Compatível com o Instituto Pasteur, INSERM, Agence Nationale de Recherche ANR (Grant &#39;Linfopoiese&#39;), a REVIVE Programa de Investimento e Futuro &quot;La Ligue contre le Cancer&quot;.

Declaração de ética: todos os experimentos foram realizados de acordo com a Carta Ética Instituto Pasteur, aprovado pelo Ministério da Agricultura francês, e com as orientações da UE. Um manipulador com formação em cirurgia pequeno roedor, certificado pelo Ministério da Agricultura francês, executa todas as intervenções cirúrgicas. NOTA: Ver em anexo Quadro 1 mostra o procedimento plano de 5 passos. 1. Selecção dos embriões <ol><li> Use 36 fêmeas C57BL / 6 CD45.2, 12 fêmeas CD45.1, 12 C57BL / 6 do sexo masculino e 12 CD45.1 C57BL / 6 machos CD45.2. Cruzando os fêmeas com qualquer genótipo masculino irá produzir embriões CD45.1 / 2 e CD45.1 usado como uma fonte de TSP CD45.2 ou usado como uma fonte de receptores lóbulos do timo. Casa todos os machos individualmente. </li><li> Para obter embriões para E18 TSP isolamento, coloque 2 fêmeas em uma gaiola com um macho CD45.1 às 6 da tarde, 21 dias antes do experimento enxertia. Verifique a presença de um tampão vaginal no dia seguinte, antes do meio-dia. Sepaavaliar as fêmeas conectados. </li><li> Para obter embriões E14 a ser colonizada por TSP, repita o procedimento acima (1.2), utilizando machos CD45.2, 17 dias antes do experimento enxertia. </li><li> Para obter embriões para isolar E13 TSP, repita o procedimento acima (1.2), utilizando machos C57BL / 6 CD45.1, 16 dias antes do experimento enxertia. </li></ol> 2. Dissecção da Embriões Sob um Horizontal capela de fluxo laminar NOTA: Dois dias antes do experimento enxertia. <ol><li> Sacrificar as fêmeas prenhes por deslocamento cervical ou por administração progressiva de gás CO2 durante pelo menos 5 minutos, numa câmara fechada saturação. Certifique-se de morte por prisão definitiva dos movimentos cardio-respiratória. Molhar o abdômen com etanol 70%. </li><li> Adicione uma incisão longitudinal na pele na linha média do abdómen e abri-lo por puxar a pele separados. Abra o peritoneu com fórceps e tesouras, sem tocar no tracto digestivo. Puxe o uter bífidanos e separá-lo da vagina com a tesoura. </li><li> Inserir o útero num prato de 90 x 15 mm de Petri contendo 40-50 ml de DPBS e cortar transversalmente entre decídua de cada embrião. </li><li> Com a tesoura de ponta fina e uma pinça fina remover a membrana muscular do útero, tirar os embriões cortando entre a placenta eo saco vitelino, e remover os amnios, que está retendo os embriões. </li><li> Colocar os embriões numa placa de Petri de 90 x 15 mm contendo HBSS + 1% de soro fetal de vitelo (FCS). Para os embriões mais velhos do que E15, retire as cabeças com um par de tesouras antes de qualquer outra dissecação. </li></ol> 3. Isolamento do timo <ol><li> Sob a lupa binocular, coloque o embrião, deitado em decúbito dorsal (vista ventral), em uma cama gaze molhada. </li><li> Insira um fórceps longitudinalmente ao longo da cartilagem do esterno, beliscar e abrir a grade torácica. Com uma pinça curva, puxe a parede torácica de lado para visualizar o thymic lóbulos de cada lado da traqueia. </li><li> Segure cuidadosamente cada lobo por beliscar por baixo com uma pinça fina e colocá-los em uma placa de Petri contendo 1 ml de HBSS + FCS a 1%. Isolar os lobos e remover o tecido conjuntivo adjacente com duas seringas de 1 ml + 26 G ⅜ &quot;agulhas, sem danificar a cápsula. </li><li> Lavar os lóbulos em 3 mL de HBSS + FCS a 1% para eliminar as células do sangue. NOTA: Antes E15, lóbulos tímicos estão localizados em cada lado da traqueia e depois fusível no meio para constituir um órgão de bi-lobar. </li></ol> 4. As suspensões celulares <ol><li> Separar os lóbulos sob a lupa binocular, com duas agulhas 26 G montados em seringas de 1 ml, em HBSS + FCS a 1%. Filtra-se a suspensão de células através de uma malha de nylon. </li></ol> 5. Coloração com anticorpos fluorescentes e Seleção celular NOTA: Todos os anticorpos são previamente titulado para obter definição óptima das populações (o titratde iões pode variar de acordo com o lote de anticorpo). <ol><li> Incubar os timócitos (E13 ou E18) durante 15-30 min a 4 ° C com 100 uL de um cocktail de anticorpos biotinilados para corar as células de linhagem positivos (anti-CD19, anti-Gr1, anti-Ter119, anti-NK1.1 , anti-CD11c, anti-CD3, anti-CD4, anti-CD8, anti-CD25). </li><li> Para lavar o excesso de anticorpos girar os tubos com 4 mL de HBSS + FCS a 1% a 280 xg durante 7 minutos, para eliminar o sobrenadante e re-suspensão da pelota em HBSS + FCS a 1%. Voltar a centrifugar. </li><li> Incubar as células marcadas com biotina E18 com microesferas de estreptavidina durante 15 min a 4 ° C e lavar as células duas vezes em HBSS 1% de FCS. Re-suspender as células em 2 ml de HBSS + FCS a 1%. A maioria dos timócitos E13 são linhagem negativa e, portanto, não precisa de MACS enriquecimento antes da separação de células. </li><li> Passar as células na coluna LS, de acordo com as instruções do fabricante. Quando toda a suspensão de células entrou na coluna de adicionar 2 mL de HBSS + FCS a 1%. Recuperar o4 ml da coluna de fluxo, através de centrifugação e as células durante 7 minutos a 280 x g. </li><li> Re-suspender o grânulo de qualquer das empobrecido E18 ou E13 total de timócitos em 50 ul da mistura de TSP anticorpo (anti-CD117 APC, anti-CD135 PE, anti-CD127 PECy7, anti-CD24 FITC, anti-CD44 e estreptavidina APCCy7 Pacific Blue ) e incubar durante 20 min a 4 ° C no escuro. </li><li> Lavam-se as células com 4 mL de HBSS + FCS a 1% e re-suspender as células em 1 mL de HBSS + FCS a 1% com iodeto de propídio. </li><li> Ordenar a TSPs Lin - CD135 + células CD44 + CD117 + CD24 + CD127 baixo em um FACS (com 4 lasers) sobre uma tubos de 1,5 ml contendo 200 ul de meio completo + 20% FCS. Portão primeiro as células de acordo com seu tamanho e granulosidade na FSC e canais ES. Eliminar as células mortas (coloração com iodeto de propídio), porta para fora parelhas e marcar a fluorescência em escalas exponenciais. Cerca de 100 ou 600 TSPs pode ser obtido a partir de um E13 ou E18 um timo, respectivEly. </li></ol> 6. A colonização da E14 Thymic Lobes com Progenitores: Suspensão técnica da gota <ol><li> Irradiar (30 Grays = 30 Gy) E14 lóbulos timo a partir de embriões CD45.2, 3 horas antes da cultura. NOTA: E14 ou E15 lóbulos do timo foram usados ​​com sucesso como receptor de