The authors thank Dr. Gary Bernstein for use of the AFM.

1. Experiência Planejamento e preparação do material <ol><li> Determinar o desenho, a concentração, ea funcionalidade do origami de DNA que vai ser usado nas experiências 14-16. Aqui, utilizamos um design ADN origami rectângulo preparado em 1x TAE / Mg 2+ (40 mM de base Tris, 20 mM ácido acético, EDTA 2 mM e acetato de magnésio 12 mM, pH 8,0). 17 </li><li> Autoclave todas as dicas, tubos e recipientes para ser usado. Estes materiais devem ser todos autoclave compatível. </li><li> Prepare um suprimento de água esterilizada para a lavagem. Encha uma jarra estéril com cerca de 500 ml de 18 mohms x cm de água, coloque em uma chapa quente, deixe ferver por 5 minutos com a tampa fora, e tomar o pote fora do fogão e deixe esfriar com a tampa colocada no recipiente, mas não apertado . Guarde na geladeira e preparar uma nova oferta a cada mês ou quando necessário. </li></ol> 2. Preparar o Mica Substrato <ol><li> Cut substratos para o tamanho adequado (1 cm x 1 centímetro quadrados) com uma tesoura. A mica é fina e frágil. Alternativamente, compra de mica em forma de disco que não exige o corte. </li><li> Clivar o mica usando fita dupla face. Mica é composta por camadas de minerais separados por intercalando íons, cada camada pode ser retirada quando adere a fita dupla face. 18 <ol><li> Coloque os quadrados mica na fita dupla face ainda no dispensador de fita, certificando-se que é aderida firmemente à fita. Deslize cuidadosamente a pinça entre o mica e da fita, o mais alto camada serão removidos e permanecem na fita. Imediatamente após a remoção, o quadrado de mica terá o seu lado limpo virada para baixo. Certifique-se de virar a mica sobre antes de armazenar em um recipiente. </li><li> Repetir esta três a quatro vezes para assegurar a remoção completa da camada mais superior e a limpeza adequada. </li></ol></li><li> Alternativamente, a mica aderir a um recipiente ou de mesa com um pedaço de fita adesiva de dupla face e utilizar uma segunda peça de sassinale a e retire a camada mais superior mica. A mica serão adequadamente feita em ambos os casos, embora o método alternativo do depósito faz com que o ADN e lavagem e secagem da amostra difícil devido à segunda adesão ao suporte. </li></ol> 3. Depositar DNA Origami em Mica <ol><li> Resumidamente, misture o frasco de origami de DNA usando um misturador de vórtice para assegurar uma dispersão de nanoestruturas em solução. </li><li> Pipeta 4 ul de solução sobre a mica, assegurando que a ponta da pipeta não toque no substrato. Deixe o origami de DNA no mica por cerca de 10 min para garantir uma cobertura adequada. O tempo de deposição pode variar, dependendo da concentração de origami de DNA (Figuras 2 e 3) usado, bem como a cobertura desejada. <ol><li> Lavar a solução de origami de DNA fora do substrato mica utilizando 100 ml de água estéril sobre uma pia ou outro recipiente líquido. Pegue o mica, usando uma pinça. Pipeta da água nosubstrato, com o fluxo da gota para a ponta da pinça. Agitar a mica com um movimento para baixo afiadas para remover o excesso de água. Segurar a pinça na vertical de modo que a água vai fluir para as pinças para evitar a contaminação da amostra. </li></ol></li><li> Seca-se o substrato com um fluxo constante de azoto (N 2) durante 1 min. Certifique-se que o excesso de água é removido. Repetir a lavagem com um adicional de 100 ul de água estéril. Seca-se o substrato com N2 durante mais 3 minutos. Um substrato completamente seca é necessário para análise bem sucedida de microscopia de força atómica (AFM) (Figura 4). </li><li> Analisar o substrato utilizando AFM ou armazene em um recipiente fechado. </li></ol> 4. CMOS / Silicon Cleaning Set-up <ol><li> CUIDADO: Ao usar o CMOS set-up, use equipamentos de proteção individual em todos os momentos. Os reagentes incluem ácidos fortes, bases fortes, ácido fluorídrico (HF), e agentes oxidantes fortes, que cAn reagir com solventes residuais se reagentes não são devidamente eliminados. Observar as seguintes precauções de segurança: <ol><li> Casa CMOS banco em um capuz químico com nenhum outro processo ou set-ups. </li><li> Use luvas de borracha nitrílica, revestimento do laboratório, óculos de segurança, luvas de borracha nitrílica grandes industriais, um avental derramamento, e uma viseira em todos os momentos ao usar o banco CMOS. </li><li> Use banheiras de plástico como contenção secundária quando as soluções são preparadas. </li><li> Use um copo graduado fluorado polímero inerte para a manipulação do HF concentrado. </li><li> Faça cálcio gluconato de pomada disponível como primeiros socorros para qualquer exposição da pele. </li><li> Apenas permitir que o pessoal devidamente treinado para realizar o processo. </li><li> Sempre garantir um outro membro do laboratório está presente em caso de emergência. </li><li> Mantenha as informações MSDS para todos os produtos químicos perto do capô. </li><li> Estar familiarizado com derramamento de produtos químicos e de exposição das políticas da empresa ou da instituição de. Nota: HF prontamente permeia a pelee é um limpador de cálcio, afetando ossos e nervos prejudiciais se ocorrer exposição. Exposição cutânea a alguns mililitros de ácido fluorídrico concentrado pode ser perigoso e até fatal. Estabelecer as precauções necessárias para assegurar que a exposição não ocorre. </li></ol></li><li> Execute RCA1 e RCA2 em um separado 250 ml copos de vidro em placas separadas. Cada copo deve conter uma barra de agitação. Monitorar a temperatura da solução usando termómetros apertadas de modo a barra de agitação não bater no bulbo. Cobrir as provetas, utilizando um vidro de relógio para diminuir os efeitos de evaporação. </li><li> RCA1 Preparação <ol><li> Coloque 50 ml de 18 mohms x cm de água no copo RCA1 designado utilizando um copo de medição. </li><li> Adicionar 15 ml de hidróxido de amónio concentrado (NH4OH) para o copo. Lavar o copo de medição com 25 ml de água e adicionar a água da lavagem para o copo RCA1. </li><li> Ligar o agitador e calor numa placa de aquecimento e trazer o banho RCA1 a 70 ° C. </li&gt; <li> Adicionar 15 ml de 30% de peróxido de hidrogénio (H 2 O 2) para o copo de RCA1. Usar a solução RCA1 dentro de 1 hora após a H 2 O 2 foi adicionado. O banho pode ser utilizado várias vezes dentro do intervalo de três dias, se 15 ml de peróxido é adicionado ao banho de cada vez. </li><li> Lavar o copo de medição cuidadosamente com água e descartar a lavagem em um frasco de resíduos RCA1 apropriado. </li></ol></li><li> RCA2 Preparação <ol><li> Adicionar 70 ml de 18 mohms x cm de água para o copo RCA2 designado utilizando o copo de medição cuidadosamente lavados. </li><li> Adicionar 15 ml de ácido clorídrico concentrado (HCl). Lavar o copo de medição com 20 ml de água e adicioná-lo ao copo RCA2. </li><li> Aumentar o aquecimento e agita-se a velocidade da placa de aquecimento até a solução atingir 70 ° C. </li><li> Adicionar 15 ml de 30% de H 2 O 2. Como o banho RCA1, usar esta solução dentro de uma hora a partir de quando o H 2 O 2 é adicionado; Além disso, o banhopode ser reutilizado várias vezes dentro do intervalo de três dias, se 15 ml de H 2 O 2 é adicionada antes de cada utilização. </li></ol></li><li> IC Preparação de Solução <ol><li> Colocar 50 ml de água numa proveta de polímero fluorado inerte. </li><li> Medida 4 ml de ácido fluorídrico concentrado (49%) na proveta de plástico de medição e adicioná-lo no copo de polímero fluorado inerte. </li><li> Lave o plástico medindo copo com