ESB reconhece financiamento pelo Prêmio de Diretor NIH Innovator Novo (DP2 OD002002-01), NIH Desafio Grant 1RC1MH088182-01, NIH Grande Oportunidades Grant 1RC2DE020919-01, NIH 1R01NS067199-01, a NSF (0835878 e 0848804), o McGovern Institute Award Program Neurotechnology , o Departamento de Defesa, NARSAD, o Alfred P. Sloan Foundation, Jerry e Burnett Marge, o Prêmio de Pesquisa SFN para a Inovação na Neuroscience, o MIT Media Lab, da Fundação Benesse, eo Wallace H. Coulter Foundation.

1. Construção Grampo estereotáxica <ol><li> A braçadeira estereotáxica é utilizada para a fixação da matriz para o injector stereotax, de modo que os injetores são paralelas ao braço estereotáxico. </li><li> Cada laboratório precisa de apenas uma pinça, a menos que se prevê que mais de uma cirurgia pode ocorrer simultaneamente. Neste caso, faça o mesmo número que o número máximo previsto de cirurgias simultâneas. Também pode ser aconselhável fazer um extra, em caso de dano ao primeiro. </li><li> Para fazer a braçadeira estereotáxica, em primeiro lugar, a 1,5 mm de diâmetro exterior (OD) de aço cânula é cortada a 2 polegadas de comprimento, e uma das extremidades é Dremeled baixo até plana. </li><li> Em seguida, um pedaço pequeno (aproximadamente 0,5 x 0,5 cm) é cortado do PCB proto-board, para ser usado como um espaçador. </li><li> Usando um cortador de laser para garantir que todos os cortes feitos são perpendiculares à superfície do material, dois retângulos idênticos (1 / 2 &quot;x 3 / 8&quot;) são cortadas a partir de 08/01 folhas &quot;de acrílico, cada retângulo, tendo dois furos circulares em cantos opostos do retângulo. O primeiro buraco tem diâmetro 1.5mm, e é grande o suficiente para segurar a cânula metálica firmemente. O segundo buraco tem diâmetro de 1 / 16 &quot;(Figura 1C). </li><li> A cânula de metal é inserido no furo de 1,5 mm de um retângulo, então através do furo de 1,5 mm do segundo. A extremidade inferior da cânula está alinhado com a face inferior do retângulo de fundo, formando o formato de um taco de hóquei. </li><li> Mantendo o espaçador são mantidas em segredo entre os dois retângulos, esta estrutura é cimentada juntos usando cola quente em torno dos furos cânula e 1.5mm, com cuidado para evitar a colagem o espaçador ao retângulos. Massa de modelar pode ser útil para manter as coisas em conjunto durante esse processo. </li><li> Depois que a cola secar, um parafuso 1-72 é inserido dentro do buraco 1 / 16 do lado superior dos retângulos. Em seguida, uma porca 1-72 é parafusado na extremidade do parafuso 1-72, e apertados. O parafuso e porca servem para manter o grampo juntos. </li><li> Para anexar a porca sextavada para a face inferior do retângulo inferior, pequenas quantidades de 5 minutos de epóxi são descartados em torno da borda da porca, sem permitir que o epóxi para entrar no tópicos da porca ou parafuso. Qualquer massa de modelar é removida, e confirma-se que o espaçador pode ser realizada firmemente no lugar de apertar o parafuso. </li></ol> 2. A preparação do sistema para a matriz injector personalizado: Hamilton bomba e stereotax <ol><li> O sistema de matriz de injetora pode ser personalizado para praticamente qualquer conjunto de coordenadas no cérebro. </li><li> O primeiro usuário localiza coordenadas dos locais de injeção desejada em um mouse (ou outras espécies) atlas do cérebro, a conversão para as coordenadas adequada utilizada pelo stereotax (aqui, X, Y, Z e coordenadas). O número de locais de injecção (três nas figuras 1A e 1B) serão seguidamente chamado k. </li><li> k número de 10 seringas Hamilton mL são colocados em uma bomba de seringa / retirada como este aparato de Harvard. </li><li> Em seguida, três metros de comprimento pedaços de tubos de polietileno são firmemente conectado à agulha de cada seringa Hamilton. </li><li> Para cada pedaço de tubo de polietileno, uma F-252 manga tubulação de Upchurch Scientific é deslizou sobre a extremidade aberta e conectada a um adaptador de tubos P-627 usando a porca incluído e ponteira, também da Upchurch Científico. </li></ol> 3. Construção da matriz Injector Customized <ol><li> Cada matriz injector é personalizado para o conjunto de coordenadas que o usuário escolhe. No entanto, para conjuntos de coordenadas que diferem apenas por uma tradução e / ou de rotação, a matriz injector mesmo pode ser usado. </li><li> Considerando apenas a relação X e Y coordenadas dos locais de injecção, os buracos são perfurados em k um PCB proto-board de espessura 1 / 32 &quot;, com o mesmo espaçamento relativo. Estes buracos são perfurados utilizando um mini-mill MODELA e 0,011&quot; diâmetro da broca da McMaster-Carr. Tenha certeza de usar um ritmo lento de perfuração (Z-speed) para evitar a quebra ou desgaste da broca. Antes de remover a placa da fábrica, um retângulo é perfurado em torno dos furos pequenos, usando um pouco maior broca de diâmetro 1 / 32 &quot;, para evitar desgaste o menor código para o mini-mill podem ser gerados facilmente usando MATLAB;. Amostra código é fornecido nos seguintes arquivos. <ol class="lroman"><li> generate.m - código MATLAB para gerar o código MODELA de coordenadas desejado </li><li> holes_ex.rml - MODELA código para perfuração padrão de toque (oito furos) em Proto-board </li><li> outline_ex.rml - MODELA código para perfuração retângulo em torno de buracos </li></ol></li><li> 245 mM mM OD/100 diâmetro interno (ID) tubo