichik, D., Zhang, D. Y., Winfree, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzyme-free+nucleic+acid+logic+circuits.">Enzyme-free nucleic acid logic circuits.</a> Science. 314 (5805), 1585-1588 (2006).</li><li>Yin, P., Choi, H. M. T., Calvert, C. R., Pierce, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programming+biomolecular+self-assembly+pathways.">Programming biomolecular self-assembly pathways.</a> Nature. 451 (7176), 318-322 (2008).</li></ol>

The authors declare competing financial interests.

No passo de formação da estrutura, é importante manter uma concentração de catiões de magnésio apropriado (por exemplo., 15 mM) na mistura cadeia de ADN para nanoestruturas de DNA auto-montar. Do mesmo modo, no passo de caracterização em gel de agarose / purificação, é importante manter uma concentração de catiões de magnésio apropriado (por exemplo., 10 mM) em gel e o tampão de gel de corrida para reter as nanoestruturas de ADN durante a electroforese. Para a estrutura 24H × 28T rect...

Anterior ácido nucleico de auto-montagem 1-25 trabalho levou à bem sucedida da construção de uma variedade de estruturas complexas, incluindo ADN 2 - 5,8,10 - 13,17,23 ou RNA 7,22 3,4,7 periódica, 22 e algorítmica 5 bidimensionais treliças, fitas 10,12 e tubos de 4,12,13, cristais 3D 17, poliedros 11 e finitos, 2D formas 7,8. Um método particularmente eficaz é o scaffold origami de DNA, em que uma cadeia simples de andaime é dobrado por muitos fios auxiliares curtas descontínuas, para formar uma forma complexa 9,14 - 16,18 - 21,25. Recentemente, relatou um método para a construção de nanoestruturas discretos com formas 2D prescritas utilizando azulejos de cadeia simples (SST), e demonstraram as estruturas com complexidade comparável à origami de ADN 26. Este article é uma adaptação do nosso trabalho anterior 26 e descreve os protocolos detalhados para organizar SSTs individualmente endereçáveis ​​em formas 2D finitos sofisticados, com dimensões precisamente prescritos (larguras e comprimentos) e morfologias. Uma das principais vantagens do método de SST é a sua modularidade. Cada componente SST de uma estrutura serve como uma unidade de construção modular na assembléia, e diferentes subconjuntos destes SSTs produzir formas distintas. Assim, estabelecemos uma plataforma geral para construir nanoestruturas com tamanhos e formas prescritas, de filamentos de DNA sintéticas curtas. TSMs conter quatro domínios, cada um de 10 ou 11 nucleótidos de comprimento (Figura 1A). As SSTs vincular tal que as suas hélices paralelas criar uma estrutura de DNA realizada em conjunto por ligações de crossover. Cada passagem é o fosfato entre os domínios 2 e 3. O fosfato é esticado artificialmente nos diagramas para claridade visual. Os crossovers são espaçados duas voltas helicoidais (21 bases) de distância (&lt;forte&gt; Figura 1B). Os retângulos compostos são referidos por suas dimensões do número de hélices e voltas helicoidais. Por exemplo, um rectângulo que é de seis hélices de largura e oito helicoidal gira tempo é referida como um 6H × T8 rectângulo. SSTs pode ser deixado de fora, adicionado, ou de outra forma reorganizados para criar estruturas de formas e tamanhos (Figura 1C) arbitrárias. Por exemplo, um formato rectangular pode ser enrolada em forma de tubo com um comprimento desejado e um raio (Figura 1D). Alternativamente, a estrutura rectangular SST pode ser visto como uma tela molecular constituído por SST pixels, cada um de 3 nm de 7 nm. Neste estudo, utilizamos uma lona molecular de 310 full-length SSTs internos, 24 SSTs-metragens que compõem os limites esquerdo e direito, e 28 SSTs metade do comprimento, formando os limites superior e inferior. A tela tem 24 hélices duplas ligações por cruzamentos e cada hélice contém 28 voltas helicoidais (294 bases) e, por conseguinte, é designado porum 24H × 28T lona retangular. O 24H × tela 28T tem um peso molecular semelhante ao de uma estrutura origami de DNA criado a partir de um fago M13 andaime.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="919">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:183px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:401px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">DNA Strands&#160;</td>
			<td style="width:183px;">Integrated DNA Technology</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 3.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">SYBR Safe DNA gel stain</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">S33102</td>
			<td>Section 3.4.2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Freeze&#39;N Squeeze DNA Gel Extraction Spin Columns</td>
			<td style="width:183px;">BIO-RAD</td>
			<td style="width:119px;">731-6166</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Bruker&#39;s Sharp Nitride Lever Probes</td>
			<td style="width:183px;">Bruker AFM Probes</td>
			<td style="width:119px;">SNL10</td>
			<td>Section 4.3</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Safe Imager 2.0 Blue Light Transilluminator</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">G6600</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Centrifuge 5430R</td>
			<td style="width:183px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:119px;">5428 000.414</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Transmission Electron Microscope&#160;</td>
			<td style="width:183px;">Jeol</td>
			<td style="width:119px;">Jem 1400</td>
			<td>Section 7.4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Multimode 8</td>
			<td style="width:183px;">Veeco</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 4</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Typhoon FLA 9000 Laser Scanner</td>
			<td style="width:183px;">GE Heathcare Life Sciences</td>
			<td style="width:119px;">28-9558-08</td>
			<td>Section 3.5</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ultrapure Distilled water</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">10977-023</td>
			<td>Section 3.7.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mica disk</td>
			<td style="width:183px;">SPI Supplies</td>
			<td style="width:119px;">12001-26-2</td>
			<td>Section 4.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Steel mounting disk</td>
			<td style="width:183px;">Ted Pella, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">16218</td>
			<td>Section 4.1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">carbon coated copper grid for TEM</td>
			<td style="width:183px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:119px;">FCF400-Cu</td>
			<td>Section 7.2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">tweezers</td>
			<td style="width:183px;">Dumont</td>
			<td>0203-N5AC-PO</td>
			<td>Section 7.31</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">glow discharge system</td>
			<td style="width:183px;">Quorum Technologies</td>
			<td style="width:119px;">K100X</td>
			<td>Section 7.2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler</td>
			<td style="width:183px;">BIO-RAD</td>
			<td>PTC&#8211;0240G</td>
			<td>Section 3.3</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Owl Easycast B2 Mini Gel Electrophoresis Systems</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td>B2</td>
			<td>Section 3.4.3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Seekam LE Agarose 500G</td>
			<td style="width:183px;">Lonza</td>
			<td style="width:119px;">50004</td>
			<td>Section 3.4.1</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">GeneRuler 1kb Plus DNA Ladder, Ready-To-Use 75-20000bp</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td style="width:119px;">SM1333</td>
			<td>Section 3.4.4</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Nanodrop 2000c UV-vis Spectrophotometer</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 3.7</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">0.2 um filter</td>
			<td style="width:183px;">Corning Inc.</td>
			<td style="width:119px;">431219</td>
			<td>Section 7.1.2</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

