Esta investigación fue apoyado en parte por el programa de la Fundación Nacional de Ciencia RAPID (NSF-1048925, 1048919, 1048914 y) a Alison Keimowitz, Ming Kuo-Lee, Benedict Okeke, y James Saunders.

1. Preparación del Equipo <ol><li> Preparación del núcleo de Liners <ol><li> Calcular el espesor de la rebanada central que se obtendrá utilizando Volumen = πr 2 x grosor; el volumen final debe ser &lt;50 cm 3. Con un diámetro de núcleo de 10 cm, rodajas de 2 cm de espesor se pueden obtener. NOTA: No es necesario tener el volumen sea un total de 50 ml, pero el volumen de poros obtenida será proporcionalmente menor. </li><li> Usando una sierra de vaivén (o similar) rebanada un revestimiento de núcleo, o un tubo de plástico de diámetro idéntico, en 2 cm anillos (u otro espesor si se utiliza un núcleo de diámetro diferente). Obtener 3-5 anillos. </li><li> Limpiar todo el material plástico que va a entrar en contacto con el sedimento, incluidos los buques de la base, las tapas centrales, anillos, rebanadoras centrales, tubos de centrífuga, jeringas y cucharas desechables. (Soak materiales plásticos en 10% de HCl durante 24 horas, enjuague materiales plásticos 3 veces en nanopura (22 agua mO), y permitir que los materiales se sequen al aire, preferiblemente en un laminarcampana de flujo, antes de su envasado.) </li></ol></li><li> Preparación de Laboratorio Jack <ol><li> Corte un pedazo de madera contrachapada, utilizando una sierra de vaivén, para cubrir el 6 &quot;x 6&quot; tamaño de la placa superior del elevador de laboratorio y perfore un agujero en el centro de esta madera contrachapada utilizando una broca hueca apego a un taladro. NOTA: Este agujero debe ser sólo un poco más grande que el diámetro del extensor piezas de PVC; para los tamaños utilizados aquí, el agujero debe ser de 2 ¾ &quot;. </li><li> Taladro de cuatro agujeros pequeños en los bordes de esta madera contrachapada para que coincida con los orificios de la placa superior del elevador de laboratorio utilizando una broca regular en un taladro de mano o taladro de columna. Sujetar la madera contrachapada a la toma de laboratorio con bandas de sujeción. NOTA: No debe haber &quot;maniobra&quot; en esta madera contrachapada. </li></ol></li><li> Perforar un agujero en el centro de una de aproximadamente 2 &#39;1,5 x&#39; contrachapado ligeramente mayor que el diámetro exterior de los revestimientos de núcleo utilizando una sierra de perforación. Por 10 cm de diámetro de núcleo forros, un agujero 10,5-11,5 cm será apropiaciónte. Esta madera es la placa de guía central. </li><li> Preparación del núcleo de la extrusora (émbolo) <ol><li> Obtener un tapón de goma de laboratorio que se ajusta perfectamente dentro de los forros principales. Si no hay ninguno disponible, afeitarse uno a medida con una navaja de afeitar. No utilice un demasiado pequeño tapón. </li><li> Atornillar el tapón de laboratorio a un mango de aproximadamente 1 &#39;1.5&#39; de largo, 1 &quot;espiga de diámetro o una escoba. Cubrir la cabeza del tornillo en la cara del tapón con cinta aislante resistente al agua. NOTA: El lado más grande del tapón debe quedar fuera de la espiga. </li></ol></li><li> Cortar un 1,5 &#39;longitud aproximadamente de tubo de PVC en ~ 6 &quot;secciones largas. NOTA: El diámetro interior debe ser mayor que la espiga en el paso 1.4.2, pero más pequeño que el tapón en el paso 1.4.1. Este protocolo supone el uso estándar &quot;de PVC con un diámetro exterior de 2,375 verdad&quot; 2. Estas piezas de PVC son los extensores de núcleo. </li><li> Del montaje de todos los otros equipos necesarios que figuran en la Lista de materiales. NOTA: Este shOuld ser recogidos en el laboratorio de su casa y llevado al laboratorio de campo. </li></ol> 2. Configuración de la estación de Laboratorio Campo <ol><li> La creación de la bolsa de guantes <ol><li> Sujetar la placa de guía de núcleo a la superficie de trabajo (encimera, superficie de laboratorio, etc.). Asegúrese de que el orificio para el revestimiento de base es sobre la superficie de trabajo, sino que está abierta. </li><li> Coloque la bolsa de guante desechable sobre la placa de guía de núcleo, y ejecutar el tubo de la entrada tubo de la bolsa de guante para el regulador del tanque de N 2. Asegúrese de que el tanque se sujeta firmemente con la abrazadera de banco de cilindros. </li><li> Tape el tubo de la bolsa de guantes para sellar este punto de entrada rodeando la bolsa alrededor del exterior del tubo con cinta aislante. Asegúrese de que cerca de 8 &quot;de tubo se extiende hacia el interior de la bolsa de guantes Deslice la abrazadera de la tubería en el tubo interior de la bolsa de guantes;. Abandonan esta pinza abierta. </li><li> Cortar una &quot;X&quot; en la parte inferior de la bolsa de guante sobre laagujero en la placa de guía núcleo usando un cortador de caja o navaja de afeitar. Este x debe ser más pequeño que el diámetro de línea base. </li><li> Cargar la bolsa con guantes con los artículos que se encuentran en la Tabla 1. </li></ol></li><li> Configuración del Core <ol><li> Coloque el gato de laboratorio en el suelo debajo del área de trabajo donde se fija la bolsa de guantes. Coloque el núcleo a través del corte &quot;X&quot; en la parte inferior de la bolsa de guante en el paso 2.1.4, manteniéndolo en una posición vertical. NOTA: Acerca de 4-6 &quot;de la central debe extenderse por encima de la placa de estabilización de la base. </li><li> Mantenga el núcleo estable para permitir que el investigador realice los pasos 2 a 2.2.3 a 2.2.6. </li><li> Tape el núcleo de la bolsa de guantes de plástico alrededor de la &quot;X&quot;, con un montón de buena cinta aislante de sellado. </li><li> Insertar el mango de la máquina de extrusión en un núcleo &quot;de diámetro, ~ 6&quot; 2 espaciador largo PVC, seguido de un acoplamiento de largo ~ 3 &quot;, seguido de otro espaciador. Continuar este patrón hasta que el PVC enteramente cubiertasel mango; se puede extender una distancia corta más allá del final del mango. Coloque la extrusora núcleo (con espaciadores de PVC y acoplamientos) debajo de la parte inferior del núcleo. </li><li> Apoyar la extrusora núcleo con el elevador de laboratorio a fin de que la extrusora puede soportar el núcleo. En este momento, mantenga el gato lo más bajo posible y utilizar separadores centrales siempre que sea posible. </li><li> Utilice un cúter para cortar cuidadosamente alrededor de la tapa inferior del núcleo. Este corte debe resultar en un anillo de caperuza de núcleo se dejó alrededor del exterior del revestimiento de núcleo y una porción circular plana de la caperuza de núcleo en su lugar contra los materiales del núcleo. </li><li> Inserte las manos en la bolsa de guante (Investigador 1). Mantenga el núcleo estable de modo que no se mueve aún más por encima de la placa de estabilización de la base, mientras que el investigador 2 comienza a girar el elevador de laboratorio lentamente para elevar el núcleo. La extrusora núcleo debe entrar en el revestimiento del núcleo y comenzar a empujar hacia arriba los sedimentos como un empuje pop. </li><li> Mueve el lado del núcleo extrusora a lado ligeramente si needed para insertarlo en el revestimiento del núcleo (2 investigador). Esté preparado para un ligero estallido cuando entra. </li><li> Continuar para elevar el núcleo hasta la parte superior del material con núcleo se encuentra en o cerca de la parte superior del revestimiento de núcleo (investigadores 1 y 2). Tenga en cuenta que la caperuza de núcleo debe permanecer en la cima del núcleo durante este procedimiento. </li></ol></li><li> El sellado de la bolsa de guantes <ol><li> Asegúrese de que todos los suministros necesarios se encuentran en la bolsa de guantes; encender el medidor portátil de oxígeno. </li><li> Abrir todas tubos de centrífuga, botellas de agua, y otros artículos que contienen aire atrapado. Si el núcleo tiene espacio de cabeza por encima del agua estancada, abra la tapa superior para purgar este espacio de cabeza. </li><li> Encienda el regulador de manera que el flujo de nitrógeno a través del tubo en la bolsa de guante es a una velocidad moderada. En general una presión de ~ 15 psi en la última etapa del regulador con todas las válvulas abiertas es apropiado. NOTA: Este debe ser lo suficientemente rápido como para sentirse como