capilar de sílica fundida, disponível a partir Polymicro Technologies, é cortado em k número de 3 peças polegadas. Estes compreendem os injetores individuais. Uma peça descartável de tubo capilar é picado por meiocada um dos buracos, para limpar os restos sem entupir os injectores real. Os injectores são, então, inserido no meio em cada buraco, para que eles fiquem presos e paralelos um ao outro. Os injetores são epoxied à placa, formando a estrutura da matriz injector. Tudo o que resta é para aparar os injetores para o comprimento correto. </li><li> A matriz injector é anexado ao grampo estereotáxica, colocando um canto do proto-board entre os retângulos de acrílico, e em seguida apertando o parafuso da braçadeira estereotáxica. Em seguida, a cânula de metal do grampo está ligado à stereotax, utilizando o mecanismo de fixação do stereotax. </li><li> Todas as seguintes é feito sob um microscópio. Para um dos injectores exterior (isto é, aquele que pode ser abordado a partir do lado com uma borda em linha reta, sem esbarrar em nenhuma das outras injetores), a ponta se estendem para além do fundo do proto-board é cortado com tesoura. Cortical para injectáveis, é necessário ter o injetor estendendo aproximadamente 5mm além da superfície da proto-board. Para injecções profundas, este número pode ser aumentado pelo aumento correspondente em profundidade. A dica é achatado, com uma ferramenta Dremel. Dicas Injector também pode ser chão em um ângulo como uma precaução adicional contra entupimento, se a precisão em profundidade é menos importante. </li><li> Em seguida, um ponto de referência estável é escolhido dentro do alcance do braço estereotáxico, ea matriz injector é movida de modo que a ponta achatada da injector exterior, é neste ponto de referência. </li><li> Um injector segundo é escolhido, juntamente com suas coordenadas correspondentes. Considerado é a diferença relativa de altura (direção z) entre as coordenadas primeiro e segundo injector. A matriz injector é movido ao longo do eixo Z por essa distância relativa. O injetor segundo é aparado e Dremeled para o comprimento correto, de modo que a ponta do injector é agora segundo plano e na altura do ponto de referência. A matriz injector pode ser movido em direções X e Y para facilitar a comparação da ponta do injector com o ponto de referência. </li><li> Este processo de corte é repetido para os injectores restantes. </li></ol> 4. Montagem de todo o sistema <ol><li> A braçadeira estereotáxica e matriz injector personalizado, ambos já construídas, são necessários para esta parte. </li><li> O back-end de cada injetor (a fim de que não tenha sido aparadas) é inserido em um azul F-240 tubos de manga e, usando uma P-235 porca e P-200 ponteira da Upchurch Científico, está ligado ao adaptador de rosca já está conectado para a bomba de Hamilton por tubos de polietileno. Instruções do fabricante pode ser consultado para mais detalhes. </li><li> Usando uma agulha de calibre 27, óleo de silicone é injetado na parte de trás do seringas Hamilton, para que todo o sistema é preenchido da seringa Hamilton até a ponta do injector, sem bolhas de ar em tudo. </li><li> Como as seringas Hamilton são re-colocados na bomba de Hamilton, o maior volume possível de óleo de silicone é mantida nas seringas. </li><li> Se o experimento requer seringas mais do que a bomba foi projetada para (dois neste caso), as seringas podem ser espaçadas com pequenos pedaços de plástico (por exemplo, tampas de agulha) para mantê-los paralelos um ao outro, e para garantir que todas as peças são empurrada pela bomba na mesma medida. Ou, um multi-rack kit de atualização pode ser comprado de Harvard Apparatus para armazenar até 10 seringas de uma vez. </li></ol> 5. Injecções / cirurgia <ol><li> O processo de injeção com um injector paralelo é muito semelhante ao de injetar com uma pipeta único. </li><li> É imprescindível a utilização de recarga lenta / infundir taxas ao longo deste processo, porque o bombeamento rápido pode colocar pressão sobre a articulação entre a tubulação de grande e pequeno porte. Recomenda taxa max: 2 l / min para o carregamento de vírus, e 0,1 mL / min de infusão de vírus. </li><li> Um rato anestesiado é colocado no stereotax, e continua a ser anestesiados durante todo o experimento. </li><li> Prepare o mouse quando necessário. Por exemplo, com um bisturi, um único corte é feito abaixo da linha média da pele, de entre os olhos para entre as orelhas. A pele é puxada para trás para expor o crânio e da fáscia é removido. A pipeta de vidro puxado é anexado ao stereotax. As posições das barras de ouvido são ajustados até bregma e lambda são alinhados com a mesma altura, e para que a linha de conexão deles é paralela ao eixo Y do stereotax. Os eixos da stereotax são orientadas de acordo com o sistema de coordenadas no qual as coordenadas de injeção foram calculados. O estereotáxica é zerado com a ponta da pipeta de vidro na bregma, e então a dica é posicionado ligeiramente acima do crânio, o X e Y coordenadas de um dos locais de injecção. </li><li> Usando uma broca de dentista, o crânio abaixo da ponta é cuidadosamente pared afastado até que resta uma camada extremamente fina de osso. A pipeta de vidro pode ser menored e levantou para verificar que o furo está sendo perfurado está centrada na posição correta. Usando uma agulha de calibre 30, um pequeno pedaço da camada é delicadamente