This work was partially supported by National Institute of Deafness and Other Communications Disorders Awards R03-DC-012125 to D. A. Llano and F31-DC-013501 to B. J. Slater as well as the Carver Foundation.
The authors would like to thank Jason MacLean and Matthew Banks for technical advice with calcium imaging.

Todos os procedimentos foram aprovados pelo Comitê de Uso e Cuidado Animal Institucional na Universidade de Illinois. Todos os animais foram alojados em instalações de cuidados de animais aprovados pela Associação Americana para Credenciamento de Laboratório Animal Care. Foi feito todos os esforços para minimizar o número de animais utilizados e reduzir o sofrimento em todas as fases do estudo. 1. Preparação e Remoção de cérebro de rato para Cortando <ol><li> Prepare-se para perfusão e fatia de incubação. <ol><li> Cerca de 30 minutos antes de cortar, preparar alta solução de corte de sacarose e de baixo aCSF cálcio para a incubação da fatia antes da gravação ou imagem. </li><li> Colocar para fora todas as ferramentas necessárias (grandes tesouras cegas finais, pequenas tesouras primavera, pinças anatômicas, grandes tesouras ou guilhotina, íris tesouras, joalheiros fórceps, seringa de 10 ml com agulha de 27G x 1/2 polegadas, pequeno pedaço de 1 cm x 2 cm de filtro papel, e uma pipeta Pasteur com ponta quebrada para sltransferência de gelo) para perfusão e corte, e preparar a bandeja de perfusão. </li><li> Configurar câmara com oxigenado aCSF incubação num banho de água 32 o C e um prato de cultura preenchido com solução de corte. </li></ol></li><li> Prepare corte palco para cortar. <ol><li> Corte um pequeno pedaço de agar a 3%, aproximadamente, 1 cm 3 para usar como um batente para o cérebro e 1,5 cm x 1,5 mm x 3 mm para uma colisão para ser utilizado para sustentar o IC. </li><li> Cole o batente traseiro para o palco com adesivo de cianoacrilato, bem como a saliência no lado direito do batente de tal modo que eles formam um ângulo de 80 °. </li></ol></li><li> Remover o cérebro. <ol><li> Profundamente anestesiar a p12-p20 (idealmente p14-18) mouse com cetamina 100 mg / kg e xylaxine 3 mg / kg (ou procedimento aprovado comitê de ética comparáveis). Nota: Confirme nível anestesia adequada através de falta de resposta aos pés pitada. À medida que o animal é brevemente sob anestesia, pomada oftálmica é desnecessária. </li><li> Usando sem cortetesoura acabar, expor a caixa torácica do apêndice xifóide até o pescoço. <ol><li> Encontre o apêndice xifóide, e faça um corte horizontal de aproximadamente 1,5 cm. </li><li> Faça dois cortes verticais das extremidades do corte horizontal anterior para os ombros, aproximadamente 1,5 cm cada. </li></ol></li><li> Corte através do diafragma e as junções costocondrais para expor o coração. </li><li> Com uma tesoura pequena mola, faça um pequeno, 2-5 mm cortar no átrio direito, a partir do ventral para dorsal lado do coração. </li><li> Usando uma seringa de 10 ml com uma agulha de 27G x 1/2 de polegada, injectar o ventrículo esquerdo e rapidamente perfundir o animal com elevado corte solução de sacarose. </li><li> Quando o sangue corre claro, usar a tesoura maiores para remover a cabeça. Nota: Não temos sistematicamente avaliada a utilidade da perfusão. No entanto, em nossa experiência, a perfusão transcardíaca em ratinhos jovens este pode ser feito com quase 100% de sucesso, e tem a vantagem de eliminar bl vermelhoood células, o que pode interferir com fluorescência e imagem. </li><li> Corte a pele para baixo da linha média para expor o crânio. </li><li> Usando íris dobrados tesoura, corte o crânio entre os olhos, em seguida, começando a partir do corte entre os olhos, cuidadosamente