una fuerte brisa en la piel, pero no tan fuerte que se dispersa la bolsa de guantes supcapas. </li><li> Señalar con el nitrógeno en todos los ámbitos de la bolsa de guantes, y empuje el nitrógeno fuera de la abertura principal para la mejor habilidad de cada uno. Apagar el nitrógeno. </li><li> Purgar la bolsa de guantes tres veces repitiendo los pasos 2.3.6 a través de 2.3.9 tres veces. NOTA: Una persona puede lograr esto, pero puede ser más fácil para dos personas para que se pueda mantener sus manos en los guantes que son una parte de la bolsa de guantes. </li><li> Sellar la abertura principal de la bolsa de guantes envolviendo 1-2 cuerdas elásticas alrededor de él varias veces. Encienda el nitrógeno a un flujo similar a la 2.3.3. manos a cabo investigador números 1 de los guantes incorporados en la bolsa de guante. </li><li> Mover el tubo de nitrógeno de un área de la bolsa a otra para llenar la bolsa con guantes con nitrógeno. Oriente el tubo en cualquier grieta tal como tubo de centrífuga abierto, por encima del agua en una botella con atomizador, etc. </li><li> Apague el nitrógeno al cerrar la pinza de la línea. Tenga en cuenta que esto se puede lograr sin la eliminación de researcher las manos del 1 de la bolsa de guantes. </li><li> Abra la parte frontal de la bolsa de guante y usando el cuerpo del investigador 1, empujar tanto gas fuera de la bolsa como sea posible. NOTA: La bolsa debe ser plana en torno a los suministros dentro de él en este momento. </li><li> Llene la bolsa con guantes a una presión cómoda y apagar el nitrógeno utilizando la pinza de la línea. Algunos ensayos y errores pueden ser necesarios para encontrar una presión cómoda, como demasiado lleno y es difícil de mover los brazos de uno, mientras que demasiado vacío y es difícil de ver y manipular objetos. Abra la abrazadera del tubo de nitrógeno durante períodos cortos para volver a llenar la bolsa si parece tener una fuga lenta o está recibiendo más vacía por cualquier motivo. Abra la parte frontal de la bolsa para dejar salir pequeñas cantidades de nitrógeno si llega a ser incómodamente lleno. </li><li> Comprobar el nivel de oxígeno disuelto en el medidor portátil de oxígeno. Debe estar por debajo de 1%. </li><li> Inserte los guantes de bolsas de guantes en guantes desechables. Estos serán mejorar la destreza. Cambiarlos cada vez que get sucio o rasgado; desechar en el contenedor de residuos en bolsa. </li></ol></li></ol> 3. seccionar el Core NOTA: esta parte del procedimiento es mucho más fácil de lograr con dos investigadores. <ol><li> Eliminar el agua estancada usando una jeringa. filtro de jeringa de esta agua y el lugar en 50 ml tubos de centrífuga. </li><li> Eliminar una sección de núcleo <ol><li> Colocar un anillo de corte central por encima de la parte superior del revestimiento del núcleo. Elevar el núcleo hacia arriba (sección 3.3) hasta la parte superior de los sedimentos es en la parte superior del anillo. </li><li> Insertar la máquina de cortar de núcleo entre la parte superior de la camisa del núcleo y el anillo. La sección de sedimentos está sentado encima de la máquina de cortar núcleo. </li><li> Mover el sedimento a un tubo de 50 ml utilizando las cucharas desechables. Se tapa el tubo bien, una vez que esté lleno. </li><li> Enjuague la máquina de cortar núcleo y el anillo de corte central con el agua nanopura; rociar los residuos sucia en el contenedor de residuos dentro de la bolsa con guantes. cucharas desechables también pueden ser enjuagados,o descartado, en función del número necesario. Se seca la máquina de cortar núcleo y el anillo central de seccionamiento con toallas de papel. </li><li> Repita el paso 3.2 hasta que no queda más material del núcleo. </li></ol></li><li> El aumento de la Core <ol><li> A lo largo de 3,2 que es necesario elevar el núcleo. Para ello, en pequeños incrementos utilizando el elevador de laboratorio. Realice los siguientes tres pasos una vez que el elevador de laboratorio está totalmente extendido. </li><li> Mantenga el núcleo en su lugar en la bolsa de guantes (Investigador 1). </li><li> Bajar el gato de laboratorio a su posición más baja, cuando está totalmente comprimido (investigador 2). Asegúrese de que el núcleo se mantiene en su lugar con las manos investigador de 1 dentro de la bolsa de guantes y las manos del investigador 2 de soporte desde abajo. </li><li> Llenar el espacio entre el extremo inferior de la extrusora núcleo y el jack con espaciadores y accesorios de PVC. Asegúrese de que el núcleo está firmemente apoyada por el extensor de la central antes de soltar la parte superior del núcleo. </li></ol></li></ol> 4. Excontratantes Porewaters <ol><li> Abra la bolsa de guantes y retire el bastidor de tubos de centrífuga. </li><li> Limpiar la bolsa de guantes según sea necesario mediante la eliminación de cualquier suciedad, líquidos o la condensación con la aniquilación de la parte interior con toallas de papel, agua, etc. contenedor de residuos vacía. </li><li> Volver a sellar la bolsa con guantes sin apretar con cuerdas elásticas. </li><li> Pesar tubos de centrífuga que ahora contienen sedimentos seccionadas (si se desea). </li><li> Envolver la parte superior de los tubos de centrífuga con cinta aislante para sellar la unión tapa / tubo. </li><li> Equilibrar los tubos de centrifugación pesando ellas después de grabar. Añadir o quitar la cinta eléctrica para obtener los pesos de 0,5 g. NOTA: Por lo general, los tubos de la parte superior del núcleo será más ligero que los de la parte inferior. </li><li> Colocar los tubos en la centrífuga y se centrifuga a la máxima aceleración (se recomienda 1.100 xg) durante 20 min. Nota: Las tasas más altas de centrifugación permitirán una mayor separación de porewaters. </li><li> Retire la cinta eléctrica de la centrifutubos ge ya sea por pelando o por cortar con una navaja antes de devolver los tubos a la bolsa de guantes. De nuevo los tubos de centrífuga de acumular después de la centrifugación y volver a la bolsa de guantes. </li><li> Añadir otro conjunto de tubos de centrífuga, jeringas y filtros de jeringa a la bolsa de guante. Estos nuevos tubos sostendrán porewaters y pueden ser pre-marcado. </li><li> Purgar la bolsa de guantes de nuevo como en el paso 2.3.5. Si la bolsa de guantes solamente se abre brevemente para quitar los tubos, y no fue limpiada, será aceptable para purgarlo sólo dos veces. Si se está utilizando un monitor de oxígeno, asegúrese de que la atmósfera en la bolsa de guantes es &lt;1% de O2. No se olvide de abrir los tubos de centrífuga que acaba de agregar los afinará. </li><li> Introduzca las manos en los guantes en la bolsa de guantes; como antes, cubrir con guantes desechables. </li><li> Abra un tubo. Quitar los porewaters desde arriba el sedimento usando una jeringa, a continuación, unir un filtro de jeringa a la punta de la jeringa. Si porewaters y sedimentos están bien separados, porewatERS se puede verter directamente en una jeringa con el cañón quitado y un filtro de jeringa en la punta. </li><li> Empuje el agua a través del filtro de jeringa en el tubo de centrífuga apropiada. NOTA: Se necesitará alguna fuerza; más de un filtro de jeringa por muestra puede ser requerida. </li><li> Vuelva a colocar las tapas en el tubo de centrífuga que contenía el sedimento y el tubo que contiene porewaters. </li><li> Repetir los pasos a través de 4,13 4,15 para cada muestra. </li><li> bolsa de guante abierto y extraer muestras. Ambos tubos de sedimentos y de poros pueden ser re-pesaron. </li><li> Analizar porewaters de inmediato si se desea. Los análisis pueden incluir (pero no se limitan a) la cromatografía de iones para iones principales 11, ferrozina para la especiación de hierro 12, la especiación de arsénico por voltametría 13, y la especiación sulfuro 14. </li><li> Congelar porewaters y sedimentos en el cargador seco (aproximadamente -80 ° C) para preservar la especiación para el análisis posterior si es apropiado para los análisis planificados. es may también ser apropiado para mantener las muestras se enfríen en recipientes herméticos o en bolsas de aluminio purgados con nitrógeno. </li><li> Vuelva a utilizar la bolsa con guantes para un segundo núcleo (a partir de 2.2.2) si se desea. Después de dos núcleos, la bolsa de guante por lo general tiene que ser cambiado. </li></ol>