um total de 50 ml de água, adicionando a água da lavagem para o copo HF. Lave o copo de medição cuidadosamente com água e descartar as lavagens em um recipiente de descarte designado HF. </li></ol></li></ol> 5. Preparação e limpeza do Silício Substrato <ol><li> Corte de wafers de silício em chips <ol><li> Identificar as direcções perpendiculares e paralelas treliça sobre a superfície polida plana da bolacha de silício. Estas instruções são usadas para ajudar a tornar mais fácil clivagem quadrados. As instruções a seguir referem-se a cleaving silício &lt;110&gt; e podem não ser adequados para outras orientações cristalinas. </li><li> Coloque o wafer de silício polido-side-up em uma superfície macia, como um guardanapo. Usando a caneta com ponta de diamante escriba, suavemente do entalhe da parte inferior do disco de contacto ao longo da borda plana primário. Coloque um fio pequeno, como um clipe de papel, abaixo do nick e aplique suavemente pressão para a bolacha, colocando os dedos ou com uma pinça de cada lado do nick e empurrando para baixo. Fazendo isso irá separar o wafer em duas metades ao longo da linha de rede cristalina na direção decompor natural. </li><li> Por outro guardanapo, com um lápis e régua, medir a largura desejada dos pontos quadrados por marcação sobre a parte superior e a parte inferior do penso. Conectar esses pontos com linhas retas. Isto irá servir como um guia para formas mesmo quadrados. </li><li> Coloque uma das metades wafer ponta-primeiro entre as linhas medidas no guardanapo lavada contra a linha e repita o passo em 5.1.2 O recém quebrado perpendicular pieces deve agora ser a largura dos quadrados clivados. Rode o wafer horizontalmente no guardanapo. Coloque-o entre as linhas perpendiculares e repita o processo na etapa 5.1.2. </li><li> Armazenar os chips da bolacha recém clivada num frasco limpo cheio de água DI para evitar arranhões. Os chips de silício pode ser armazenado indefinidamente, mas deve ser limpa antes de iniciar as experiências. </li></ol></li><li> Limpeza de CMOS Silicon <ol><li> Quando a solução RCA1 atingiu a temperatura adequada, submergir oito a dez de 1 cm x 1 centímetro chips de silício na solução usando um cesto de polímero fluorado inerte com um &quot;diâmetro 2. As bolhas de oxigénio se formam sobre as fichas e as paredes da taça. Se nenhum borbulhante ocorre, o H 2 O 2 é degradado. Deixe os chips na solução por 10 a 20 min, agitando o cesto cima e para baixo a cada poucos minutos para manter os chips grudem umas nas outras. </li><li> Levante a cesta contendo os chips de silício para cima e escorra bem. Mova a cesta sobre to do copo de resíduos e enxaguar bem com 18 mohms x cm de água. Mergulhe no copo de lavagem e sacudir para cima e para baixo por 20 s. Escorra o cesto e lavar abundantemente com água sobre o copo de resíduos. Esvazie o copo de resíduos em um frasco de resíduos RCA1 designado e encher com água. </li><li> Após a limpeza RCA1 é completa, colocar o cesto na proveta 01:50 HF para de 10 a 20 seg. Use uma suave para cima e para baixo movimento de misturar as batatas fritas e HF. Levante o balde enterrada para permitir que o HF para drenar completamente. Nota: As superfícies de fichas deve ser hidrofóbico; a água não vai molhar o chip, mas em vez disso formar gotas com ângulos de contacto elevadas. Isto indica que o óxido de silício tem sido gravado distância e o chip está agora terminada por ligações Si-H. </li><li> Colocar o copo de lavagem e enxágüe copo em uma banheira de plástico, mova a cesta sobre o copo de lavagem e enxágüe com 18 mohms x cm de água. Mergulhe a cesta no copo de lavagem e agitar por 20 s. </li><li> Conclua uma segunda drenagem e rinsciclo e com 18 cm x mohms água. Despejar a água de lavagem para o copo de lavagem e encher o copo de lavagem com água. Despeje todos os resíduos em um frasco de resíduos de plástico HF designado. </li><li> Quando a solução RCA2 atingiu a temperatura adequada, submergir os chips de silício nas soluções que utilizam o cesto. Deixar na solução durante 10 a 20 min. O chip vai agora ser hidrofílico, devido ao crescimento de uma (1-2 nm) óxido de película fina. </li><li> Remover após a quantidade adequada de tempo e siga os mesmos procedimentos de lavagem como para RCA1. Eliminar os resíduos no recipiente de resíduos RCA2 apropriado. Remova cada chip da cesta com uma pinça de plástico, lave com água e seque com nitrogênio. </li><li> Armazene batatas fritas em uma caixa de plástico ou bolacha em um frasco de 18 mohms x cm de água. O silício permanecerá limpo quando armazenados em água por aproximadamente três dias após a limpeza. Certifique-se de que a área de trabalho está devidamente limpo eo exterior das luvas CMOS foram lavados. Deixe a CMLuvas OS na cobertura para secar. </li></ol></li></ol> 6. Depositar DNA Origami em Silicon APTES-funcionalizada <ol><li> Formação de auto-montados Monolayer em Silicon <ol><li> APTES aquecer à RT antes da abertura. Se a garrafa é muito frio, poderá ocorrer condensação, causando hidrólise dos APTES durante o armazenamento. Adicionar 1980 mL de 18 mohms x cm de água e 20 mL de APTES para um frasco de cintilação limpa e agite para misturar. Use esta solução imediatamente. </li><li> Coloque um chip de silício limpos reflexivo-side-up no frasco de cintilação, tampá-lo, e deixe descansar por 20 min. Remover o chip utilizando pinças e lavar com 200 mL de água e seco durante 1 minuto com uma corrente de N 2. </li></ol></li><li> Depositar origami de DNA em APTES funcionalizados Silicon Nota: Os passos para depositar origami de DNA em silício funcionalizado são análogas àquelas para depositar sobre a mica. <ol><li> Resumidamente misturar o frasco origami de DNA e pipeta de 4 ml de soluçãosobre o substrato de silício. Se necessário, aumentar o volume de solução origami de DNA usadas para cobrir todo o substrato como o silicone funcionalizado é mais hidrofóbica do que o substrato de mica. Use uma lamela de vidro para pressionar a solução de deposição para baixo e evitar a evaporação durante longos depoimentos. </li><li> Deixar a solução repousar durante a quantidade de tempo necessário para a concentração utilizada e a cobertura desejada (ver Figuras 2 e 3 para o efeito do tempo e da concentração na cobertura da superfície). Lavar o substrato com 100 ul de estéril 18 mohms x cm de água e seca com N 2 durante 1 min. </li><li> Repetir a lavagem com um adicional de 100 ul de água estéril e secar o substrato com N 2 durante 3 min. </li><li> Conservar a amostra em um recipiente limpo até que novos experimentos ou imagem pode ser realizada. Amostras começam a mostrar acumulação de partículas após cerca de uma a duas semanas de armazenamento de acordo com a forma como muCH eles são tratados. </li></ol></li></ol> Imagem 7. AFM e Análise de Imagem de Amostras de DNA de Origami <ol><li> Use AFM no modo de Tocar no ar para fins de imagem. Modo de batimento que garante um mínimo de força será aplicada às nanoestruturas frágeis, em comparação com o modo de contacto. Nota: Os parâmetros de imagem será dependente do instrumento. Todas as imagens apresentadas foram capturados usando um MultiMode Nanoscope IIIa. </li><li> Seleccione sondas AFM para não-contato / modo no ar batendo, com revestimento reflector de ouro, uma freqüência de ressonância (nominal) de ~ 300 kHz, forçar constante de 40 raio N / m, e de ponta &lt;10 nm. </li><li> Processar e analisar as imagens de AFM, utilizando Nanoscope Analysis Software. Realizar cálculos de cobertura usando ImageJ. 19 </li></ol>