progenitores de células T. Usando receptores de lobos do timo posteriores dias de gestação resulta em necrose prematura devido ao tamanho maior do órgão enquanto lobos do timo nos dias gestacionais mais precoces desenvolver mal, provavelmente devido ao desenvolvimento incompleto das células epiteliais. </li><li> Centrifugar classificados TSP e suspender novamente as células em meio de cultura (meio OPTI-MEM meio completo com 10% de FCS, penicilina (50 unidades / ml), estreptomicina (50 ug / ml) e 2β-mercaptoetanol (50 pM)) de tal modo que 35 ul conter 500 TSP. </li><li> Colocar uma gota de 35 ul de suspensão de células a cada poço de uma outra placa de 60 bem Terasaki. NOTA: 35 gotas ul podem fundir-se se eles são colocados em poços contíguos. </li><li> Inserir um lóbulo irradiado sobre a superfície de cada gota. Feche a placa Terasaki e vire a placa de cabeça para baixo para deixar as células atingem o pólo apical da queda por gravidade. </li><li> Bater suavemente na parte lateral superior da placa invertida para forçar os lóbulos para deslizar para a extremidade apical da gota. Incubar a placa Terasaki invertida numa incubadora humidificada, durante 48 horas a 37 ° C + 5% de CO 2. Após a colonização, ou cultura E14 thymi em FTOC 7, ou enxerto sob a cápsula renal de um rato adulto destinatário 8. </li></ol> 7. Fetal Thymic Órgão Cultura <ol><li> Colocar 3 ml de meio completo numa placa de Petri de 35 mm. Inserir um filtro de membrana isopore flutuante no meio. Colocar os lóbulos reconstituídos na extremidade da membrana com uma pinça (não mais do que oito lóbulos sobre uma membrana). </li><li> Colocar as placas de Petri contendo os lóbulos do timo dentro de um prato de 90 milímetros de Petri, em conjunto com um prato de 35 mm, sem tampa, contendo 2 ml de water, para assegurar a humidade óptima. Incubar 12 dias a 37 ° C + 5% de CO 2. </li></ol> 8. Os enxertos sob a cápsula renal em condições estéreis NOTA: O parênquima renal está rodeado por um tecido conjuntivo que forma uma cápsula. A região sub-capsular é particularmente rica em vasos sanguíneos e linfáticos, proporcionando assim um ambiente adequado para o desenvolvimento de enxertos (por exemplo, lobos do timo, ilhotas pancreáticas ou corações recém-nascidos). Enxertos se realiza no rim esquerdo, porque é mais acessível do que o rim direito. CD3 - / - camundongos machos foram usados ​​como destinatários evitando assim enxerto contra reacção do hospedeiro devido a antígenos de histocompatibilidade menores ligados ao cromossomo Y, porque a determinação do sexo antes de E15 não é feito facilmente. <ol><li> Esterilizar os instrumentos e usa luvas esterilizadas ao longo da cirurgia. Anestesiar o rato por injecção intra-peritoneal de uma solução de cetamina 10 mg / ml + xilazina 1 mg /ml diluído em PBS: (50 a 100 mL por 10 g de peso corporal), utilizando uma seringa de 1 ml. Verifique anestesia, verificando falta de reflexos interdigitais. Coloque uma gota de gel hidro-Optimune em cada olho para prevenir o ressecamento durante a anestesia. NOTA: A solução deve ser preparada extemporaneamente e aquecida à temperatura ambiente antes da injecção. A anestesia dura pelo menos 20 min. O grau de anestesia deve ser controlada ao longo de toda a cirurgia. A anestesia pode ser prolongada por injecção intra-peritoneal de metade da dose a cada 20 min. </li><li> Posicione o mouse sobre o seu lado direito, em uma capela de fluxo lâmina horizontal. Esteriliza-se o campo cirúrgico com etanol a 70% e 10% de solução de iodeto de dérmica. Com uma peça pinça o cabelo do rato ao longo de um comprimento de apenas dois centímetros acima da articulação da perna traseira. Raspar a área cirúrgica. </li><li> Com um bisturi, fazer uma incisão de 1,5 centímetros de comprimento em primeiro lugar, o tecido cutâneo, em seguida, com uma tesoura cortar o tecido muscular. Aplicar uma ligeira pressão a ambos os lados da incisão, O que forçará o rim para fora da cavidade abdominal. </li><li> Aplicar soro fisiológico com um algodão-broto para manter o rim úmido. Se você tiver dificuldades em expor o órgão, use uma pinça planos para retirar o tecido circundante para adipócitos que o rim está ligado. Manter o rim para fora da cavidade retroperitoneal por um cotonete colocado por baixo do órgão. </li><li> Com dois pinça fina, faça um furo 2-3 mm na cápsula (evite tocar no parênquima para evitar sangramento). Durante todo o procedimento cirúrgico manter a cápsula renal exposta continuamente humedecido. </li><li> Insira cuidadosamente os lóbulos sob a cápsula renal, mantendo a parede da cápsula aberta e o enxerto deslize sob a cápsula para o pólo borda. Coloque até 6 lóbulos por rim. </li><li> Substitua o rim na cavidade retro-peritoneal. Suturar as aponeuroses do músculo, em seguida, a pele com nós cirurgião individuais. Molhar a ferida com uma solução de iodeto de povidona 10%. Posicione o mouse em um pa aquecidad a 37 ° C. </li><li> Inquérito sobre o mouse transplantado até a recuperação completa da anestesia pelo controle de cardíacas, respiratórias e suiça movimentos, cores da mucosa até a recuperação total de visto por auto contidos movimentos. NOTA: Recomendamos a injeção de solução analgésica (buprenorfina, 0,1 mg / kg) de músculo intra logo após a cirurgia e os 2 dias após a cirurgia para evitar a dor pós-operatória. </li><li> Mantenha o animal operado em isolamento até que esteja totalmente recuperado. Inspeccionar a cada dois dias os pontos de malha da ferida para verificar e prevenir a infecção. Nunca observada infecção da ferida seguindo este procedimento. NOTA: análise semanal de células de sangue periférico a partir do CD3 - / - murganhos enxertados nos permite detectar o timo populações derivados originado a partir de qualquer E13 ou E18 progenitores usando o marcador CD45 alotípica linhagem de células T e anticorpos específicos (figura 3). </li></ol> 9. Análise da progénie de TSP por Citometria de Fluxo <ol><li&gt; Tease os FTOCs individualmente obter suspensões de células individuais (ver secção protocolo 4). </li><li> Suspensões de células mancha de lobos individuais com uma mistura de anticorpos contendo anticorpos que reconhecem CD45.1 PECy7, CD45.2 AmCyan, CD4 APCCy7, CD8 APC, CD3 Pacific Blue, Vγ5 FITC, Vδ1 PE e incubar conforme descrito no capítulo 5. </li><li> Re-suspender as células em HBSS + FCS a 1% + iodeto de propídio e análise de citometria de fluxo (ver resultados na Figura 2). </li></ol>