cortadas de anterior para posterior ao longo da sutura mediana tomando cuidado para não danificar o cérebro por baixo. Nota: A dura geralmente sai com o crânio. Se necessário, retire a dura antes de retirar cuidadosamente o cérebro. </li><li> Usando uma pinça joalheiro, forçar a abertura do crânio e remova cuidadosamente o cérebro, em seguida, colocar o cérebro em solução de corte. Tome cuidado para não danificar o córtex. </li></ol></li></ol> 2. Preparação do cérebro por Cortando <ol><li> Preparando cérebro para montagem em vibratome palco. <ol><li> Usando uma lâmina marcada com duas linhas a 90 o e uma linha diagonal em 17 o da parte superior esquerda para a direita inferior, interseção onde as duas linhas se encontram, coloque o lado do cérebro dorsal para cima, utilizandouma lâmina de barbear, de 2-4 mm de remover o cérebro extremidade rostral criando uma superfície plana. </li><li> Coloque cérebro lado do caudal sobre a superfície plana recentemente criado, e alinhar a superfície dorsal do cérebro com a horizontal e da linha média do cérebro com a linha vertical. </li><li> Alinhe a lâmina de barbear com a linha 17 o, incline a lâmina em um ângulo de 30 ° e retire cerca de 3 mm do córtex direito em um corte diagonal duplo (17 o do plano horizontal e 60 o do coronal). </li></ol></li><li> Montagem cérebro em vibratome palco. <ol><li> Coloque um pequeno pedaço de papel de filtro de 1 cm x 2 cm sobre o lado ventral do cérebro, de forma que a dimensão do comprimento é perpendicular à linha mediana. </li><li> Cuidadosamente aplicar uma pequena quantidade de adesivo de cianoacrilato para a área em frente do batente traseiro (e para a esquerda da colisão). </li><li> Coloque o cérebro diagonalmente duplo corte para a cola de modo a que a parte caudal do cérebro e do encéfalo posterior são prOP sobre a colisão eo lado direito do cérebro é contra o anti-retorno. </li><li> Delicadamente pressionar para baixo sobre o cérebro, assegurando que toda a superfície está em contacto com a câmara de corte. </li></ol></li></ol> 3. A obtenção da Colliculo-tálamo-cortical Slice <ol><li> Assumir rapidamente o estágio de corte e coloque no vibratome, encher o palco com uma solução de corte. </li><li> Alinhar a lâmina com a parte superior (lado ventral) no cérebro. </li><li> Remover 1-1,5 mm a partir do topo do cérebro, remova 300-500 uM fatias e avaliar profundidade após a remoção. Nota: Quando o IC, o MGB, eo núcleo geniculado lateral (LGN) são visíveis, eo giro dentado forma uma forma &#39;C&#39; levar de um a dois 600 um fatias. Ver a Figura 3A. </li><li> Coloque as fatias em câmara quente (32 ° C), segurando. </li></ol> 4. Criação de Imagens do Slice <ol><li> Preparação para a imagem latente flavoprotein autofluorescência. <ol> &lt;li&gt; Preparar aCSF pela perfusão da fatia numa câmara de registo electrofisiológico padrão, bolha aCSF com 95% de O2 / 5% de CO 2. </li><li> Puxe eletrodo de vidro para a estimulação. Observe que vários eletrodos estimulantes diferentes e configurações (vidro, tungsténio, fibra de carbono, monopolar, bipolar) todo o trabalho muito bem em conjunto com imagiologia flavoprotein autofluorescência. </li><li> Ligue computador, câmera, micromanipulador, fonte de luz, estimulação software, software de captura de imagem. </li><li> Perfundir a câmara de gravação com oxigenado aCSF, coloque ponte personalizado (projeto disponível em Materiais Complementares) para elevar a fatia na câmara. Nota: taxa de perfusão pode variar de acordo com qualquer indivíduo configurar; 5-15 mL / min é usada aqui. </li><li> Coloque fatia na câmara, diminuir o nível de líquido na câmara para evitar que a fatia de levantar fora da ponte