Esta pesquisa foi parcialmente financiado pela programa da National Science Foundation RAPID (NSF-1048925, 1048919 e 1048914) para Alison Keimowitz, Ming-Kuo Lee, Bento Okeke, e James Saunders.

1. Preparação do Equipamento <ol><li> Preparação do núcleo Liners <ol><li> Calcular a espessura da fatia do núcleo que será obtida usando Volume = πr 2 x espessura; o volume final deve ser &lt;50 cm3. Com um diâmetro do núcleo 10 cm, podem ser obtidas fatias de 2 cm de espessura. NOTA: Não é necessário que o volume seja um total de 50 ml, mas os volumes de água intersticial obtido será proporcionalmente menor. </li><li> Usando uma serra de vaivém (ou similar), um forro de fatia de núcleo, ou um tubo de plástico de diâmetro idêntico, em 2 cm de anéis (ou outra espessura se utilizar um núcleo de diâmetro diferente). Obter 3-5 anéis. </li><li> Limpe todo o material plástico que vai entrar em contato com sedimentos, incluindo forros principais, tampões do núcleo, anéis, máquinas de corte de núcleo, tubos de centrífuga, seringas e colheres descartáveis. (Soak materiais plásticos em HCl a 10% durante 24 horas, lavar 3x em materiais plásticos nanopura (22 mohms água), e permitir que os materiais a secar ao ar, de preferência num laminarfluir capô, antes de embalar.) </li></ol></li><li> Preparação de Laboratório Jack <ol><li> Cortar um pedaço de madeira, usando uma serra de vaivém, para cobrir a 6 &quot;x 6&quot; tamanho da placa de topo do conector de laboratório e perfurar um orifício no centro desta madeira compensada usando uma serra de fixação a uma broca. NOTA: Este furo deve ser apenas ligeiramente maior do que o diâmetro das peças de extensor de PVC; para os tamanhos usados ​​aqui, o buraco deve ser de 2 ¾ &quot;. </li><li> Faça quatro pequenos buracos nas bordas desta madeira para coincidir com os furos na placa superior da tomada de laboratório, usando uma broca regular em uma broca de mão ou furadeira. Fixe a madeira compensada para a tomada de laboratório com laços zip. NOTA: Não deve haver &quot;mexer&quot; neste contraplacado. </li></ol></li><li> Perfurar um furo no centro de um a cerca de 2 &quot;x 1,5&quot; de madeira compensada ligeiramente maior do que o diâmetro exterior dos forros do núcleo utilizando uma serra de orifícios. Para 10 cm forros do núcleo de diâmetro, um 10,5-11,5 cm buraco será appropriate. Esta madeira é a placa de orientação núcleo. </li><li> Preparação do núcleo do Extrusor (êmbolo) <ol><li> Obter uma rolha de laboratório de borracha que se encaixa perfeitamente dentro dos forros principais. Se nenhum estiver disponível, fazer a barba um para tamanho usando uma navalha. Não use uma pequena demais rolha. </li><li> Parafuso a rolha de laboratório para uma cerca de 1&#39;-1.5 &#39;long, 1 &quot;passador de diâmetro ou vassoura punho. Cobrir a cabeça do parafuso na face da rolha com fita isolante impermeável. NOTA: O lado maior da rolha deve estar afastado do passador. </li></ol></li><li> Cortar uma cerca de 1,5 &quot;comprimento de tubo de PVC em ~ 6&quot; seções longas. NOTA: O diâmetro interno deve ser maior do que o passador no passo 1.4.2, mas menor do que a rolha no passo 1.4.1. Este protocolo assume usando o padrão &quot;PVC com diâmetro externo verdadeira de 2.375&quot; 2. Estas peças de PVC são os extensores do núcleo. </li><li> Montar todos os outros equipamentos necessários listados na Lista de Materiais. NOTA: Este should ser recolhidas no laboratório casa e trazido para o laboratório de campo. </li></ol> 2. Configurando a Estação Field Laboratory <ol><li> Configurando a Glove Bag <ol><li> Prender a placa de orientação do núcleo para a superfície de trabalho (bancada, a superfície de laboratório, etc.). Assegurar que o furo para o revestimento do núcleo está sobre a superfície de trabalho, mas é aberta. </li><li> Coloque o saco luva descartável sobre a placa de orientação do núcleo, e rodar o tubo do tubo de entrada do saco de luva para o regulador do tanque de N 2. Certifique-se de que o tanque é preso com segurança usando a braçadeira de bancada de cilindros. </li><li> Tape a tubulação para o saco de luvas para selar este ponto de entrada por circundando o saco em torno do exterior do tubo com fita isolante. Certifique-se que cerca de 8 &quot;de tubo se estende para o interior do saco de luvas Deslize a abraçadeira de tubo no tubo dentro do saco de luva;. Sair desta braçadeira aberta. </li><li> Cortar um &quot;X&quot; no fundo do saco sobre a luvaburaco na placa de orientação núcleo usando um cortador de caixa ou navalha. Este x deve ser menor do que o diâmetro do núcleo de revestimento. </li><li> Carregar o saco de luva com os itens encontrados na Tabela 1. </li></ol></li><li> Configurando o Core <ol><li> Coloque o macaco de laboratório no chão debaixo da área de trabalho onde o saco de luvas é aposta. Coloque o núcleo através do corte &quot;X&quot; na parte inferior do saco de luvas no passo 2.1.4, mantendo-o na posição vertical. NOTA: cerca de 4-6 &quot;do núcleo deve estender-se acima da placa de núcleo de estabilização. </li><li> Manter o núcleo estável para permitir pesquisador 2 para realizar os passos 2.2.3 através de 