<ol>
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C., Cumano, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+T+cell+precursor+activity+in+the+murine+fetal+thymus:+evidence+for+an+input+of+T+cell+precursors+between+days+12+and+14+of+gestation.">Characterization of T cell precursor activity in the murine fetal thymus: evidence for an input of T cell precursors between days 12 and 14 of gestation.</a> Eur J Immunol. 30, 2201-2210 (2000).</li><li>Calderon, L., Boehm, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synergistic,+context-dependent,+and+hierarchical+functions+of+epithelial+components+in+thymic+microenvironments.">Synergistic, context-dependent, and hierarchical functions of epithelial components in thymic microenvironments.</a> Cell. 149, 159-172 (2012).</li><li>Adolfsson, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Flt3++lympho-myeloid+stem+cells+lacking+erythro-megakaryocytic+potential+a+revised+road+map+for+adult+blood+lineage+commitment.">Identification of Flt3+ lympho-myeloid stem cells lacking erythro-megakaryocytic potential a revised road map for adult blood lineage commitment.</a> Cell. 121, 295-306 (2005).</li><li>Kondo, M., Weissman, I. 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P., Cumano, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+the+earliest+prethymic+bipotent+T/NK+progenitor+in+murine+fetal+liver.">Identification of the earliest prethymic bipotent T/NK progenitor in murine fetal liver.</a> Blood. 99, 463-471 (2002).</li><li>Malissen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+T+cell+development+in+mice+with+a+targeted+mutation+of+the+CD3-epsilon+gene.">Altered T cell development in mice with a targeted mutation of the CD3-epsilon gene.</a> EMBO J. 14, 4641-4653 (1995).</li></ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Dois ensaios principais podem ser usadas para analisar a diferenciação de células T ex vivo. O mais recentemente relatada é a co-cultura de células progenitoras hematopoiéticas, com células estromais da BM, OP9, expressar os ligandos de Noth1 delta, como 1 ou 4 12. Este ensaio de 2-D é fácil de executar, altamente eficientes e sensíveis, permitindo a análise o nível de uma única célula. No entanto, isso nem apoia o desenvolvimento de células T além da fase de DP nem a geração de γ?...