<ol>
	<li>Rothemund, P. W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Folding+DNA+to+create+nanoscale+shapes+and+patterns.">Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns.</a> Nature. 440, 297-302 (2006).</li><li>Anderson, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-assembly+of+a+nanoscale+DNA+box+with+a+controllable+lid.">Self-assembly of a nanoscale DNA box with a controllable lid.</a> Nature. 459, 73-77 (2009).</li><li>Wang, Z., Ding, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+DNA+Self-Assemblies+as+Templates+for+Functional+Nanostructures.">Engineering DNA Self-Assemblies as Templates for Functional Nanostructures.</a> Acc. Chem. Res. 47, 1654-1662 (2014).</li><li>Xu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graphene+Visualizes+the+First+Water+Adlayers+on+Mica+at+Ambient+Conditions.">Graphene Visualizes the First Water Adlayers on Mica at Ambient Conditions.</a> Science. 329, 1188-1191 (2010).</li><li>Bustamante, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circular+DNA-molecules+imaged+in+air+by+scanning+force+microscopy.">Circular DNA-molecules imaged in air by scanning force microscopy.</a> Biochemistry. 31, 22-26 (1992).</li><li>Hsueh, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localized+Nanoscopic+Surface+Measurements+of+Nickel-Modified+Mica+for+Single-Molecule+DNA+Sequence+Sampling.">Localized Nanoscopic Surface Measurements of Nickel-Modified Mica for Single-Molecule DNA Sequence Sampling.</a> ACS Appl Mater. Interfaces. 2, 3249-3256 (2010).</li><li>Pastre, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anionic+polyelectrolyte+adsorption+on+mica+mediated+by+multivalent+cations:+A+solution+to+DNA+imaging+by+atomic+force+microscopy+under+high+ionic+strengths.">Anionic polyelectrolyte adsorption on mica mediated by multivalent cations: A solution to DNA imaging by atomic force microscopy under high ionic strengths.</a> Langmuir. 22, 6651-6660 (2006).</li><li>Woo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-assembly+of+two-dimensional+DNA+origami+lattices+using+cation-controlled+surface+diffusion.">Self-assembly of two-dimensional DNA origami lattices using cation-controlled surface diffusion.</a> Nature Communications. 5, 4889 (2014).</li><li>Vesenka, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substrate+preparation+for+reliable+imaging+of+DNA+molecules+with+the+scanning+force+microscope.">Substrate preparation for reliable imaging of DNA molecules with the scanning force microscope.</a> Ultramicroscopy. 42-44, 1243-1249 (1992).</li><li>Albrechts, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adsorption+studies+of+DNA+origami+on+silicon+dioxide.">Adsorption studies of DNA origami on silicon dioxide.</a> , (2010).</li><li>Sarveswaran, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adhesion+of+DNA+Nanostructures+and+DNA+Origami+to+lithographically+patterned+self-assembled+monolayers+in+Si[100].">Adhesion of DNA Nanostructures and DNA Origami to lithographically patterned self-assembled monolayers in Si[100].</a> Proc. of SPIE-Soc. Opt. Eng. 7637, 76370M-1 (2010).</li><li>Kern, W., Puotien, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cleaning+solutions+based+on+hydrogen+peroxide+for+use+in+silicon+semiconductor+technology.">Cleaning solutions based on hydrogen peroxide for use in silicon semiconductor technology.</a> RCA Rev. 31, 187-206 (1970).</li><li>Pillers, M., Goss, V., Lieberman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron-Beam+Lithography+and+Molecular+Liftoff+for+Directed+Attachment+of+DNA+Nanostructures+on+Silicon:+Top-down+Meets+Bottom-up.">Electron-Beam Lithography and Molecular Liftoff for Directed Attachment of DNA Nanostructures on Silicon: Top-down Meets Bottom-up.</a> Acc. Chem. Res. 47, 1759-1767 (2014).</li><li>Sacc&#225;, B., Niemery, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+Origami:+The+Art+of+Folding+DNA.">DNA Origami: The Art of Folding DNA.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 51, 58-66 (2012).</li><li>Douglas, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+prototyping+of+3D+DNA-origami+shapes+with+caDNAno.">Rapid prototyping of 3D DNA-origami shapes with caDNAno.</a> Nucleic Acids Res. 37, 5001-5006 (2009).</li><li>Ben-Ishay, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Designing+a+Bio-responsive+Robot+from+DNA.">Designing a Bio-responsive Robot from DNA.</a> Origami. J. Vis. Exp. (77), e50268 (2013).</li><li>Woo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmable+molecular+recognition+based+on+the+geometry+of+DNA+nanostructures.">Programmable molecular recognition based on the geometry of DNA nanostructures.</a> Nature Chemistry. 3, 620-627 (2011).</li><li>Schlegel, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cation+sorption+on+the+muscovite+(001)+surface+in+chloride+solutions+using+high-resolution+X-ray+reflectivity.">Cation sorption on the muscovite (001) surface in chloride solutions using high-resolution X-ray reflectivity.</a> Geochim. Cosmochim. Acta. 70, 3549-3565 (2006).</li><li>Rasband, W. S., Howarter, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Institutes+of+Health.">National Institutes of Health.</a> Langmuir. 22, 11142-11147 (2006).</li><li>Kershner, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Placement+and+orientation+of+individual+DNA+shapes+on+lithographically+patterned+surfaces.">Placement and orientation of individual DNA shapes on lithographically patterned surfaces.</a> Nature Nanotechnology. 4, 557-561 (2009).</li><li>Hung, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-area+spatially+ordered+arrays+of+gold+nanoparticles+directed+by+lithographically+confined+DNA+origami.">Large-area spatially ordered arrays of gold nanoparticles directed by lithographically confined DNA origami.</a> Nature Nanotechnology. 5, 121-126 (2010).</li><li>Sarveswaran, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=et+al.Adhesion+of+DNA+nanostructure+and+DNA+origami+to+lithographically+patterned+self-assembled+monolayers+on+Si[100.">et al.Adhesion of DNA nanostructure and DNA origami to lithographically patterned self-assembled monolayers on Si[100.</a> Proc. SPIE-Int. Soc. Opt. Eng. 7637, 76370M (2010).</li><li>Pillers, M. A., Lieberman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermal+stability+of+DNA+origami+on+mica.">Thermal stability of DNA origami on mica.</a> J. Vac. Sci. Technol. B. 32, 040602 (2014).</li><li>Song, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Visualization+of+Transient+Thermal+Response+of+a+DNA.">Direct Visualization of Transient Thermal Response of a DNA.</a> Origami. J. Am. Chem. Soc. 134, 9844 (2012).</li><li>Wei, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+the+thermal+behavior+of+DNA+origami+nanostructures.">Mapping the thermal behavior of DNA origami nanostructures.</a> J. Am. Chem. Soc. 135 (16), 6165-6176 (2013).</li><li>Hyojeong Kim, ., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+DNA+Origami+Nanostructures+under+Diverse+Chemical+Environments.">Stability of DNA Origami Nanostructures under Diverse Chemical Environments.</a> Chem. Mater. 26, 5265-5273 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Há vários passos que precisam ser enfatizados para atingir resultados consistentes e ideais. Para amostras de mica, após uma lavagem rigorosa e minuciosa e que secam regime, como nos passos 3.3 e 3.4, vai assegurar que as imagens de origami de DNA indivíduo de alta qualidade pode ser alcançada usando AFM sem os vários problemas descritos na seção Resultados Representante. De primordial importância para as amostras de silício é a limpeza do substrato. Seguindo os procedimentos de limpeza descritas na etapa 5.2...