self-assembly of complex two-dimensional shapes from single-stranded dna tiles

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this article, we describe detailed protocols on how to fabricate sophisticated 2D shapes through the self-assembly of uniquely addressable single-stranded DNA tiles which act as molecular pixels on a molecular canvas. Each single-stranded tile (SST) is a 42-nucleotide DNA strand composed of four concatenated modular domains which bind to four neighbors during self-assembly. The molecular canvas is a rectangle structure self-assembled from SSTs. A prescribed complex 2D shape is formed by selecting the constituent molecular pixels (SSTs) from a 310-pixel molecular canvas and then subjecting the corresponding strands to one-pot annealing. Due to the modular nature of the SST approach we demonstrate the scalability, versatility and robustness of this method. Compared with alternative methods, the SST method enables a wider selection of information polymers and sequences through the use of de novo designed and synthesized short DNA strands.

A auto-montagem de SST (Figura 1) vai produzir uma 24H × 28T rectângulo, conforme ilustrado na Figura 2. As sequências de ADN para as diferentes SST pode ser modificada / optimizado para permitir rotulagem estreptavidina (Figura 3 e 4), a transformação de um retângulo para dentro de um tubo (Figura 5), a auto-montagem de SST programável para formar tubos e rectângulos de diversos tamanhos (Figura 10), e a constr...