apanhados, na X-Y-e corrigir as coordenadas, de modo que a dura-máter está exposto. Este buraco deve ser grande o suficiente para caber um dos injetores (0,25 mm de largura). Ver Figura 1D para diagrama. Desta forma, pequeno, 0,25 milímetros de largura furos são feitos no crânio, no X e Y coordenadas correspondentes a cada local da injeção. </li><li> A pipeta de vidro é descartada em um recipiente, ea matriz injector personalizado é anexado ao stereotax usando a braçadeira estereotáxica. </li><li> , A fim de definir corretamente o ângulo da matriz injetor, dois injetores exterior são escolhidos para serem calibrados para um determinado ponto de referência, como segue. Depois de um dos injectores é compensada com o ponto de referência, considere o X-Y-e relativa distâncias entre os locais de injecção injector em relação a este e outro. Os eixos da stereotax são ajustados de modo que a matriz injector inteiro é movido na X e Y direções por estas distâncias relativas. Se o segundo injector não é agora alinhada com o ponto de referência, a cânula de metal é solto e rodado. Este processo é repetido iterativamente até que a matriz injector está inclinado corretamente. </li><li> Antes de preencher os injectores com o vírus, os injetores são preenchidos com óleo de silicone até que as seringas estão no ponto 2 l (ou superior). Isso proporciona uma zona tampão, de modo que as bolhas de ar ou entupimento na ponta pode ser facilmente removido, empurrando o óleo para a frente usando a bomba Hamilton, sem ter de reabastecer o sistema com óleo de silicone na parte de trás das seringas, como descrever anteriormente. </li><li> Um pedaço estéril de Parafilm é colocado sobre o crânio, e os injetores são levemente abaixada na Parafilm. Para coordenadas com profundidades variando muito, uma parte-custom moído (por exemplo, um objeto em forma de escada) poderia facilitar o carregamento. </li><li> As peças a seguir assumem que 1 ml de vírus está a ser carregado em cada local (as seguintes quantidades devem ser reduzidas se quantidades menores são desejados). , A fim de garantir que&gt; mL 1 do vírus é injetado em cada local, 1,5 mL de vírus é pipetado para o Parafilm ou escada na ponta de cada injector. </li><li> Com a taxa de recarga da bomba Hamilton definido para 1 ml / min, 1,2 mL do vírus é recarregado em cada injector. </li><li> A ponta do mais longo injetor é zerado no bregma, em seguida, a matriz injector é deslocado para o X e Y coordenadas desse injector. Se a obstrução é um problema, dizer se muitos alvos profundos estão envolvidos: mesmo antes de inserir o injector dicas para o cérebro, às vezes é aconselhável iniciar a infusão da bomba, até que o vírus pode ser visto saindo de todas as dicas do injetor. Isso remove as bolhas de ar nas pontas injector, e também garante que não há entupimento. No caso de entupimento, a bomba de Hamilton está definido para infundir um breve pulso a uma velocidade superior de 2 mL / min, para limpar suavemente entupimento. </li><li> A matriz injector é então abaixada, através dos furos pequenos feitos com as agulhas de calibre 30, para a correta Z profundidade. </li><li> 1 ml de vírus é injetado através de cada injector, a 0,1 mL / min. </li><li> As injecções são deixados sozinhos por 30 minutos. </li><li> Após a matriz injector está lentamente extraído do cérebro, a bomba de Hamilton está definido para infundir na mesma taxa de 0,1 mL / min, a fim de verificar se há entupimento em cada injector. </li><li> Em seguida, os injetores são limpos por recarga e infundindo 1,5 mL de etanol a 2 l / min. </li><li> Finalmente, os injetores são recarregados com óleo de silicone para manter a zona tampão 2 mL em cada seringa Hamilton. </li><li> Todos os equipamentos devem ser esterilizados antes e após o procedimento, de acordo com a biossegurança da sua instituição e protocolos de uso de animais. </li></ol> 6. Resultados representante A matriz injector paralelo acelera uma cirurgia aproximadamente por um factor igual ao número de injetores, sem contar a instalação e tempo de recuperação, apesar de tempos individuais dependerá da habilidade do praticante. Para uma injecção microlitro 1, que normalmente viu a expressão lentivírus em uma esfera de aproximadamente 1 milímetro de diâmetro (Fig. 1E). A precisão da injeção era tal que a variabilidade no posicionamento da ponta, do julgamento a julgamento, foi cerca de 45 microns (desvio padrão da distância da posição da ponta para a posição de ponta pretendido). <img src="/files/ftp_upload/1489/1489fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Design, implementação e uso de uma variedade de vírus paralelo injector. Um esquema, do sistema paralelo conjunto injector, mostrando uma configuração injector triplo, para três injeções simultâneas. B, fotografia de uma matriz injector triplo paralelo como diagramado em A . <strong&gt; C, braçadeira estereotáxica, mostrado em linhas gerais a partir do topo D, ilustração da técnica de eficiente, minimizando o dano, a abertura de buracos no crânio para injector inserção no cérebro:. com uma broca de dentista, diluir o crânio para baixo a espessura ~ 50 microns, em seguida, use a ponta de uma agulha fina para abrir uma pequena craniotomia. E imagem, mostrando fluorescência channelrodopsina-2 (ChR2)-GFP-rotulados células em três regiões do mouse cortical, como alvo de matriz injector triple mostrado na B.