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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arsenic+redistribution+between+sediments+and+water+near+a+highly+contaminated+source.">Arsenic redistribution between sediments and water near a highly contaminated source.</a> Env Sci &amp; Tech. 39, 8606-8613 (2005).</li><li>Natter, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Level+and+Degradation+of+Deepwater+Horizon+Spilled+Oil+in+Coastal+Marsh+Sediments+and+Pore-Water.">Level and Degradation of Deepwater Horizon Spilled Oil in Coastal Marsh Sediments and Pore-Water.</a> Env Sci &amp; Tech. 46, 5744-5755 (2012).</li><li>Jackson, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ion chromatography. , (1990).</li><li>Stookey, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ferrozine+-+A+New+Spectrophotometric+Reagent+For+Iron.">Ferrozine - A New Spectrophotometric Reagent For Iron.</a> Anal. Chem. 42, 779-781 (1970).</li><li>He, Y., Zheng, Y., Ramnaraine, M., Locke, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+pulse+cathodic+stripping+voltammetric+speciation+of+trace+level+inorganic+arsenic+compounds+in+natural+water+samples.">Differential pulse cathodic stripping voltammetric speciation of trace level inorganic arsenic compounds in natural water samples.</a> Anal. Chim. Acta. 511, 55-61 (2004).</li><li>Cline, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectrophotometric+Determination+of+Hydrogen+Sulfide+in+Natural+Waters.">Spectrophotometric Determination of Hydrogen Sulfide in Natural Waters.</a> L&amp;O. 14, 454-458 (1969).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La técnica descrita en este documento es flexible que se puede ajustar para una amplia gama de ubicaciones, tamaños básicos, espesor de la sección central, etc. Hay tres componentes esenciales para este sistema. En primer lugar, preparar un sistema central de extrusión de las dimensiones adecuadas para que se analizó el núcleo. Las instrucciones que aquí se dan suponiendo un &quot;núcleo de aproximadamente 30; mucho núcleos más largos pueden requerir más piezas de extens...