Linfócitos T, tendo o αβ ou o receptor de células T γδ (TCR), em diferenciar um órgão especializado, o timo. O timo totalmente desenvolvido está organizado em duas regiões distintas: o córtex, onde progenitores timo desenvolver e onde timócitos que produtivamente reorganizar a β TcR e genes da cadeia α são resgatados da morte programada (um processo conhecido como seleção positiva); e da medula, onde selecionado timócitos com demasiado forte reatividade a auto-ligantes são excluídos (seleção negativa) 1,2. O timo tem origem a partir da camada endodérmica do terceiro bolsa faríngea posterior que está rodeado por células mesenquimais 3. Ele é colonizada por células progenitoras hematopoiéticas a partir de dia embrionário E12 e, depois disso, o recrutamento contínua é necessária para o desenvolvimento das células T normais 4. Imigrantes timo evoluir através de sucessivos estágios de desenvolvimento, orquestrada por um programa bem regulamentado, iniciado e maintained pela activação da via de sinalização de Notch em timócitos após interacção com o seu ligando, como Delta 4, expressa em células epiteliais tímicas (TEC) 5. Desenvolvimento de timócitos começa no chamado CD4 - CD8 - (DN) estágios dupla negativos. Timócitos DN pode ser subdividida de acordo com a expressão de CD25 e CD44 em DN1 (CD25 - CD44 +), DN2 (CD25 + CD44 +), DN3 (CD25 + CD44 -) e DN4 (CD25 - CD44 -). CD24 (HSA) e CD117 (c-Kit) subdivide ainda mais o compartimento DN1 em cinco subconjuntos onde DN1a e b correspondem aos progenitores timo primeiros (PTE). Timócitos reorganizar as δ, β e α cadeias de TCR na fase DN e passam por pré-seleção TcR (estágios DN3-DN4). Eles ainda mais trânsito para o compartimento duplo positivo (DP) CD4 + CD8 +, onde a cadeia α TcR reorganiza antes da sele positivo e negativoction. Nesta fase, a maioria dos timócitos são eliminadas e apenas uma pequena percentagem (3-5%) chegar ao CD4 + ou CD8 + T maduras compartimento da célula. A via de diferenciação linfóide progride através dos estágios de HSCs que geram progenitores multipotentes (MPP) e progenitores multipotentes ferrado-linfóides (LMPP) que perderam o eritrócitos e megakaryocyte potencial 6. LMPP são fenotipicamente definida pela ausência de marcadores celulares no sangue diferenciadas (linhagem negativa, Lin -), a expressão de c-Kit (CD117), Sca-1 e Flt3 / Flk2 (CD135) e a ausência de níveis detectáveis ​​de interleucina ( IL) -7 receptor α cadeia (IL-7rα ou CD127). LMPPs diferenciar ainda mais em progenitores comuns linfóides (CLP) 7 que por essa fase perderam a capacidade de gerar células mielóides. CLP reter de linfócitos (células T e B), células NK, células linfóide e DC inata (ILC) potencial, e diferem de LMPP pela expressão de CD127 e a ausência de níveis elevados de Sca-1. Embora a natureza dos timo resolver progenitores (PTS) tem sido amplamente debatido 8, tornou-se recentemente claro que a mudança TSP fenótipo, potencial e função de diferenciação, ao longo do desenvolvimento 9. Foram realizadas in vitro e in vivo em ensaios para caracterizar o TSP, isolado por separação de células a partir de FACS ou E13 (primeira onda) ou E18 (segundo grupo). Fetais culturas de órgãos timo (FTOC) com lobos do timo irradiados colonizados por um número igual de E13 e E18 progenitores, tendo diferentes marcadores alotípicos, autorizada após sua progênie em um ambiente de desenvolvimento semelhantes e revelou propriedades intrínsecas celulares, diferentes entre ambos os tipos de células progenitoras. Lobos do timo colonizados por qualquer E13 ou E18 TSP permitiu o desenvolvimento sem seleção devido à concorrência entre ambos os progenitores. In vivo transplante dos lobos do timo colonizados revelou ainda que também tele progênie madura de E13 e E18 TSP têm diferentes propriedades biológicas in vivo. TSPs da primeira onda gerar rapidamente as células T, mas dar origem a baixos números de células T γδ e αβ. Entre estes últimos foram detectados Vγ5Vδ1 células epiteliais dendríticas T (DETC), que têm um TcR invariante, migrar para a epiderme onde exercem uma função na cicatrização de feridas e só são produzidos durante o desenvolvimento embrionário 10. Em contraste, TSP a partir da segunda onda demorar mais tempo para gerar números elevados de células T + TcR e são incapazes de gerar DETC.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>90 x 15 mm and 35 x 15 mm plastic tissue culture petri dishes.</td>
			<td>TPP</td>
			<td>T93100/T9340</td>
			<td>Sampling</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26GA 3/8 IN 0.45x10mm syringes with needles Beckton-Dickinson Plastipak.</td>
			<td>BD Plastipak</td>
			<td>300015</td>
			<td>Cell suspension</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon mesh bolting cloth sterilized 50/50 mm pieces.</td>
			<td>SEFAR NITEX</td>
			<td>03-100/32</td>
			<td>Filtration of cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 70%.</td>
			<td>VWR</td>
			<td>83801.36</td>
			<td>Sterility Actions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodide Povidone 10% (Betadine)&#160;</td>
			<td>MEDA Pharma</td>
			<td>314997.8</td>
			<td>Sterility Actions</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine 100mg/ml (stock solution)</td>
			<td>MERIAL</td>
			<td>&#160;-</td>
			<td>Anesthesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine 100mg/ml in PBS (stock solution)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>X1251-1G</td>
			<td>Anesthesic and muscle relaxant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphin 0.3mg/ml stock solution</td>
			<td>AXIENCE</td>
			<td>&#160;-</td>
			<td>Morphinic analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophtalmic gel (0.2% cyclosporin)</td>
			<td>Schering-Plough Animal Health</td>
			<td>&#160;-</td>
			<td>Eyes protection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPBS (+ CaCl2, MgCl2)</td>
			<td>GIBCO Life Technology</td>
			<td>14040-174</td>
			<td>to isolate embryos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HBSS Hanks&#39; Balanced Salt Solution (+ CaCl2, MgCl2)</td>
			<td>GIBCO Life Technology</td>
			<td>24020-091</td>
			<td>to wash out the blood and dissect the embryos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPTI-MEM I GlutaMAX I</td>
			<td>GIBCO Life Technology</td>
			<td>51985-026</td>
			<td>Medium for cultures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F&#339;tal Calf serum</td>
			<td>EUROBIO</td>
			<td>CVFSVF00-0U</td>
			<td>additive for cultures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicilin and Streptomycin</td>
			<td>GIBCO Life Technology</td>
			<td>15640-055</td>
			<td>Antibiotics for cultures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 b mercapto ethanol</td>
			<td>GIBCO Life Technology</td>
			<td>31350010</td>
			<td>additive for cultures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LEICA MZ6 Dissection microscope</td>
			<td>LEICA</td>
			<td>MZ6 10445111</td>
			<td>Occular W-Pl10x/23</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cold lamp source</td>
			<td>SCHOTT VWR</td>
			<td>KL1500 compact</td>
			<td>Two goose neck fibers adapted</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone elastomer</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>SYLG184</td>
			<td>Dissecting Pad</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spoon, round and perforated</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10370-18</td>
			<td>Dissection tools</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Iris Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14090-09</td>
			<td>Dissection tools</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas spring Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15018-10</td>
			<td>Dissection tools</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps : Dumont #5/45 Inox 11 cm</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11253-25</td>
			<td>Dissection tools</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Two pairs of fine straight watchmakers&#8217; forceps Dumont #5 11 cm fine tips.</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11295-20</td>
			<td>Dissection tools</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyamid thread with needle 6-0&#160;&#160; C-3 3/8c</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>F2403</td>
			<td>for sutures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle-holder</td>
			<td>MORIA/F.S.T.</td>
			<td>12060-02</td>
			<td>for sutures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>VWR</td>
			<td>100229-100</td>
			<td>To maintain mouse temperature during anesthesy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Membrane Isopore RTTPO2500</td>
			<td>DUTSCHER</td>
			<td>44210</td>
			<td>For FTOC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Terasaki 60 wells plates</td>
			<td>FISHER</td>
			<td>1x270 10318801</td>
			<td>For hanging drop technique</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze swabs steriles 7.5cmx7.5cm</td>
			<td>Hydrex</td>
			<td>11522</td>
			<td>To apply disinfecting solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence or biotin labelled antibodies</td>
			<td>BD Biosciences, Biolegend or e-Biocsiences&#160;</td>
			<td>Clone Number see table below</td>
			<td>Staining cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MACS Columns/Streptavidin Microbeads&#160;</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-042-401/130-048-101</td>
			<td>Cell depletion&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice</td>
			<td>Charles Rivers Laboratories (CD45.1) and Janvier Labs&#160; (CD45.2)</td>
			<td>C57BL/6 CD45.1 OR CD45.2</td>
			<td>Source of cells and thymic lobes&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice</td>
			<td>CDTA Orl&#233;ans, France</td>
			<td>CD 3 epsilon Ko CD45.2</td>
			<td>&#160;Grafting experiment</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

