Este trabajo fue financiado por la Oficina del Premio Programa Investigador Naval de Investigación Joven N000141110914 de la Oficina de Investigación Naval de Grant N000141010827, NSF CARRERA Premio CCF1054898, Nueva Innovator Award 1DP2OD007292 del Director NIH y un Instituto Wyss de inspiración biológica Ingeniería Fondo inicio Facultad (PY) y Centro de Ciencias de la Vida Fondo de inicio (para PC) Tsinghua-Pekín.

1. Secuencia de ADN Diseño <ol><li> Utilice el software UNIQUIMER 27 de diseñar una estructura SST-finito, especificando el número de hélices dobles, longitudes de hélice superior e inferior para cada doble hélice, y el patrón cruzado para crear un lienzo 24H × 28T. Después de definir estos parámetros, la arquitectura general (capítulo composición y el arreglo complementariedad) se ilustra gráficamente en el programa. </li><li> Generar secuencias para las hebras de la estructura especificada para satisfacer la disposición de la complementariedad y los requisitos adicionales (si los hay). Diseño de secuencias de ADN, reduciendo al mínimo la simetría secuencia de 28 (para la mayoría de las estructuras). <ol><li> Generar nucleótidos (A, C, G y T) al azar, uno por uno. </li><li> Nucleótidos partido complementarias a las generadas siguiendo la regla de apareamiento de bases: de A a T y viceversa; C y G, y viceversa. </li><li> No utilice segmentos que se repiten más de ocho o nueve nucleótidos. Cuando tal representantecomer segmentos surgen durante el diseño, mutar los nucleótidos más recientemente generados hasta el requisito de repetir segmentos está satisfecho. </li><li> No utilice cuatro bases consecutivas A, C, G o T. </li><li> Utilice nucleótidos pre-especificados en los puntos de enlace de cadena sencilla (por ejemplo, T y G como el vigésimo primer y vigésimo segundo nucleótidos, respectivamente, para la mayoría de las cadenas) para evitar deslizamiento bases alrededor de los puntos de enlace (por ejemplo, si ambos XXI y vigésimo segundo nucleótidos fueron T, fue posible para el vigésimo primer nucleótido se una al de nucleótidos que el vigésimo segundo nucleótido se supone que se unen a). </li></ol></li><li> Modificar secuencias de ADN manualmente para el etiquetado de estreptavidina, la transformación de los rectángulos en tubos, la formación de diferentes rectángulos y tubos a través de diferentes escalas, y para evitar la agregación causada por los dominios expuestos en SST. <ol><li> Reemplace los dominios expuestos en el límite del lienzo molecular con poli-T tracts. </li><li> Para el etiquetado de estreptavidina, el diseño de los segmentos de la manija (el segmento adicional añadido a la cadena componente que puede unirse a un homólogo complementario tal como una hebra anti-mango) tales que puedan acomodar una hebra anti-mango con 3 &#39;modificación biotina. </li><li> Para la conversión de un rectángulo en un tubo, quite las filas superior e inferior del rectángulo y insertar una nueva fila cuya TSM tienen complementariedad específica a las baldosas correspondientes en la segunda fila superior de la segunda a la fila inferior. </li><li> Para un dominio de una sola hebra expuesta de diferentes formas, reemplace con segmentos de poli-T de 10 a 11 nucleótidos de longitud, o cubrir por protectores de bordes que son complementarias al dominio expuesto y terminan con unos 10-11 nucleótidos largos segmentos de poli-T. </li></ol></li></ol> 2. Preparación de las Lienzo Molecular <ol><li> Obtener hebras de componentes de ADN de secuencias especificados disueltos en agua libre de RNasa de una oligonucleotide fabricante en V de fondo placas de 96 pocillos con oligonucleótidos sintetizados en una escala de 10 nmol con desalado estándar. Centrifugar las placas de 96 pocillos con las hebras de ADN de aproximadamente 10 s a 600 x g. <ol><li> Pipetear 1 l de cada uno de los 362 pozos con hebras de ADN para la 24H × 28T rectángulo (Figura 3A) a 100 mM por filamento (especificación del fabricante) en un tubo de ensayo 2 ml. Añadir 138 l de H destilada desionizada 2 O al tubo de 2 ml de prueba para hacer una disolución madre de la mezcla de hebra a una concentración de 200 nM por filamento. </li></ol></li><li> Añadir 50 l de la solución 200 nM de stock de mezcla hebra, 10 l de tampón 10X de recocido A (50 mM Tris, pH 7,9, EDTA 10 mM, 250 mM de MgCl 2), y 40 l de H destilada desionizada 2 O a un 0,2 tubo ml PCR. Esto hace que una muestra de 100 l de la lona molecular en tampón de hibridación 1X A (5 mM Tris, pH 7,9, EDTA 1 mM, 25 mM de MgCl 2). </li><li> Recocer el sample durante 17 horas en un termociclador de enfriamiento de 90 ° C a 25 ° C. Programa el termociclador de la siguiente manera: la rampa hacia abajo desde 90 ° C a 61 ° C a una velocidad constante de 5 min por ° C; la rampa hacia abajo desde 60 ° C a 25 ° C a una velocidad constante de 20 min por ° C; y se incuba a 4 ° C hasta que la muestra se puede sacar del ciclador térmico. </li><li> Preparar un 2% gel de agarosa nativo. <ol><li> Mida 2,4 g de agarosa en un vaso de precipitados de 600 ml. Añadir 120 ml de tampón TBE 0,5X (44,5 mM Tris-Borato, pH 8,3, EDTA 1 mM) y 30 ml de agua desionizada destilada al vaso de precipitados. </li><li> Microondas durante 3 minutos (o 40 - 60 seg más después de la ebullición). Reponer el agua perdida durante la evaporación mediante la adición de 30 ml de agua, lo que ayuda a mantener la concentración de agarosa en el gel a 2%. </li><li> Agitar el contenido del vaso de precipitados durante 1 min en un baño de agua fría. Añadir 1 ml de 1,2 M de MgCl2 (para hacer una concentración 2 mM MgCl 10 en el gel) y pre-manchan el ingenio de gelh 6 l de tinte SYBR Seguro (1: 20.000). </li><li> Vierta la solución de gel en una caja de gel seco e inserte un 1,5 mm de espesor 12 y peine de electroforesis en gel. Dejar solidificar el gel de 15 a 30 minutos sobre una plataforma aún. </li><li> Verter tampón de gel de rodadura (44,5 mM Tris-Borato, pH 8,3, EDTA 1 mM, y 10 mM de MgCl 2) en el cuadro de gel. Cargar 2-3 l de escalera de ADN de 1 kb en un pozo del gel de agarosa. Mezclar 4 l de 6X colorante azul de bromofenol (0,25% azul de bromofenol, 5 mM Tris, EDTA 1 mM, 10 mM de MgCl 2 y 30% de glicerol) con 20 l de la muestra de la tela molecular y cargar la solución en otro pozo de la gel de agarosa. </li></ol></li><li> Ejecute el nativo de agarosa al 2% durante 2 horas a 100 V en