Los investigadores a menudo desean estudiar el estado redox y geomicrobiología de un sistema de agua-sedimento. Esta idealmente utiliza los datos de ambos sedimentos y aguas de poros, como las aguas de poros son a menudo monitores sensibles del sistema y son una fuente común, aunque no la única fuente, de la exposición a metales pesados ​​ecológico sensibles a redox 1 como el arsénico y uranio. Datos de agua de los poros se pueden obtener in situ utilizando filtros de difusión de equilibrio, también conocidos como &quot;peepers&quot;, instalados en el sedimento 2. Mirones se utilizan más comúnmente en entornos en los que el sitio de campo se conoce antes de comenzar el trabajo de campo y en múltiples visitas a lo largo de un período prolongado de tiempo puede hacer que el sitio en el campo, por ejemplo Shotyk 3. Por lo tanto muchos contextos no permiten el uso de mirones, como los sitios accesibles sólo por un corto tiempo o en que se obtengan múltiples muestras de exploración para determinar dónde debe producirse una mayor investigación 4.Además mirones no muestra de sedimento al mismo tiempo para el muestreo del agua. Cuando es deseable muestra de sedimento y el agua, o en los sitios de campo donde la instalación peeper no es factible, el método más común para obtener sedimentos y el agua es de extracción de muestras de sedimentos. La obtención de un núcleo sin mezclar es un precursor esencial para el procedimiento descrito en este trabajo 5. Una vez que se obtiene un núcleo de aguas de poros pueden obtenerse apretando 6 o centrifugación; ambos tienen ventajas y desventajas. La centrifugación es generalmente considerado el método más fiable para la extracción de núcleos de sedimentos porewaters, 7, aunque se debe tener cuidado para evitar la oxidación de los sedimentos o el agua intersticial. En este método se describe la extrusión del núcleo y la centrifugación para extraer las aguas de poros con oxidación mínima. Los autores han utilizado el método descrito en el presente documento en una variedad de contextos, incluyendo marina 8, lago contaminado <sup&gt; 9, y 10 humedales. Los datos representativos se muestran demuestra que condiciones reductoras pueden ser preservados. Con la excepción de la centrífuga, los materiales utilizados son de bajo costo, y este método pueden aplicarse a una amplia variedad de preguntas de investigación geoquímicas y geomicrobiological.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="811">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;Disposable glove bag(s).&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z106089-1EA</td>
			<td>&#160;One per two cores to be processed is usually sufficient.</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">&#160;N2 tank</td>
			<td>Praxair</td>
			<td></td>
			<td>Often gas supply companies can deliver these directly to the field laboratory.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nitrogen gas regulator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>55850-478</td>
			<td>Or similar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Several feet of tubing that fits the regulator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89403-862</td>
			<td>Or similar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Safety equipment to secure the tank</td>
			<td>VWR</td>
			<td>60142-006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Adjustable tubing clamp</td>
			<td>VWR</td>
			<td>62849-112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Waterproof, good sealing electrical tape</td>
			<td>Scotch</td>
			<td>Super 33+</td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;2-4 short bungee cords</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Squirt bottles of nanopure water</td>
			<td>VWR</td>
			<td>16650-082</td>
			<td>Any similar bottle is fine; pack an additional supply of nanopure water to refill these.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Large supply of paper towels and kimwipes.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">50 mL centrifuge tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21008-951</td>
			<td>Acid cleaned as described in protocol.&#160; At least 2/core section needed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Several permanent in markers.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;Several straight razor blades and box cutters.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Centrifuge</td>
			<td>Beckman-Coulter</td>
			<td>Allegra X-22</td>
			<td>Faster rotor allows greater separation.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rotor to accommodate 50 mL tubes</td>
			<td>Beckman-Coulter</td>
			<td>SX-4250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">]50 mL plastic syringes without black rubber tip on the barrel</td>
			<td>VWR</td>
			<td>66064-764&#160;</td>
			<td>Acid cleaned as described in protocol.&#160; At least 1/core section needed, plus 1 for overlying water.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Syringe filters compatible with aqueous solutions.</td>
			<td>VWR</td>
			<td>28143-310&#160;</td>
			<td>Either 0.45 &#956;m or 0.20 &#956;m poresizes may be used.&#160; Plan on five filters per core section processed.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plastic (disposable) spoons.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available; Acid cleaned as described in protocol.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Several boxes of disposable gloves.</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Large plastic beakers or other waste containers to place in the glove bag.</td>
			<td>VWR</td>
			<td>13890-148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Laboratory balance</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10205-008</td>
			<td>An available balance will be fine; high precision not required</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dry shipper, pre-charged with liquid nitrogen</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82005-416</td>
			<td>Needed only if samples are being returned to the home laboratory for sensitive analyses.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Laboratory notebooks</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Water repellent can be useful</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Core liners</td>
			<td>Watermark</td>
			<td>77280</td>
			<td>Available from Forrestry Suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Core caps</td>
			<td>Ben Meadows</td>
			<td>218105</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Core slicers</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>8707K111</td>
			<td>Cut this into 9 3x3 squares</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PVC spacers</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>48925K96</td>
			<td>Cut this into short lengths</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PVC couplings</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>4880K76</td>
			<td>Approximately 12 needed</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dowel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lab stopper</td>
			<td>VWR</td>
			<td>59580-400</td>
			<td>Check to ensure the correct size to fit snugly within the core liners</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plywood for core guidance plate and top of lab jack</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lab jack</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89260-826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clamps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Widely available</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Portable oxygen monitor</td>
			<td>RKI instruments</td>
			<td>OX-07</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sediment core sectioning and extraction of pore waters under anoxic conditions