<ol>
	<li>Chow, B., Han, X., Qian, X., Boyden, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-performance+halorhodopsin+variants+for+improved+genetically-targetable+optical+neural+silencing.">High-performance halorhodopsin variants for improved genetically-targetable optical neural silencing.</a> Frontiers in Systems Neuroscience. , (2009).</li><li>Bi, A., Cui, J., Ma, Y. P., Olshevskaya, E., Pu, M., Dizhoor, A. M., Pan, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ectopic+expression+of+a+microbial-type+rhodopsin+restores+visual+responses+in+mice+with+photoreceptor+degeneration.">Ectopic expression of a microbial-type rhodopsin restores visual responses in mice with photoreceptor degeneration.</a> Neuron. 50, 23-33 (2006).</li><li>Han, X., Qian, X., Bernstein, J., Zhou, H., Franzesi, G., Stern, P., Bronson, R., Graybiel, A., Desimone, R., Boyden, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-Timescale+Optical+Control+of+Neural+Dynamics+in+the+Nonhuman+Primate+Brain.">Millisecond-Timescale Optical Control of Neural Dynamics in the Nonhuman Primate Brain.</a> Neuron. 62 (2), 191-198 (2009).</li><li>Zhang, F., Wang, L. P., Brauner, M., Liewald, J. F., Kay, K., Watzke, N., Wood, P. G., Bamberg, E., Nagel, G., Gottschalk, A., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multimodal+fast+optical+interrogation+of+neural+circuitry.">Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry.</a> Nature. 446 (7136), 633-639 (2007).</li><li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).</li><li>Han, X., Boyden, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple-color+optical+activation,+silencing,+and+desynchronization+of+neural+activity,+with+single-spike+temporal+resolution.">Multiple-color optical activation, silencing, and desynchronization of neural activity, with single-spike temporal resolution.</a> PLoS ONE. 2, e299-e299 (2007).</li><li>Szobota, S., Gorostiza, P., Del Bene, F., Wyart, C., Fortin, D. L., Kolstad, K. D., Tulyathan, O., Volgraf, M., Numano, R., Aaron, H. L., Scott, E. K., Kramer, R. H., Flannery, J., Baier, H., Trauner, D., Isacoff, E. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Remote+control+of+neuronal+activity+with+a+light-gated+glutamate+receptor.">Remote control of neuronal activity with a light-gated glutamate receptor.</a> Neuron. 54 (4), 535-545 (2007).</li><li>Lima, S. Q., Miesenbock, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Remote+control+of+behavior+through+genetically+targeted+photostimulation+of+neurons.">Remote control of behavior through genetically targeted photostimulation of neurons.</a> Cell. 121 (1), 141-152 (2005).</li><li>Zhang, F., Wang, L. P., Boyden, E. S., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin-2+and+optical+control+of+excitable+cells.">Channelrhodopsin-2 and optical control of excitable cells.</a> Nat. Methods. 3, 785-792 (2006).</li><li>Ishizuka, T., Kakuda, M., Araki, R., Yawo, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetic+evaluation+of+photosensitivity+in+genetically+engineered+neurons+expressing+green+algae+light-gated+channels.">Kinetic evaluation of photosensitivity in genetically engineered neurons expressing green algae light-gated channels.</a> Neurosci Res. 54 (2), 85-94 (2006).</li><li>Luo, L., Callaway, E. M., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+dissection+of+neural+circuits.">Genetic dissection of neural circuits.</a> Neuron. 57 (5), 634-660 (2008).</li></ol>