Introduzido pela primeira vez em 2006, origami de DNA utiliza a natureza de auto-montagem de oligonucleótidos de DNA para produzir nanoestruturas designable e altamente ordenados. 1 Uma miríade de estruturas têm sido relatados, que vão desde as caras do smiley travada para caixas em 3 dimensões. 2 origami de DNA pode ser funcionalizada com várias biomoléculas e nanoestruturas, dando origem a aplicações de investigação no domínio da nanoelectrónica, medicina e computação quântica. 3 No entanto, a análise e muitas aplicações futuras não são apenas dependente de concepção estrutural, mas também com a adesão das nanoestruturas origami de DNA em superfícies. Os métodos descritos neste manuscrito dizem respeito à preparação de amostras de ADN origami em dois tipos de substratos: mica e óxido de silício funcionalizado. A mica é o substrato de escolha para estudos origami ADN porque é atomicamente plana, com uma altura de camada de 0,37 nm ± 0,02 nm. 4 É também easily limpo, tornando a preparação de amostras e microscopia de força atômica (AFM) estudos simples. Mica moscovite contém uma alta densidade de potássio em cada plano de clivagem, mas estes iões difundem para longe da superfície da mica quando em água. Para mediar a ligação de origami de DNA para o substrato de mica, Mg 2+ é usado para inverter a carga negativa da mica e se ligar electrostaticamente a espinha dorsal de fosfato do ADN para o substrato (Figura 1A). 5 As misturas de DNA emparelhado na presença de grande excessos de fios de grampos dar cobertura elevada e boas imagens em mica, porque a adesão de origami de DNA para Mg 2+ superfície do terminadas em é muito mais forte do que a adesão de oligonucleotídeos de cadeia simples (vertentes descontínuas). Outros iões carregados positivamente, incluindo Ni e Co 2+ 2+ pode ser utilizada para controlar a aderência de ADN em mica. 6,7 Alterar a concentração de catiões monovalentes e divalentes em solução pode mediar Adhetaxas de Sion e difusão superfície de origami de DNA. 8 No entanto, o protocolo para a preparação de substratos de mica e depositando e lavar o origami é muitas vezes não explicitamente descritos nos manuscritos publicados 9. Sem um protocolo claro, boa reprodutibilidade dos resultados pode ser difícil de obter. A mica é um isolador, para que ele não é adequado como um substrato para algumas aplicações em nanoelectrónica. Silicon passivado com um óxido nativo fina tem propriedades eletrônicas desejáveis, incluindo a compatibilidade com o processamento antes de cortesia semicondutor de óxido metálico (CMOS) para criar estruturas de entrada / saída e características topográficas. Bolachas de silício são armazenados ao ar com passivado ou um óxido térmico de espessura ou película fina de óxido nativo que é relativamente sujo, com um elevado número de partículas. Óxido de silício tem uma muito mais baixa densidade de carga de superfície do que a mica, e a densidade de carga é altamente dependente de óxido de preparação e da história. Em concentrações de íons de magnésio above 150 mM, boas coberturas (até 4 / uM 2) de origami de DNA rectangular pode ser alcançado em substratos de silício de plasma tratado de oxigénio; no entanto, esta concentração e a cobertura pode mudar dependendo do tamanho e design das nanoestruturas a ser utilizado. 10 Um protocolo alternativo para ajustar a carga de superfície é para anexar uma monocamada auto-montada catiónico de 3-aminopropiltrietoxissilano (APTES) (Figura 1B) para o óxido. A amina primária na APTES pode ser protonado a valores de pH inferiores a 9, modificando a carga e hidrofobicidade do substrato. 11 Para uma monocamada completa de APTES a ser depositada com sucesso, o silício deve ser adequadamente limpo usando Radio Corporation of America (RCA) protocolos . Esses protocolos incluem tratamentos em hidróxido de amónio e soluções de peróxido de hidrogênio (RCA1) para remover resíduos orgânicos e contaminantes de partículas. Um curto etch em solução aquosa de ácido fluorídrico remove a camada de óxido nativo juntamente comquaisquer contaminantes iónicos que aderem ao óxido. Finalmente, as amostras são expostas a um ácido clorídrico e solução de peróxido de hidrogénio (RCA2) para remover o metal e contaminantes iónicos e formar uma camada fina de óxido, uniforme. 12 A maioria das salas limpas, designaram capuzes de protocolos de limpeza CMOS, com regras estritas sobre o que pode ser usada nestas áreas. Um problema comum vem sob a forma de íons tais como o sódio, o que pode perturbar as propriedades eletrônicas de estruturas CMOS criando armadilhas midbandgap. 13 íons comumente usado em origami de DNA de preparação e de deposição buffers poderia contaminar os banhos de CMOS e causar problemas para outros pesquisadores que utilizam o quarto limpo. Por esta razão, o nosso grupo utiliza um CMOS &#39;sujos&#39; limpeza banco organizados especificamente para as pequenas amostras utilizadas para a investigação origami de DNA. Este processo é uma boa alternativa para a sala limpa tradicional set-up e pode ser adequado para laboratórios que não têm acesso a um banco de CMOS de sala limpa.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Eppendorf epT.I.P.S. Reloads, capacity 2-200 &#956;L&#160;</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>22491733</td>
			<td>10 reload tray of 96 tips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge Tubes, Polypropylene</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>87003-290</td>
			<td>0.65 mL, natural</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Research Plus Pippete - Single Channel - 20-200 &#956;L</td>
			<td>A. Daigger &#38; Company, Inc.</td>
			<td>EF8960F-3120000054 EACH</td>