un baño de agua con hielo (azul de bromofenol, se muestra en azul, corre más rápido que hebras de componentes para que pueda servir como un indicador de que si el tiempo de 2 horas de funcionamiento es apropiado). </li><li> Image gel usando un escáner de gel con un filtro apropiado para la tinción de seguro SYBR (Figura 2B </strong&gt;). </li><li> En un transiluminador de luz azul, extirpar la banda dominante con movilidad similar a la banda de 1500 pares de bases de la escalera de ADN de 1 kb utilizando una hoja de afeitar limpia agudo. Coloque la pieza de gel deseada (s) en una columna de centrifugación y luego aplastar el gel en trozos finos utilizando un mortero microtubo. Centrifugar a 438 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Medir la concentración del ADN utilizando un espectrofotómetro de ultravioleta a 260 nm. <ol><li> Utilice 2 l de DNasa ultrapura / agua destilada RNasa libre como blanco para calibrar la máquina. </li><li> Use un volumen equivalente de la muestra obtenida de la columna de centrifugación para obtener una estimación de la concentración de ADN. El valor medido de concentración (&quot;a&quot; = ng / l) obtenido en una absorción UV de 260 nm ayudará a determinar el factor de dilución para AFM e imágenes TEM. </li><li> Convertir la concentración medida de &quot;a&quot; (ng / l) a &quot;b&quot; (nM) siguiendo b = a × 10 6 / (330 y# 215; número de nucleótidos). NOTA: El peso molecular de un nucleótido es 330 g / mol. El valor de la concentración molar calculada determinará el factor de dilución para el AFM y TEM de imágenes. Como para el caso de un 24H × 28T rectángulo, la medición común para la muestra purificada es de alrededor de 10 a 60 ng / l. Como el número de nucleótidos para una estructura de este tipo es 14.616 Da, la concentración molar es de aproximadamente de 2 - 12 nM. La concentración final se determina por el rendimiento de recogida (~ 20 - 50%) a partir de la centrifugación y el volumen de la banda de gel escindió a cabo (cuanto mayor sea el volumen, más diluir la muestra purificada). </li></ol></li></ol> 3. Microscopía de Fuerza Atómica Imaging <ol><li> Despegar mica unida a un disco metálico muestra usando cinta adhesiva para obtener una superficie plana y coloque la platina en el escenario de imágenes. </li><li> Añadir 40 l de tampón de hibridación 1X A seguido de 5 l (2 - 5 nM) de la muestra purificada de la 24H × 28Trectángulo a la superficie de mica recién escindida. Dejar que la mezcla se asiente durante aproximadamente 2 min. </li><li> Instalar AFM chip de voladizo de nitruro de silicio sobre un soporte en voladizo. Utilice una punta triangular C (frecuencia de resonancia, f 0 = 40 a 75 kHz; primavera constante, k = 0,24 Nm -1) para obtener imágenes. </li><li> Imagen de una muestra en el modo de líquidos penetrantes. Utilice los siguientes parámetros de imagen para el escaneado: escanear tamaño de 2 m, 1.024 líneas de resolución, y una velocidad de barrido de 0,5 - 1 Hz (Figura 2C). </li><li> Si es necesario, añadir 10 l mM o solución más de 10 NiCl 2 para aumentar la fuerza de unión a ADN 29-mica. </li></ol> 4. Preparación de muestras para Estreptovidina etiquetado <ol><li> Diseñar manualmente el 24H × rectángulo 28T tal que hebras de mango en lugares específicos se incorporan a ser complementarias a las hebras anti-mango con la modificación biotina, que a su vez son capaces de unirse a streptaviden concreto. <ol><li> Modificar el lienzo molecular uniendo un &quot;segmento de 17 nucleótidos 3 que consiste en una secuencia de dos nucleótidos (TT) como un espaciador y un mango 15-nucleótidos (GGAAGGGATGGAGGA) a los 14 azulejos en la fila superior y 14 azulejos en la parte inferior fila del rectángulo (Figura 3A) para etiquetar el límite. Esta secuencia es complementaria a una 3 &#39;biotina modificada hebra anti-mango (TCCTCCATCCCTTCC-biotina). </li></ol></li><li> Para el etiquetado interno, conecte el segmento 3 &#39;de nucleótidos 17 a 8 azulejos internos y 6 azulejos de contorno del rectángulo (Figura 4A). <ol><li> Mezclar las 28 hebras con asas (etiquetado límite) con el resto de las hebras de componentes de la 24H × rectángulo 28T (334 hebras) para hacer una solución madre de 200 nM. Mezclar las 14 hebras con asas de etiquetado (interna) con el resto de las hebras de componentes de la 24H × rectángulo 28T (348 hebras) para obtener una solución madre de 200 nM. </li></ol></li><li> Para boetiquetado undary, añadir 50 l de la solución madre de 200 nM de las hebras, 6 l de los 100 M biotina modificada anti-asa hebras, 10 l de la 10X recocido tampón A, y 34 l de agua desionizada destilada a un 0,1 a 0,2 tubo de ensayo ml PCR. La concentración final de la hebra componente es 100 nM y la concentración final de la hebra modificada anti-biotina mango es 6000 nM. Tenga en cuenta que 28 moléculas de la anti-biotina manejan modificado hebra se unen a un 24H × 28T rectángulo para la hebra anti-biotina manejar modificado es en exceso de 100% para hacer la unión favorable. </li><li> Para el etiquetado interno, añadir 50 l de la solución madre de 200 nM de los hilos, 3 l de la manija contra biotina cadena interna modificada en 100 M, 10 l de la memoria intermedia de recocido 10X A, 37 l de agua desionizada destilada a un 0,1 - tubo de ensayo de PCR de 0,2 ml. La concentración final de la hebra componente es 100 nM y la concentración final de la biotina anti-modifi mango<html> ed hebra es 3000 nM. Tenga en cuenta que 14 moléculas de la anti-biotina mango modificado hebra se unen a un 24H × 28T rectángulo de forma anti-biotina manejar hebra modificado es en exceso de 100% para hacer la unión favorable. </li><li> Recocer ambas muestras en un termociclador durante 17 horas siguiendo los pasos descritos en 2.3. </li><li> Preparar un 2% gel de agarosa nativo como se describe en los pasos 2.4. </li><li> Purificar ambas muestras como se describe en los pasos 2.5. </li><li> Medir las concentraciones de las estructuras de ADN deseadas como se describe en los pasos 2.6. </li></ol> 5. Microscopía de Fuerza Atómica para el etiquetado de estreptavidina <ol><li> Image cada muestra utilizando un AFM como se describe en el paso 3 (Figuras 3B y 4B). </li><li> Después de la primera ronda de formación de imágenes, añadir 40 l de tampón de hibridación 1X A seguido de 1 l de estreptavidina a 10 mg / ml a la muestra. Dejar que la mezcla