Todos os procedimentos foram de acordo com o Guia de NIH para Animais de Laboratório e aprovado pelo Animal Care MIT e Use e Comitês de Biossegurança.

Nos últimos anos, uma série de organismos geneticamente codificados sensitizers óptica permitiram neurônios para ser ativado e silenciadas in vivo de uma forma temporalmente preciso, em resposta a pulsos breves de luz (por exemplo, 1,4,5,6,7,8 , 11). Um método de chave com a qual os neurônios foram sensibilizados para a luz do cérebro de mamíferos, é através de vírus como o lentivírus e vírus adeno-associado (AAV), que pode entregar genes que codificam para opsins aos cérebros de animais, de camundongos a macacos, em um forma segura e duradoura (por exemplo, 2,9,10). Vírus permitem que o tempo de resposta mais rápido do que os transgênicos, especialmente para organismos que não são organismos modelo genético, como ratos e macacos, e para opsins pode permitir níveis de expressão elevada que pode não ser possível em cenários de transgênicos. Aqui demonstramos um conjunto injector paralelo capaz de criar, em uma escala de tempo rápida, &quot;no nível do circuito transgênicos&quot;, permitindo que toda a estrutura 3-dimensional do cérebro para ser virally alvo de um gene, em uma única etapa cirúrgica. A matriz injector é composto por uma ou mais bombas de deslocamento que cada unidade de um conjunto de seringas, cada qual alimenta um sílica fundida poliimida / capilar através de um conector de alta pressão tolerante. Os capilares são dimensionados, e depois inserido, locais desejados especificado por custom-moagem de uma placa de posicionamento estereotáxico, permitindo assim que os vírus ou outros reagentes para ser entregue ao conjunto desejado de regiões do cérebro. Para utilizar o dispositivo, o primeiro cirurgião enche o subsistema fluídico inteiramente com óleo, aterros os capilares com o vírus, insere o dispositivo no cérebro, e infunde reagentes lentamente (&lt;0,1 mL / min). Esta tecnologia permitirá uma ampla variedade de novos tipos de experimentos, tais como milissegundo-calendário de encerramento do complexamente em forma de estruturas (tais como o hipocampo) em momentos precisos durante o comportamento, a inativação temporalmente precisa de estruturas bilaterais que possam atuar de forma redundante (como a amígdala esquerda e direita), e da perturbação de múltiplas regiões cerebrais distintas (por exemplo, dirigindo duas regiões ligadas fora de fase para estudar como região-cross sincronia depende de atividade em cada região, ou estimulando as entradas para uma região ao mesmo tempo silencia um subconjunto de as metas a fim de compreender qual dos diversos alvos são críticos para mediar os efeitos dessas entradas). Para cérebros grandes como os do primata, em que demonstraram recentemente óptico tipo de célula-específicos de ativação neural 3, perturbando a atividade em uma área comportamentalmente relevante pode exigir rotulagem viral de grandes estruturas complexas. Notamos que arrays paralelos injector pode ser usada para injetar quase toda a carga - drogas, neuromoduladores, neurotransmissores, ou mesmo células - no complexo 3-D padrões no cérebro, de uma forma temporalmente preciso. Finalmente, do ponto de vista de translação, é possível que rápida, a terapia gênica-paciente personalizados ou dispositivos a entrega da droga pode ser rapidamente personalizado projetado e fabricado para coincidir com geometrias cérebro individual, apoiando novos tratamentos para uma variedade de patologias, potencialmente através do uso de óptico moléculas de controle. As matrizes injector são projetados para ser mais preciso, tanto espacialmente e volumetricamente. No X-e Y-direções, isso é feito furos colocados com muita precisão usando um barato mini-mill, com os buracos grandes o suficiente para caber os injectores, de modo que injetores são mantidos paralelos um ao outro, e de forma precisa localização. Na direção Z, os injetores são aparados usando um aparelho estereotáxico, permitindo um nível de precisão equivalente ao da cirurgia estereotáxica em si. A precisão volumétrica surge a partir da precisão da bomba de Hamilton, bem como a quase zero mortos-volume conectores, adaptado de um método de cromatografia líquida de alta pressão (HPLC) de campo. Os injetores são feitos de tubo de capilar de sílica fundida, que é forte e rígida o suficiente para que ele mantém forma precisa e espaçamento sob pressão, sem a espessura da parede maior de alternativas, tais como cânulas de aço. Pequenas modificações podem facilmente ser feitos para se adaptar a matriz injector paralelo a uma variedade de experimentos. Por exemplo, se um menor volume de vírus ou o espaçamento mais fino é necessário, menores tubo capilar pode ser empregado, juntamente com uma broca correspondente menores. Futuros dispositivos podem utilizar canais microfluídicos e bombas, para aumentar o número de injetores paralelo, para minimizar o tamanho (talvez permitam que esses dispositivos para ser montado sobre as cabeças dos animais que se deslocam livremente).

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		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
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		<tbody>
		
<tr>
<td>Dremel Tool</td>
<td>Tool</td>
<td>Dremel</td>
<td>3956-02</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Laser Cutter</td>
<td>Tool</td>
<td>Universal Laser Systems</td>
<td>VLS2.30</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Hot glue gun</td>
<td>Tool</td>
<td>Stanley Bostitch</td>
<td>GR20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Injection/withdrawal syringe pump (Hamilton pump)</td>
<td>Tool</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>702001</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 &mu;l Hamilton syringes</td>
<td>Tool</td>
<td>Hamilton Company</td>
<td>701N</td>
<td>Need one per injection site</td>
</tr>
<tr>
<td>Mouse stereotax</td>
<td>Tool</td>
<td>Stoelting</td>
<td>51725D</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Modela mini-mill</td>
<td>Tool</td>
<td>Roland</td>
<td>MDX-15</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>0.011" diameter drill bit for mini mill</td>
<td>Tool</td>
<td>Mcmaster-Carr</td>
<td>8915A12</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1/32" diameter drill bit For mini-mill</td>
<td>Tool</td>
<td>McMaster-Carr</td>
<td>8848A35</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>High speed dental drill</td>
<td>Tool</td>
<td>Lynx</td>
<td>333</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dental drill accessories</td>
<td>Tool</td>
<td>Pearson</td>
<td>F 35-08-25 F 35-07-10 P 86-02-38</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td></td>
<td></td>
<td></td>
<td></td>
<td></td>
</tr>
<tr>
<td>1.5mm outer diameter (OD) stainless steel cannula</td>
<td>Material</td>
<td>Small-Parts</td>
<td>HTX-15R</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1-72 binding slotted machine screw</td>
<td>Material</td>
<td>Small-Parts</td>
<td>MX-0172B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1-72 hex nut</td>
<td>Material</td>
<td>Small-Parts</td>
<td>HNX-0172</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>PCB proto-board, 1/32" thick</td>
<td>Material</td>
<td>Digi-Key</td>
<td>PC57-T-ND</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Acrylic Sheet, 1/8" thick</td>
<td>Material</td>
<td>Mcmaster-Carr</td>
<td>8560K239</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>HPLC connectors</td>
<td>Material</td>
<td>Upchurch Scientific</td>
<td>F-252, P-627, P-200, P-235, F-240 (some of these can be bought in 10-packs; simply add an &#x2018;x&#x2019; to the end of the part number)</td>
<td>Need one per injection per site, except F-252, P-627, and P-235, which can be reused</td>
</tr>
<tr>
<td>Fused silica capillary tubing, OD: 245 &mu;m, ID: 100 &mu;m</td>
<td>Material</td>
<td>Polymicro Technologies</td>
<td>2000022-10M</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>5-minute general purpose epoxy</td>
<td>Material</td>
<td>Permatex</td>
<td>84101</td>
<td>5-minute general purpose epoxy</td>
</tr>
<tr>
<td>Polyethylene tubing .066 x .095 inch</td>
<td>Material</td>
<td>VWR</td>
<td>63018-827</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

scalable fluidic injector arrays for viral targeting of intact 3-d brain circuits