Se demuestra un método para seccionar los núcleos de sedimentos y la extracción de agua intersticial, manteniendo condiciones libres de oxígeno. Un sistema simple, de bajo costo se construye y se puede transportar a un espacio de trabajo temporal cerca de sitio (s) de muestreo de campo para facilitar un análisis rápido. Cores se extruyen en una bolsa de guante portátil, en el que se seccionaron y cada sección de espesor de 1-3 cm (dependiendo del diámetro del núcleo) se sella en 50 ml tubos de centrífuga. aguas de poros se separan con centrifugación exterior de la bolsa de guante y luego volvieron a la bolsa de guantes para la separación del sedimento. Estas muestras de agua extraída de los poros pueden ser analizadas inmediatamente. análisis inmediatos de las especies sensibles redox, tales como el sulfuro, la especiación de hierro, y la especiación de arsénico indican que la oxidación de las aguas de poros es mínimo; algunas muestras muestran aproximadamente 100% de las especies reducidas, por ejemplo, 100% de Fe (II) sin Fe detectable (III). Ambas muestras de agua y sedimentos de los poros pueden ser conservados a mainner especies químicas para su análisis posterior a su regreso al laboratorio.

<html> El tipo de resultados obtenidos depende de análisis realizados y de la configuración de geoquímica del que se obtuvo el núcleo. El oxígeno disuelto se puede medir en los porewaters extraídos, pero en muchos entornos esta será cero por debajo de los primeros cm del núcleo. Los análisis que generalmente proporcionan información más significativa incluyen la especiación de hierro (Fe II / III Fe) 12, la especiación de arsénico (As III / Como V) 13, ...

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Sediment Core Sectioning and Extraction of Pore Waters under Anoxic Conditions

A protocol for sectioning sediment cores and extracting pore waters under anoxic conditions in order to permit analysis of redox sensitive species in both solids and fluids is presented.

Sedimentos Core y Secciones Extracción de Pore aguas bajo condiciones anóxicas

We demonstrate a method for sectioning sediment cores and extracting pore waters while maintaining oxygen-free conditions. A simple, inexpensive system is ...

sediment-core-sectioning-extraction-pore-waters-under-anoxic

Research

JoVE Journal

Environment

8.8K vistas.  Vassar College. A protocol for sectioning sediment cores and extracting pore waters under anoxic conditions in order to permit analysis of redox sensitive species in both solids and fluids is presented.