se asiente durante aproximadamente 2 minutos antes de volver a generar imágenes (Figuras 3C y 4C). </li></ol>_title &quot;&gt; 6. La conversión de un rectángulo en un tubo <ol><li> Con el fin de diseñar un tubo basado en el rectángulo, mantenga todas las TSM componentes en lugar excepto las filas superior e inferior. Introducir una nueva fila cuya TSM están diseñados mediante la concatenación de los superiores e inferiores medias tejas de sus respectivas columnas para ciclar el rectángulo original en una conformación de tubo (Figura 5A). </li><li> Mezclar la nueva fila de hilos (14 hebras) con las hebras de componentes de la 24H x 28T rectángulo con exclusión de las filas superior e inferior (336 hebras) para obtener una solución madre de 200 nM. </li><li> Siga la purificación de gel pasos 2.2 a 2.7 (Figura 5B). </li></ol> 7. Microscopio Electrónico de Transmisión de Imágenes <ol><li> Pesar 0,06 g de formiato de uranilo en 3 ml de agua destilada para preparar una solución de formiato de mancha de uranilo acuoso al 2%. Filtrar la solución mancha formato de uranilo acuoso al 2% utilizando un filtro de 0,2 micras unida a una jeringa. <ol><li> Añadir 5 l de5 N NaOH a las 1 ml de solución de tinción se filtró. En resumen vórtice la solución y se centrifuga a 20.000 x g. </li></ol></li><li> Glow descargue las rejillas revestidas de carbono (frente a lado recubierto hacia arriba) con los siguientes valores: 25 mA, 45 s, 0,1 mbar, y negativo polaridad de alta tensión. </li><li> Utilice unas pinzas de cierre automático para tomar una rejilla tratado descargador resplandor del borde. </li><li> Pipetear 3,5 l de muestra sobre la rejilla durante 4 min. Use un pedazo de papel de filtro para absorber de la muestra por lo que el papel de filtro en contacto con la rejilla desde el lado. </li><li> Inmediatamente añadir 3,5 l de la solución de tinción sobre la rejilla durante 1 min. </li><li> Wick fuera de la mancha como en 7.4 y mantenga el papel de filtro contra la rejilla de 1 - 2 min. </li><li> La transferencia de la cuadrícula a un portamuestras TEM y la imagen utilizando un JEOL JEM-1400 operado a 80 kV con aumento que oscila entre 10 K y 80 K (Figura 5C). </li></ol> 8. La construcción de formas arbitrarias Uso del Molecular Lienzo <ol><li> Identificar una forma y seleccionar las hebras que corresponden a la forma en el lienzo molecular. Para una forma de triángulo por ejemplo, seleccione 206 out 362 hebras de la tela molecular. </li><li> Reemplazar el dominio expuesta (es decir, a lo largo de la hipotenusa del triángulo) con un segmento de poli-T 10 - 11 nucleótidos de largo (diseño 1 en la Figura 6A), o añadir un protector de borde que es complementaria a la de dominio expuesto y terminar con 10 - segmento de larga poli-T 11 nucleótidos (diseño 2 en la Figura 6A) para evitar la agregación. NOTA: Simplemente recocer las SST que corresponden a los píxeles del triángulo (sin utilizar hebras protector) dará lugar a la agregación y sin formación de banda de producto distinto en un gel. Utilice el diseño de protector de borde de diversas formas, ya que es más eficiente de los recursos; se requiere sólo cuatro conjuntos adicionales de hebras (Figura 6C) en comparación con 14 conjuntos adicionales en el diseño de reemplazo (Figure 6B). </li><li> Crear una biblioteca de cadena para el lienzo molecular 310 píxeles, que incluye el conjunto básico (el lienzo 362 SST), Set 1 * (protectores de bordes que se unen al dominio 1 de un SST), Set 2 * (protectores de bordes que se unen al dominio 2 de un SST), Set 3 * (protectores de bordes que se unen al dominio 3 de un SST) y Set 4 * (protectores de bordes que se unen al dominio 4 de un SST) para dar un total de 1.344 protectores de bordes. </li><li> Centrifugar las placas de 96 pocillos para los diferentes conjuntos de aproximadamente 10 s. Pipetear a cabo las hebras deseadas a partir de las placas con el fin de hacer una solución de stock para una cierta forma. <ol><li> Por la forma de un triángulo con protectores de bordes, pipeta 1 l de 206 hilos de la colección básica, 0 de conjunto 1 *, 0 de conjunto 2 *, 0 del conjunto 3 * y 24 hebras de conjunto 4 * en una centrífuga de 2 ml tubo. Añadir 20 l de agua desionizada destilada al tubo para hacer una solución de 400 nM de las hebras de ADN. </li></ol></li><li> Añadir 50 l de la solución 400 nM balance de stra ADN<html> nds, 10 l de la 10X tampón de reasociación B (50 mM Tris, pH 7,9, EDTA 10 mM, 125 mM de MgCl 2) stock solución y 40 l destilada desionizada H 2 O a un tubo de PCR de 0,2 ml. Esto hace que una muestra de 100 l del triángulo en 1X tampón de reasociación B (5 mM Tris, pH 7,9, EDTA 1 mM, 12,5 mM de MgCl 2) con los filamentos a una concentración de aproximadamente 200 nM por filamento. </li><li> Recocer la mezcla en un termociclador durante 17 horas como se describe en el paso 2.3. </li><li> Preparar un 2% en gel de agarosa nativa como se describe en el paso 2.4. </li><li> Se purifica la muestra como se describe en el paso 2.5. </li><li> Medir la concentración del ADN como se describe en el paso 2.6. </li><li> Image la muestra bajo AFM como se describe en el paso 3 (Figura 7C y 7D). </li><li> Recogida y mezclar hilos de diferentes formas utilizando la misma biblioteca hebra. Recocer las diferentes soluciones y combinar muestras purificadas de diferentes formas para ahorrar tiempo durante la exploración AFM. </li></ol>jove_title &quot;&gt; 9 Opcional:. Robot Automatización de diseño de la forma y la mezcla líquida <ol><li> Utilice un programa de MATLAB personalizado para ayudar al diseño de formas complejas. </li><li> Utilice el software para entregar instrucciones en la forma de una secuencia de pipeteado a un robot manipulador de líquidos. Utilice el controlador de líquido robot para seleccionar y mezclar las hebras que constituyen la forma de destino. NOTA: diseño de la forma y el capítulo de mezcla fue automatizado para reducir los errores humanos y hacer uso intensivo de la construcción menos mano de obra. </li></ol> 10. Los rectángulos y Tubos través de diferentes escalas <ol><li> Construir diferentes rectángulos de tamaño (Figura 10), simplemente alterando el número de hélices paralelas (H) y el número de vueltas helicoidales (t). </li><li> Siga el paso 3 para un rectángulo de tamaño específico. </li><li> Siga el paso 6 para un tubo de tamaño específico. </li></ol>