2.2.6. </li><li> Tape o núcleo para o saco luva de plástico em torno do &quot;X&quot;, usando bastante boa vedação fita isolante. </li><li> Inserir a pega do dispositivo de extrusão do núcleo em um &quot;diâmetro, ~ 6&quot; 2 longo de PVC espaçador, seguido por um tempo de acoplamento ~ 3 &quot;, seguido por um outro espaçador. Continue este padrão até que o PVC inteiramente cobertasa maçaneta; pode estender-se uma curta distância para além da extremidade da pega. Coloque a extrusão do núcleo (com espaçadores de PVC e acoplamentos) por baixo da parte inferior do núcleo. </li><li> Apoiar o núcleo de extrusão com a tomada de laboratório de modo a que o extrusor pode suportar o núcleo. Neste tempo, manter o conector tão baixo quanto possível, e usar espaçadores do núcleo sempre que possível. </li><li> Use um cortador de caixa para cortar cuidadosamente em volta da tampa central inferior. Este corte deve resultar em um anel de tampa de núcleo ser deixado do lado de fora do revestimento do núcleo e uma parte circular plana da tampa de núcleo no lugar contra os materiais do núcleo. </li><li> Coloque as mãos no saco de luva (pesquisador 1). Manter o núcleo estável de modo que não se move mais acima da placa de estabilização do núcleo enquanto pesquisador 2 começa a girar o jaque laboratório lentamente para elevar o núcleo. A extrusora núcleo deve entrar no forro do núcleo e começar a empurrar para cima o sedimento como um pop empurrão. </li><li> Wiggle lado do núcleo da extrusora para o outro ligeiramente, se neEDED para inseri-lo no forro do núcleo (pesquisador 2). Esteja preparado para uma ligeira pop quando ele entra. </li><li> Continue a elevar o núcleo até ao topo do material tubular é em ou perto do topo do revestimento do núcleo (investigadores 1 e 2). Note-se que a tampa de núcleo deve permanecer no topo do núcleo durante o procedimento. </li></ol></li><li> Selando a Glove Bag <ol><li> Verifique que todos os suprimentos necessários estão no saco de luvas; ligar o medidor de oxigênio portátil. </li><li> Aberto todos os tubos de centrífuga, garrafas de água e outros itens que contêm presos ar. Se o núcleo tem headspace acima da água parada, abra a tampa superior para limpar este espaço superior. </li><li> Ligue o regulador de modo que o fluxo de azoto através do tubo para dentro do saco de luvas é, a uma taxa moderada. Geralmente uma pressão de ~ 15 psi no último estágio do regulador com todas as válvulas abertas é apropriado. NOTA: Este deve ser rápido o suficiente para se sentir como uma forte brisa na pele, mas não tão forte que espalha saco de luvas suplonas. </li><li> Aponte o nitrogênio em todas as áreas do saco de luva, e empurre o nitrogênio para fora da abertura principal para o melhor de sua capacidade. Desligue o azoto. </li><li> Purgar o saco luva de três vezes, repetindo as etapas 2.3.6 através 2.3.9 três vezes. NOTA: Uma pessoa pode fazer isso, mas pode ser mais fácil para duas pessoas para que se possa manter as suas mãos nas luvas que são uma parte do saco de luva. </li><li> Selar a principal abertura do saco luva envolvendo 1-2 cordas elásticas em torno dele várias vezes. Ligue o azoto a um fluxo semelhante como em 2.3.3. mãos lugar pesquisador 1 nos luvas embutidas do saco de luvas. </li><li> Mover o tubo de azoto a partir de uma área do saco para o outro para encher o saco de luvas com atmosfera de azoto. Apontar o tubo em qualquer fendas tais como tubo de centrífuga aberto, acima da água em uma garrafa de esguicho, etc. </li><li> Desligue o azoto, fechando a braçadeira de tubulação. Note-se que isto pode ser realizado sem remover researcher mãos 1s do saco de luvas. </li><li> Abra a parte frontal do saco de luvas e usando pesquisadora corpo 1 do, empurrar tanto gás para fora do saco quanto possível. NOTA: O saco deve ser plana em torno das fontes de dentro dele neste momento. </li><li> Encha o saco luva para uma pressão confortável e desligar o azoto utilizando a braçadeira de tubulação. Alguma tentativa e erro pode ser necessária para encontrar uma pressão confortável, como muito cheio e é difícil para mover os braços, enquanto muito vazia e é difícil ver e manipular objetos. Abra a braçadeira de tubo de nitrogênio por curtos períodos para encher o saco se ele parece ter um vazamento lento ou está ficando mais vazias por qualquer motivo. Abrir a frente do saco para deixar sair pequenas quantidades de azoto, se ele torna-se desconfortavelmente cheio. </li><li> Verifique o nível de oxigênio dissolvido no medidor de oxigênio portátil. Ele deve estar abaixo de 1%. </li><li> Coloque as luvas de saco luva em luvas descartáveis. Estes irão melhorar a destreza. Mudá-los sempre que eles get sujo ou rasgado; descartar no recipiente de resíduos in-bag. </li></ol></li></ol> 3. Seccionamento o Core NOTA: esta parte do procedimento é muito mais facilmente realizado com dois pesquisadores. <ol><li> Remover a água parada utilizando uma seringa. filtro de seringa esta água e coloque em 50 ml tubos de centrífuga. </li><li> Remover uma seção do núcleo <ol><li> Coloque um anel de corte de base acima do topo do núcleo de revestimento. Elevar-se o núcleo (Secção 3.3) até