characterization of thymic settling progenitors in the mouse embryo using in vivo and in vitro assays

Caracterização do timo resolver progenitores é importante compreender as fases de pré-timo de desenvolvimento de células T, essencial para elaborar estratégias de substituição de células T nos pacientes linfopênicos. Foram estudados timo decantação progenitores de murídeo dia embrionário 13 e 18 por dois timos complementar in vitro e in vivo técnicas, ambos com base no método &quot;gota em suspensão&quot;. Este método permitiu colonizar lobos do timo fetal irradiados com E13 e / ou E18 progenitores timo distinguidos por CD45 marcadores alotípicos e, portanto, após a sua progênie. A colonização com populações mistas permitem analisar as diferenças celulares autônomos em propriedades biológicas dos progenitores enquanto colonização tanto com população remove possíveis pressões seletivas competitivos. Os lobos do timo colonizados também podem ser enxertados em ratos imunodeficientes beneficiários do sexo masculino que permitam a análise da progênie de células T maduras in vivo, tais como a dinâmica populacional de tele periféricos do sistema imunitário e colonização de diferentes tecidos e órgãos. Culturas de órgãos timo fetal revelou que progenitores E13 desenvolveu-se rapidamente a toda a amadurecer células CD3 + e deu origem ao subconjunto de células T γδ canônica, conhecidas como células T epiteliais dendríticas. Em comparação, os progenitores E18 tiver uma diferenciação retardada e não foram capazes de gerar células epiteliais dendríticas T. A monitorização do sangue periférico de enxertados do timo CD3 - / - ratos mostraram também que progenitoras E18 tímico sedimentação gerar, com o tempo, um maior número de células T maduras do que as suas contrapartes E13, uma característica que não pode ser apreciado no timo fetal de curto prazo culturas de órgãos.

A fim de escolher um método para esgotar lobos do timo de timócitos endógenos que permitam o melhor desenvolvimento de células progenitoras colonizadoras, comparamos os níveis de T reconstituição celular nos lobos do timo colonizados após a irradiação ou um desoxi-guanosina 5 dias (d-Gua) tratamento. Os resultados mostram que, enquanto não há nenhuma diferença no dia 9 de cultura, lobos irradiados continham mais células T do que aqueles tratados com d-Gua, no dia 12. Assim, a irradiação é mais apropriad...

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Characterization of Thymic Settling Progenitors in the Mouse Embryo Using In Vivo and In Vitro Assays

This article describes in vivo and in vitro methodology to characterize the thymic settling progenitors by the analysis of the kinetics of generation, phenotype and numbers of their T cell progeny.

Caracterização de Thymic Settling Progenitores no embrião do rato Usando<em&gt; In Vivo</em&gt; E<em&gt; In Vitro</em&gt; Os ensaios

Characterizing thymic settling progenitors is important to understand the pre-thymic stages of T cell development, essential to devise strategies for T ...

characterization-thymic-settling-progenitors-mouse-embryo-using-vivo

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Characterization of Thymic Settling Progenitors in the Mouse Embryo Using In Vivo and In Vitro Assays

8.2K visualizações.  Institut Cochin. This article describes in vivo and in vitro methodology to characterize the thymic settling progenitors by the analysis of the kinetics of generation, phenotype and numbers of their T cell progeny. 

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Directed Differentiation of Primitive and Definitive Hematopoietic Progenitors from Human Pluripotent Stem Cells

One of the major goals for regenerative medicine is the generation and maintenance of hematopoietic stem cells (HSCs) derived from human pluripotent stem cells (hPSCs). Until recently, efforts to differentiate hPSCs into HSCs have predominantly generated hematopoietic progenitors that lack HSC potential, and instead resemble yolk sac hematopoiesis.&#160;These resulting hematopoietic progenitors may have limited utility for in vitro disease modeling of various adult hematopoietic disorders, particularly those of the lymphoid lineages. However, we have recently described methods to generate erythro-myelo-lymphoid multilineage definitive hematopoietic progenitors from hPSCs using a stage-specific directed differentiation protocol, which we outline here. Through enzymatic dissociation of hPSCs on basement membrane matrix-coated plasticware, embryoid bodies (EBs) are formed. EBs are differentiated to mesoderm by recombinant BMP4, which is subsequently specified to the definitive hematopoietic program by the GSK3&#946; inhibitor, CHIR99021. Alternatively, primitive hematopoiesis is specified by the PORCN inhibitor, IWP2. Hematopoiesis is further driven through the addition of recombinant VEGF and supportive hematopoietic cytokines. The resulting hematopoietic progenitors generated using this method have the potential to be used for disease and developmental modeling, in vitro.

Here, we present human pluripotent stem cell (hPSC) culture protocols, used to differentiate hPSCs into CD34+ hematopoietic progenitors. This method uses stage-specific manipulation of canonical WNT signaling to specify cells exclusively to either the definitive or primitive hematopoietic program.