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Ed. 50 (1), 264-267 (2011).</li><li>Zhao, Z., Liu, Y., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organizing+DNA+origami+tiles+into+larger+structures+using+preformed+scaffold+frames.">Organizing DNA origami tiles into larger structures using preformed scaffold frames.</a> Nano Lett. 11 (7), 2997-3002 (2011).</li><li>Woo, S., Rothemund, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmable+molecular+recognition+based+on+the+geometry+of+DNA+nanostructures.">Programmable molecular recognition based on the geometry of DNA nanostructures.</a> Nat. Chem. 3 (8), 620-627 (2011).</li><li>Delebecque, C. J., Lindner, A. B., Silver, P. A., Aldaye, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+intracellular+reactions+with+rationally+designed+RNA+assemblies.">Organization of intracellular reactions with rationally designed RNA assemblies.</a> Science. 333 (6041), 470-474 (2011).</li><li>Lin, C., Liu, Y., Rinker, S., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+tile+based+self-assembly:+building+complex+nanoarchitectures.">DNA tile based self-assembly: building complex nanoarchitectures.</a> ChemPhysChem. 7 (8), 1641-1647 (2006).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanomaterials+based+on+DNA.">Nanomaterials based on DNA.</a> Annu. Rev. Biochem. 79 (1), 65-87 (2010).</li><li>Voigt, N. V., Nangreave, J., Yan, H., Gothelf, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+origami:+a+quantum+leap+for+self-assembly+of+complex+structures.">DNA origami: a quantum leap for self-assembly of complex structures.</a> Chem. Soc. Rev. 40 (12), 5636-5646 (2011).</li><li>Wei, B., Dai, M., Yin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complex+Shapes+self-assembled+from+single+stranded+DNA+tiles.">Complex Shapes self-assembled from single stranded DNA tiles.</a> Nature. 485 (7400), 623-626 (2012).</li><li>Wei, B., Wang, Z., Mi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uniquimer:+software+of+de+novo+DNA+sequence+generation+for+DNA+self-assembly:+an+introduction+and+the+related+applications+in+DNA+self-assembly.">Uniquimer: software of de novo DNA sequence generation for DNA self-assembly: an introduction and the related applications in DNA self-assembly.</a> J. Comput. Theor. Nanosci. 4 (1), 133-141 (2007).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=De+novo+design+of+sequences+for+nucleic+acid+structural+engineering.">De novo design of sequences for nucleic acid structural engineering.</a> J. Biomol. Struct. Dyn. 8 (3), 573-581 (1990).</li><li>Hansma, H. G., Laney, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+binding+to+mica+correlates+with+cationic+radius:+assay+by+atomic+force+microscopy.">DNA binding to mica correlates with cationic radius: assay by atomic force microscopy.</a> Biophys. J. 70 (4), 1933-1939 (1996).</li><li>Seelig, G., Soloveichik, D., Zhang, D. Y., Winfree, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzyme-free+nucleic+acid+logic+circuits.">Enzyme-free nucleic acid logic circuits.</a> Science. 314 (5805), 1585-1588 (2006).</li><li>Yin, P., Choi, H. M. T., Calvert, C. R., Pierce, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programming+biomolecular+self-assembly+pathways.">Programming biomolecular self-assembly pathways.</a> Nature. 451 (7176), 318-322 (2008).</li></ol>