			<td>Adjustable Volume</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Research Plus Pippete - Single Channel - 2-20 &#956;L</td>
			<td>A. Daigger &#38; Company, Inc.</td>
			<td>EF8960D-3120000038 EACH</td>
			<td>Adjustable Volume</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scotch 237 Permanent Double-Sided Tape</td>
			<td>Office Depot, Inc.</td>
			<td>602710</td>
			<td>3/4&#34; x 300&#34;, Pack of 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex Mixer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>M37610-33Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wafer container single, 2&#34; (50 mm), 60 mm x 11 mm</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>64917-2</td>
			<td>6 per pack</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6&#34; Wafer, P-type, &#60;100&#62; orientation, w/ primary flat</td>
			<td>Nova Electronic Materials, Ltd.</td>
			<td>GC49266</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powder-Free Nitrile Examination Gloves</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>82062-428</td>
			<td>Catalog number is for size large</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High Accuracy Noncontact probes with Au reflective coating</td>
			<td>K-Tek Nanotechnology, Inc.</td>
			<td>HA_NC/15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclave Pan</td>
			<td>A. Daigger &#38; Company, Inc.</td>
			<td>NAL692-5000 EF25341C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sol-Vex II Aggressive Gloves, Size: 9-9.5; 15 mil, 13 inch - 1 dz</td>
			<td>Spectrum Chemical Mfg. Corp.</td>
			<td>106-15055</td>
			<td>Before use, rinse with water and scrub together until no bubbles form on the gloves.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezers PTFE 200 mm Square</td>
			<td>Dynalon Corp.</td>
			<td>316504-0002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Muscovite Mica Sheets V-5 Quality</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>71850-01</td>
			<td>10 per pack</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mica Disc, 10 mm</td>
			<td>Ted Pella, Inc</td>
			<td>50</td>
			<td>Mica discs are optional</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scriber Diamon Pen for Glassware</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>52865-005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scintillation Vials, Borosilicate Glass, with Screw Cap - 20 mL</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>66022-060</td>
			<td>Case of 500, with attached polypropylene cap and pulp foil liner</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 x 5 Inch Top PC-200 Hot Plate, 120 V/60 Hz</td>
			<td>Dot Scientific, Inc.</td>
			<td>6759-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight-Sided Glass Jars, Wide Mouth</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>89043-554</td>
			<td>Case of 254, caps with pulp/vinyl liner attached</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standar-Grade Glass Beaker, 250 mL Capacity</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>173506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beakers, PTFE</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>89026-022</td>
			<td>For use with HF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shallow form watch glass, 3&#34;</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>66112-107</td>
			<td>Case of 12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Storage Container</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>470195-354</td>
			<td>For secondary container</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>General-Purpose Liquid-In-Glass Thermometers</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>89095-564</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High precision and ultra fine tweezers</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>78310-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate Faceshield</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>18-999-4542</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neoprene Apron</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>19-810-609</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Gluconate, Calgonate</td>
			<td>W.W Grainger, Inc.</td>
			<td>13W861</td>
			<td>Tube, 25 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogen Peroxide 30 % CR ACS 500 mL</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>H325 500</td>
			<td>HARMFUL, TOXIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-Aminopropyltriethoxysilane</td>
			<td>Gelest Inc.</td>
			<td>SIA0610.0-25GM</td>
			<td>Let warm to room temperature before use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium hydroxide, 2.5 L</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>A669-212</td>
			<td>HARMFUL, TOXIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrochloric acid</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>A144-212</td>
			<td>HARMFUL, TOXIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrofluoric acid</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>A147-1LB</td>
			<td>HARMFUL, TOXIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MultiMode Nanoscope IIIa</td>
			<td>Veeco Instruments, Inc.</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Any AFM capable of tapping mode is suitable for analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dunk basket</td>
			<td>Made in lab</td>
			<td>Made in lab</td>
			<td>The dunk basket was made using the bottom of a PTFE bottle with holes drilled in, PTFE handle, and all PTFE screws.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of mica and silicon substrates for dna origami analysis and experimentation