ao colocar harpa especialmente construído sobre fatia, tendo o cuidado de evitar a colocação de cordas da harpa sobre as vias de cooperação interEst (Figura 1A). Aumentar o nível de líquido para cerca de 1-2 mm acima da fatia para manter o fluxo aCSF acima e abaixo da fatia. Nota: Se o reposicionamento é necessário, use o fim Pasteur pipeta quebrado ou permitir que o nível aCSF a subir e utilize uma pinça com extremo cuidado. </li><li> Inserir eletrodos de cloreto de prata em eletrodo de vidro cheio de aCSF, insira o eletrodo de vidro em micromanipulador e conectar-se ao estímulo isolador, e coloque cuidadosamente eletrodo de vidro no IC / substância branca levando a tálamo (ver Figura 1A). </li></ol></li><li> Flavoproteína aquisição de imagem autofluorescência. <ol><li> Coletar imagens em 4 Hz (usando uma macro 2X objetivo corrigido ao infinito (NA 0,13)) e uma câmera para 105 seg enquanto estimular eletricamente (cada estímulo consiste de 1 seg de 40 Hz 2 ms pulsos tecido em 0,05 Hz cinco vezes), enquanto iluminando o tecido com luz azul 470-490 nm e 515 nm capturar acima. Certifique-se de que a imagem não é nem aVeja o escuro, nem apagado Figura 3 coluna esquerda para referência. Nota: Coleção tempo, frequência de recolha, e freqüência de estimulação pode ser alterado para se adequar ao experimento, o programa personalizado incluído no materiais complementares podem ser modificados como tal. </li><li> Exportar imagens para Matlab, e utilizando o programa de escrita feito sob encomenda disponível em materiais complementares, para análise espectral de potência das imagens em 0,05 Hz. A imagem resultante mostrará vias conectados. Nota: O programa personalizado usa uma transformação Fourier rápida dos valores de pixel da série histórica para produzir a imagem. </li></ol></li><li> Preparação para a imagiologia de cálcio. <ol><li> Prepare pequena câmara de incubação utilizando um prato de cultura de 3 cm e membrana cultura levantada para permitir aCSF para alcançar a parte superior e inferior da fatia, e lugar numa almofada de aquecimento para manter a temperatura a cerca de 32 o C. </li><li> Preencha pequena câmara de incubação com aCSF morna e lentamente bolha com 95% O2/5% de CO 2. </li><li> Misturar 2 ul de Pluronic F-127 de ácido e 50 ug de Fura-02:00 dissolvido em 48 ul de DMSO. </li><li> Lugar em fatia pequena câmara de incubação na membrana levantou e cuidadosamente usando uma micropipeta adicione a mistura de coloração diretamente acima do MGB (ou outra estrutura de interesse). </li><li> Cubra fatias para prevenir o branqueamento antes da imagiologia, e permitem fatias a incubar durante 45 minutos - 1 hora. </li><li> Retire as fatias a câmara de retenção aquecida para 10-15 minutos para lavar o excesso de material. </li><li> Siga os passos 4.1.1 a 4.1.6 para preparação de estimular e imagem da fatia colliculo-tálamo-cortical. </li></ol></li><li> Aquisição de imagem de cálcio. <ol><li> Coletar imagens em 10 Hz (utilizando uma objectiva de imersão 20X de água) por 25 segundos enquanto estimular eletricamente (cada estímulo consiste de um pulso de 2 ms) tecido a 0,2 Hz cinco vezes enquanto iluminando o tecido com 365 nm de luz e capturando fluorescência acima de 510 nm. </li&gt; <li> Exportar imagens para Matlab e usar o programa escrito costume disponíveis em materiais complementares, para análise espectral de potência das imagens em 0.2 Hz. A imagem resultante mostrará células activas. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Llano, D. A., Slater, B. J., Lesicko, A. M., Stebbings, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+auditory+colliculothalamocortical+brain+slice+preparation+in+mouse.">An auditory colliculothalamocortical brain slice preparation in mouse.