Os autores reconhecem com gratidão apoio financeiro MBI.

1. preparação do molde primário de silício Nota: uma Fotomáscara é necessária para a preparação do molde principal. A Fotomáscara pode ser comprada de fornecedores independentes ou fabricada internamente através de procedimentos de fabricação padrão óptico máscara. Uma Fotomáscara com polaridade de campo claro é utilizada neste caso ( Figura 2 a).
<ol><li>Definição de padrão de <ol><li>Spin revestir uma bolacha de silicone de 4 polegadas com SU-8 3010 fotorresiste negativo a 2.300 rpm por 30 s.</li>
		<li>Soft-Asse o fotorresiste num prato quente a 65 ° C por 2 min e em seguida a 95 ° C, durante 8 min.</li>
		<li>Expor o fotorresiste à luz UV (i-linha, 365 nm) através da Fotomáscara sob o alinhador de máscara para uma dose de energia total de 100-120 mJ/cm 2; o modo difícil de contato é o preferido para alcançar uma resolução melhor.</li>
		<li>Remova a bolacha e aplique uma exposição de post asse a 65 ° C por 1 min e em seguida a 95 ° C, por 2 min.</li>
		<li>Desenvolver o fotorresiste usando um desenvolvedor SU-8 à temperatura ambiente, em seguida, enxaguar com álcool isopropílico e soprar suavemente seco com azoto; a espessura medida padrão deve ser 10 µm e abaixo. Ver Figura 2 b para a foto do molde de silicone real.</li>
	</ol></li> <li>Silanização de molde de silicone <ol><li>tratar o molde de silicone com plasma de oxigênio a 60 W por 30 s 20 SCCM de fluxo de oxigênio. Ajustar a pressão de câmara de 1-10 mbar durante o processo.</li>
		<li>Colocar o molde em um frasco de vácuo com 50 µ l de silano e deixar o frasco no estado de vácuo (1-10 mbar) pelo menos 2 h. 
		Nota: O processo de silanização cria um revestimento hidrofóbico de superfície que impede a degola ao molde 15 de PDMS. Observe que o molde primário também pode ser fabricado utilizando um método alternativo, que envolve a gravura seca do silício. Neste caso, a Fotomáscara será de polaridade oposta (campo escuro), e a definição de padrão na etapa 1.1 usará um positivo fotorresiste.</li>
	</ol></li></ol> 2. Preparação do molde secundário de PDMS <ol><li>mistura de PDMS <ol><li>misturar o elastômero PDMS e agente de cura, 10:1; o montante total é tal que a espessura PDMS resultante é aproximadamente de 1 a 1,5 mm.</li>
		<li>Após a mistura completa, desgaseificar a mistura deixando-o em um frasco de vácuo no estado de vácuo (1-10 mbar) por aproximadamente 15 min ou até que não há nenhuma bolha visível; isto é remover todo o ar aprisionado dentro da mistura.</li>
	</ol></li> <li>Replicação de molde <ol><li>despeje a mistura PDMS sobre o molde de silicone fabricado na etapa 1 e desgaseificar a mistura para remover qualquer ar aprisionado com as mesmas configurações como na etapa 2.1.2. Calor a 70 ° C durante 2 h em uma chapa quente para curar a mistura.</li>
		<li>Remover o PDMS curado da placa quente e deixe esfriar até a temperatura de quarto. Com uma lâmina de barbear, cortar o PDMS ao longo das bordas do molde de silicone.</li>
		<li>Com um par de pinças, beliscar um canto do corte PDMS e Retire cuidadosamente a réplica PDMS fora o molde de silicone; o padrão resultante de microfluidic sobre este molde secundário é uma saliência, que é a polaridade oposta do (molde primário Figura 2 c).</li></ol></li> <li>silanização da réplica de PDMS (mesmo como na etapa 1.2) <ol><li>tratar o molde PDMS com plasma de oxigênio a 60 W por 30 s 20 SCCM de fluxo de oxigênio. Ajustar a pressão de câmara de 1-10 mbar durante o processo.</li>
		<li>Lugar o molde em um vácuo do frasco com 50 µ l de silano e deixar o frasco no estado de vácuo (1-10 mbar) pelo menos 2 h.</li>
	</ol></li></ol> 3. Elaboração de modelos de PDMS Nota: para padronizar a forma eo tamanho dos dispositivos finais e para facilitar o alinhamento das principais características nas duas metades, foram utilizados dois modelos separados de PDMS, que definem a geometria do dispositivo, a colocação da janela transparente e as conexões em e out let. O primeiro modelo de PDMS auxilia a fabricação da metade do aparelho, enquanto a segunda ajuda a aliviar a fabricação da parte plana do dispositivo modelada.
<ol><li>Desenha os modelos usando um software de desenho (CAD) auxiliado por computador. Figura 3 um mostra o lay-out e dimensões do modelo usado para fabricar a metade estampada do dispositivo. Para fabricar a parte plana do dispositivo, remova os furos de 1,5 mm de diâmetro do design.</li>
	<li>Adquirir os modelos de um provedor externo ou através de uma oficina mecânica interna, se disponível. 
	Nota: O acrílico foi usado como o modelo de material devido à facilidade de fabricação e baixo custo viável em qualquer oficina padrão. Existem opções alternativas, como a impressão 3D.</li>
	<li>Misturar o elastômero PDMS e agente de cura 10:1; não se esqueça de preparar uma quantidade suficiente de PDMS para submergir inteiramente os modelos.</li>
	<li>Após a mistura completa, desgaseificar a mistura deixando-o em um frasco de vácuo no estado de vácuo (1-10 mbar) por aproximadamente 15 min ou até que não há nenhuma bolha visível (se esta for posterior); isto é remover todo o ar aprisionado dentro da mistura.</li>