ao topo do sedimento é, na parte superior do anel. </li><li> Inserir o fatiador de núcleo entre a parte superior do revestimento do núcleo e o anel. A secção de sedimentos está agora sentado em cima do cortador de núcleo. </li><li> Mover o sedimento para um tubo de 50 ml utilizando as colheres descartáveis. Tampe o tubo bem, uma vez que está cheio. </li><li> Lavar o cortador de núcleo e anel de corte de núcleo com a água nanopura; esguichar resíduos suja para dentro do recipiente de resíduos dentro do saco luva. colheres descartáveis ​​pode também ser lavado,ou descartadas, dependendo do número necessário. Seque o cortador de núcleo e núcleo de anel de corte com toalhas de papel. </li><li> Repita o passo 3.2 até que não haja mais material do núcleo permanece. </li></ol></li><li> Levantando o Core <ol><li> Ao longo de 3,2 que é necessário para elevar o núcleo. Faça isso em pequenos incrementos usando o jack de laboratório. Execute os seguintes três passos uma vez que a tomada de laboratório está totalmente estendido. </li><li> Manter o núcleo no lugar no saco luva (pesquisador 1). </li><li> Abaixe o jack de laboratório para sua configuração mais baixa, quando ela está totalmente comprimida (pesquisador 2). Certifique-se de que o núcleo é mantido no lugar com as mãos pesquisador 1s dentro do saco de luvas e as mãos pesquisador 2 do suporte de baixo. </li><li> Preencher o espaço entre a extremidade inferior do dispositivo de extrusão do núcleo e do jaque com espaçadores de PVC e acessórios. Certifique-se de que o núcleo está firmemente apoiada pelo extensor do núcleo antes de deixar ir do topo do núcleo. </li></ol></li></ol> 4. Exadjudicantes Porewaters <ol><li> Abra o saco de luva e retire o suporte de tubos de centrífuga. </li><li> Limpar o saco de luvas quando necessário, removendo qualquer tipo de solo, líquido ou condensação limpando o interior com toalhas de papel, água, etc. recipiente de resíduos vazio. </li><li> Selar a bolsa luva frouxamente com cordas elásticas. </li><li> Pesar tubos de centrífuga, que agora contêm seccionados de sedimentos (se desejado). </li><li> Enrole as partes superiores dos tubos de centrífuga com fita isolante para vedar a junção tampa / tubo. </li><li> Equilibrar os tubos para centrifugação, pesando-los depois de gravar. Adicionar ou remover fita isolante para obter pesos dentro de 0,5 g. NOTA: De um modo geral, os tubos a partir do topo do núcleo será mais leve do que as da parte inferior. </li><li> Colocar os tubos de centrifugação e centrifugar a aceleração máxima (1.100 xg é recomendado) para 20 min. Nota: As taxas de centrifugação mais altas irão permitir uma maior separação de porewaters. </li><li> Retire a fita elétrica da centrifutubos GE quer por unpeeling ou por corte com uma navalha antes de retornar os tubos para o saco de luvas. Retorno tubos de centrífuga de cremalheira após centrifugação e retornar para o saco de luvas. </li><li> Adicionar outro conjunto de tubos de centrífuga, seringas e filtros de seringa para o saco de luva. Estes novos tubos irá realizar porewaters e pode ser pré-rotulados. </li><li> Purgar o saco de luvas novamente como no passo 2.3.5. Se o saco luva só foi aberto brevemente para remover os tubos, e não foi feita, será aceitável para limpá-lo apenas duas vezes. Se um monitor de oxigénio está a ser utilizado, assegurar que a atmosfera no saco de luva é &lt;1% de O 2. Não se esqueça de abrir os tubos de centrifugação recém-adicionados e eliminá-los. </li><li> Introduza as mãos para as luvas no saco de luvas; como antes, cubra com luvas descartáveis. </li><li> Abra um tubo. Remover os porewaters de cima do sedimento utilizando uma seringa, em seguida, ligar um filtro de seringa com a ponta da seringa. Se porewaters e sedimentos são bem separados, porewatERS pode ser vazado directamente para uma seringa com o cano removido e um filtro de seringa na ponta. </li><li> Empurrar a água através do filtro de seringa no tubo de centrífuga apropriada. Nota: Alguns força será necessária; mais do que um filtro de seringa por exemplo pode ser necessária. </li><li> Substitua as tampas sobre o tubo de centrífuga contendo sedimentos e o tubo que contém porewaters. </li><li> Repita os passos de 4.13 por meio de 4.15 para cada amostra. </li><li> Abra o saco de luva e remover amostras. Ambos os tubos de sedimentos e água intersticial pode ser re-pesado. </li><li> Analisar porewaters imediatamente se desejar. As análises podem incluir (mas não estão limitados a) cromatografia de íons para grandes iões 11, ferrozina para a especiação de ferro 12, especiação de arsénio por voltametria 13, e especiação sulfeto de 14. </li><li> Congelar porewaters e sedimentos no shipper seco (aproximadamente -80 ° C) para preservar a especiação para análises posteriores, se necessário para as análises previstas. ele may também ser apropriada para manter as amostras esfriar em recipientes hermeticamente fechados ou em nitrogênio purgado sacos de alumínio. </li><li> Re-utilizar o saco de luvas para um segundo núcleo (a partir de 2.2.2) se desejado. Depois de dois núcleos, o saco de luva geralmente precisa de ser mudado. </li></ol>