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of these applications require interaction with and adhesion of DNA nanostructures to a substrate. Due to its atomically flat and easily cleaned nature, mica has been the substrate of choice for DNA origami experiments. However, the practical applications of mica are relatively limited compared to those of semiconductor substrates. For this reason, a straightforward, stable, and repeatable process for DNA origami adhesion on derivatized silicon oxide is presented here. To promote the adhesion of DNA nanostructures to silicon oxide surface, a self-assembled monolayer of 3-aminopropyltriethoxysilane (APTES) is deposited from an aqueous solution that is compatible with many photoresists. The substrate must be cleaned of all organic and metal contaminants using Radio Corporation of America (RCA) cleaning processes and the native oxide layer must be etched to ensure a flat, functionalizable surface. Cleanrooms are equipped with facilities for silicon cleaning, however many components of DNA origami buffers and solutions are often not allowed in them due to contamination concerns. This manuscript describes the set-up and protocol for in-lab, small-scale silicon cleaning for researchers who do not have access to a cleanroom or would like to incorporate processes that could cause contamination of a cleanroom CMOS clean bench. Additionally, variables for regulating coverage are discussed and how to recognize and avoid common sample preparation problems is described.

Duas variáveis ​​ditar a cobertura de origami de DNA sobre o substrato: concentração da solução e do tempo de exposição. As características de adsorção de origami ADN sobre mica e APTES óxido de silício funcionalizados foram anteriormente relatados. 13 A relação entre a concentração de origami de DNA na solução de deposição e as coberturas finais sobre mica estão resumidos na Tabela 1 e Figura 2, que mostra os resultados de concentração crescentes n...

Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Mica and Silicon Substrates for DNA Origami Analysis and Experimentation at JoVE.com

Preparation of Mica and Silicon Substrates for DNA Origami Analysis and Experimentation

Reproducible cleaning processes for substrates used in DNA origami research are described, including bench-top RCA cleaning and derivatization of silicon oxide. Protocols for surface preparation, DNA origami deposition, drying parameters, and simple experimental set-ups are illustrated.

Preparação de Mica e silício substratos para análise do DNA Origami e Experimentação

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of ...

preparation-mica-silicon-substrates-for-dna-origami-analysis

Research

JoVE Journal

Chemistry

14.2K visualizações.  University of Notre Dame. Reproducible cleaning processes for substrates used in DNA origami research are described, including bench-top RCA cleaning and derivatization of silicon oxide. Protocols for surface preparation, DNA origami deposition, drying parameters, and simple experimental set-ups are illustrated.

Vídeo: Preparation of Mica and Silicon Substrates for DNA Origami Analysis and Experimentation

Origami Inspired Self-assembly of Patterned and Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two dimensional (2D) structures. These technologies are mature, offer high precision and many of them can be implemented in a high-throughput manner. We leverage the advantages of planar lithography and combine them with self-folding methods1-20 wherein physical forces derived from surface tension or residual stress, are used to curve or fold planar structures into three dimensional (3D) structures. In doing so, we make it possible to mass produce precisely patterned static and reconfigurable particles that are challenging to synthesize.
In this paper, we detail visualized experimental protocols to create patterned particles, notably, (a) permanently bonded, hollow, polyhedra that self-assemble and self-seal due to the minimization of surface energy of liquefied hinges21-23 and (b) grippers that self-fold due to residual stress powered hinges24,25. The specific protocol described can be used to create particles with overall sizes ranging from the micrometer to the centimeter length scales. Further, arbitrary patterns can be defined on the surfaces of the particles of importance in colloidal science, electronics, optics and medicine. More generally, the concept of self-assembling mechanically rigid particles with self-sealing hinges is applicable, with some process modifications, to the creation of particles at even smaller, 100 nm length scales22, 26 and with a range of materials including metals21, semiconductors9 and polymers27. With respect to residual stress powered actuation of reconfigurable grasping devices, our specific protocol utilizes chromium hinges of relevance to devices with sizes ranging from 100 &mu;m to 2.5 mm. However, more generally, the concept of such tether-free residual stress powered actuation can be used with alternate high-stress materials such as heteroepitaxially deposited semiconductor films5,7 to possibly create even smaller nanoscale grasping devices.

We describe experimental details of the synthesis of patterned and reconfigurable particles from two dimensional (2D) precursors. This methodology can be used to create particles in a variety of shapes including polyhedra and grasping devices at length scales ranging from the micro to centimeter scale.

Origami Inspirado Auto-montagem de Partículas estampados e Reconfigurável

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two ...

Química

Isolation and Preparation of Bacterial Cell Walls for Compositional Analysis by Ultra Performance Liquid Chromatography

The bacterial cell wall is critical for the determination of cell shape during growth and division, and maintains the mechanical integrity of cells in the face of turgor pressures several atmospheres in magnitude. Across the diverse shapes and sizes of the bacterial kingdom, the cell wall is composed of peptidoglycan, a macromolecular network of sugar strands crosslinked by short peptides. Peptidoglycan&#8217;s central importance to bacterial physiology underlies its use as an antibiotic target and has motivated genetic, structural, and cell biological studies of how it is robustly assembled during growth and division. Nonetheless, extensive investigations are still required to fully characterize the key enzymatic activities in peptidoglycan synthesis and the chemical composition of bacterial cell walls. High Performance Liquid Chromatography (HPLC) is a powerful analytical method for quantifying differences in the chemical composition of the walls of bacteria grown under a variety of environmental and genetic conditions, but its throughput is often limited. Here, we present a straightforward procedure for the isolation and preparation of bacterial cell walls for biological analyses of peptidoglycan via HPLC and Ultra Performance Liquid Chromatography (UPLC), an extension of HPLC that utilizes pumps to deliver ultra-high pressures of up to 15,000 psi, compared with 6,000 psi for HPLC. In combination with the preparation of bacterial cell walls presented here, the low-volume sample injectors, detectors with high sampling rates, smaller sample volumes, and shorter run times of UPLC will enable high resolution and throughput for novel discoveries of peptidoglycan composition and fundamental bacterial cell biology in most biological laboratories with access to an ultracentrifuge and UPLC.