	<li>Despeje a mistura PDMS em modelos de acrílico, até que sua superfície mais alto está submersa cerca de 1 mm abaixo da superfície líquida. Desgaseifica o PDMS novamente para remover qualquer ar aprisionado com as mesmas configurações como em 3.4. Isto aquecer a 60 ° C, durante 2 h em uma chapa quente nivelada para curar a mistura.</li>
	<li>Remover o PDMS curado da placa quente e deixe esfriar até a temperatura de quarto. Com uma lâmina de barbear, cortar o PDMS ao longo das bordas dos modelos de acrílico.</li>
	<li>Com um par de pinças, beliscar um canto do corte PDMS e Retire cuidadosamente o PDMS fora os modelos de acrílico. 
	Nota: Figura 3 b mostra o lay-out e dimensões da réplica PDMS usado para fabricar a metade estampada do dispositivo.</li>
	<li>Prepare a segunda réplica PDMS para fabricar o apartamento metade do dispositivo, repetindo os passos de 3.3 a 3.7 mas usando o modelo de acrílico sem os furos de diâmetro de 1,5 mm.</li>
</ol> 4. Fabricação de dispositivos microfluídicos s <ol><li>fabricação da metade estampada do dispositivo (ou seja, com layout de dispositivo) <ol><li>tratar da CaF 2 janela com plasma de oxigênio a 60 W para 30 20 SCCM de fluxo de oxigênio. Isso é feito para melhorar o fluxo de NOA durante a fabricação seguir. 
		Nota: Este passo não é obrigatório.</li>
		<li>Lugar cuidadosamente o primeiro PDMS modelo (um com os pilares de diâmetro 1.5 mm) em uma superfície plana, por exemplo, uma cal sodada placa ( Figura 4 a). Colocar uma janela de 2 CaF centralizada em cima do plug PDMS e pressione suavemente a janela que está no bom contato com o plugue ( Figura 4 b).</li>
		<li>Tirar o molde PDMS feito na etapa 2 e colocar uma placa fina de UV transparente (no caso, uma placa de quartzo, 500 µm de espessura e 1,5 x 1,5 cm em tamanho) na parte traseira do molde, alinhado com a localização da câmara central ( Figura 4 c). Verifique se a placa de quartzo está em bom contato com o molde PDMS. 
		Nota: Thplaca de quartzo e impede que a área não desejada do molde facilmente entrando em contato com a CaF 2 janela.</li>
		<li>Coloque suavemente esta cara de molde PDMS para baixo em direção a CaF 2 janela com câmara de fluídico, alinhada ao centro da janela 2 CaF. Certifique-se de que todos os elementos (modelo, molde e janela) estão em bom contato e alinhados ( Figura 4 c-4 d).</li>
		<li>, Gradualmente, dispense gotas de NOA em-let do modelo PDMS e deixá-lo lentamente preencher a cavidade. Uma vez que a resina entra em contato com a borda da janela, o fluxo capilar encherá a abertura de fina (~ 10 µm) entre o molde PDMS e CaF 2 janela ( Figura 4 e-4f).</li>
		<li>Após a cavidade é preenchida completamente, curar a NOA pela exposição à luz UV (por exemplo, com um sistema de exposição UV-LED, Figura 4 g). 
		Nota: O tempo de exposição pode variar de acordo com a energia da fonte de UV. O sistema de exposição UV-LED, que proporciona uma densidade de potência de 24 mW/cm 2, requer cerca de 90 s 100% de energia e modo de exposição contínua.</li>
		<li>Com cuidado, retire a placa de quartzo fino na parte de trás do molde de PDMS e então, descasque delicadamente o molde PDMS da parte superior da camada de NOA ( Figura 4 h). Finalmente, retire a camada NOA do modelo ( Figura 4 eu) PDMS. 
		Nota: O layout resultante de dispositivo sobre a NOA curado, teria a mesma polaridade do padrão no molde silicone primária.</li>
	</ol></li> <li>Fabricação da parte plana do dispositivo (ou seja, sem layout do dispositivo) <ol><li>tratar a CaF 2 janela com plasma de oxigênio a 60 W por 30 s 20 SCCM de fluxo de oxigênio. 
		Nota: Este passo não é obrigatório.</li>
		<li>Coloque cuidadosamente o segundo modelo PDMS (um sem os pilares de diâmetro 1.5 mm) sobre uma superfície plana, por exemplo, um prato de cal sodada. Colocar uma janela de 2 CaF centralizada em cima do plug PDMS e pressione suavemente a janela que seja em bom contato com o plugue.</li>
		<li>Coloque uma folha PDMS espessura de 1 mm com tamanho de 5 cm x 3,5 cm no topo da janela 2 CaF, com a folha PDMS alinhada com o centro do modelo de PDMS. Certifique-se de que a folha PDMS é em bom contato com a janela.</li>
		<li>Gradualmente dispensar gotas de NOA em-let do modelo PDMS e deixá-lo lentamente preencher a cavidade.</li>
		<li>Após a cavidade é preenchida completamente, curar a NOA pela exposição à luz UV (por exemplo, com um sistema de exposição UV-LED). 
		Nota: O tempo de exposição pode variar de acordo com a fonte de energia UV. Com o sistema de exposição UV-LED, que proporciona uma densidade de potência de 24 mW/cm 2, isso requer cerca de 50 s 100% de energia e modo de exposição contínua.</li>
		<li>Casca folha de PDMS da parte superior da camada de NOA e cuidadosamente retire a camada NOA curada do modelo PDMS.</li>
	</ol></li> <li>De ligação das duas metades do dispositivo <ol><li>alinhar as duas metades do dispositivo tal que ambas as janelas de 2 CaF estão alinhadas. Delicadamente dedo pressione ambas as metades no canto das camadas NOA tal que a posição das duas metades são fixadas.</li>
		<li>Cortar dois discos circulares fora de uma folha 1 mm espessura PDMS usando um 8mm diâmetro perfurador ( Figura 5 a).</li>