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Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

A auto-montagem de formas bidimensionais complexos de ADN de cadeia simples Azulejos

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this ...

self-assembly-complex-two-dimensional-shapes-from-single-stranded-dna

Research

JoVE Journal

Chemistry

11.5K visualizações.  Tsinghua University. DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

Vídeo: Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

Origami Inspired Self-assembly of Patterned and Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two dimensional (2D) structures. These technologies are mature, offer high precision and many of them can be implemented in a high-throughput manner. We leverage the advantages of planar lithography and combine them with self-folding methods1-20 wherein physical forces derived from surface tension or residual stress, are used to curve or fold planar structures into three dimensional (3D) structures. In doing so, we make it possible to mass produce precisely patterned static and reconfigurable particles that are challenging to synthesize.
In this paper, we detail visualized experimental protocols to create patterned particles, notably, (a) permanently bonded, hollow, polyhedra that self-assemble and self-seal due to the minimization of surface energy of liquefied hinges21-23 and (b) grippers that self-fold due to residual stress powered hinges24,25. The specific protocol described can be used to create particles with overall sizes ranging from the micrometer to the centimeter length scales. Further, arbitrary patterns can be defined on the surfaces of the particles of importance in colloidal science, electronics, optics and medicine. More generally, the concept of self-assembling mechanically rigid particles with self-sealing hinges is applicable, with some process modifications, to the creation of particles at even smaller, 100 nm length scales22, 26 and with a range of materials including metals21, semiconductors9 and polymers27. With respect to residual stress powered actuation of reconfigurable grasping devices, our specific protocol utilizes chromium hinges of relevance to devices with sizes ranging from 100 &mu;m to 2.5 mm. However, more generally, the concept of such tether-free residual stress powered actuation can be used with alternate high-stress materials such as heteroepitaxially deposited semiconductor films5,7 to possibly create even smaller nanoscale grasping devices.

We describe experimental details of the synthesis of patterned and reconfigurable particles from two dimensional (2D) precursors. This methodology can be used to create particles in a variety of shapes including polyhedra and grasping devices at length scales ranging from the micro to centimeter scale.

Origami Inspirado Auto-montagem de Partículas estampados e Reconfigurável

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two ...

Química

Formation of Ordered Biomolecular Structures by the Self-assembly of Short Peptides

In nature, complex functional structures are formed by the self-assembly of biomolecules under mild conditions. Understanding the forces that control self-assembly and mimicking this process in vitro will bring about major advances in the areas of materials science and nanotechnology. Among the available biological building blocks, peptides have several advantages as they present substantial diversity, their synthesis in large scale is straightforward, and they can easily be modified with biological and chemical entities1,2. Several classes of designed peptides such as cyclic peptides, amphiphile peptides and peptide-conjugates self-assemble into ordered structures in solution. Homoaromatic dipeptides, are a class of short self-assembled peptides that contain all the molecular information needed to form ordered structures such as nanotubes, spheres and fibrils3-8. A large variety of these peptides is commercially available.
This paper presents a procedure that leads to the formation of ordered structures by the self-assembly of homoaromatic peptides. The protocol requires only commercial reagents and basic laboratory equipment. In addition, the paper describes some of the methods available for the characterization of peptide-based assemblies. These methods include electron and atomic force microscopy and Fourier-Transform Infrared Spectroscopy (FT-IR). Moreover, the manuscript demonstrates the blending of peptides (coassembly) and the formation of a &#34;beads on a string&#34;-like structure by this process.9 The protocols presented here can be adapted to other classes of peptides or biological building blocks and can potentially lead to the discovery of new peptide-based structures and to better control of their assembly.

This paper describes the formation of highly ordered peptide-based structures by the spontaneous process of self-assembly. The method utilizes commercially available peptides and common lab equipment. This technique can be applied to a large variety of peptides and may lead to the discovery of new peptide-based assemblies.

A formação de estruturas biomoleculares ordenada pelo auto-montagem de pequenos peptídeos

In nature, complex functional structures are formed by the self-assembly of biomolecules under mild conditions. Understanding the forces that control ...