<ol>
	<li>Chapman, P. M., Wang, F., Germano, J. D., Batley, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pore+water+testing+and+analysis:+the+good,+the+bad,+and+the+ugly.">Pore water testing and analysis: the good, the bad, and the ugly.</a> Mar Poll Bull. 44, 359-366 (2002).</li><li>Teasdale, P. R., Batley, G. E., Apte, S. C., Webster, I. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pore+water+sampling+with+sediment+peepers.">Pore water sampling with sediment peepers.</a> TrAC. 14, 250-256 (1995).</li><li>Steinmann, P., Shotyk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+composition,+pH,+and+redox+state+of+sulfur+and+iron+in+complete+vertical+porewater+profiles+from+two+Sphagnum+peat+bogs,+Jura+Mountains,+Switzerland.">Chemical composition, pH, and redox state of sulfur and iron in complete vertical porewater profiles from two Sphagnum peat bogs, Jura Mountains, Switzerland.</a> Geochim Cosmochim Acta. 61, 1143-1163 (1997).</li><li>Bufflap, S. E., Allen, H. 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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arsenic+redistribution+between+sediments+and+water+near+a+highly+contaminated+source.">Arsenic redistribution between sediments and water near a highly contaminated source.</a> Env Sci &amp; Tech. 39, 8606-8613 (2005).</li><li>Natter, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Level+and+Degradation+of+Deepwater+Horizon+Spilled+Oil+in+Coastal+Marsh+Sediments+and+Pore-Water.">Level and Degradation of Deepwater Horizon Spilled Oil in Coastal Marsh Sediments and Pore-Water.</a> Env Sci &amp; Tech. 46, 5744-5755 (2012).</li><li>Jackson, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ion chromatography. , (1990).</li><li>Stookey, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ferrozine+-+A+New+Spectrophotometric+Reagent+For+Iron.">Ferrozine - A New Spectrophotometric Reagent For Iron.</a> Anal. Chem. 42, 779-781 (1970).</li><li>He, Y., Zheng, Y., Ramnaraine, M., Locke, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+pulse+cathodic+stripping+voltammetric+speciation+of+trace+level+inorganic+arsenic+compounds+in+natural+water+samples.">Differential pulse cathodic stripping voltammetric speciation of trace level inorganic arsenic compounds in natural water samples.</a> Anal. Chim. Acta. 511, 55-61 (2004).</li><li>Cline, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectrophotometric+Determination+of+Hydrogen+Sulfide+in+Natural+Waters.">Spectrophotometric Determination of Hydrogen Sulfide in Natural Waters.</a> L&amp;O. 14, 454-458 (1969).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