Video: Sediment Core Sectioning and Extraction of Pore Waters under Anoxic Conditions

Determination of Microbial Extracellular Enzyme Activity in Waters, Soils, and Sediments using High Throughput Microplate Assays

Much of the nutrient cycling and carbon processing in natural environments occurs through the activity of extracellular enzymes released by microorganisms. Thus, measurement of the activity of these extracellular enzymes can give insights into the rates of ecosystem level processes, such as organic matter decomposition or nitrogen and phosphorus mineralization. Assays of extracellular enzyme activity in environmental samples typically involve exposing the samples to artificial colorimetric or fluorometric substrates and tracking the rate of substrate hydrolysis. Here we describe microplate based methods for these procedures that allow the analysis of large numbers of samples within a short time frame. Samples are allowed to react with artificial substrates within 96-well microplates or deep well microplate blocks, and enzyme activity is subsequently determined by absorption or fluorescence of the resulting end product using a typical microplate reader or fluorometer. Such high throughput procedures not only facilitate comparisons between spatially separate sites or ecosystems, but also substantially reduce the cost of such assays by reducing overall reagent volumes needed per sample.

Microplate based procedures are described for the colorimetric or fluorometric analysis of extracellular enzyme activity. These procedures allow for the rapid assay of such activity in large numbers of environmental samples within a manageable time frame.

Determinación de la actividad enzimática extracelular microbiana en aguas, suelos y sedimentos de los que utilizan y alto rendimiento de microplacas Ensayos

Much of the nutrient cycling and carbon  processing in natural environments occurs through the activity of extracellular  enzymes released by ...

Investigación

Medio ambiente

A Protocol for Collecting and Constructing Soil Core Lysimeters

Leaching of nutrients from land applied fertilizers and manure used in agriculture can lead to accelerated eutrophication of surface water. Because the landscape has complex and varied soil morphology, an accompanying disparity in flow paths for leachate through the soil macropore and matrix structure is present. The rate of flow through these paths is further affected by antecedent soil moisture. Lysimeters are used to quantify flow rate, volume of water and concentration of nutrients leaching downward through soils. While many lysimeter designs exist, accurately determining the volume of water and mass balance of nutrients is best accomplished with bounded lysimeters that leave the natural soil structure intact. 
Here we present a detailed method for the extraction and construction of soil core lysimeters equipped with soil moisture sensors at 5 cm and 25 cm depths. Lysimeters from four different Coastal Plain soils (Bojac, Evesboro, Quindocqua and Sassafras) were collected on the Delmarva Peninsula and moved to an indoor climate controlled facility. Soils were irrigated once weekly with the equivalent of 2 cm of rainfall to draw down soil nitrate-N concentrations. At the end of the draw down period, poultry litter was applied (162 kg TN ha-1) and leaching was resumed for an additional five weeks. Total recovery of applied irrigation water varied from 71% to 85%. Nitrate-N concentration varied over the course of the study from an average of 27.1 mg L-1 before litter application to 40.3 mg L-1 following litter application. While greatest flux of nutrients was measured in soils dominated by coarse sand (Sassafras) the greatest immediate flux occurred from the finest textured soil with pronounced macropore development (Quindocqua).

A detailed method for extraction and assembly of intact soil core lysimeters and their use for study of leachate and associated loss of nutrients from surface applied poultry litter is demonstrated.

Un protocolo de recogida y la construcción de Lisímetros testigo del suelo

Leaching of nutrients from land applied fertilizers and manure used in agriculture can lead to accelerated eutrophication of surface water. Because the ...

Clean Sampling and Analysis of River and Estuarine Waters for Trace Metal Studies

Most of the trace metal concentrations in ambient waters obtained a few decades ago have been considered unreliable owing to the lack of contamination control. Developments of some techniques aiming to reduce trace metal contamination in the last couple of decades have resulted in concentrations reported now being orders of magnitude lower than those in the past. These low concentrations often necessitate preconcentration of water samples prior to instrumental analysis of samples. Since contamination can appear in all phases of trace metal analyses, including sample collection (and during preparation of sampling containers), storage and handling, pretreatments, and instrumental analysis, specific care needs to be taken in order to reduce contamination levels at all steps. The effort to develop and utilize "clean techniques" in trace metal studies allows scientists to investigate trace metal distributions and chemical and biological behavior in greater details. This advancement also provides the required accuracy and precision of trace metal data allowing for environmental conditions to be related to trace metal concentrations in aquatic environments.
This protocol that is presented here details needed materials for sample preparation, sample collection, sample pretreatment including preconcentration, and instrumental analysis. By reducing contamination throughout all phases mentioned above for trace metal analysis, much lower detection limits and thus accuracy can be achieved. The effectiveness of "clean techniques" is further demonstrated using low field blanks and good recoveries for standard reference material. The data quality that can be obtained thus enables the assessment of trace metal distributions and their relationships to environmental parameters.

Special care using "clean techniques" is required to properly collect and process water samples for trace metal studies in aquatic environments. A protocol for sampling, processing, and analytical procedures with the aim of obtaining reliable environmental monitoring data and results with high sensitivity for detailed trace metal studies is presented.

Limpia Muestreo y Análisis de río y estuarios, aguas de trazas metálicas Estudios

Most of the trace metal concentrations in ambient waters obtained a few decades ago have been considered unreliable owing to the lack of contamination ...

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in nutrient and gas cycles. After cores with intact sediment-water interfaces are collected, they are submerged in incubation tanks and kept under aerobic conditions at in situ temperatures. To initiate a time course of overlying water chemistry, cores are sealed without bubbles using a top cap with a suspended stirrer. Time courses of 4-7 sample points are used to determine the rate of sediment water exchange. Artificial illumination simulates day-time conditions for shallow photosynthetic sediments, and in conjunction with dark incubations can provide net exchanges on a daily basis. The net measurement of N2 is made possible by sampling a time course of dissolved gas concentrations, with high precision mass spectrometric analysis of N2:Ar ratios providing a means to measure N2 concentrations. We have successfully applied this approach to lakes, reservoirs, estuaries, wetlands and storm water ponds, and with care, this approach provides valuable information on biogeochemical balances in aquatic ecosystems.