		<li>Corte dois retângulos com o mesmo tamanho do aparelho (4 x 2,5 cm) de uma folha PDMS espessura de 1 mm. Em ambos os retângulos PDMS, cortar aberturas correspondentes para os canais e o em-deixe/out-let do dispositivo. 
		Nota: As aberturas pre-cortadas os retângulos PDMS destinam-se a impedir que os canais em colapso durante a prensagem.</li>
		<li>Pilha na seguinte ordem de baixo: um retângulo PDMS com aberturas pré-cortada, um disco PDMS (em contato com a janela de baixo, cortar na etapa 4.3.2), as duas metades de dedo prensado do dispositivo, o segundo disco PDMS (sentado no topo da janela) e por último o segundo retângulo PDMS com orifícios pré-cortados ( Figura 5 b).</li>
		<li>Colocar este conjunto na configuração da imprensa vácuo tal que ele é imprensado entre 2 placas e feche o saco de plástico ( Figura 5 c). Ligue a bomba de vácuo e evacuar a assembleia. Deixe a bomba de vácuo chegar sua pressão de base ou aplicar o vácuo durante pelo menos 10 min. 
		Nota: A pressão base alcançada depende da bomba de vácuo utilizado e qualidade do fecho do saco plástico.</li>
		<li>Expor o assembly evacuado para UV com uma lâmpada de gás do Hg de banda larga em 270 W durante 15 min. vez desligar a bomba de vácuo e deixar o assembly exalar lentamente à pressão atmosférica antes de remover o dispositivo final da Assembleia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
	<li>Holman, H. -. Y. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synchrotron+infrared+spectromicroscopy+as+a+novel+bioanalytical+microprobe+for+individual+living+cells:+cytotoxicity+considerations.">Synchrotron infrared spectromicroscopy as a novel bioanalytical microprobe for individual living cells: cytotoxicity considerations.</a> BIOMEDO. 7 (3), 417-424 (2002).</li><li>Liu, K. Z., Xu, M., Scott, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomolecular+characterisation+of+leucocytes+by+infrared+spectroscopy.">Biomolecular characterisation of leucocytes by infrared spectroscopy.</a> Br J Haematol. 136 (5), 713-722 (2007).</li><li>Moss, D. 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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FTIR+spectroscopy+of+single+live+cells+in+aqueous+media+by+synchrotron+IR+microscopy+using+microfabricated+sample+holders.">FTIR spectroscopy of single live cells in aqueous media by synchrotron IR microscopy using microfabricated sample holders.</a> Vibrational Spectroscopy. 53 (1), 34-38 (2010).</li><li>Birarda, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infrared+microspectroscopy+of+biochemical+response+of+living+cells+in+microfabricated+devices.">Infrared microspectroscopy of biochemical response of living cells in microfabricated devices.</a> Vibrational Spectroscopy. 53 (1), 6-11 (2010).</li><li>Vaccari, L., Birarda, G., Businaro, L., Pacor, S., Grenci, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infrared+microspectroscopy+of+live+cells+in+microfluidic+devices+(MD-IRMS):+toward+a+powerful+label-free+cell-based+assay.">Infrared microspectroscopy of live cells in microfluidic devices (MD-IRMS): toward a powerful label-free cell-based assay.</a> Anal Chem. 84 (11), 4768-4775 (2012).</li><li>Mitri, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SU-8+bonding+protocol+for+the+fabrication+of+microfluidic+devices+dedicated+to+FTIR+microspectroscopy+of+live+cells.">SU-8 bonding protocol for the fabrication of microfluidic devices dedicated to FTIR microspectroscopy of live cells.</a> Lab Chip. 14 (1), 210-218 (2014).</li><li>Birarda, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IR-Live:+fabrication+of+a+low-cost+plastic+microfluidic+device+for+infrared+spectromicroscopy+of+living+cells.">IR-Live: fabrication of a low-cost plastic microfluidic device for infrared spectromicroscopy of living cells.</a> Lab Chip. 16 (9), 1644-1651 (2016).</li><li>Wehbe, K., Filik, J., Frogley, M. D., Cinque, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+optical+substrates+on+micro-FTIR+analysis+of+single+mammalian+cells.">The effect of optical substrates on micro-FTIR analysis of single mammalian cells.</a> Anal Bioanal Chem. 405 (4), 1311-1324 (2013).</li><li>Helmut, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+co-evaporation+of+silanes+for+nanoimprint+stamps.">Controlled co-evaporation of silanes for nanoimprint stamps.</a> Nanotechnology. 16 (5), 171 (2005).</li><li>Loewen, E. G., Popov, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Diffraction Gratings and Applications. , (1997).</li><li>. Technical Note: Optical Materials Available from: <a target="_blank" href="https://www.newport.com/n/optical-materials">https://www.newport.com/n/optical-materials</a> (2017)</li><li>Cai, D., Neyer, A., Kuckuk, R., Heise, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Raman,+mid-infrared,+near-infrared+and+ultraviolet-visible+spectroscopy+of+PDMS+silicone+rubber+for+characterization+of+polymer+optical+waveguide+materials.">Raman, mid-infrared, near-infrared and ultraviolet-visible spectroscopy of PDMS silicone rubber for characterization of polymer optical waveguide materials.</a> J Mol Struc. 976 (1-3), 274-281 (2010).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