A técnica aqui descrita é um flexível que pode ser ajustado para uma ampla gama de tamanhos, os locais do núcleo, a espessura da secção do núcleo, etc. Existem três componentes essenciais para o presente sistema. Em primeiro lugar, preparar um sistema de núcleo por extrusão de as dimensões certas para o núcleo para ser analisado. Instruções aqui são dadas assumindo uma cerca de 30 &quot;core, muito núcleos mais longos podem exigir mais peças de extensor de PVC e con...

Pesquisadores muitas vezes desejam estudar o estado redox e geomicrobiologia de um sistema água-sedimento. Este idealmente utiliza dados de ambos os sedimentos e águas dos poros, como as águas dos poros são frequentemente monitores sensíveis do sistema e são uma fonte comum, embora não a única, fonte de exposição ecológica a metais pesados ​​redox-sensíveis 1 como o arsénio e urânio. Dados de água nos poros pode ser obtido in situ usando filtros de difusão de equilíbrio, também conhecidos como &quot;Botucas,&quot; instalados no sedimento 2. Peepers são mais comumente usados ​​em ambientes onde o site campo é conhecido antes de começar o trabalho de campo e onde várias visitas ao longo de um período prolongado de tempo pode ser feita para o local de campo, por exemplo Shotyk 3. Por isso muitos contextos não permitem o uso de peepers, tais como locais acessíveis apenas por um curto período de tempo ou quando várias amostras exploratórios são obtidos para determinar onde uma investigação mais aprofundada deve ocorrer 4.Além disso peepers não amostra de sedimento simultaneamente para amostragem de água. Quando é desejável amostra de sedimento e água juntos, ou em locais de campo onde a instalação peeper não for possível, o método mais comum para obter sedimentos e água é retirada do núcleo de sedimentos. A obtenção de um núcleo não misturados é um precursor essencial para o processo descrito no presente trabalho 5. Uma vez que o núcleo é obtido das águas dos poros podem ser obtidos por espremedura 6 ou centrifugação; ambos têm vantagens e desvantagens. Centrifugação é geralmente considerado o método mais confiável para extrair porewaters de núcleos de sedimentos, 7 embora cuidados devem ser tomados para evitar a oxidação dos sedimentos ou águas dos poros. Neste método, descrevemos a extrusão do núcleo e centrifugação para extrair águas dos poros com a oxidação mínima. Os autores utilizaram o método aqui descrito numa variedade de contextos, incluindo marinho 8, contaminado lago <sup&gt; 9, e zonas húmidas 10. Os dados representativos mostrados demonstra que as condições de redução pode ser preservada. Com a excepção da centrifugação, são utilizados materiais de baixo custo, e este método pode ser aplicado a uma ampla variedade de questões de pesquisa e geoquímico geomicrobiological.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="811">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;Disposable glove bag(s).&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z106089-1EA</td>
			<td>&#160;One per two cores to be processed is usually sufficient.</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">&#160;N2 tank</td>
			<td>Praxair</td>
			<td></td>
			<td>Often gas supply companies can deliver these directly to the field laboratory.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nitrogen gas regulator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>55850-478</td>
			<td>Or similar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Several feet of tubing that fits the regulator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89403-862</td>
			<td>Or similar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Safety equipment to secure the tank</td>
			<td>VWR</td>
			<td>60142-006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Adjustable tubing clamp</td>
			<td>VWR</td>
			<td>62849-112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Waterproof, good sealing electrical tape</td>
			<td>Scotch</td>
			<td>Super 33+</td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;2-4 short bungee cords</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Squirt bottles of nanopure water</td>
			<td>VWR</td>
			<td>16650-082</td>
			<td>Any similar bottle is fine; pack an additional supply of nanopure water to refill these.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Large supply of paper towels and kimwipes.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">50 mL centrifuge tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21008-951</td>
			<td>Acid cleaned as described in protocol.&#160; At least 2/core section needed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Several permanent in markers.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;Several straight razor blades and box cutters.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Centrifuge</td>
			<td>Beckman-Coulter</td>
			<td>Allegra X-22</td>
			<td>Faster rotor allows greater separation.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rotor to accommodate 50 mL tubes</td>
			<td>Beckman-Coulter</td>
			<td>SX-4250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">]50 mL plastic syringes without black rubber tip on the barrel</td>
			<td>VWR</td>
			<td>66064-764&#160;</td>
			<td>Acid cleaned as described in protocol.&#160; At least 1/core section needed, plus 1 for overlying water.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Syringe filters compatible with aqueous solutions.</td>
			<td>VWR</td>
			<td>28143-310&#160;</td>
			<td>Either 0.45 &#956;m or 0.20 &#956;m poresizes may be used.&#160; Plan on five filters per core section processed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plastic (disposable) spoons.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available; Acid cleaned as described in protocol.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Several boxes of disposable gloves.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Large plastic beakers or other waste containers to place in the glove bag.</td>
			<td>VWR</td>
			<td>13890-148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Laboratory balance</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10205-008</td>
			<td>An available balance will be fine; high precision not required</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dry shipper, pre-charged with liquid nitrogen</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82005-416</td>
			<td>Needed only if samples are being returned to the home laboratory for sensitive analyses.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Laboratory notebooks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Water repellent can be useful</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Core liners</td>
			<td>Watermark</td>
			<td>77280</td>
			<td>Available from Forrestry Suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Core caps</td>
			<td>Ben Meadows</td>
			<td>218105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Core slicers</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>8707K111</td>
			<td>Cut this into 9 3x3 squares</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PVC spacers</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>48925K96</td>
			<td>Cut this into short lengths</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PVC couplings</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>4880K76</td>
			<td>Approximately 12 needed</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dowel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lab stopper</td>
			<td>VWR</td>
			<td>59580-400</td>
			<td>Check to ensure the correct size to fit snugly within the core liners</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plywood for core guidance plate and top of lab jack</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lab jack</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89260-826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clamps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Portable oxygen monitor</td>
			<td>RKI instruments</td>
			<td>OX-07</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sediment core sectioning and extraction of pore waters under anoxic conditions

Nós demonstramos um método para seccionamento núcleos de sedimentos e extração de águas dos poros, mantendo condições livres de oxigênio. Um sistema simples, barato é construído e pode ser transportado para um espaço de trabalho temporário perto do sítio (s) de amostragem de campo para facilitar a análise rápida. Os mandris são extrudidas em um saco de luva portátil, onde são seccionados e cada secção de espessura de 1-3 cm (dependendo do diâmetro do núcleo) é selada em 50 ml de tubos de centrífuga. águas dos poros são separados por centrifugação do lado de fora do saco de luvas e, em seguida, devolvidos ao saco de luva para a separação a partir do sedimento. Estas amostras de água intersticial extraído pode ser analisado imediatamente. análises imediatas de espécies sensíveis redox, como o sulfeto, especiação de ferro, e especiação de arsénio indicam que a oxidação das águas dos poros é mínima; algumas amostras mostram aproximadamente 100% das espécies reduzidas, por exemplo, 100% de Fe (II) com o não detectável Fe (III). Ambas as amostras de água de sedimentos e de poros pode ser preservada to maintain espécies químicas para posterior análise em cima do retorno para o laboratório.

<html> O tipo de resultados obtidos depende de análises realizadas e sobre a configuração geoquímica a partir do qual foi obtido o núcleo. O oxigénio dissolvido pode ser medido nas porewaters extraídos, mas, em muitas configurações esta será zero abaixo dos primeiros poucos centímetros do núcleo. As análises que habitualmente fornecem informações mais significativas incluem a especiação de ferro (Fe II / Fe III) 12, especiação de arsênio (As III / Como V) <s...