Folding and Characterization of a Bio-responsive Robot from DNA Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both stimuli and cargo can be tailored according to specific needs. Here we describe the DNA nanorobot fabrication protocol, with the use of the DNA origami technique. The procedure initiates by mixing short single-strand DNA staples into a stock mixture which is then added to a long, circular, single-strand DNA scaffold in presence of a folding buffer. A standard thermo cycler is programmed to gradually lower the mixing reaction temperature to facilitate the staples-to-scaffold annealing, which is the guiding force behind the folding of the nanorobot. Once the 60 hr folding reaction is complete, excess staples are discarded using a centrifugal filter, followed by visualization via agarose-gel electrophoresis (AGE). Finally, successful fabrication of the nanorobot is verified by transmission electron microscopy (TEM), with the use of uranyl-formate as negative stain.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here we describe a protocol for the folding of a bio-responsive robot from DNA origami, its purification and negative staining for transmission electron microscopic imaging (TEM).

Dobragem e Caracterização de um robô Bio-responsivo a partir de ADN de Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both ...

Synthesis of a Water-soluble Metal&#8211;Organic Complex Array

We demonstrate a method for the synthesis of a water-soluble multimetallic peptidic array containing a predetermined sequence of metal centers such as Ru(II), Pt(II), and Rh(III). The compound, named as a water-soluble metal-organic complex array (WSMOCA), is obtained through 1) the conventional solution-chemistry-based preparation of the corresponding metal complex monomers having a 9-fluorenylmethyloxycarbonyl (Fmoc)-protected amino acid moiety and 2) their sequential coupling together with other water-soluble organic building units on the surface-functionalized polymeric resin by following the procedures originally developed for the solid-phase synthesis of polypeptides, with proper modifications. Traces of reactions determined by mass spectrometric analysis at the representative coupling steps in stage 2 confirm the selective construction of a predetermined sequence of metal centers along with the peptide backbone. The WSMOCA cleaved from the resin at the end of stage 2 has a certain level of solubility in aqueous media dependent on the pH value and/or salt content, which is useful for the purification of the compound.

Synthesis of a Water-soluble Metal&amp;#8211;Organic Complex Array

A potential general method for the synthesis of water-soluble multimetallic peptidic arrays containing a predetermined sequence of metal centers is presented.

Síntese de uma matriz de complexo de metal-orgânicos solúveis em água

We demonstrate a method for the synthesis of a water-soluble multimetallic peptidic array containing a predetermined sequence of metal centers such as ...

Grafting Multiwalled Carbon Nanotubes with Polystyrene to Enable Self-Assembly and Anisotropic Patchiness

We demonstrate a straightforward protocol to graft pristine multiwalled carbon nanotubes (MWCNTs) with polystyrene (PS) chains at the sidewalls through a free-radical polymerization strategy to enable the modulation of the nanotube surface properties and produce supramolecular self-assembly of the nanostructures. First, a selective hydroxylation of the pristine nanotubes through a biphasic catalytically mediated oxidation reaction creates superficially distributed reactive sites at the sidewalls. The latter reactive sites are subsequently modified with methacrylic moieties using a silylated methacrylic precursor to create polymerizable sites. Those polymerizable groups can address further polymerization of styrene to produce a hybrid nanomaterial containing PS chains grafted to the nanotube sidewalls. The polymer-graft content, amount of silylated methacrylic moieties introduced and hydroxylation modification of the nanotubes are identified and quantified by Thermogravimetric Analysis (TGA). The presence of reactive functional groups hydroxyl and silylated methacrylate are confirmed by Fourier Transform Infrared Spectroscopy (FT-IR). Polystyrene-grafted carbon nanotube solutions in tetrahydrofuran (THF) provide wall-to-wall collinearly self-assembled nanotubes when cast samples are analyzed by transmission electron microscopy (TEM). Those self-assemblies are not obtained when suitable blanks are similarly cast from analogous solutions containing non-grafted counterparts. Therefore, this method enables the modification of the nanotube anisotropic patchiness at the sidewalls which results into spontaneous auto-organization at the nanoscale.

A procedure for the synthesis of polystyrene-grafted multiwalled carbon nanotubes using successive chemical modification steps to selectively introduce the polymer chains to the sidewalls and their self-assembly via anisotropic patchiness is presented.