The authors declare competing financial interests.

En la etapa de formación de la estructura, es importante mantener una concentración apropiada de cationes de magnesio (por ejemplo., 15 mM) en la mezcla de cadena de ADN a nanoestructuras de ADN se auto-ensamblan. Del mismo modo, en la etapa de caracterización del gel de agarosa / purificación, es importante para mantener una concentración de catión magnesio apropiado (por ejemplo., 10 mM) en el gel y el tampón de gel de funcionamiento para retener las nanoestructuras de ADN durante la electrofo...

Ácido nucleico anterior trabajo de auto-ensamblaje 1-25 ha llevado a la construcción exitosa de una variedad de estructuras complejas, incluyendo el ADN 2 - 5,8,10 - 13,17,23 o ARN 7,22 3,4,7 periódica, 22 y algorítmica 5 bidimensionales enrejados, cintas 10,12 y tubos 4,12,13, cristales 3D 17, 11 y poliedros finitos, 2D shapes 7,8. Un método particularmente eficaz es andamiaje origami de ADN, por lo que una sola hebra andamio se pliega por muchas hebras cortas discontinuas auxiliares para formar una forma compleja 9,14 - 16,18 - 21,25. Recientemente hemos informado de un método para construir nanoestructuras discretos con formas 2D prescritos utilizando baldosas de cadena sencilla (SST), y demostramos estructuras con una complejidad comparable al origami de ADN 26. Esta article es una adaptación de nuestro trabajo anterior 26 y describe los protocolos detallados para la organización de TSM direccionables individualmente en sofisticadas formas 2D finitos con dimensiones precisamente prescritos (anchos y largos) y morfologías. Una ventaja clave del método de SST es su modularidad. Cada componente SST de una estructura sirve como unidad de construcción modular en la asamblea, y diferentes subconjuntos de estos TSM producir formas distintas. Por lo tanto, hemos establecido una plataforma general para la construcción de nanoestructuras con tamaños y formas prescritas de cortos, hebras de ADN sintético. TSM contienen cuatro dominios, cada 10 o 11 nucleótidos de largo (Figura 1A). Las TSM se unen de tal manera que sus hélices paralelas crean un entramado de ADN se mantienen unidos por enlaces cruzados. Cada cruce es el fosfato entre los dominios 2 y 3. El fosfato se estira artificialmente en los diagramas para mayor claridad visual. Las cruces están espaciados dos vueltas helicoidales (21 bases) aparte (&lt;strong&gt; Figura 1B). Los rectángulos compuestos se denominan por sus dimensiones en el número de hélices y vueltas helicoidales. Por ejemplo, un rectángulo que es de seis hélices de ancho y ocho helicoidal convierte tiempo es el referenciado como un 6H × 8T rectángulo. TSM se pueden dejar fuera, añadió, o de lo contrario reorganizado para crear estructuras de formas y tamaños (Figura 1C) arbitrarias. Por ejemplo, un diseño rectangular puede ser enrollado en un tubo con una longitud y radio deseado (Figura 1D). Alternativamente, el enrejado rectangular SST puede ser visto como un lienzo molecular compuestos de SST pixeles, cada 3 nm por 7 nm. En este estudio, utilizamos un lienzo molecular de 310 TSM internos de larga duración, 24 TSM de larga duración que constituyen los límites izquierdo y derecho, y 28 TSM medio de longitud que forman los límites superior e inferior. La lona tiene 24 hélices dobles enlaces por cruces y cada hélice contiene 28 vueltas helicoidales (294 bases) y por lo tanto se conoce comoun 24H × lienzo rectangular 28T. El 24H × lona 28T tiene un peso molecular similar a la de una estructura de origami de ADN creado a partir de un fago M13 andamio.

<table><tbody><tr><td>DNA Strands&amp;nbsp;</td><td>Integrated DNA Technology</td><td></td><td>Section 3.1</td></tr><tr><td>SYBR Safe DNA gel stain</td><td>Invitrogen</td><td>S33102</td><td>Section 3.4.2</td></tr><tr><td>Freeze&#039;N Squeeze DNA Gel Extraction Spin Columns</td><td>BIO-RAD</td><td>731-6166</td><td>Section 3.6</td></tr><tr><td>Bruker&#039;s Sharp Nitride Lever Probes</td><td>Bruker AFM Probes</td><td>SNL10</td><td>Section 4.3</td></tr><tr><td>Safe Imager 2.0 Blue Light Transilluminator</td><td>Invitrogen</td><td>G6600</td><td>Section 3.6</td></tr><tr><td>Centrifuge 5430R</td><td>Eppendorf</td><td>5428 000.414</td><td>Section 3.6</td></tr><tr><td>Transmission Electron Microscope&amp;nbsp;</td><td>Jeol</td><td>Jem 1400</td><td>Section 7.4</td></tr><tr><td>Multimode 8</td><td>Veeco</td><td></td><td>Section 4</td></tr><tr><td>Typhoon FLA 9000 Laser Scanner</td><td>GE Heathcare Life Sciences</td><td>28-9558-08</td><td>Section 3.5</td></tr><tr><td>Ultrapure Distilled water</td><td>Invitrogen</td><td>10977-023</td><td>Section 3.7.1</td></tr><tr><td>Mica disk</td><td>SPI Supplies</td><td>12001-26-2</td><td>Section 4.1</td></tr><tr><td>Steel mounting disk</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>16218</td><td>Section 4.1</td></tr><tr><td>carbon coated copper grid for TEM</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>FCF400-Cu</td><td>Section 7.2</td></tr><tr><td>tweezers</td><td>Dumont</td><td>0203-N5AC-PO</td><td>Section 7.31</td></tr><tr><td>glow discharge system</td><td>Quorum Technologies</td><td>K100X</td><td>Section 7.2</td></tr><tr><td>DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler</td><td>BIO-RAD</td><td>PTC&amp;ndash;0240G</td><td>Section 3.3</td></tr><tr><td>Owl Easycast B2 Mini Gel Electrophoresis Systems</td><td>ThermoScientific</td><td>B2</td><td>Section 3.4.3</td></tr><tr><td>Seekam LE Agarose 500G</td><td>Lonza</td><td>50004</td><td>Section 3.4.1</td></tr><tr><td>GeneRuler 1kb Plus DNA Ladder, Ready-To-Use 75-20000bp</td><td>ThermoScientific</td><td>SM1333</td><td>Section 3.4.4</td></tr><tr><td>Nanodrop 2000c UV-vis Spectrophotometer</td><td>ThermoScientific</td><td></td><td>Section 3.7</td></tr><tr><td>0.2 um filter</td><td>Corning Inc.</td><td>431219</td><td>Section 7.1.2</td></tr></tbody></table>

self-assembly of complex two-dimensional shapes from single-stranded dna tiles

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this article, we describe detailed protocols on how to fabricate sophisticated 2D shapes through the self-assembly of uniquely addressable single-stranded DNA tiles which act as molecular pixels on a molecular canvas. Each single-stranded tile (SST) is a 42-nucleotide DNA strand composed of four concatenated modular domains which bind to four neighbors during self-assembly. The molecular canvas is a rectangle structure self-assembled from SSTs. A prescribed complex 2D shape is formed by selecting the constituent molecular pixels (SSTs) from a 310-pixel molecular canvas and then subjecting the corresponding strands to one-pot annealing. Due to the modular nature of the SST approach we demonstrate the scalability, versatility and robustness of this method. Compared with alternative methods, the SST method enables a wider selection of information polymers and sequences through the use of de novo designed and synthesized short DNA strands.