</a> J. Neurosci. 111, 197-207 (2014).</li><li>Agmon, A., Connors, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thalamocortical+responses+of+mouse+somatosensory+(barrel)+cortex+in+vitro.">Thalamocortical responses of mouse somatosensory (barrel) cortex in vitro.</a> Neuro. 41, 365-379 (1991).</li><li>Cruikshank, S. J., Rose, H. J., Metherate, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+Thalamocortical+Synaptic+Transmission+In+Vitro.">Auditory Thalamocortical Synaptic Transmission In Vitro.</a> J Neurophysiol. 87, 361-384 (2002).</li><li>Lee, C. C., Sherman, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+and+physiology+of+ascending+streams+in+the+auditory+tectothalamic+pathway.">Topography and physiology of ascending streams in the auditory tectothalamic pathway.</a> PNAS. 107, 372-377 (2010).</li><li>MacLean, J. N., Fenstermaker, V., Watson, B. O., Yuste, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+visual+thalamocortical+slice.">A visual thalamocortical slice.</a> Nat meth. 3, 129-134 (2006).</li><li>Crabtree, J. W., Isaac, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+intrathalamic+pathways+allowing+modality-related+and+cross-modality+switching+in+the+dorsal+thalamus.">New intrathalamic pathways allowing modality-related and cross-modality switching in the dorsal thalamus.</a> J. Neurosci. 22, 8754-8761 (2002).</li><li>McAlonan, K., Cavanaugh, J., Wurtz, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attentional+Modulation+of+Thalamic+Reticular+Neurons.">Attentional Modulation of Thalamic Reticular Neurons.</a> J. Neurosci. 26, 4444-4450 (2006).</li><li>Weese, G. D., Phillips, J. M., Brown, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attentional+Orienting+Is+Impaired+by+Unilateral+Lesions+of+the+Thalamic+Reticular+Nucleus+in+the+Rat.">Attentional Orienting Is Impaired by Unilateral Lesions of the Thalamic Reticular Nucleus in the Rat.</a> J. Neurosci. 19, 10135-10139 (1999).</li><li>Zikopoulos, B., Barbas, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prefrontal+Projections+to+the+Thalamic+Reticular+Nucleus+form+a+Unique+Circuit+for+Attentional+Mechanisms.">Prefrontal Projections to the Thalamic Reticular Nucleus form a Unique Circuit for Attentional Mechanisms.</a> J. Neurosci. 26, 7348-7361 (2006).</li><li>Kalatsky, V. A., Stryker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+Paradigm+for+Optical+Imaging:+Temporally+Encoded+Maps+of+Intrinsic+Signal.">New Paradigm for Optical Imaging: Temporally Encoded Maps of Intrinsic Signal.</a> Neuron. 38, 529-545 (2003).</li><li>Llano, D. A., Turner, J., Caspary, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diminished+cortical+inhibition+in+an+aging+mouse+model+of+chronic+tinnitus.">Diminished cortical inhibition in an aging mouse model of chronic tinnitus.</a> J. Neurosci. 32, 16141-16148 (2012).</li><li>Ehret, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioural+studies+on+auditory+development+in+mammals+in+relation+to+higher+nervous+system+functioning.">Behavioural studies on auditory development in mammals in relation to higher nervous system functioning.</a> Acta otolaryngol. 99, 31-40 (1985).</li><li>Mikaelian, D., Ruben, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+hearing+in+the+normal+CBA-J+mouse:+correlation+of+physiological+observations+with+behavioral+responses+and+with+cochlear+anatomy.">Development of hearing in the normal CBA-J mouse: correlation of physiological observations with behavioral responses and with cochlear anatomy.</a> Acta. 59, 451-461 (1965).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