The bacterial cell wall is composed of peptidoglycan, a macromolecular network of sugar strands crosslinked by peptides. Ultra Performance Liquid Chromatography provides high resolution and throughput for novel discoveries of peptidoglycan composition. We present a procedure for the isolation of cell walls (sacculi) and their subsequent preparation for analysis via UPLC.

Isolamento e Preparação de Paredes Celulares Bacterianas para Análise Composicional por Cromatografia Líquida de Ultra Desempenho

The bacterial cell wall is critical for the determination of cell shape during growth and division, and maintains the mechanical integrity of cells in the ...

Folding and Characterization of a Bio-responsive Robot from DNA Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both stimuli and cargo can be tailored according to specific needs. Here we describe the DNA nanorobot fabrication protocol, with the use of the DNA origami technique. The procedure initiates by mixing short single-strand DNA staples into a stock mixture which is then added to a long, circular, single-strand DNA scaffold in presence of a folding buffer. A standard thermo cycler is programmed to gradually lower the mixing reaction temperature to facilitate the staples-to-scaffold annealing, which is the guiding force behind the folding of the nanorobot. Once the 60 hr folding reaction is complete, excess staples are discarded using a centrifugal filter, followed by visualization via agarose-gel electrophoresis (AGE). Finally, successful fabrication of the nanorobot is verified by transmission electron microscopy (TEM), with the use of uranyl-formate as negative stain.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here we describe a protocol for the folding of a bio-responsive robot from DNA origami, its purification and negative staining for transmission electron microscopic imaging (TEM).

Dobragem e Caracterização de um robô Bio-responsivo a partir de ADN de Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both ...

Preparation of Macroporous Epitaxial Quartz Films on Silicon by Chemical Solution Deposition

This work describes the detailed protocol for preparing piezoelectric macroporous epitaxial quartz films on silicon(100) substrates. This is a three-step process based on the preparation of a sol in a one-pot synthesis which is followed by the deposition of a gel film on Si(100) substrates by evaporation induced self-assembly using the dip-coating technique and ends with a thermal treatment of the material to induce the gel crystallization and the growth of the quartz film. The formation of a silica gel is based on the reaction of a tetraethyl orthosilicate and water, catalyzed by HCl, in ethanol. However, the solution contains two additional components that are essential for preparing mesoporous epitaxial quartz films from these silica gels dip-coated on Si. Alkaline earth ions, like Sr2+ act as glass melting agents that facilitate the crystallization of silica and in combination with cetyl trimethylammonium bromide (CTAB) amphiphilic template form a phase separation responsible of the macroporosity of the films. The good matching between the quartz and silicon cell parameters is also essential in the stabilization of quartz over other SiO2 polymorphs and is at the origin of the epitaxial growth.

A protocol is presented for the preparation of piezoelectric macroporous epitaxial films of quartz on silicon by solution chemistry using dip-coating and thermal treatments in air.

Preparação de macroporosas Epitaxial quartzo Filmes sobre Silicon Chemical Solution Deposition por

This work describes the detailed protocol for preparing piezoelectric macroporous epitaxial quartz films on silicon(100) substrates. This is a three-step ...

Gene-therapy Inspired Polycation Coating for Protection of DNA Origami Nanostructures

DNA origami nanostructures hold an immense potential to be used for biological and medical applications. However, low-salt conditions and nucleases in physiological fluids induce denaturation and degradation of self-assembled DNA nanostructures. In non-viral gene delivery, enzymatic degradation of DNA is overcome by the encapsulation of the negatively charged DNA in a cationic shell. Herein, inspired by gene delivery advancements, a simple, one-step and robust methodology is presented for the stabilization of DNA origami nanostructures by coating them with chitosan and linear polyethyleneimine. The polycation coating efficiently protects DNA origami nanostructures in Mg-depleted and nuclease-rich media. This method also preserves the full addressability of enzyme- and aptamer-based functionalization of DNA nanostructures.

Here, a protocol for the protection of DNA origami nanostructures in Mg-depleted and nuclease-rich media using natural cationic polysaccharide chitosan and synthetic linear polyethyleneimine (LPEI) coatings is presented.

Gene-terapia inspirou Polycation revestimento para proteção de nanoestruturas de Origami de DNA

DNA origami nanostructures hold an immense potential to be used for biological and medical applications. However, low-salt conditions and nucleases in ...

Assembly of Gold Nanorods into Chiral Plasmonic Metamolecules Using DNA Origami Templates

The inherent addressability of DNA origami structures makes them ideal templates for the arrangement of metal nanoparticles into complex plasmonic nanostructures. The high spatial precision of a DNA origami-templated assembly allows controlling the coupling between plasmonic resonances of individual particles and enables tailoring optical properties of the constructed nanostructures. Recently, chiral plasmonic systems attracted a lot of attention due to the strong correlation between the spatial configuration of plasmonic assemblies and their optical responses (e.g., circular dichroism [CD]). In this protocol, we describe the whole workflow for the generation of DNA origami-based chiral assemblies of gold nanorods (AuNRs). The protocol includes a detailed description of the design principles and experimental procedures for the fabrication of DNA origami templates, the synthesis of AuNRs, and the assembly of origami-AuNR structures. In addition, the characterization of structures using transmission electron microscopy (TEM) and CD spectroscopy is included. The described protocol is not limited to chiral configurations and can be adapted for the construction of various plasmonic architectures.

We describe the detailed protocol for the DNA origami-based assembly of gold nanorods into chiral plasmonic metamolecules with strong chiroptical responses. The protocol is not limited to chiral configurations and can be easily adapted for the fabrication of various plasmonic architectures.

Montagem de Nanobastões de Ouro em Metamoléculas Plasmônicas Quirais Usando Modelos de Origami de DNA

The inherent addressability of DNA origami structures makes them ideal templates for the arrangement of metal nanoparticles into complex plasmonic ...