The Benthic Exchange of O2, N2 and Dissolved Nutrients Using Small Core Incubations

Here, we present small core incubations for the measurement of sediment-water gas and solute exchange. These will provide reliable measurements of sediment-water exchange that assess the role of sediment in influencing biological and biogeochemical processes in aquatic ecosystems.

El intercambio de O bentónica<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; y nutrientes disueltos usando pequeños incubaciones Core

The measurement of sediment-water exchange of gases and solutes in aquatic sediments provides data valuable for understanding the role of sediments in ...

Reliable Method for Assessing Seed Germination, Dormancy, and Mortality under Field Conditions

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester fabric and glue can be folded and glued to construct a strip of compartments that house seeds and identifying information, while allowing contact with soil leachate, water, microorganisms, and ambient temperature. Strips may be constructed with a wide range of compartment numbers and sizes and allow the researcher to house a variety of genotypes within a single species, different species, or seeds that have experienced different treatments. As opposed to individual seed packets, strips are more easily retrieved as a unit. While replicate packets can be included within a strip, different strips can act as blocks or can be retrieved at different times for observation of seed behavior over time. We used a high temperature glue gun to delineate compartments and sealed the strips once the seed and tags identifying block and removal times were inserted. The seed strips were then buried in the field at the desired depth, with the location marked for later removal. Burrowing animal predators were effectively excluded by use of a covering of metal mesh hardware cloth on the soil surface. After the selected time interval for burial, strips were dug up and seeds were assessed for germination, dormancy and mortality. While clearly dead seeds can often be distinguished from ungerminated living ones by eye, dormant seeds were conclusively identified using a standard Tetrazolium chloride colorimetric test for seed viability.

Here we present a protocol for assessing seed survivorship, germination and dormancy under field conditions using buried, labeled seed strips and tetrazolium chloride (TZ) viability testing.

Método fiable para evaluar la germinación de semillas, dormancia y mortalidad en condiciones de campo

We describe techniques for approximating seed bank dynamics over time using Helianthus annuus as an example study species. Strips of permeable polyester ...

Extraction of Organochlorine Pesticides from Plastic Pellets and Plastic Type Analysis

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment during manufacturing and transport. Because of their environmental persistence, they are widely distributed in the oceans and on beaches all over the world. They can act as a vector of potentially toxic organic compounds (e.g., polychlorinated biphenyls) and might consequently negatively affect marine organisms. Their possible impacts along the food chain are not yet well understood. In order to assess the hazards associated with the occurrence of plastic pellets in the marine environment, it is necessary to develop methodologies that allow for rapid determination of associated organic contaminant levels. The present protocol describes the different steps required for sampling resin pellets, analyzing adsorbed organochlorine pesticides (OCPs) and identifying the plastic type. The focus is on the extraction of OCPs from plastic pellets by means of a pressurized fluid extractor (PFE) and on the polymer chemical analysis applying Fourier Transform-InfraRed (FT-IR) spectroscopy. The developed methodology focuses on 11 OCPs and related compounds, including dichlorodiphenyltrichloroethane (DDT) and its two main metabolites, lindane and two production isomers, as well as the two biologically active isomers of technical endosulfan. This protocol constitutes a simple and rapid alternative to existing methodology for evaluating the concentration of organic contaminants adsorbed on plastic pieces.

Microplastics act as vector of potentially toxic organic contaminants with unpredictable effects. This protocol describes an alternative methodology for assessing the levels of organochlorine pesticides adsorbed on plastic pellets and identifying the polymer chemical structure. The focus is on pressurized fluid extraction and attenuated total reflectance Fourier transform infrared spectroscopy.

Extracción de plaguicidas organoclorados de pellets de plástico y análisis de tipos de plástico

Plastic resin pellets, categorized as microplastics (&#8804;5 mm in diameter), are small granules that can be unintentionally released to the environment ...

Extraction and Characterization of Surfactants from Atmospheric Aerosols

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in the Earth&#39;s atmosphere, a central process in meteorology, hydrology, and for the climate system. But because specific extraction and characterization of these compounds have been lacking for decades, very little is known on their identity, properties, mode of action and origins, thus preventing the full understanding of cloud formation and its potential links with the Earth&#39;s ecosystems.
In this paper we present recently developed methods for 1) the targeted extraction of all the surfactants from atmospheric aerosol samples and for the determination of 2) their absolute concentrations in the aerosol phase and 3) their static surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC). These methods have been validated with 9 references surfactants, including anionic, cationic and non-ionic ones. Examples of results are presented for surfactants found in fine aerosol particles (diameter &#60;1 &#956;m) collected at a coastal site in Croatia and suggestions for future improvements and other characterizations than those presented are discussed.

Methods are presented for the targeted extraction of surfactants present in atmospheric aerosols and the determination of their absolute concentrations and surface tension curves in water, including their Critical Micelle Concentration (CMC).

Extracción y caracterización de los agentes tensioactivos de los aerosoles atmosféricos

Surface-active compounds, or surfactants, present in atmospheric aerosols are expected to play important roles in the formation of liquid water clouds in ...