Dirigido a diferenciação de progenitores hematopoiéticos primitivo e definitiva de células pluripotentes humanas

One of the major goals for regenerative medicine is the generation and maintenance of hematopoietic stem cells (HSCs) derived from human pluripotent stem ...

Biologia do Desenvolvimento

Identification Of Erythromyeloid Progenitors And Their Progeny In The Mouse Embryo By Flow Cytometry

Macrophages are professional phagocytes from the innate arm of the immune system. In steady-state, sessile macrophages are found in adult tissues where they act as front line sentinels of infection and tissue damage. While other immune cells are continuously renewed from hematopoietic stem and progenitor cells (HSPC) located in the bone marrow, a lineage of macrophages, known as resident macrophages, have been shown to be self-maintained in tissues without input from bone marrow HSPCs. This lineage is exemplified by microglia in the brain, Kupffer cells in the liver and Langerhans cells in the epidermis among others. The intestinal and colon lamina propria are the only adult tissues devoid of HSPC-independent resident macrophages. Recent investigations have identified that resident macrophages originate from the extra-embryonic yolk sac hematopoiesis from progenitor(s) distinct from fetal hematopoietic stem cells (HSC). Among yolk sac definitive hematopoiesis, erythromyeloid progenitors (EMP) give rise both to erythroid and myeloid cells, in particular resident macrophages. EMP are only generated within the yolk sac between E8.5 and E10.5 days of development and they migrate to the fetal liver as early as circulation is connected, where they expand and differentiate until at least E16.5. Their progeny includes erythrocytes, macrophages, neutrophils and mast cells but only EMP-derived macrophages persist until adulthood in tissues. The transient nature of EMP emergence and the temporal overlap with HSC generation renders the analysis of these progenitors difficult. We have established a tamoxifen-inducible fate mapping protocol based on expression of the macrophage cytokine receptor Csf1r promoter to characterize EMP and EMP-derived cells in vivo by flow cytometry.

While infiltrating macrophages are continuously recruited to adult tissues from circulating precursors, resident macrophages seed their tissue during development, where they are maintained without further input from progenitors. The progenitors for resident macrophages were recently identified. Here, we present methods for the genetic fate mapping of the resident macrophage progenitors.

Identificação de progenitores eritromoelóides e sua progênie no embrião de mouse por citometria de fluxo

Macrophages are professional phagocytes from the innate arm of the immune system. In steady-state, sessile macrophages are found in adult tissues where ...

In Vivo Imaging of Transgenic Gene Expression in Individual Retinal Progenitors in Chimeric Zebrafish Embryos to Study Cell Nonautonomous Influences

The genetic and technical strengths have made the zebrafish vertebrate a key model organism in which the consequences of gene manipulations can be traced in vivo throughout the rapid developmental period. Multiple processes can be studied including cell proliferation, gene expression, cell migration and morphogenesis. Importantly, the generation of chimeras through transplantations can be easily performed, allowing mosaic labeling and tracking of individual cells under the influence of the host environment. For example, by combining functional gene manipulations of the host embryo (e.g., through morpholino microinjection) and live imaging, the effects of extrinsic, cell nonautonomous signals (provided by the genetically modified environment) on individual transplanted donor cells can be assessed. Here we demonstrate how this approach is used to compare the onset of fluorescent transgene expression as a proxy for the timing of cell fate determination in different genetic host environments.
In this article, we provide the protocol for microinjecting zebrafish embryos to mark donor cells and to cause gene knockdown in host embryos, a description of the transplantation technique used to generate chimeric embryos, and the protocol for preparing and running in vivo time-lapse confocal imaging of multiple embryos. In particular, performing multiposition imaging is crucial when comparing timing of events such as the onset of gene expression. This requires data collection from multiple control and experimental embryos processed simultaneously. Such an approach can easily be extended for studies of extrinsic influences in any organ or tissue of choice accessible to live imaging, provided that transplantations can be targeted easily according to established embryonic fate maps.

In Vivo Imaging of Transgenic Gene Expression in Individual Retinal Progenitors in Chimeric Zebrafish Embryos to Study Cell Nonautonomous Influences

Live tracking of individual WT retinal progenitors in distinct genetic backgrounds allows for the assessment of the contribution of cell non-autonomous signaling during neurogenesis. Here, a combination of gene knockdown, chimera generation via embryo transplantation and in vivo time-lapse confocal imaging was utilized for this purpose.

In vivo de imagens de Gene Transgenic Expressão em Individual Retinal Progenitores em embriões Zebrafish Quimérico para estudar celular Influências não-autônomos

The genetic and technical strengths have made the zebrafish vertebrate a key model organism in which the consequences of gene manipulations can be traced ...

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the proteins involved in these pathways are evolutionarily conserved between mammals and other eukaryotes, such as the fruit fly Drosophila melanogaster, suggesting that similar organizing principles exist during the development of these organisms. Importantly, Drosophila has been used extensively to identify cellular and molecular mechanisms regulating processes that are required in mammals including neurogenesis, differentiation, axonal guidance, and synaptogenesis. Flies have also been used successfully to model a variety of human neurodevelopmental diseases. Here we describe a protocol for the step-by-step microdissection, fixation, and immunofluorescent localization of proteins within the adult Drosophila brain. This protocol focuses on two example neuronal populations, mushroom body neurons and retinal photoreceptors, and includes optional steps to trace individual mushroom body neurons using Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker (MARCM) technique. Example data from both wild-type and mutant brains are shown along with a brief description of a scoring criteria for axonal guidance defects. While this protocol highlights two well-established antibodies for investigating the morphology of mushroom body and photoreceptor neurons, other Drosophila brain regions and the localization of proteins within other brain regions can also be investigated using this protocol.

Dissection and Immunofluorescent Staining of Mushroom Body and Photoreceptor Neurons in Adult Drosophila melanogaster Brains

This protocol describes the dissection and immunostaining of adult Drosophila melanogaster brain tissues. Specifically, this protocol highlights the use of Drosophila mushroom body and photoreceptor neurons as example neuronal subsets that can be accurately used to uncover general principles underlying many aspects of neuronal development.