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Sediment Core Sectioning and Extraction of Pore Waters under Anoxic Conditions

A protocol for sectioning sediment cores and extracting pore waters under anoxic conditions in order to permit analysis of redox sensitive species in both solids and fluids is presented.

Sedimentos Núcleo de corte e extração de Pore Waters sob condições anóxicas

We demonstrate a method for sectioning sediment cores and extracting pore waters while maintaining oxygen-free conditions. A simple, inexpensive system is ...

sediment-core-sectioning-extraction-pore-waters-under-anoxic

Research

JoVE Journal

Environment

8.9K visualizações.  Vassar College. A protocol for sectioning sediment cores and extracting pore waters under anoxic conditions in order to permit analysis of redox sensitive species in both solids and fluids is presented.

Vídeo: Sediment Core Sectioning and Extraction of Pore Waters under Anoxic Conditions

Determination of Microbial Extracellular Enzyme Activity in Waters, Soils, and Sediments using High Throughput Microplate Assays

Much of the nutrient cycling and carbon processing in natural environments occurs through the activity of extracellular enzymes released by microorganisms. Thus, measurement of the activity of these extracellular enzymes can give insights into the rates of ecosystem level processes, such as organic matter decomposition or nitrogen and phosphorus mineralization. Assays of extracellular enzyme activity in environmental samples typically involve exposing the samples to artificial colorimetric or fluorometric substrates and tracking the rate of substrate hydrolysis. Here we describe microplate based methods for these procedures that allow the analysis of large numbers of samples within a short time frame. Samples are allowed to react with artificial substrates within 96-well microplates or deep well microplate blocks, and enzyme activity is subsequently determined by absorption or fluorescence of the resulting end product using a typical microplate reader or fluorometer. Such high throughput procedures not only facilitate comparisons between spatially separate sites or ecosystems, but also substantially reduce the cost of such assays by reducing overall reagent volumes needed per sample.

Microplate based procedures are described for the colorimetric or fluorometric analysis of extracellular enzyme activity. These procedures allow for the rapid assay of such activity in large numbers of environmental samples within a manageable time frame.

Determinação da Microbial Extracelular Enzyme actividade nas águas, solos e sedimentos, utilizando alta taxa de transferência de microplaca Ensaios

Much of the nutrient cycling and carbon  processing in natural environments occurs through the activity of extracellular  enzymes released by ...

Ambiente

A Protocol for Collecting and Constructing Soil Core Lysimeters

Leaching of nutrients from land applied fertilizers and manure used in agriculture can lead to accelerated eutrophication of surface water. Because the landscape has complex and varied soil morphology, an accompanying disparity in flow paths for leachate through the soil macropore and matrix structure is present. The rate of flow through these paths is further affected by antecedent soil moisture. Lysimeters are used to quantify flow rate, volume of water and concentration of nutrients leaching downward through soils. While many lysimeter designs exist, accurately determining the volume of water and mass balance of nutrients is best accomplished with bounded lysimeters that leave the natural soil structure intact. 
Here we present a detailed method for the extraction and construction of soil core lysimeters equipped with soil moisture sensors at 5 cm and 25 cm depths. Lysimeters from four different Coastal Plain soils (Bojac, Evesboro, Quindocqua and Sassafras) were collected on the Delmarva Peninsula and moved to an indoor climate controlled facility. Soils were irrigated once weekly with the equivalent of 2 cm of rainfall to draw down soil nitrate-N concentrations. At the end of the draw down period, poultry litter was applied (162 kg TN ha-1) and leaching was resumed for an additional five weeks. Total recovery of applied irrigation water varied from 71% to 85%. Nitrate-N concentration varied over the course of the study from an average of 27.1 mg L-1 before litter application to 40.3 mg L-1 following litter application. While greatest flux of nutrients was measured in soils dominated by coarse sand (Sassafras) the greatest immediate flux occurred from the finest textured soil with pronounced macropore development (Quindocqua).

A detailed method for extraction and assembly of intact soil core lysimeters and their use for study of leachate and associated loss of nutrients from surface applied poultry litter is demonstrated.

Um Protocolo de Coleta e Construindo lisímetros amostra de solo

Leaching of nutrients from land applied fertilizers and manure used in agriculture can lead to accelerated eutrophication of surface water. Because the ...

Clean Sampling and Analysis of River and Estuarine Waters for Trace Metal Studies

Most of the trace metal concentrations in ambient waters obtained a few decades ago have been considered unreliable owing to the lack of contamination control. Developments of some techniques aiming to reduce trace metal contamination in the last couple of decades have resulted in concentrations reported now being orders of magnitude lower than those in the past. These low concentrations often necessitate preconcentration of water samples prior to instrumental analysis of samples. Since contamination can appear in all phases of trace metal analyses, including sample collection (and during preparation of sampling containers), storage and handling, pretreatments, and instrumental analysis, specific care needs to be taken in order to reduce contamination levels at all steps. The effort to develop and utilize "clean techniques" in trace metal studies allows scientists to investigate trace metal distributions and chemical and biological behavior in greater details. This advancement also provides the required accuracy and precision of trace metal data allowing for environmental conditions to be related to trace metal concentrations in aquatic environments.
This protocol that is presented here details needed materials for sample preparation, sample collection, sample pretreatment including preconcentration, and instrumental analysis. By reducing contamination throughout all phases mentioned above for trace metal analysis, much lower detection limits and thus accuracy can be achieved. The effectiveness of "clean techniques" is further demonstrated using low field blanks and good recoveries for standard reference material. The data quality that can be obtained thus enables the assessment of trace metal distributions and their relationships to environmental parameters.