A fim de avaliar e otimizar o protocolo de fabricação, utilizamos um layout simples para o padrão microfluidic com uma câmara retangular grande (tamanho 5 x 2,5 mm) no centro, duas pequenas câmaras retangulares (tamanho 5,5 x 0,75 mm) separado do circuito principal sobre o os lados superiores e inferiores e 300 µm largamente em-deixe/out-let canais. A câmara central é usada para a propagação e observação das células, enquanto as duas câmaras menores separadas são usadas para medir o fundo do ar durante FTI...

Spectro-microscopia de Fourier Transform infravermelho (FTIR) tem sido extensivamente utilizada como uma técnica de imagem livre de rótulo e não-invasiva para fornecer informações detalhadas de químicas de uma amostra. Isto permite a extração de informações bioquímicas para estudar a química das amostras biológicas, com um mínimo de preparação, desde que o espectro de absorção da amostra carrega as impressões digitais intrínsecas de sua composição química1 , 2. recentemente, FTIR foi cada vez mais aplicado ao estudo de amostras biológicas vivas, por exemplo, células3. No entanto, água, que é o meio para as células vivas na maioria dos casos, mostra uma forte absorção na região de meados-IR. Mesmo sendo uma camada fina, sua presença completamente pode sobrecarregar a informação estrutural importante dos espécimes.
Por muitos anos, a abordagem comum foi fixação ou amostras para excluir completamente o sinal de absorção de água no espectro de secagem. No entanto, essa abordagem não permite medições em tempo real em células vivas, que é essencial para estudar a mudança de sua composição química e processos celulares com o tempo. Uma maneira para obter confiança espectros de absorção de amostras biológicas vivas, é limitar o comprimento do percurso óptico total no meio do raio IR para menos de 10 µm4.
Uma abordagem bem estabelecida em viver experiências pilha tem sido até agora, a reflexão Total atenuada (ATR)-imagem de FTIR, que permite medições independentes da espessura da amostra, permitindo que as células sejam mantidos em uma camada mais espessa de meio aquoso. No entanto, a pequena profundidade de penetração da onda evanescente restringe as medições de amostras para somente os primeiros alguns mícrons da superfície do cristal ATR5.
Como alternativa, a limitação de absorção de água foi contornada com o surgimento de vários sistemas microfluídicos, que geralmente são classificados em dois grandes grupos: abrir o canal (onde uma das superfícies da fluido é exposta à atmosfera) e fechado canal (onde duas janelas transparentes-IR são separadas por um espaçador com espessura definida).
Loutherback et al desenvolveram um dispositivo de abrir canais de membrana que permite que a longo prazo IR medições contínuas de células vivas por até 7 dias6. O método requer alta umidade no ambiente para evitar a evaporação do meio de superfície celular. O sistema funciona melhor com as células que crescem naturalmente nas interfaces ar-líquido, tais como tecidos epiteliais da pele, pulmão e os olhos ou biofilmes microbianos7.
Uma configuração de canal fechado visa criar uma camada fina, uniforme entre duas janelas transparente para IR paralelas, onde as células são mantidas em seus meios aquosos. A espessura desta cavidade é tal que o sinal de absorção de água é abaixo de saturação. Fundo de água pode então ser subtraído para obter os espectros de amostra correta. A maioria dos métodos de canal fechado utiliza um espaçador plástico separando as duas janelas para formar uma câmara líquido desmontáveis3,8,9. Uma vantagem deste método é que não exige microfabrication; no entanto, estruturas mais complexas do que uma câmara de medição com canais de na e out let são extremamente difíceis de perceber no espaçador fino. Há também um problema com a reprodutibilidade do comprimento do caminho entre as medições de IR devido a sua dependência de fixação mecânica. Para alcançar um controle mais preciso do afastamento para a aquisição de espectro mais confiável, foram implementados métodos litografia óptica para fotorresiste padrão no topo do substrato IR para definir o espaçador9,10 , 11 , 12. mesmo que isto torna possível para estruturas mais complexas ser definido no espaçador, o método requer acesso a uma instalação microfabrication para produzir o padrão em cada substrato.
Neste trabalho, apresentamos uma técnica simples de fabricação de um dispositivo de microfluidic IR-compatível, com o objectivo de reduzir o custo da fabricação e a exigência de acessar uma instalação microfabrication. O método apresentado aqui (ver Figura 1) utiliza um processo estabelecido, conhecido como litografia macia. Dois moldes são necessários neste caso. O molde primário é feito de uma bolacha de silicone de 4 polegadas, usando um processo padrão de litografia de UV. O molde secundário é sua réplica feita de PDMS, que tem uma polaridade invertida do padrão no molde silicone primária e serve como o mestre molde para fabricação de dispositivo subsequentes.