Dissecção e imunofluorescência coloração de cogumelo corpo e fotoreceptor neurônios em cérebros adultos Drosophila melanogaster

Nervous system development involves a sequential series of events that are coordinated by several signaling pathways and regulatory networks. Many of the ...

Cell Aggregation Assays to Evaluate the Binding of the Drosophila Notch with Trans-Ligands and its Inhibition by Cis-Ligands

Notch signaling is an evolutionarily conserved cell-cell communication system used broadly in animal development and adult maintenance. Interaction of the Notch receptor with ligands from neighboring cells induces activation of the signaling pathway (trans-activation), while interaction with ligands from the same cell inhibits signaling (cis-inhibition). Proper balance between trans-activation and cis-inhibition helps establish optimal levels of Notch signaling in some contexts during animal development. Because of the overlapping expression domains of Notch and its ligands in many cell types and the existence of feedback mechanisms, studying the effects of a given post-translational modification on trans- versus cis-interactions of Notch and its ligands in vivo is difficult. Here, we describe a protocol for using Drosophila S2 cells in cell-aggregation assays to assess the effects of knocking down a Notch pathway modifier on the binding of Notch to each ligand in trans and in cis. S2 cells stably or transiently transfected with a Notch-expressing vector are mixed with cells expressing each Notch ligand (S2-Delta or S2-Serrate). Trans-binding between the receptor and ligands results in the formation of heterotypic cell aggregates and is measured in terms of the number of aggregates per mL composed of &#62;6 cells. To examine the inhibitory effect of cis-ligands, S2 cells co-expressing Notch and each ligand are mixed with S2-Delta or S2-Serrate cells and the number of aggregates is quantified as described above. The relative decrease in the number of aggregates due to the presence of cis-ligands provides a measure of cis-ligand-mediated inhibition of trans-binding. These straightforward assays can provide semi-quantitative data on the effects of genetic or pharmacological manipulations on the binding of Notch to its ligands, and can help deciphering the molecular mechanisms underlying the in vivo effects of such manipulations on Notch signaling.

Cell Aggregation Assays to Evaluate the Binding of the Drosophila Notch with Trans-Ligands and its Inhibition by Cis-Ligands

Complexity of in vivo systems makes it difficult to distinguish between the activation and inhibition of Notch receptor by trans- and cis-ligands, respectively. Here, we present a protocol based on in vitro cell-aggregation assays for qualitative and semi-quantitative evaluation of the binding of Drosophila Notch to trans-ligands vs cis-ligands.

Celular agregação ensaios para avaliar a vinculação do entalhe drosófila com Trans-ligantes e sua inibição pelo Cis-ligantes

Notch signaling is an evolutionarily conserved cell-cell communication system used broadly in animal development and adult maintenance. Interaction of the ...

Generation of Scaffold-free, Three-dimensional Insulin Expressing Pancreatoids from Mouse Pancreatic Progenitors In Vitro

The pancreas is a complex organ composed of many different cell types that work together to regulate blood glucose homeostasis and digestion. These cell types include enzyme-secreting acinar cells, an arborized ductal system responsible for the transportation of enzymes to the gut, and hormone-producing endocrine cells. 
Endocrine beta-cells are the sole cell type in the body that produce insulin to lower blood glucose levels. Diabetes, a disease characterized by a loss or the dysfunction of beta-cells, is reaching epidemic proportions. Thus, it is essential to establish protocols to investigate beta-cell development that can be used for screening purposes to derive the drug and cell-based therapeutics. While the experimental investigation of mouse development is essential, in vivo studies are laborious and time-consuming. Cultured cells provide a more convenient platform for screening; however, they are unable to maintain the cellular diversity, architectural organization, and cellular interactions found in vivo. Thus, it is essential to develop new tools to investigate pancreatic organogenesis and physiology.
Pancreatic epithelial cells develop in the close association with mesenchyme from the onset of organogenesis as cells organize and differentiate into the complex, physiologically competent adult organ. The pancreatic mesenchyme provides important signals for the endocrine development, many of which are not well understood yet, thus difficult to recapitulate during the in vitro culture. Here, we describe a protocol to culture three-dimensional, cellular complex mouse organoids that retain mesenchyme, termed pancreatoids. The e10.5 murine pancreatic bud is dissected, dissociated, and cultured in a scaffold-free environment. These floating cells self-assemble with mesenchyme enveloping the developing pancreatoid and a robust number of endocrine beta-cells developing along with the acinar and the duct cells. This system can be used to study the cell fate determination, structural organization, and morphogenesis, cell-cell interactions during organogenesis, or for the drug, small molecule, or genetic screening.

Generation of Scaffold-free, Three-dimensional Insulin Expressing Pancreatoids from Mouse Pancreatic Progenitors In Vitro

Here, we present a protocol to generate insulin expressing 3D murine pancreatoids from free-floating e10.5 dissociated pancreatic progenitors and the associated mesenchyme.

Geração de insulina tridimensional, livre de andaime expressando Pancreatoids do Mouse progenitoras pancreáticas em Vitro

The pancreas is a complex organ composed of many different cell types that work together to regulate blood glucose homeostasis and digestion. These cell ...

Visualizing the Node and Notochordal Plate In Gastrulating Mouse Embryos Using Scanning Electron Microscopy and Whole Mount Immunofluorescence

The post-implantation mouse embryo undergoes major shape changes after the initiation of gastrulation and morphogenesis. A hallmark of morphogenesis is the formation of the transient organizers, the node and notochordal plate, from cells that have passed through the primitive streak. The proper formation of these signaling centers is essential for the development of the body plan and techniques to visualize them are of high interest to mouse developmental biologists. The node and notochordal plate lie on the ventral surface of gastrulating mouse embryos around embryonic day (E) 7.5 of development. The node is a cup-shaped structure whose cells possess a single slender cilium each. The proper subcellular localization and rotation of the cilia in the node pit determines left-right asymmetry. The notochordal plate cells also possess single cilia albeit shorter than those of the node cells. The notochordal plate forms the notochord which acts as an important signaling organizer for somitogenesis and neural patterning. Because the cells of the node and notochordal plate are transiently present on the surface and possess cilia, they can be visualized using scanning electron microscopy (SEM). Among other techniques used to visualize these structures at the cellular level is whole mount immunofluorescence (WMIF) using the antibodies against the proteins that are highly expressed in the node and notochordal plate. In this report, we describe our optimized protocols to perform SEM and WMIF of the node and notochordal plate in developing mouse embryos to help in the assessment of tissue shape and cellular organization in wild-type and gastrulation mutant embryos.