Special care using "clean techniques" is required to properly collect and process water samples for trace metal studies in aquatic environments. A protocol for sampling, processing, and analytical procedures with the aim of obtaining reliable environmental monitoring data and results with high sensitivity for detailed trace metal studies is presented.

Limpo Amostragem e Análise do Rio e Estuarina Waters de Estudos de metal de rastreamento

Most of the trace metal concentrations in ambient waters obtained a few decades ago have been considered unreliable owing to the lack of contamination ...

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

A Bolsa Benthic de O<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; e nutrientes dissolvidos Usando pequeno núcleo incubações

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

Reliable Method for Assessing Seed Germination, Dormancy, and Mortality under Field Conditions

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester fabric and glue can be folded and glued to construct a strip of compartments that house seeds and identifying information, while allowing contact with soil leachate, water, microorganisms, and ambient temperature. Strips may be constructed with a wide range of compartment numbers and sizes and allow the researcher to house a variety of genotypes within a single species, different species, or seeds that have experienced different treatments. As opposed to individual seed packets, strips are more easily retrieved as a unit. While replicate packets can be included within a strip, different strips can act as blocks or can be retrieved at different times for observation of seed behavior over time. We used a high temperature glue gun to delineate compartments and sealed the strips once the seed and tags identifying block and removal times were inserted. The seed strips were then buried in the field at the desired depth, with the location marked for later removal. Burrowing animal predators were effectively excluded by use of a covering of metal mesh hardware cloth on the soil surface. After the selected time interval for burial, strips were dug up and seeds were assessed for germination, dormancy and mortality. While clearly dead seeds can often be distinguished from ungerminated living ones by eye, dormant seeds were conclusively identified using a standard Tetrazolium chloride colorimetric test for seed viability.

Here we present a protocol for assessing seed survivorship, germination and dormancy under field conditions using buried, labeled seed strips and tetrazolium chloride (TZ) viability testing.

Método confiável para avaliar a germinação de sementes, dormência, e Mortalidade em condições de campo

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester ...

Extraction of Organochlorine Pesticides from Plastic Pellets and Plastic Type Analysis

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment during manufacturing and transport. Because of their environmental persistence, they are widely distributed in the oceans and on beaches all over the world. They can act as a vector of potentially toxic organic compounds (e.g., polychlorinated biphenyls) and might consequently negatively affect marine organisms. Their possible impacts along the food chain are not yet well understood. In order to assess the hazards associated with the occurrence of plastic pellets in the marine environment, it is necessary to develop methodologies that allow for rapid determination of associated organic contaminant levels. The present protocol describes the different steps required for sampling resin pellets, analyzing adsorbed organochlorine pesticides (OCPs) and identifying the plastic type. The focus is on the extraction of OCPs from plastic pellets by means of a pressurized fluid extractor (PFE) and on the polymer chemical analysis applying Fourier Transform-InfraRed (FT-IR) spectroscopy. The developed methodology focuses on 11 OCPs and related compounds, including dichlorodiphenyltrichloroethane (DDT) and its two main metabolites, lindane and two production isomers, as well as the two biologically active isomers of technical endosulfan. This protocol constitutes a simple and rapid alternative to existing methodology for evaluating the concentration of organic contaminants adsorbed on plastic pieces.

Microplastics act as vector of potentially toxic organic contaminants with unpredictable effects. This protocol describes an alternative methodology for assessing the levels of organochlorine pesticides adsorbed on plastic pellets and identifying the polymer chemical structure. The focus is on pressurized fluid extraction and attenuated total reflectance Fourier transform infrared spectroscopy.

Extração de Pesticidas Organoclorados de Pelotização de Plástico e Análise de Tipo de Plástico

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment ...

Extraction and Characterization of Surfactants from Atmospheric Aerosols

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in the Earth&#39;s atmosphere, a central process in meteorology, hydrology, and for the climate system. But because specific extraction and characterization of these compounds have been lacking for decades, very little is known on their identity, properties, mode of action and origins, thus preventing the full understanding of cloud formation and its potential links with the Earth&#39;s ecosystems.
In this paper we present recently developed methods for 1) the targeted extraction of all the surfactants from atmospheric aerosol samples and for the determination of 2) their absolute concentrations in the aerosol phase and 3) their static surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC). These methods have been validated with 9 references surfactants, including anionic, cationic and non-ionic ones. Examples of results are presented for surfactants found in fine aerosol particles (diameter &#60;1 &#956;m) collected at a coastal site in Croatia and suggestions for future improvements and other characterizations than those presented are discussed.

Methods are presented for the targeted extraction of surfactants present in atmospheric aerosols and the determination of their absolute concentrations and surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC).

Extração e caracterização de surfactantes de aerossóis atmosféricos

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in ...