El autoensamblaje de TSM (Figura 1) dará lugar a una 24H × 28T rectángulo, como se ilustra en la Figura 2. Secuencias de ADN para los diferentes TSM pueden ser modificados / optimizado para permitir el etiquetado de estreptavidina (Figura 3 y 4), la transformación de una rectángulo en un tubo (Figura 5), el autoensamblaje programable de TSM para formar tubos y rectángulos de diferentes tamaños (Figura 10), y la c...

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Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

Autoensamblaje de formas bidimensionales complejas de una sola hebra de ADN Azulejos

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this ...

self-assembly-complex-two-dimensional-shapes-from-single-stranded-dna

Research

JoVE Journal

Chemistry

11.6K vistas.  Tsinghua University. DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

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Origami Inspired Self-assembly of Patterned and Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two dimensional (2D) structures. These technologies are mature, offer high precision and many of them can be implemented in a high-throughput manner. We leverage the advantages of planar lithography and combine them with self-folding methods1-20 wherein physical forces derived from surface tension or residual stress, are used to curve or fold planar structures into three dimensional (3D) structures. In doing so, we make it possible to mass produce precisely patterned static and reconfigurable particles that are challenging to synthesize.
In this paper, we detail visualized experimental protocols to create patterned particles, notably, (a) permanently bonded, hollow, polyhedra that self-assemble and self-seal due to the minimization of surface energy of liquefied hinges21-23 and (b) grippers that self-fold due to residual stress powered hinges24,25. The specific protocol described can be used to create particles with overall sizes ranging from the micrometer to the centimeter length scales. Further, arbitrary patterns can be defined on the surfaces of the particles of importance in colloidal science, electronics, optics and medicine. More generally, the concept of self-assembling mechanically rigid particles with self-sealing hinges is applicable, with some process modifications, to the creation of particles at even smaller, 100 nm length scales22, 26 and with a range of materials including metals21, semiconductors9 and polymers27. With respect to residual stress powered actuation of reconfigurable grasping devices, our specific protocol utilizes chromium hinges of relevance to devices with sizes ranging from 100 &mu;m to 2.5 mm. However, more generally, the concept of such tether-free residual stress powered actuation can be used with alternate high-stress materials such as heteroepitaxially deposited semiconductor films5,7 to possibly create even smaller nanoscale grasping devices.

We describe experimental details of the synthesis of patterned and reconfigurable particles from two dimensional (2D) precursors. This methodology can be used to create particles in a variety of shapes including polyhedra and grasping devices at length scales ranging from the micro to centimeter scale.

Origami Inspired autoensamblaje de partículas modeladas y Reconfigurable

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two ...

Investigación

Química

Folding and Characterization of a Bio-responsive Robot from DNA Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both stimuli and cargo can be tailored according to specific needs. Here we describe the DNA nanorobot fabrication protocol, with the use of the DNA origami technique. The procedure initiates by mixing short single-strand DNA staples into a stock mixture which is then added to a long, circular, single-strand DNA scaffold in presence of a folding buffer. A standard thermo cycler is programmed to gradually lower the mixing reaction temperature to facilitate the staples-to-scaffold annealing, which is the guiding force behind the folding of the nanorobot. Once the 60 hr folding reaction is complete, excess staples are discarded using a centrifugal filter, followed by visualization via agarose-gel electrophoresis (AGE). Finally, successful fabrication of the nanorobot is verified by transmission electron microscopy (TEM), with the use of uranyl-formate as negative stain.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here we describe a protocol for the folding of a bio-responsive robot from DNA origami, its purification and negative staining for transmission electron microscopic imaging (TEM).

Plegable y caracterización de un Robot Bio-sensible de ADN Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both ...

Preparation of Mica and Silicon Substrates for DNA Origami Analysis and Experimentation

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of these applications require interaction with and adhesion of DNA nanostructures to a substrate. Due to its atomically flat and easily cleaned nature, mica has been the substrate of choice for DNA origami experiments. However, the practical applications of mica are relatively limited compared to those of semiconductor substrates. For this reason, a straightforward, stable, and repeatable process for DNA origami adhesion on derivatized silicon oxide is presented here. To promote the adhesion of DNA nanostructures to silicon oxide surface, a self-assembled monolayer of 3-aminopropyltriethoxysilane (APTES) is deposited from an aqueous solution that is compatible with many photoresists. The substrate must be cleaned of all organic and metal contaminants using Radio Corporation of America (RCA) cleaning processes and the native oxide layer must be etched to ensure a flat, functionalizable surface. Cleanrooms are equipped with facilities for silicon cleaning, however many components of DNA origami buffers and solutions are often not allowed in them due to contamination concerns. This manuscript describes the set-up and protocol for in-lab, small-scale silicon cleaning for researchers who do not have access to a cleanroom or would like to incorporate processes that could cause contamination of a cleanroom CMOS clean bench. Additionally, variables for regulating coverage are discussed and how to recognize and avoid common sample preparation problems is described.

Reproducible cleaning processes for substrates used in DNA origami research are described, including bench-top RCA cleaning and derivatization of silicon oxide. Protocols for surface preparation, DNA origami deposition, drying parameters, and simple experimental set-ups are illustrated.

Preparación de Mica y Silicon Sustratos para el Análisis de Origami ADN y Experimentación

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of ...