The node and notochordal plate are transient signaling organizers in developing mouse embryos that can be visualized using several techniques. Here, we describe in detail how to perform two of the techniques to study their structure and morphogenesis: 1) scanning electron microscopy (SEM); and 2) whole mount immunofluorescence (WMIF).

Visualizando o nó e placa Notochordal em Gastrulating embriões de rato usando microscopia eletrônica e imunofluorescência de montagem inteira

The post-implantation mouse embryo undergoes major shape changes after the initiation of gastrulation and morphogenesis. A hallmark of morphogenesis is ...

Microinjection-based System for In Vivo Implantation of Embryonic Cardiomyocytes in the Avian Embryo

Interpreting the relative impact of cell autonomous patterning versus extrinsic microenvironmental influence on cell lineage determination represents a general challenge in developmental biology research. In the embryonic heart, this can be particularly difficult as regional differences in the expression of transcriptional regulators, paracrine/juxtacrine signaling cues, and hemodynamic force are all known to influence cardiomyocyte maturation. A simplified method to alter a developing cardiomyocyte's molecular and biomechanical microenvironment would, therefore, serve as a powerful technique to examine how local conditions influence cell fate and function. To address this, we have optimized a method to physically transplant juvenile cardiomyocytes into ectopic locations in the heart or the surrounding embryonic tissue. This allows us to examine how microenvironmental conditions influence cardiomyocyte fate transitions at single cell resolution within the intact embryo. Here, we describe a protocol in which embryonic myocytes can be isolated from a variety of cardiac sub-domains, dissociated, fluorescently labeled, and microinjected into host embryos with high precision. Cells can then be directly analyzed in situ using a variety of imaging and histological techniques. This protocol is a powerful alternative to traditional grafting experiments that can be prohibitively difficult in a moving tissue such as the heart. The general outline of this method can also be adapted to a variety of donor tissues and host environments, and its ease of use, low cost, and speed make it a potentially useful application for a variety of developmental studies.

In this method, embryonic cardiac tissues are surgically microdissected, dissociated, fluorescently labeled, and implanted into host embryonic tissues. This provides a platform for studying the individual or tissue level developmental organization under ectopic hemodynamic conditions, and/or altered paracrine/juxtacrine environments.

Sistema baseado em microinjeção para na implantação de Vivo do Cardiomyocytes embrionárias no embrião aviária

Interpreting the relative impact of cell autonomous patterning versus extrinsic microenvironmental influence on cell lineage determination represents a ...

Determining Bile Duct Density in the Mouse Liver

Mouse is broadly used as a model organism to study biliary diseases. To evaluate the development and function of the biliary system, various techniques are used, including serum chemistry, histological analysis, and immunostaining for specific markers. Although these techniques can provide important information about the biliary system, they often do not present a full picture of bile duct (BD) developmental defects across the whole liver. This is in part due to the robust ability of the mouse liver to drain the bile even in animals with significant impairment in biliary development. Here we present a simple method to calculate the average number of BDs associated with each portal vein (PV) in sections covering all lobes of mutant/transgenic mice. In this method, livers are mounted and sectioned in a stereotypic manner to facilitate comparison among various genotypes and experimental conditions. BDs are identified via light microscopy of cytokeratin-stained cholangiocytes, and then counted and divided by the total number of PVs present in liver section. As an example, we show how this method can clearly distinguish between wild-type mice and a mouse model of Alagille syndrome. The method presented here cannot substitute for techniques that visualize the three-dimensional structure of the biliary tree. However, it offers an easy and direct way to quantitatively assess BD development and the degree of ductular reaction formation in mice.

We present a rather simple and sensitive method for accurate quantification of bile duct density in the mouse liver. This method can aid in determining the effects of genetic and environmental modifiers and the effectiveness of potential therapies in mouse models of biliary diseases.

Determinando a densidade do ducto biliar no fígado do rato

Mouse is broadly used as a model organism to study biliary diseases. To evaluate the development and function of the biliary system, various techniques ...

Spatiotemporal Subcellular Manipulation of the Microtubule Cytoskeleton in the Living Preimplantation Mouse Embryo using Photostatins

The microtubule cytoskeleton forms the framework of a cell and is fundamental for intracellular transport, cell division, and signal transduction. Traditional pharmacological disruption of the ubiquitous microtubule network using, for instance, nocodazole can have devastating consequences for any cell. Reversibly photoswitchable microtubule inhibitors have the potential to overcome the limitations by enabling drug effects to be implemented in a spatiotemporally-controlled manner. One such family of drugs is the azobenzene-based photostatins (PSTs). These compounds are inactive in dark conditions, and upon illumination with UV light, they bind to the colchicine-binding site of &#946;-tubulin and block microtubule polymerization and dynamic turnover. Here, the application of PSTs in the 3-dimensional (3D) live preimplantation mouse embryo is set out to disrupt the microtubule network on a subcellular level. This protocol provides instructions for the experimental setup, as well as light activation and deactivation parameters for PSTs using live-cell confocal microscopy. This ensures reproducibility and enables others to apply this procedure to their research questions. Innovative photoswitches like PSTs may evolve as powerful tools to advance the understanding of the dynamic intracellular microtubule network and to non-invasively manipulate the cytoskeleton in real-time. Furthermore, PSTs may prove useful in other 3D structures such as organoids, blastoids, or embryos of other species.

Typical microtubule inhibitors, used widely in basic and applied research, have far-reaching effects on cells. Recently, photostatins emerged as a class of photoswitchable microtubule inhibitors, capable of instantaneous, reversible, spatiotemporally precise manipulation of microtubules. This step-by-step protocol details the application of photostatins in a 3D live preimplantation mouse embryo.