This protocol describes improvements upon a previously described colliculo-thalamocortical brain slice in p12-20 mouse to study information flow in the auditory system1. This method has a number of advantages over other, similar, brain slice preparations by retaining connections between more brain areas in a single slice, which gives investigators new tools to understand the interaction and interplay between auditory nuclei in the forebrain. There have been a few key modifications in this protocol, compared to...

No sistema auditivo, embora não haja processamento substancial de informação entre a periferia sensorial e colículo inferior, existe uma considerável processamento adicional antes que ela atinja o córtex auditivo. Sabemos muito pouco sobre como esse processamento é feito e, portanto, pouco sobre como essa transformação permite que o cérebro para interpretar informação sensorial recebida. Com a excepção do olfacto, cada um dos sentidos tem uma estrutura muito semelhante com sinais periféricos inicialmente ser retransmitido com alta fidelidade, que diminui à medida que o sinal sobe para o córtex. O córtex, em seguida, envia projecções para as estruturas inferiores para modular ainda mais a informação recebida. Este sistema complexo tem sido estudada numa variedade de maneiras in vivo, bem como em um número de preparações in vitro. No primeiro caso, todas as ligações estão intactas, permitindo que o pesquisador sondar qualquer conjunto de ligações, enquanto se controla a entrada sensorial e medindosaída em qualquer área. Com essa abordagem, há pouco ou nenhum controlo da grande variedade de outros factores de produção, incluindo outras entradas sensoriais, excitação e atenção, dando origem a uma produção intensamente complexo. In vitro, fatias de cérebro foram cortados para capturar um único set de projecções, ou duas áreas do cérebro ligadas, que permitem que pesquisadores para estimular e avaliar vários aferentes ou áreas do cérebro. Estes são muitas vezes fatias quer talamocorticais ou tectothalamic onde quer a entrada para o tálamo ou no tálamo e sua saída para o córtex são preservados 2-5. Estas preparações permitem uma ampla variedade de manipulações farmacológicas, elétricas e optogenética. No entanto, com apenas duas regiões do cérebro, que avaliam principalmente à transferência de informações e falta a capacidade de avaliar a transformação de informação à medida que passa através do tálamo. Além disso, a projecção reticulo-tálamo, o que pode jogar um papel na modulação da atenção é 6-9 PRESENT nesta fatia. Aqui demonstramos melhorias sobre nossa preparação anterior 1, que permite o controle investigador de várias entradas para o tálamo para dar uma perspectiva única de como os portões tálamo e filtros de informação. Nós casal Esta preparação fatia romance com imagens flavoprotein autofluorescência para avaliar a conectividade fatia e análise de ativação de grande escala, a imagem latente de cálcio no tálamo para análise da população neuronal, e gravação de uma única célula para medir o impacto das várias entradas em um nível única célula. Para auxiliar na manutenção destas ligações generalizadas nós também têm desenvolvido uma série de modificações do âncora fatia normal (aka &quot;harpa&quot;) para a realização da fatia do cérebro no lugar e uma ponte para elevar a fatia para maior perfusão. A harpa é projetado em forma de ferradura modificado para cercar a fatia e permitir a pontos de fixação personalizáveis ​​para as cordas da harpa. Três cordas sãoligado de tal modo que i) um encontra-se horizontalmente ao longo do bordo medial da fatia, ii) estende-se a partir da extremidade caudal do IC para a extremidade caudal do CA e iii) estende-se na diagonal a partir do bordo medial da fatia para uma área rostral à AC (ver Figura 1A). Pequenos recortes no quadro para colagem (com cola de cianoacrilato) de harpas cordas para permitir uma diminuição da quantidade de pressão sobre a fatia para ajudar a manter a integridade da fatia (ver Figura 1B). Ao usar a impressão tridimensional, somos capazes de harpas de design personalizado com as nossas especificações únicas, bem como pontes que permitem o fluxo ideal de artificial líquido cefalorraquidiano (aCSF) acima e abaixo do tecido. Isso também mantém grandes áreas para a luz para penetrar no tecido para patch-clamp eletrofisiologia.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>High sucrose cutting solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>in mM: 206 sucrose, 10.0 MgCl2, 11.0 glucose, 1.25 NaH2PO4, 26 NaHCO3, 0.5 CaCl2, 2.5 KCl, pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low calcium aCSF</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>in mM: 126 NaCl, 3.0 MgCl2, 10.0 glucose, 1.25 NaH2PO4, 26 NaHCO3, 1.0 CaCl2, 2.5 KCl, pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>aCSF</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>in mM: 126 NaCl, 2.0 MgCl2, 10.0 glucose, 1.25 NaH2PO4, 26 NaHCO3, 2.0 CaCl2, 2.5 KCl, pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stimulus Isolator</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>A360</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>D12345</td>
			<td>Lot: 1572C502</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fura-2AM</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>F1201</td>
			<td>Lot: 144912</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pluronic F-127</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>P3000MP</td>
			<td>Lot: 1499369</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large culture dish</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>08-757-13</td>
			<td>100x15mm culture dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small culture dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td align="right">353001</td>
			<td>35x10mm culture dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Raised culture membrane</td>
			<td>Millicell</td>
			<td>PICMORG50</td>
			<td>Used to maintain oxygenated fluid perfusion on both sides of slice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flavoprotein imaging fluorescence cube</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UMNIB</td>
			<td>470&#8211;490 nm excitation, 505 nm dichroic, 515 nm emission long pass.&#160; We have found that virtually any green fluorescence protein filter cube will work here.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium imaging fluorescence cube</td>
			<td>Omega Optical</td>
			<td>BX-18</td>
			<td>XF1005 365nm exitation, XF2001 400nm dichroic, XF3080 510nm emission</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar for blocking brain</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3% by weight in water</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Viper si Stereo Lithography Apparatus</td>
			<td>3D Systems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modification of a colliculo-thalamocortical mouse brain slice, incorporating 3-d printing of chamber components and multi-scale optical imaging