Nossa compreensão dos circuitos neurais - como eles mediam os cálculos que a sensação subserve, pensamento, emoção e ação, e como eles estão corrompidos em distúrbios neurológicos e psiquiátricos - seria muito facilitado por uma tecnologia para rapidamente genes alvo a 3 complexos - dimensional circuitos neurais, permitindo a criação rápida de &quot;nível de circuito transgênicos.&quot; Recentemente, desenvolvemos métodos em que os vírus de codificação para proteínas sensíveis à luz, pode sensibilizar os tipos de células específicas para milissegundo-calendário de ativação e silenciamento no cérebro intacto. Nós aqui apresentar o projeto ea implementação de um conjunto injector capaz de entregar vírus (ou outros fluidos) para dezenas de pontos definidos dentro da estrutura 3-dimensional do cérebro (<strong&gt; Figura. 1A, 1B</strong&gt;). A matriz injector é composto por uma ou mais bombas de deslocamento que cada unidade de um conjunto de seringas, cada qual alimenta um sílica fundida poliimida / capilar através de um conector de alta pressão tolerante. Os capilares são dimensionados, e depois inserido, locais desejados especificado por custom-moagem de uma placa de posicionamento estereotáxico, permitindo assim que os vírus ou outros reagentes para ser entregue ao conjunto desejado de regiões do cérebro. Para utilizar o dispositivo, o primeiro cirurgião enche o subsistema fluídico inteiramente com óleo, aterros os capilares com o vírus, insere o dispositivo no cérebro, e infunde reagentes lentamente (&lt;0,1 microlitros / min). A natureza paralela da matriz injector rotulagem facilita a rápida, precisa e robusta de toda circuitos neurais com cargas virais, tais como sensitizers óptico para permitir a ativação de luz e silenciamento dos circuitos cerebrais definido. Juntamente com outras tecnologias, tais como matrizes de fibra óptica para entrega a luz para conjuntos desejado de regiões do cérebro, esperamos criar uma caixa de ferramentas que permite a sistemática de sondagem causal funções neurais no cérebro intacto. Esta tecnologia não só pode abrir tais abordagens sistemáticas ao circuito de neurociência com foco em mamíferos, e facilitar a rotulagem das regiões do cérebro em animais de grande porte, tais como primatas não-humanos, mas também pode abrir um caminho clínico de translação para a célula específica próteses controle óptico , cuja precisão pode permitir um melhor tratamento de distúrbios cerebrais intratáveis. Finalmente, esses dispositivos, como descrito aqui pode facilitar precisamente cronometrado de entrega de cargas fluídico, tais como células-tronco e agentes farmacológicos, a 3-dimensional de estruturas, de uma forma facilmente customizável pelo usuário.

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Scalable Fluidic Injector Arrays for Viral Targeting of Intact 3-D Brain Circuits

Controle e análise de circuitos neurais<em&gt; In vivo</em&gt; Seria facilitado por uma tecnologia para entrega de vírus e outros reagentes para desejado 3-dimensional conjuntos de regiões do cérebro. Demonstramos personalizado fluídico fabricação conjunto injector, e entrega de virally-codificado sensitizers óptico, permitindo a manipulação óptica de circuitos cerebrais complexas.

Escalável Fluidic Arrays Injector para Viral Segmentação de Intact Circuitos 3-D do cérebro

Our understanding of neural circuits--how they mediate the computations that subserve sensation, thought, emotion, and action, and how they are corrupted ...

scalable-fluidic-injector-arrays-for-viral-targeting-intact-3-d-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.2K visualizações.  Massachusetts Institute of Technology. Controle e análise de circuitos neurais In vivo Seria facilitado por uma tecnologia para entrega de vírus e outros reagentes para desejado 3-dimensional conjuntos de regiões do cérebro. Demonstramos personalizado fluídico fabricação conjunto injector, e entrega de virally-codificado sensitizers óptico, permitindo a manipulação óptica de circuitos cerebrais complexas.

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Targeting of Deep Brain Structures with Microinjections for Delivery of Drugs, Viral Vectors, or Cell Transplants

Microinjections into the brain parenchyma are important procedures to deliver drugs, viral vectors or cell transplants.  The brain lesion that an injecting needle produces during its trajectory is a major concern especially in the mouse brain for not only the brain is small but also sometimes multiple injections are needed.  We show here a method to produce glass capillary needles with a 50-&mu;m lumen which significantly reduces the brain damage and allows a precise targeting into the rodent brain. This method allows a delivery of small volumes (from 20 to 100 nl), reduces bleeding risks, and minimizes passive diffusion of drugs into the brain parenchyma. By using different size of capillary glass tubes, or changing the needle lumen, several types of substances and cells can be injected. Microinjections with a glass capillary tube represent a significant improvement in injection techniques and deep brain targeting with minimal collateral damage in small rodents.

In this article, we show a method to make glass capillary needles with a 50-&mu;m lumen. This technique significantly reduces the brain damage, minimizes passive diffusion of drugs and allows a precise targeting into the rodent brain.

Segmentação de estruturas cerebrais profundas com Microinjeções para entrega de drogas, vetores virais, ou Transplantes de Células

Microinjections into the brain parenchyma are important procedures to deliver drugs, viral vectors or cell transplants.  The brain lesion that an ...