O dispositivo tem duas camadas distintas: uma primeira camada com o layout microfluidic (que no caso apresentado consiste no canal microfluídicos, na-/ fora deixa- e uma câmara de observação com uma CaF2 viewport) e uma segunda camada com uma superfície plana ( que consiste em apenas uma CaF2 viewport).
Aqui, um adesivo de óptica UV-curable, Norland óptico adesivo 73 (NOA73, abreviado como NOA daqui em diante), é usado para formar o corpo de plástico principal do dispositivo. Existem várias vantagens de usar este adesivo óptico: fabricação de baixo custo, facilidade de conectividade com sistemas externos, boa transparência óptica, baixa viscosidade e mais importante, biocompatibilidade13. CaF2 é uma escolha apropriada como a viewport devido à sua biocompatibilidade e excelente transparência IR14.
Com esta nova abordagem, acesso a uma instalação microfabrication é estritamente exigido somente para a fabricação do molde principal. Processos de fabricação subsequentes para o dispositivo de plástico microfluidic podem efectuar-se em qualquer laboratório equipado com uma fonte de iluminação UV.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="856">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">Chemical</td>
			<td style="width:212px;"></td>
			<td style="width:112px;"></td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:291px;">Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane 97%</td>
			<td style="width:212px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:112px;">448931-10G</td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:291px;">Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit</td>
			<td style="width:212px;">Dow Corning</td>
			<td style="width:112px;"></td>
			<td style="width:243px;">Polydimethylsiloxane or in short, PDMS</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">Norland Optical Adhesive 73</td>
			<td style="width:212px;">Norland Products Inc.</td>
			<td style="width:112px;">7304</td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">SU8 3010 photoresist</td>
			<td style="width:212px;">MicroChem</td>
			<td style="width:112px;">Y311060</td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">SU8 developer</td>
			<td style="width:212px;">MicroChem</td>
			<td style="width:112px;">Y020100</td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">Material</td>
			<td style="width:212px;"></td>
			<td style="width:112px;"></td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">Silicon wafer, 4 inch, prime grade</td>
			<td style="width:212px;">Bonda Technology Pte Ltd</td>
			<td style="width:112px;"></td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">CaF2 IR-grade windows</td>
			<td style="width:212px;">Crystran, UK</td>
			<td style="width:112px;">CAFP10-1</td>
			<td style="width:243px;">10 mm diameter, 1 mm thickness</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">Acrylic templates</td>
			<td style="width:212px;"></td>
			<td style="width:112px;"></td>
			<td style="width:243px;">Custom made</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">Equipment</td>
			<td style="width:212px;"></td>
			<td style="width:112px;"></td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">UV-KUB 2 (UV LED exposure system)</td>
			<td style="width:212px;">KLOE</td>
			<td style="width:112px;"></td>
			<td style="width:243px;">Emission spectrum 365nm &#177; 5nm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">Newport UV lamp</td>
			<td style="width:212px;">Newport</td>
			<td style="width:112px;">Model 66902</td>
			<td style="width:243px;">50-500 Watt Hg arc lamp</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">CEE Spin coater</td>
			<td style="width:212px;">Brewer Science</td>
			<td style="width:112px;">Model 200x</td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">MJB4 mask aligner</td>
			<td style="width:212px;">SUSS MicroTec</td>
			<td style="width:112px;"></td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">Precision digital hot plate</td>
			<td style="width:212px;">Harry Gestigkeit GmbH</td>
			<td style="width:112px;">2860SR</td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:291px;">Plasma Surface Technology</td>
			<td style="width:212px;">Diener Electronic GmbH + Co. KG</td>
			<td style="width:112px;"></td>
			<td style="width:243px;">For O2 plasma treatment</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:291px;">IDP-3 Dry Scroll Vacuum Pump</td>
			<td style="width:212px;">Agilent Technologies</td>
			<td></td>
			<td>ultimate pressure 3.3 x 10-1 mbar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:291px;">Bruker IFS 66v/s FTIR Spectrometer</td>
			<td style="width:212px;">Bruker</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