Designing a Bio-responsive Robot from DNA Origami

Nucleic acids are astonishingly versatile. In addition to their natural role as storage medium for biological information1, they can be utilized in parallel computing2,3 , recognize and bind molecular or cellular targets4,5 , catalyze chemical reactions6,7 , and generate calculated responses in a biological system8,9. Importantly, nucleic acids can be programmed to self-assemble into 2D and 3D structures10-12, enabling the integration of all these remarkable features in a single robot linking the sensing of biological cues to a preset response in order to exert a desired effect.
Creating shapes from nucleic acids was first proposed by Seeman13, and several variations on this theme have since been realized using various techniques11,12,14,15 . However, the most significant is perhaps the one proposed by Rothemund, termed scaffolded DNA origami16. In this technique, the folding of a long (&gt;7,000 bases) single-stranded DNA 'scaffold' is directed to a desired shape by hundreds of short complementary strands termed 'staples'. Folding is carried out by temperature annealing ramp. This technique was successfully demonstrated in the creation of a diverse array of 2D shapes with remarkable precision and robustness. DNA origami was later extended to 3D as well17,18 .
 
The current paper will focus on the caDNAno 2.0 software19 developed by Douglas and colleagues. caDNAno is a robust, user-friendly CAD tool enabling the design of 2D and 3D DNA origami shapes with versatile features. The design process relies on a systematic and accurate abstraction scheme for DNA structures, making it relatively straightforward and efficient.
In this paper we demonstrate the design of a DNA origami nanorobot that has been recently described20. This robot is 'robotic' in the sense that it links sensing to actuation, in order to perform a task. We explain how various sensing schemes can be integrated into the structure, and how this can be relayed to a desired effect. Finally we use Cando21 to simulate the mechanical properties of the designed shape. The concept we discuss can be adapted to multiple tasks and settings.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here, we describe how DNA origami can be utilized to design a robotic robot capable of sensing biological cues and responding by shape shifting, subsequently relayed to a desired effect.

Diseño de un Robot Bio-respuesta a partir del ADN Origami

Nucleic acids are astonishingly versatile. In addition to their natural role as storage medium for biological information1, they can be utilized in ...

Bioingeniería

Stable DNA Motifs, 1D and 2D Nanostructures Constructed from Small Circular DNA Molecules

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D DNA nanostructures. Over decades, the rapid development of DNA nanotechnology is attributed to the use of linear DNAs as the source materials. For example, the DAO (double crossover, antiparallel, odd half-turns) tile is well-known as a building block for construction of 2D DNA lattices; the core structure of DAO is made from two linear single-stranded (ss) oligonucleotides, like two ropes making a right hand granny&#160;knot. Herein, a new type of DNA tiles called cDAO (coupled DAO) are built using a small circular ss-DNA of c64nt or c84nt (circular 64 or 84 nucleotides) as the scaffold strand and several linear ss-DNAs as the staple strands. Perfect 1D and 2D nanostructures are assembled from cDAO tiles: infinite nanowires, nanospirals, nanotubes, nanoribbons; and finite nano-rectangles. Detailed protocols are described: 1) preparation by T4 ligase and purification by denaturing PAGE (polyacrylamide gel electrophoresis) of small circular oligonucleotides, 2) annealing of stable circular tiles, followed by native PAGE analysis, 3) assembling of infinite 1D nanowires, nanorings, nanospirals, infinite 2D lattices of nanotubes and nanoribbons, and finite 2D nano-rectangles, followed by AFM (Atomic Force Microscopy) imaging. The method is simple, robust, and affordable for most labs.

This article presents a detailed protocol for T4 ligation and denaturing PAGE purification of small circular DNA molecules, annealing and native PAGE analysis of circular tiles, assembling and AFM imaging of 1D and 2D DNA nanostructures, as well as agarose gel electrophoresis and centrifugation purification of finite DNA nanostructures.

Motivos de ADN estable, 1D y 2D nanoestructuras construyen a partir de moléculas de ADN Circular pequeño

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D ...

DNA Origami-Mediated Substrate Nanopatterning of Inorganic Structures for Sensing Applications

Structural DNA nanotechnology provides a viable route for building from the bottom-up using DNA as construction material. The most common DNA nanofabrication technique is called DNA origami, and it allows high-throughput synthesis of accurate and highly versatile structures with nanometer-level precision. Here, it is shown how the spatial information of DNA origami can be transferred to metallic nanostructures by combining the bottom-up DNA origami with the conventionally used top-down lithography approaches. This allows fabrication of billions of tiny nanostructures in one step onto selected substrates. The method is demonstrated using bowtie DNA origami to create metallic bowtie-shaped antenna structures on silicon nitride or sapphire substrates. The method relies on the selective growth of a silicon oxide layer on top of the origami deposition substrate, thus resulting in a patterning mask for following lithographic steps. These nanostructure-equipped surfaces can be further used as molecular sensors (e.g., surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS)) and in various other optical applications at the visible wavelength range owing to the small feature sizes (sub-10 nm). The technique can be extended to other materials through methodological modifications; therefore, the resulting optically active surfaces may find use in development of metamaterials and metasurfaces.

Here, we describe a protocol to create discrete and accurate inorganic nanostructures on substrates using DNA origami shapes as guiding templates. The method is demonstrated by creating plasmonic gold bowtie-shaped antennas on a transparent substrate (sapphire).

Nanopatrón de nanopatrón de nanopatrón de sustrato mediado por origami de ADN para aplicaciones de cizallamiento

Structural DNA nanotechnology provides a viable route for building from the bottom-up using DNA as construction material. The most common DNA ...