Neurociência

Intact Histological Characterization of Brain-implanted Microdevices and Surrounding Tissue

Research into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices that interface chronically with surrounding brain tissue. Tissue surrounding these implants is thought to react to the presence of the devices over time, which includes the formation of an insulating "glial scar" around the devices. However, histological analysis of these tissue changes is typically performed after explanting the device, in a process that can disrupt the morphology of the tissue of interest.
Here we demonstrate a protocol in which cortical-implanted devices are collected intact in surrounding rodent brain tissue. We describe how, once perfused with fixative, brains are removed and sliced in such a way as to avoid explanting devices. We outline fluorescent antibody labeling and optical clearing methods useful for producing an informative, yet thick tissue section. Finally, we demonstrate the mounting and imaging of these tissue sections in order to investigate the biological interface around brain-implanted devices.

Here we present a histological method for capturing, labeling, optically clearing, and imaging the intact brain tissue interface around chronically implanted microdevices in rodent brain tissue. Results from the techniques comprising this method are useful for understanding the impact of various penetrating brain-implants on their surrounding tissue.

Caracterização histológica intacta de Microdevices Brain-implantados e tecido circundante

Research  into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as  microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Gravação eletrofisiológica no cérebro de Intacta Zebrafish Adulto

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Toxoplasma gondii is an obligate, intracellular parasite with a broad host range, including humans and rodents. In both humans and rodents, Toxoplasma establishes a lifelong persistent infection in the brain. While this brain infection is asymptomatic in most immunocompetent people, in the developing fetus or immunocompromised individuals such as acquired immune deficiency syndrome (AIDS) patients, this predilection for and persistence in the brain can lead to devastating neurologic disease. Thus, it is clear that the brain-Toxoplasma interaction is critical to the symptomatic disease produced by Toxoplasma, yet we have little understanding of the cellular or molecular interaction between cells of the central nervous system (CNS) and the parasite. In the mouse model of CNS toxoplasmosis it has been known for over 30 years that neurons are the cells in which the parasite persists, but little information is available about which part of the neuron is generally infected (soma, dendrite, axon) and if this cellular relationship changes between strains. In part, this lack is secondary to the difficulty of imaging and visualizing whole infected neurons from an animal. Such images would typically require serial sectioning and stitching of tissue imaged by electron microscopy or confocal microscopy after immunostaining. By combining several techniques, the method described here enables the use of thick sections (160 &#181;m) to identify and image whole cells that contain cysts, allowing three-dimensional visualization and analysis of individual, chronically infected neurons without the need for immunostaining, electron microscopy, or serial sectioning and stitching. Using this technique, we can begin to understand the cellular relationship between the parasite and the infected neuron.

3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Using this protocol, we were able to image 160 &#181;m thick brain sections from mice infected with the parasite Toxoplasma gondii, which enables visualization and analysis of the spatial relationship between the encysting parasite and the infected neuron.

Imagem 3-D e Análise de Neurônios Infected<em&gt; In Vivo</em&gt; Com<em&gt; Toxoplasma gondii</em

Toxoplasma gondii is an obligate, intracellular parasite with a broad host range, including humans and rodents. In both humans and rodents, Toxoplasma ...

Modification of a Colliculo-thalamocortical Mouse Brain Slice, Incorporating 3-D printing of Chamber Components and Multi-scale Optical Imaging

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study these two systems and how they interact has been with the use of in vivo preparations. Major advances have been made with acute brain slices containing the thalamocortical and cortico-thalamic pathways in the somatosensory, visual, and auditory systems. With key refinements to our recent modification of the auditory thalamocortical slice1, we are able to more reliably capture the projections between most of the major auditory midbrain and forebrain structures: the inferior colliculus (IC), medial geniculate body (MGB), thalamic reticular nucleus (TRN), and the auditory cortex (AC). With portions of all these connections retained, we are able to answer detailed questions that complement the questions that can be answered with in vivo preparations. The use of flavoprotein autofluorescence imaging enables us to rapidly assess connectivity in any given slice and guide the ensuing experiment. Using this slice in conjunction with recording and imaging techniques, we are now better equipped to understand how information processing occurs at each point in the auditory forebrain as information ascends to the cortex, and the impact of descending cortical modulation. 3-D printing to build slice chamber components permits double-sided perfusion and broad access to networks within the slice and maintains the widespread connections key to fully utilizing this preparation.

Using multiple angles to cut the mouse pup brain, we improve upon a previously-described acute brain slice which captures the connections between most of the major auditory midbrain and forebrain structures.

A modificação de um Colliculo-tálamo-cortical do cérebro do rato Fatia, Incorporando a impressão 3-D da Câmara Components and Imaging Optical Multi-escala

The ability of the brain to process sensory information relies on both ascending and descending sets of projections. Until recently, the only way to study ...

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated proteins and subsequent manipulation of neural activity by light. Channelrhodopsins (ChRs) are light-gated cation-channels and when fused to a fluorescent protein their expression allows for visualization and concurrent activation of specific cell types and their axonal projections in defined areas of the brain. Via stereotactic injection of viral vectors, ChR fusion proteins can be constitutively or conditionally expressed in specific cells of a defined brain region, and their axonal projections can subsequently be studied anatomically and functionally via ex vivo optogenetic activation in brain slices. This is of particular importance when aiming to understand synaptic properties of connections that could not be addressed with conventional electrical stimulation approaches, or in identifying novel afferent and efferent connectivity that was previously poorly understood. Here, a few examples illustrate how this technique can be applied to investigate these questions to elucidating fear-related circuits in the amygdala. The amygdala is a key region for acquisition and expression of fear, and storage of fear and emotional memories. Many lines of evidence suggest that the medial prefrontal cortex (mPFC) participates in different aspects of fear acquisition and extinction, but its precise connectivity with the amygdala is just starting to be understood. First, it is shown how ex vivo optogenetic activation can be used to study aspects of synaptic communication between mPFC afferents and target cells in the basolateral amygdala (BLA). Furthermore, it is illustrated how this ex vivo optogenetic approach can be applied to assess novel connectivity patterns using a group of GABAergic neurons in the amygdala, the paracapsular intercalated cell cluster (mpITC), as an example.