soft lithographic procedure for producing plastic microfluidic devices with view-ports transparent to visible and infrared light

Infravermelho (IR) spectro-microscopia de amostras biológicas vivas é dificultada pela absorção de água na faixa de meados-IR e pela falta de dispositivos microfluídicos apropriado. Aqui, um protocolo para a fabricação de dispositivos microfluídicos plástico é demonstrado, onde técnicas litográficas suaves são usadas para incorporar transparente vista-portas de fluoreto de cálcio (CaF2) no contexto da observação chamber(s). O método baseia-se numa abordagem de fundição de réplica, onde um molde do polydimethylsiloxane (PDMS) é produzido através de procedimentos padrão litográficas e então usado como modelo para produzir um dispositivo de plástico. O dispositivo de plástico apresenta ultravioleta/visível/infravermelho (IR/UV/Vis) - janelas transparentes feitos de CaF2 para permitir a observação direta com visível e luz infra-vermelha. As vantagens do método proposto incluem: uma necessidade reduzida para acessar uma unidade de microfabricação de sala limpa, várias portas-exibição, uma conexão fácil e versátil para um sistema de bombeamento externo através do corpo de plástico, flexibilidade do design, , por exemplo, , aberto/fechado de configuração de canais e a possibilidade de adicionar recursos sofisticados tais como membranas nanoporous.

A Figura 6 apresenta os espectros de transmitância de uma nova marca CaF2 janela, a metade estampada do dispositivo e o aparelho completo. Todos os três espectros apresentam excelente transparência para meados IR com maior que 80% de transmitância. O padrão de interferência visível no espectro do dispositivo completo (curva amarelo na figura) é causado pelo entreferro na faixa de 9-10 µm entre as duas janelas. Estes espectros demonstram qu...

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Soft Lithographic Procedure for Producing Plastic Microfluidic Devices with View-ports Transparent to Visible and Infrared Light

É descrito um protocolo para a fabricação de dispositivos microfluídicos plástico com vista-portas transparentes para a imagem latente de luz visível e infravermelho.

Procedimento litográfico macio para a produção de dispositivos microfluídicos plástico com vista-portas transparentes à luz visível e infravermelho

Infrared (IR) spectro-microscopy of living biological samples is hampered by the absorption of water in the mid-IR range and by the lack of suitable ...

soft-lithographic-procedure-for-producing-plastic-microfluidic

Research

JoVE Journal

Bioengineering

13.0K visualizações.  National University of Singapore. É descrito um protocolo para a fabricação de dispositivos microfluídicos plástico com vista-portas transparentes para a imagem latente de luz visível e infravermelho.