Continuous Instream Monitoring of Nutrients and Sediment in Agricultural Watersheds

Pollutant concentrations and loads in watersheds vary considerably with time and space. Accurate and timely information on the magnitude of pollutants in water resources is a prerequisite for understanding the drivers of the pollutant loads and for making informed water resource management decisions. The commonly used &#34;grab sampling&#34; method provides the concentrations of pollutants at the time of sampling (i.e., a snapshot concentration) and may under- or overpredict the pollutant concentrations and loads. Continuous monitoring of nutrients and sediment has recently received more attention due to advances in computing, sensing technology, and storage devices. This protocol demonstrates the use of sensors, sondes, and instrumentation to continuously monitor in situ nitrate, ammonium, turbidity, pH, conductivity, temperature, and dissolved oxygen (DO) and to calculate the loads from two streams (ditches) in two agricultural watersheds. With the proper calibration, maintenance, and operation of sensors and sondes, good water quality data can be obtained by overcoming challenging conditions such as fouling and debris buildup. The method can also be used in watersheds of various sizes and characterized by agricultural, forested, and/or urban land.

With the advancement of technology and the rise in end-user expectations, the need and use of higher temporal resolution data for pollutant load estimation has increased. This protocol describes a method for continuous in situ water quality monitoring to obtain higher temporal resolution data for informed water resource management decisions.

Monitoramento Contínuo de Nutrientes e Sedimentos em Bacias Agrícolas

Pollutant concentrations and loads in watersheds vary considerably with time and space. Accurate and timely information on the magnitude of pollutants in ...

Microfluidic Devices for Characterizing Pore-scale Event Processes in Porous Media for Oil Recovery Applications

Microfluidic devices are versatile tools for studying transport processes at a microscopic scale. A demand exists for microfluidic devices that are resistant to low molecular-weight oil components, unlike traditional polydimethylsiloxane (PDMS) devices. Here, we demonstrate a facile method for making a device with this property, and we use the product of this protocol for examining the pore-scale mechanisms by which foam recovers crude oil. A pattern is first designed using computer-aided design (CAD) software and printed on a transparency with a high-resolution printer. This pattern is then transferred to a photoresist via a lithography procedure. PDMS is cast on the pattern, cured in an oven, and removed to obtain a mold. A thiol-ene crosslinking polymer, commonly used as an optical adhesive (OA), is then poured onto the mold and cured under UV light. The PDMS mold is peeled away from the optical adhesive cast. A glass substrate is then prepared, and the two halves of the device are bonded together. Optical adhesive-based devices are more robust than traditional PDMS microfluidic devices. The epoxy structure is resistant to swelling by many organic solvents, which opens new possibilities for experiments involving light organic liquids. Additionally, the surface wettability behavior of these devices is more stable than that of PDMS. The construction of optical adhesive microfluidic devices is simple, yet requires incrementally more effort than the making of PDMS-based devices. Also, though optical adhesive devices are stable in organic liquids, they may exhibit reduced bond-strength after a long time. Optical adhesive microfluidic devices can be made in geometries that act as 2-D micromodels for porous media. These devices are applied in the study of oil displacement to improve our understanding of the pore-scale mechanisms involved in enhanced oil recovery and aquifer remediation.

The goal of this procedure is to easily and rapidly produce a microfluidic device with customizable geometry and resistance to swelling by organic fluids for oil recovery studies. A polydimethylsiloxane mold is first generated, and then used to cast the epoxy-based device. A representative displacement study is reported.

Dispositivos microfluídicos para caracterizar processos de evento Pore-escala em meios porosos para aplicações de recuperação de óleo

Microfluidic devices are versatile tools for studying transport processes at a microscopic scale. A demand exists for microfluidic devices that are ...

Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris

The ubiquitous presence of plastic debris in the ocean is widely recognized by the public, scientific communities, and government agencies. However, only recently have microplastics in freshwater systems, such as rivers and lakes, been quantified. Microplastic sampling at the surface usually consists of deploying drift nets behind either a stationary or moving boat, which limits the sampling to environments with low levels of suspended sediments and floating or submerged debris. Previous studies that employed drift nets to collect microplastic debris typically used nets with &#8805;300 &#181;m mesh size, allowing plastic debris (particles and fibers) below this size to pass through the net and elude quantification. The protocol detailed here enables: 1) sample collection in environments with high suspended loads and floating or submerged debris and 2) the capture and quantification of microplastic particles and fibers &lt;300 &#181;m. Water samples were collected using a peristaltic pump in low-density polyethylene (PE) containers to be stored before filtering and analysis in the lab. Filtration was done with a custom-made microplastic filtration device containing detachable union joints that housed nylon mesh sieves and mixed cellulose ester membrane filters. Mesh sieves and membrane filters were examined with a stereomicroscope to quantify and separate microplastic particulates and fibers. These materials were then examined using a micro-attenuated total reflectance Fourier transform infrared spectrometer (micro ATR-FTIR) to determine microplastic polymer type. Recovery was measured by spiking samples using blue PE particulates and green nylon fibers; percent recovery was determined to be 100% for particulates and 92% for fibers. This protocol will guide similar studies on microplastics in high velocity rivers with high concentrations of sediment. With simple modifications to the peristaltic pump and filtration device, users can collect and analyze various sample volumes and particulate sizes.

Most microplastic research to date has occurred in marine systems where suspended solid levels are relatively low. Focus is now shifting to freshwater systems, which may feature high sediment loads and floating debris. This protocol addresses collecting and analyzing microplastic samples from aquatic environments that contain high suspended solid loads.

Amostragem, classificação e caracterização Microplastics em ambientes aquáticos com cargas de sedimentos suspensos altos e grandes destroços flutuantes

The ubiquitous presence of plastic debris in the ocean is widely recognized by the public, scientific communities, and government agencies. However, only ...