Synthesis of Information-bearing Peptoids and their Sequence-directed Dynamic Covalent Self-assembly

This protocol presents the use of Lewis acidic multi-role reagents to circumvent kinetic trapping observed during the self-assembly of information-encoded oligomeric strands mediated by paired dynamic covalent interactions in a manner mimicking the thermal cycling commonly employed for the self-assembly of complementary nucleic acid sequences. Primary amine monomers bearing aldehyde and amine pendant moieties are functionalized with orthogonal protecting groups for use as dynamic covalent reactant pairs. Using a modified automated peptide synthesizer, the primary amine monomers are encoded into oligo(peptoid) strands through solid-phase submonomer synthesis. Upon purification by high-performance liquid chromatography (HPLC) and characterization by electrospray ionization mass spectrometry (ESI-MS), sequence-specific oligomers are subjected to high-loading of a Lewis acidic rare-earth metal triflate which both deprotects the aldehyde moieties and affects the reactant pair equilibrium such that strands completely dissociate. Subsequently, a fraction of the Lewis acid is extracted, enabling annealing of complementary sequence-specific strands to form information-encoded molecular ladders characterized by matrix assisted laser desorption/ionization mass spectrometry (MALDI-MS). The simple procedure outlined in this report circumvents kinetic traps commonly experienced in the field of dynamic covalent assembly and serves as a platform for the future design of robust, complex architectures.

A protocol is presented for the synthesis of information-encoded peptoid oligomers and for the sequence-directed self-assembly of these peptoids into molecular ladders using amines and aldehydes as dynamic covalent reactant pairs and Lewis acidic rare-earth metal triflates as multi-role reagents.

Síntesis de peptoides que llevan información y su autoensamblaje covalente dinámico dirigido por secuencia

This protocol presents the use of Lewis acidic multi-role reagents to circumvent kinetic trapping observed during the self-assembly of information-encoded ...

Design and Synthesis of a Reconfigurable DNA Accordion Rack

DNA nanostructure-based mechanical systems or DNA nanomachines, which produce complex nanoscale motion in 2D and 3D in the nanometer to &#229;ngstr&#246;m resolution, show great potential in various fields of nanotechnology such as the molecular reactors, drug delivery, and nanoplasmonic systems. The reconfigurable DNA accordion rack, which can collectively manipulate a 2D or 3D nanoscale network of elements, in multiple stages in response to the DNA inputs, is described. The platform has potential to increase the number of elements that DNA nanomachines can control from a few elements to a network scale with multiple stages of reconfiguration.
In this protocol, we describe the entire experimental process of the reconfigurable DNA accordion rack of 6 by 6 meshes. The protocol includes a design rule and simulation procedure of the structures and a wet-lab experiment for synthesis and reconfiguration. In addition, analysis of the structure using TEM (transmission electron microscopy) and FRET (fluorescence resonance energy transfer) is included in the protocol. The novel design and simulation methods covered in this protocol will assist researchers to use the DNA accordion rack for further applications.

We describe the detailed protocol for design, simulation, wet-lab experiments, and analysis for a reconfigurable DNA accordion rack of 6 by 6 meshes.

Diseño y síntesis de un ADN Reconfigurable acordeón Rack

DNA nanostructure-based mechanical systems or DNA nanomachines, which produce complex nanoscale motion in 2D and 3D in the nanometer to &#229;ngstr&#246;m ...

Self-Assembly of Gamma-Modified Peptide Nucleic Acids into Complex Nanostructures in Organic Solvent Mixtures

Current strategies in DNA and RNA nanotechnology enable the self-assembly of a variety of nucleic acid nanostructures in aqueous or substantially hydrated media. In this article, we describe detailed protocols that enable the construction of nanofiber architectures in organic solvent mixtures through the self-assembly of uniquely addressable, single-stranded, gamma-modified peptide nucleic acid (&#947;PNA) tiles. Each single-stranded tile (SST) is a 12-base &#947;PNA oligomer composed of two concatenated modular domains of 6 bases each. Each domain can bind to a mutually complimentary domain present on neighboring strands using programmed complementarity to form nanofibers that can grow to microns in length. The SST motif is made of 9 total oligomers to enable the formation of 3-helix nanofibers. In contrast with analogous DNA nanostructures, which form diameter-monodisperse structures, these &#947;PNA systems form nanofibers that bundle along their widths during self-assembly in organic solvent mixtures. Self-assembly protocols described here therefore also include a conventional surfactant, Sodium Dodecyl Sulfate (SDS), to reduce bundling effects.

This article provides protocols for the design and self-assembly of nanostructures from gamma-modified peptide nucleic acid oligomers in organic solvent mixtures.

Autoensamble de ácidos nucleicos de péptidos modificados con gamma en nanoestructuras complejas en mezclas de disolventes orgánicos

Current strategies in DNA and RNA nanotechnology enable the self-assembly of a variety of nucleic acid nanostructures in aqueous or substantially hydrated ...

Simple, Affordable, and Modular Patterning of Cells using DNA

The relative positioning of cells is a key feature of the microenvironment that organizes cell-cell interactions. To study the interactions between cells of the same or different type, micropatterning techniques have proved useful. DNA Programmed Assembly of Cells (DPAC) is a micropatterning technique that targets the adhesion of cells to a substrate or other cells using DNA hybridization. The most basic operations in DPAC begin with decorating cell membranes with lipid-modified oligonucleotides, then flowing them over a substrate that has been patterned with complementary DNA sequences. Cells adhere selectively to the substrate only where they find a complementary DNA sequence. Non-adherent cells are washed away, revealing a pattern of adherent cells. Additional operations include further rounds of cell-substrate or cell-cell adhesion, as well as transferring the patterns formed by DPAC to an embedding hydrogel for long-term culture. Previously, methods for patterning oligonucleotides on surfaces and decorating cells with DNA sequences required specialized equipment and custom DNA synthesis, respectively. We report an updated version of the protocol, utilizing an inexpensive benchtop photolithography setup and commercially available cholesterol modified oligonucleotides (CMOs) deployed using a modular format. CMO-labeled cells adhere with high efficiency to DNA-patterned substrates. This approach can be used to pattern multiple cell types at once with high precision and to create arrays of microtissues embedded within an extracellular matrix. Advantages of this method include its high resolution, ability to embed cells into a three-dimensional microenvironment without disrupting the micropattern, and flexibility in patterning any cell type.

Here we present a protocol to micropattern cells at single-cell resolution using DNA-programmed adhesion. This protocol uses a benchtop photolithography platform to create patterns of DNA oligonucleotides on a glass slide and then labels cell membranes with commercially available complementary oligonucleotides. Hybridization of the oligos results in programmed cell adhesion.

Patrones simples, asequibles y modulares de células utilizando ADN

The relative positioning of cells is a key feature of the microenvironment that organizes cell-cell interactions. To study the interactions between cells ...