Vídeo: Soft Lithographic Procedure for Producing Plastic Microfluidic Devices with View-ports Transparent to Visible and Infrared Light

Soft Lithographic Functionalization and Patterning Oxide-free Silicon and Germanium

The development of hybrid electronic devices relies in large part on the integration of (bio)organic materials and inorganic semiconductors through a stable interface that permits efficient electron transport and protects underlying substrates from oxidative degradation. Group IV semiconductors can be effectively protected with highly-ordered self-assembled monolayers (SAMs) composed of simple alkyl chains that act as impervious barriers to both organic and aqueous solutions. Simple alkyl SAMs, however, are inert and not amenable to traditional patterning techniques. The motivation for immobilizing organic molecular systems on semiconductors is to impart new functionality to the surface that can provide optical, electronic, and mechanical function, as well as chemical and biological activity. 
Microcontact printing (&mu;CP) is a soft-lithographic technique for patterning SAMs on myriad surfaces.1-9 Despite its simplicity and versatility, the approach has been largely limited to noble metal surfaces and has not been well developed for pattern transfer to technologically important substrates such as oxide-free silicon and germanium. Furthermore, because this technique relies on the ink diffusion to transfer pattern from the elastomer to substrate, the resolution of such traditional printing is essentially limited to near 1 &mu;m.10-16
In contrast to traditional printing, inkless &mu;CP patterning relies on a specific reaction between a surface-immobilized substrate and a stamp-bound catalyst. Because the technique does not rely on diffusive SAM formation, it significantly expands the diversity of patternable surfaces. In addition, the inkless technique obviates the feature size limitations imposed by molecular diffusion, facilitating replication of very small (&lt;200 nm) features.17-23 However, up till now, inkless &mu;CP has been mainly used for patterning relatively disordered molecular systems, which do not protect underlying surfaces from degradation.
Here, we report a simple, reliable high-throughput method for patterning passivated silicon and germanium with reactive organic monolayers and demonstrate selective functionalization of the patterned substrates with both small molecules and proteins. The technique utilizes a preformed NHS-reactive bilayered system on oxide-free silicon and germanium. The NHS moiety is hydrolyzed in a pattern-specific manner with a sulfonic acid-modified acrylate stamp to produce chemically distinct patterns of NHS-activated and free carboxylic acids. A significant limitation to the resolution of many &mu;CP techniques is the use of PDMS material which lacks the mechanical rigidity necessary for high fidelity transfer. To alleviate this limitation we utilized a polyurethane acrylate polymer, a relatively rigid material that can be easily functionalized with different organic moieties. Our patterning approach completely protects both silicon and germanium from chemical oxidation, provides precise control over the shape and size of the patterned features, and gives ready access to chemically discriminated patterns that can be further functionalized with both organic and biological molecules. The approach is general and applicable to other technologically-relevant surfaces.

Here we describe a simple method for patterning oxide-free silicon and germanium with reactive organic monolayers and demonstrate functionalization of the patterned substrates with small molecules and proteins. The approach completely protects surfaces from chemical oxidation, provides precise control over feature morphology, and provides ready access to chemically discriminated patterns.

Funcionalização litografia macia e livre de óxido Patterning silício e germânio

The development of hybrid electronic devices relies in large part on the integration of (bio)organic materials and inorganic semiconductors through a ...

Bioengenharia

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

Simples dispositivos microfluídicos para<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging de<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; E Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Layer-by-layer Collagen Deposition in Microfluidic Devices for Microtissue Stabilization

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D culture of cells in collagen type I gels helps to stabilize cell morphology and function, which is necessary for creating microfluidic tissue models in microdevices. Translating traditional 3D culture techniques for tissue culture plates to microfluidic devices is often difficult because of the limited channel dimensions. In this method, we describe a technique for modifying native type I collagen to generate polycationic and polyanionic collagen solutions that can be used with layer-by-layer deposition to create ultrathin collagen assemblies on top of cells cultured in microfluidic devices. These thin collagen layers stabilize cell morphology and function, as shown using primary hepatocytes as an example cell, allowing for the long term culture of microtissues in microfluidic devices.

The creation of functional microtissues within microfluidic devices requires the stabilization of cell phenotypes by adapting traditional cell culture techniques to the limited spatial dimensions in microdevices. Modification of collagen allows the layer-by-layer deposition of ultrathin collagen assemblies that can stabilize primary cells, such as hepatocytes, as microfluidic tissue models.

Camada por camada de colágeno Deposição em microfluídicos para Microtissue Estabilização

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D ...

Using Adhesive Patterning to Construct 3D Paper Microfluidic Devices

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol adhesive through a metal stencil, the overall amount of adhesive used in assembling paper microfluidic devices can be significantly reduced. We show on a simple 4-layer planar paper microfluidic device that the optimal adhesive application technique and device construction style depends heavily on desired performance characteristics. By moderately increasing the overall area of a device, it is possible to dramatically decrease the wicking time and increase device success rates while also reducing the amount of adhesive required to keep the device together. Such adhesive application also causes the adhesive to form semi-permanent bonds instead of permanent bonds between paper layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use. Nonplanar 3D origami devices also benefit from the semi-permanent bonds during folding, as it reduces the likelihood that unrelated faces may accidently stick together. Like planar devices, nonplanar structures see reduced wicking times with patterned adhesive application vs uniformly applied adhesive.