Growth of Gold Dendritic Nanoforests on Titanium Nitride-coated Silicon Substrates

In this study, a high-power impulse magnetron sputtering system is used to coat a flat and firm titanium nitride (TiN) film on silicon (Si) wafers, and a fluoride-assisted galvanic replacement reaction (FAGRR) is employed for the rapid and easy deposition of gold dendritic nanoforests (Au DNFs) on the TiN/Si substrates. Scanning electron microscopy (SEM) images and energy-dispersive X-ray spectroscopy patterns of TiN/Si and Au DNFs/TiN/Si samples validate that the synthesis process is accurately controlled. Under the reaction conditions in this study, the thickness of the Au DNFs increases linearly to 5.10 &#177; 0.20 &#181;m within 15 min of the reaction. Therefore, the employed synthesis procedure is a simple and rapid approach for preparing Au DNFs/TiN/Si composites.

This study presents a feasible procedure for synthesizing gold dendritic nanoforests on titanium nitride/silicon substrates. The thickness of gold dendritic nanoforests increases linearly within 15 min of a synthesis reaction.

Crescimento de nanoformas dendríticos de ouro em substratos de silício revestidos de nitreto de titânio

In this study, a high-power impulse magnetron sputtering system is used to coat a flat and firm titanium nitride (TiN) film on silicon (Si) wafers, and a ...

DNA Origami-Mediated Substrate Nanopatterning of Inorganic Structures for Sensing Applications

Structural DNA nanotechnology provides a viable route for building from the bottom-up using DNA as construction material. The most common DNA nanofabrication technique is called DNA origami, and it allows high-throughput synthesis of accurate and highly versatile structures with nanometer-level precision. Here, it is shown how the spatial information of DNA origami can be transferred to metallic nanostructures by combining the bottom-up DNA origami with the conventionally used top-down lithography approaches. This allows fabrication of billions of tiny nanostructures in one step onto selected substrates. The method is demonstrated using bowtie DNA origami to create metallic bowtie-shaped antenna structures on silicon nitride or sapphire substrates. The method relies on the selective growth of a silicon oxide layer on top of the origami deposition substrate, thus resulting in a patterning mask for following lithographic steps. These nanostructure-equipped surfaces can be further used as molecular sensors (e.g., surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS)) and in various other optical applications at the visible wavelength range owing to the small feature sizes (sub-10 nm). The technique can be extended to other materials through methodological modifications; therefore, the resulting optically active surfaces may find use in development of metamaterials and metasurfaces.

Here, we describe a protocol to create discrete and accurate inorganic nanostructures on substrates using DNA origami shapes as guiding templates. The method is demonstrated by creating plasmonic gold bowtie-shaped antennas on a transparent substrate (sapphire).

DNA origami-mediada substrato Nanopatterning de estruturas inorgânicas para aplicações de sensoriamento

Structural DNA nanotechnology provides a viable route for building from the bottom-up using DNA as construction material. The most common DNA ...

Preparation of Nanoparticles for ToF-SIMS and XPS Analysis

Nanoparticles have gained increasing attention in recent years due to their potential and application in different fields including medicine, cosmetics, chemistry, and their potential to enable advanced materials. To effectively understand and regulate the physico-chemical properties and potential adverse effects of nanoparticles, validated measurement procedures for the various properties of nanoparticles need to be developed. While procedures for measuring nanoparticle size and size distribution are already established, standardized methods for analysis of their surface chemistry are not yet in place, although the influence of the surface chemistry on nanoparticle properties is undisputed. In particular, storage and preparation of nanoparticles for surface analysis strongly influences the analytical results from various methods, and in order to obtain consistent results, sample preparation must be both optimized and standardized. In this contribution, we present, in detail, some standard procedures for preparing nanoparticles for surface analytics. In principle, nanoparticles can be deposited on a suitable substrate from suspension or as a powder. Silicon (Si) wafers are commonly used as substrate, however, their cleaning is critical to the process. For sample preparation from suspension, we will discuss drop-casting and spin-coating, where not only the cleanliness of the substrate and purity of the suspension but also its concentration play important roles for the success of the preparation methodology. For nanoparticles with sensitive ligand shells or coatings, deposition as powders is more suitable, although this method requires particular care in fixing the sample.

A number of different procedures for preparing nanoparticles for surface analysis are presented (drop casting, spin coating, deposition from powders, and cryofixation). We discuss the challenges, opportunities, and possible applications of each method, particularly regarding the changes in the surface properties caused by the different preparation methods.

Preparação de nanopartículas para Análise ToF-SIMS e XPS

Nanoparticles have gained increasing attention in recent years due to their potential and application in different fields including medicine, cosmetics, ...

Medições SERS de molécula única habilitadas por nanoantenas de origami de DNA plasmônico

Single-Molecule Surface-Enhanced Raman Scattering Measurements Enabled by Plasmonic DNA Origami Nanoantennas

Surface-enhanced Raman scattering (SERS) has the capability to detect single molecules for which high field enhancement is required. Single-molecule (SM) SERS is able to provide molecule-specific spectroscopic information about individual molecules and therefore yields more detailed chemical information than other SM detection techniques. At the same time, there is the potential to unravel information from SM measurements that remain hidden in Raman measurements of bulk material. This protocol outlines the SM SERS measurements using a DNA origami nanoantenna (DONA) in combination with atomic force microscopy (AFM) and Raman spectroscopy. A DNA origami fork structure and two gold nanoparticles are combined to form the DONAs, with a 1.2-2.0 nm gap between them. This allows an up to 1011-fold SERS signal enhancement, enabling measurements of single molecules. The protocol further demonstrates the placement of a single analyte molecule in a SERS hot spot, the process of AFM imaging, and the subsequent overlaying of Raman imaging to measure an analyte in a single DONA.

Autor em destaque: Medições de espalhamento Raman aprimoradas por superfície de molécula única habilitadas por nanoantenas de origami de DNA plasmônico  

This protocol demonstrates single-molecule surface-enhanced Raman scattering (SERS) measurements using a DNA origami nanoantenna (DONA) combined with colocalized atomic force microscopy (AFM) and Raman measurements.

Medidas de espalhamento Raman aprimoradas por superfície de molécula única habilitadas por nanoantenas de origami de DNA plasmônico

Surface-enhanced Raman scattering (SERS) has the capability to detect single molecules for which high field enhancement is required. Single-molecule (SM) ...