Continuous Instream Monitoring of Nutrients and Sediment in Agricultural Watersheds

Pollutant concentrations and loads in watersheds vary considerably with time and space. Accurate and timely information on the magnitude of pollutants in water resources is a prerequisite for understanding the drivers of the pollutant loads and for making informed water resource management decisions. The commonly used &#34;grab sampling&#34; method provides the concentrations of pollutants at the time of sampling (i.e., a snapshot concentration) and may under- or overpredict the pollutant concentrations and loads. Continuous monitoring of nutrients and sediment has recently received more attention due to advances in computing, sensing technology, and storage devices. This protocol demonstrates the use of sensors, sondes, and instrumentation to continuously monitor in situ nitrate, ammonium, turbidity, pH, conductivity, temperature, and dissolved oxygen (DO) and to calculate the loads from two streams (ditches) in two agricultural watersheds. With the proper calibration, maintenance, and operation of sensors and sondes, good water quality data can be obtained by overcoming challenging conditions such as fouling and debris buildup. The method can also be used in watersheds of various sizes and characterized by agricultural, forested, and/or urban land.

With the advancement of technology and the rise in end-user expectations, the need and use of higher temporal resolution data for pollutant load estimation has increased. This protocol describes a method for continuous in situ water quality monitoring to obtain higher temporal resolution data for informed water resource management decisions.

Caudal continuo monitoreo de nutrientes y sedimentos en las cuencas agrícolas

Pollutant concentrations and loads in watersheds vary considerably with time and space. Accurate and timely information on the magnitude of pollutants in ...

Microfluidic Devices for Characterizing Pore-scale Event Processes in Porous Media for Oil Recovery Applications

Microfluidic devices are versatile tools for studying transport processes at a microscopic scale. A demand exists for microfluidic devices that are resistant to low molecular-weight oil components, unlike traditional polydimethylsiloxane (PDMS) devices. Here, we demonstrate a facile method for making a device with this property, and we use the product of this protocol for examining the pore-scale mechanisms by which foam recovers crude oil. A pattern is first designed using computer-aided design (CAD) software and printed on a transparency with a high-resolution printer. This pattern is then transferred to a photoresist via a lithography procedure. PDMS is cast on the pattern, cured in an oven, and removed to obtain a mold. A thiol-ene crosslinking polymer, commonly used as an optical adhesive (OA), is then poured onto the mold and cured under UV light. The PDMS mold is peeled away from the optical adhesive cast. A glass substrate is then prepared, and the two halves of the device are bonded together. Optical adhesive-based devices are more robust than traditional PDMS microfluidic devices. The epoxy structure is resistant to swelling by many organic solvents, which opens new possibilities for experiments involving light organic liquids. Additionally, the surface wettability behavior of these devices is more stable than that of PDMS. The construction of optical adhesive microfluidic devices is simple, yet requires incrementally more effort than the making of PDMS-based devices. Also, though optical adhesive devices are stable in organic liquids, they may exhibit reduced bond-strength after a long time. Optical adhesive microfluidic devices can be made in geometries that act as 2-D micromodels for porous media. These devices are applied in the study of oil displacement to improve our understanding of the pore-scale mechanisms involved in enhanced oil recovery and aquifer remediation.

The goal of this procedure is to easily and rapidly produce a microfluidic device with customizable geometry and resistance to swelling by organic fluids for oil recovery studies. A polydimethylsiloxane mold is first generated, and then used to cast the epoxy-based device. A representative displacement study is reported.

Dispositivos de microfluidos para la caracterización de procesos de poro-escala acontecimiento en medios porosos para aplicaciones de recuperación de aceite

Microfluidic devices are versatile tools for studying transport processes at a microscopic scale. A demand exists for microfluidic devices that are ...

Sampling, Sorting, and Characterizing Microplastics in Aquatic Environments with High Suspended Sediment Loads and Large Floating Debris

The ubiquitous presence of plastic debris in the ocean is widely recognized by the public, scientific communities, and government agencies. However, only recently have microplastics in freshwater systems, such as rivers and lakes, been quantified. Microplastic sampling at the surface usually consists of deploying drift nets behind either a stationary or moving boat, which limits the sampling to environments with low levels of suspended sediments and floating or submerged debris. Previous studies that employed drift nets to collect microplastic debris typically used nets with &#8805;300 &#181;m mesh size, allowing plastic debris (particles and fibers) below this size to pass through the net and elude quantification. The protocol detailed here enables: 1) sample collection in environments with high suspended loads and floating or submerged debris and 2) the capture and quantification of microplastic particles and fibers &lt;300 &#181;m. Water samples were collected using a peristaltic pump in low-density polyethylene (PE) containers to be stored before filtering and analysis in the lab. Filtration was done with a custom-made microplastic filtration device containing detachable union joints that housed nylon mesh sieves and mixed cellulose ester membrane filters. Mesh sieves and membrane filters were examined with a stereomicroscope to quantify and separate microplastic particulates and fibers. These materials were then examined using a micro-attenuated total reflectance Fourier transform infrared spectrometer (micro ATR-FTIR) to determine microplastic polymer type. Recovery was measured by spiking samples using blue PE particulates and green nylon fibers; percent recovery was determined to be 100% for particulates and 92% for fibers. This protocol will guide similar studies on microplastics in high velocity rivers with high concentrations of sediment. With simple modifications to the peristaltic pump and filtration device, users can collect and analyze various sample volumes and particulate sizes.

Most microplastic research to date has occurred in marine systems where suspended solid levels are relatively low. Focus is now shifting to freshwater systems, which may feature high sediment loads and floating debris. This protocol addresses collecting and analyzing microplastic samples from aquatic environments that contain high suspended solid loads.

Muestreo, clasificación y caracterización de Microplastics en ambientes acuáticos con cargas de sedimento en suspensión alta y basura flotante grande

The ubiquitous presence of plastic debris in the ocean is widely recognized by the public, scientific communities, and government agencies. However, only ...