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study these two systems and how they interact has been with the use of in vivo preparations. Major advances have been made with acute brain slices containing the thalamocortical and cortico-thalamic pathways in the somatosensory, visual, and auditory systems. With key refinements to our recent modification of the auditory thalamocortical slice1, we are able to more reliably capture the projections between most of the major auditory midbrain and forebrain structures: the inferior colliculus (IC), medial geniculate body (MGB), thalamic reticular nucleus (TRN), and the auditory cortex (AC). With portions of all these connections retained, we are able to answer detailed questions that complement the questions that can be answered with in vivo preparations. The use of flavoprotein autofluorescence imaging enables us to rapidly assess connectivity in any given slice and guide the ensuing experiment. Using this slice in conjunction with recording and imaging techniques, we are now better equipped to understand how information processing occurs at each point in the auditory forebrain as information ascends to the cortex, and the impact of descending cortical modulation. 3-D printing to build slice chamber components permits double-sided perfusion and broad access to networks within the slice and maintains the widespread connections key to fully utilizing this preparation.

Um exemplo de fatia de cérebro de ratinho colliculo-talamocortical obtido em P15 rato é mostrada na Figura 2. A fatia ideal irá conter os quatro principais estruturas auditivas do mesencéfalo e do prosencéfalo IC, MGB, TRN, e AC, que são activados quando o IC é estimulada (Figura 2A). Usando a análise de Fourier, o poder espectral é medido na frequência de estimulação elétrica, com regiões do cérebro ligadas mostrando atividade que é periódica e arrasta...

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Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging

O uso de vários ângulos para cortar o cérebro do rato filhote, podemos melhorar em cima de uma fatia cerebral aguda anteriormente descrito que captura as conexões entre a maioria dos principais mesencéfalo e prosencéfalo estruturas auditivas.

A modificação de um Colliculo-tálamo-cortical do cérebro do rato Fatia, Incorporando a impressão 3-D da Câmara Components and Imaging Optical Multi-escala

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study ...

modification-colliculo-thalamocortical-mouse-brain-slice

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Neuroscience

8.2K visualizações.  University of Illinois Urbana-Champaign.  O uso de vários ângulos para cortar o cérebro do rato filhote, podemos melhorar em cima de uma fatia cerebral aguda anteriormente descrito que captura as conexões entre a maioria dos principais mesencéfalo e prosencéfalo estruturas auditivas. 