Enxertia de nanotubos de carbono de Multiwalled com poliestireno para habilitar auto-montagem e anisotrópica Patchiness

We demonstrate a straightforward protocol to graft pristine multiwalled carbon nanotubes (MWCNTs) with polystyrene (PS) chains at the sidewalls through a ...

Liquid-cell Transmission Electron Microscopy for Tracking Self-assembly of Nanoparticles

Drying a nanoparticle dispersion is a versatile way to create self-assembled structures of nanoparticles, but the mechanism of this process is not fully understood. We have traced the trajectories of individual nanoparticles using liquid-cell transmission electron microscopy (TEM) to investigate the mechanism of the assembly process. Herein, we present the protocols used for liquid-cell TEM studies of the self-assembly mechanism. First, we introduce the detailed synthetic protocols used to produce uniformly sized platinum and lead selenide nanoparticles. Next, we present the microfabrication processes used to produce liquid cells with silicon nitride or silicon windows and then describe the loading and imaging procedures of the liquid-cell TEM technique. Several notes are included to provide helpful tips for the entire process, including how to manage the fragile cell windows. The individual motions of nanoparticles tracked by liquid-cell TEM revealed that changes in the solvent boundaries caused by evaporation affected the self-assembly process of nanoparticles. The solvent boundaries drove nanoparticles to primarily form amorphous aggregates, followed by flattening of the aggregates to produce a 2-dimensional (2D) self-assembled structure. These behaviors are also observed for different nanoparticle types and different liquid-cell compositions.

Here we introduce experimental protocols for the real-time observation of a self-assembly process using liquid-cell transmission electron microscopy.

Microscopia eletrônica de transmissão de líquido-celular para rastreamento auto-montagem de nanopartículas

Drying a nanoparticle dispersion is a versatile way to create self-assembled structures of nanoparticles, but the mechanism of this process is not fully ...

Fabrication of Spherical and Worm-shaped Micellar Nanocrystals by Combining Electrospray, Self-assembly, and Solvent-based Structure Control

Micellar nanocrystals (micelles with encapsulated nanocrystals) have become an emerging major class of nanobiomaterials. We describe a method of fabricating micellar nanocrystals based on combining top-down electrospray, bottom-up self-assembly, and solvent-based structure control. This method involves first using electrospray to generate uniform ultrafine liquid droplets, each of which functions as a micro-reactor in which self-assembly reaction occurs forming micellar nanocrystals, with the structures (micelle shape and nanocrystal encapsulation) controlled by the organic solvent used. This method is largely continuous and produces high quality micellar nanocrystal products with an inexpensive structure control approach. By using a water-miscible organic solvent tetrahydrofuran (THF), worm-shaped micellar nanocrystals can be produced due to solvent-induced/facilitated micelle fusion. Compared with the common spherical micellar nanocrystals, worm-shaped micellar nanocrystals can offer minimized non-specific cellular uptake, thus enhancing biological targeting. By co-encapsulating multiple nanocrystals into each micelle, multifunctional or synergistic effects can be achieved. Current limitations of this fabrication method, which will be part of the future work, primarily include imperfect encapsulation in the micellar nanocrystal product and the incompletely continuous nature of the process.

The present work describes a method to fabricate micellar nanocrystals, an emerging major class of nanobiomaterials. This method combines top-down electrospray, bottom-up self-assembly, and solvent-based structure control. The fabrication method is largely continuous, can produce high quality products, and possesses an inexpensive means of structure control.

Fabricação de nanocristais micélica esférico e em forma de verme, combinando Electrospray, auto-montagem e controle de estrutura de base solvente

Micellar nanocrystals (micelles with encapsulated nanocrystals) have become an emerging major class of nanobiomaterials. We describe a method of ...