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are widely used to manipulate neural activity and assess the consequences for brain function. Here, a technique is outlined that&#160;upon in vivo expression of the optical activator Channelrhodopsin, allows for ex vivo analysis of synaptic properties of specific long range and local neural connections in fear-related circuits.

Ex Vivo optogenética Dissection de Circuitos medo no cérebro Slices

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated ...

Developing HiPSC Derived Serum Free Embryoid Bodies for the Interrogation of 3-D Stem Cell Cultures Using Physiologically Relevant Assays

Although a number of in vitro disease models have been developed using hiPSCs, one limitation is that these two-dimensional (2-D) systems may not represent the underlying cytoarchitectural and functional complexity of the affected individuals carrying suspected disease variants. Conventional 2-D models remain incomplete representations of in vivo-like structures and do not adequately capture the complexity of the brain. Thus, there is an emerging need for more 3-D hiPSC-based models that can better recapitulate the cellular interactions and functions seen in an in vivo system.
Here we report a protocol to develop a 3-D system from undifferentiated hiPSCs based on the serum free embryoid body (SFEB). This 3-D model mirrors aspects of a developing ventralized neocortex and allows for studies into functions integral to living neural cells and intact tissue such as migration, connectivity, communication, and maturation. Specifically, we demonstrate that the SFEBs using our protocol can be interrogated using physiologically relevant and high-content cell based assays such as calcium imaging, and multi-electrode array (MEA) recordings without cryosectioning. In the case of MEA recordings, we demonstrate that SFEBs increase both spike activity and network-level bursting activity during long-term culturing. This SFEB protocol provides a robust and scalable system for the study of developing network formation in a 3-D model that captures aspects of early cortical development.

Here we report a protocol to develop a three-dimensional (3-D) system from human induced-pluripotent stem cells (hiPSCs) called the serum free embryoid body (SFEB). This 3-D model can be used like an organotypic slice culture to model human cortical development and for the physiological interrogation of developing neural circuits.

Desenvolvimento de corpos de embrióide livres de soro derivado de HiPSC para a interrogação de culturas de células estaminais 3-D usando ensaios relevantes para o fisiologismo

Although a number of in vitro disease models have been developed using hiPSCs, one limitation is that these two-dimensional (2-D) systems may not ...

Combining Optogenetics with Artificial microRNAs to Characterize the Effects of Gene Knockdown on Presynaptic Function within Intact Neuronal Circuits

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a workflow on how to combine artificial microRNA (miR)-mediated RNA interference with optogenetics to achieve selective stimulation of manipulated presynaptic boutons in acute brain slices. The experimental approach involves the use of a single viral construct and a single neuron-specific promoter to drive the expression of both an optogenetic probe and artificial miR(s) against presynaptic gene(s). When stereotactically injected in the brain region of interest, the expressed construct makes it possible to stimulate with light exclusively the neurons with reduced expression of the gene(s) under investigation. This strategy does not require the development and maintenance of genetically modified mouse lines and can in principle be applied to other organisms and to any neuronal gene of choice. We have recently applied it to investigate how the knockdown of alternative splice isoforms of presynaptic P/Q-type voltage-gated calcium channels (VGCCs) regulates short-term synaptic plasticity at CA3 to CA1 excitatory synapses in acute hippocampal slices. A similar approach could also be used to manipulate and probe the neuronal circuitry in vivo.

This protocol provides a workflow on how to combine artificial microRNA-mediated RNA interference with optogenetics to stimulate specifically presynaptic boutons with reduced expression of selective gene(s) within intact neuronal circuits.

Combinação de Optogenetics com microRNAs Artificial para caracterizar os efeitos do Gene Knockdown na função pré-sináptica dentro circuitos neuronais intacta

The purpose of this protocol is to characterize the effect of gene knockdown on presynaptic function within intact neuronal circuits. We describe a ...

Generation of 3-D Collagen-based Hydrogels to Analyze Axonal Growth and Behavior During Nervous System Development

This protocol uses natural type I collagen to generate three-dimensional (3-D) hydrogel for monitoring and analyzing the axonal growth. The protocol is centered on culturing small pieces of embryonic or early postnatal rodent brains inside a 3-D hydrogel formed by the rat tail tendon-derived type I collagen with specific porosity. Tissue pieces are cultured inside the hydrogel and confronted to specific brain fragments or genetically-modified cell aggregates to produce and secrete molecules suitable for creating a gradient inside the porous matrix. The steps of this protocol are simple and reproducible but include critical steps to be considered carefully during its development. Moreover, the behavior of growing axons can be monitored and analyzed directly using a phase-contrast microscope or mono/multiphoton fluorescence microscope after fixation by immunocytochemical methods.

Here, we provide a method for analyzing the behavior of growing axons in 3D matrices, mimicking their natural development.

Geração de hidrogéis com base em colágeno 3-D para analisar o crescimento e o comportamento axonal durante o desenvolvimento do sistema nervoso

This protocol uses natural type I collagen to generate three-dimensional (3-D) hydrogel for monitoring and analyzing the axonal growth. The protocol is ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

Fotometria de múltiplas fibras para gravar atividade neural em animais em movimento livre

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...