Negative Additive Manufacturing of Complex Shaped Boron Carbides

Boron carbide (B4C) is one of the hardest materials in existence. However, this attractive property also limits its machineability into complex shapes for high wear, high hardness, and lightweight material applications such as armors. To overcome this challenge, negative additive manufacturing (AM) is employed to produce complex geometries of boron carbides at various length scales. Negative AM first involves gelcasting a suspension into a 3D-printed plastic mold. The mold is then dissolved away, leaving behind a green body as a negative copy. Resorcinol-formaldehyde (RF) is used as a novel gelling agent because unlike traditional hydrogels, there is little to no shrinkage, which allows for extremely complex molds to be used. Furthermore, this gelling agent can be pyrolyzed to leave behind ~50 wt% carbon, which is a highly effective sintering aid for B4C. Due to this highly homogenous distribution of in situ carbon within the B4C matrix, less than 2% porosity can be achieved after sintering. This protocol highlights in detail the methodology for creating near fully dense boron carbide parts with highly complex geometries.

A method called negative additive manufacturing is used to produce near fully dense complex shaped boron carbide parts of various length scales. This technique is possible via the formulation of a novel suspension involving resorcinol-formaldehyde as a unique gelling agent that leaves behind a homogenous carbon sintering aid after pyrolysis.

Fabricação aditiva negativa do complexo em forma de carbonetos de boro

Boron carbide (B4C) is one of the hardest materials in existence. However, this attractive property also limits its machineability into complex shapes for ...

Exfoliation and Analysis of Large-area, Air-Sensitive Two-Dimensional Materials

We describe methods for producing and analyzing large, thin flakes of air-sensitive two-dimensional materials. Thin flakes of layered or van der Waals crystals are produced using mechanical exfoliation, in which layers are peeled off a bulk crystal using adhesive tape. This method produces high-quality flakes, but they are often small and can be hard to find, particularly for materials with relatively high cleavage energies such as black phosphorus. By heating the substrate and the tape, two-dimensional material adhesion to the substrate is promoted, and the flake yield can be increased by up to a factor of ten. After exfoliation, it is necessary to image or otherwise analyze these flakes but some two-dimensional materials are sensitive to oxygen or water and will degrade when exposed air. We have designed and tested a hermetic transfer cell to temporarily maintain the inert environment of a glovebox so that air-sensitive flakes can be imaged and analyzed with minimal degradation. The compact design of the transfer cell is such that optical analysis of sensitive materials can be performed outside of a glovebox without specialized equipment or modifications to existing equipment.

A method for exfoliating large thin flakes of air sensitive two-dimensional materials and safely transporting them for analysis outside of a glovebox is presented.

Esfoliação e análise da grande-área, bidimensionais materiais sensíveis ao ar

We describe methods for producing and analyzing large, thin flakes of air-sensitive two-dimensional materials. Thin flakes of layered or van der Waals ...

Stable DNA Motifs, 1D and 2D Nanostructures Constructed from Small Circular DNA Molecules

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D DNA nanostructures. Over decades, the rapid development of DNA nanotechnology is attributed to the use of linear DNAs as the source materials. For example, the DAO (double crossover, antiparallel, odd half-turns) tile is well-known as a building block for construction of 2D DNA lattices; the core structure of DAO is made from two linear single-stranded (ss) oligonucleotides, like two ropes making a right hand granny&#160;knot. Herein, a new type of DNA tiles called cDAO (coupled DAO) are built using a small circular ss-DNA of c64nt or c84nt (circular 64 or 84 nucleotides) as the scaffold strand and several linear ss-DNAs as the staple strands. Perfect 1D and 2D nanostructures are assembled from cDAO tiles: infinite nanowires, nanospirals, nanotubes, nanoribbons; and finite nano-rectangles. Detailed protocols are described: 1) preparation by T4 ligase and purification by denaturing PAGE (polyacrylamide gel electrophoresis) of small circular oligonucleotides, 2) annealing of stable circular tiles, followed by native PAGE analysis, 3) assembling of infinite 1D nanowires, nanorings, nanospirals, infinite 2D lattices of nanotubes and nanoribbons, and finite 2D nano-rectangles, followed by AFM (Atomic Force Microscopy) imaging. The method is simple, robust, and affordable for most labs.

This article presents a detailed protocol for T4 ligation and denaturing PAGE purification of small circular DNA molecules, annealing and native PAGE analysis of circular tiles, assembling and AFM imaging of 1D and 2D DNA nanostructures, as well as agarose gel electrophoresis and centrifugation purification of finite DNA nanostructures.

Motivos de DNA estável, 1D e 2D nanoestruturas construídas a partir de moléculas de DNA Circular pequeno

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D ...