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct 3D paper microfluidic devices. This method of adhesive application forms semi-permanent bonds between layers, enabling single-use devices to be non-destructively disassembled after use and to ease folding complex nonplanar structures.

Usando Adhesive Padronização Construir 3D de papel microfluídicos

We demonstrate the use of patterned aerosol adhesives to construct both planar and nonplanar 3D paper microfluidic devices. By spraying an aerosol ...

Fully Automated Centrifugal Microfluidic Device for Ultrasensitive Protein Detection from Whole Blood

Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) is a promising method to detect small amount of proteins in biological samples. The devices providing a platform for reduced sample volume and assay time as well as full automation are required for potential use in point-of-care-diagnostics. Recently, we have demonstrated ultrasensitive detection of serum proteins, C-reactive protein (CRP) and cardiac troponin I (cTnI), utilizing a lab-on-a-disc composed of TiO2 nanofibrous (NF) mats. It showed a large dynamic range with femto molar (fM) detection sensitivity, from a small volume of whole blood in 30 min. The device consists of several components for blood separation, metering, mixing, and washing that are automated for improved sensitivity from low sample volumes. Here, in the video demonstration, we show the experimental protocols and know-how for the fabrication of NFs as well as the disc, their integration and the operation in the following order: processes for preparing TiO2 NF mat; transfer-printing of TiO2 NF mat onto the disc; surface modification for immune-reactions, disc assembly and operation; on-disc detection and representative results for immunoassay. Use of this device enables multiplexed analysis with minimal consumption of samples and reagents. Given the advantages, the device should find use in a wide variety of applications, and prove beneficial in facilitating the analysis of low abundant proteins.

This protocol demonstrates how to achieve femto molar detection sensitivity of proteins in 10 &#181;L of whole blood within 30 min. This can be achieved by using electrospun nanofibrous mats integrated in a lab-on-a-disc, which offers high surface area as well as effective mixing and washing for enhanced signal-to-noise ratio.

Totalmente dispositivo automático centrífugo microfluídicos para a detecção de proteínas Ultrasensitive de Sangue Total

Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) is a promising method to detect small amount of proteins in biological samples. The devices providing a platform ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Multi-passo fotolitografia Variável Altura para Valved multicamada microfluídicos Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Fabrication of Three-dimensional Paper-based Microfluidic Devices for Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and directed within a layer of paper. Moreover, stacking multiple layers of patterned paper creates sophisticated three-dimensional microfluidic networks that can support the development of analytical and bioanalytical assays. Paper-based microfluidic devices are inexpensive, portable, easy to use, and require no external equipment to operate. As a result, they hold great promise as a platform for point-of-care diagnostics. In order to properly evaluate the utility and analytical performance of paper-based devices, suitable methods must be developed to ensure their manufacture is reproducible and at a scale that is appropriate for laboratory settings. In this manuscript, a method to fabricate a general device architecture that can be used for paper-based immunoassays is described. We use a form of additive manufacturing (multi-layer lamination) to prepare devices that comprise multiple layers of patterned paper and patterned adhesive. In addition to demonstrating the proper use of these three-dimensional paper-based microfluidic devices with an immunoassay for human chorionic gonadotropin (hCG), errors in the manufacturing process that may result in device failures are discussed. We expect this approach to manufacturing paper-based devices will find broad utility in the development of analytical applications designed specifically for limited-resource settings.

We detail a method to fabricate three-dimensional paper-based microfluidic devices for use in the development of immunoassays. Our approach to device assembly is a type of multilayer, additive manufacturing. We demonstrate a sandwich immunoassay to provide representative results for these types of paper-based devices.

Fabricação de dispositivos microfluídicos tridimensional baseados em papel para imunoensaios

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and ...

Microfluidic Bioprinting for Engineering Vascularized Tissues and Organoids

Engineering vascularized tissue constructs and organoids has been historically challenging. Here we describe a novel method based on microfluidic bioprinting to generate a scaffold with multilayer interlacing hydrogel microfibers. To achieve smooth bioprinting, a core-sheath microfluidic printhead containing a composite bioink formulation extruded from the core flow and the crosslinking solution carried by the sheath flow, was designed and fitted onto the bioprinter. By blending gelatin methacryloyl (GelMA) with alginate, a polysaccharide that undergoes instantaneous ionic crosslinking in the presence of select divalent ions, followed by a secondary photocrosslinking of the GelMA component to achieve permanent stabilization, a microfibrous scaffold could be obtained using this bioprinting strategy. Importantly, the endothelial cells encapsulated inside the bioprinted microfibers can form the lumen-like structures resembling the vasculature over the course of culture for 16 days. The endothelialized microfibrous scaffold may be further used as a vascular bed to construct a vascularized tissue through subsequent seeding of the secondary cell type into the interstitial space of the microfibers. Microfluidic bioprinting provides a generalized strategy in convenient engineering of vascularized tissues at high fidelity.

We provide a generalized protocol based on a microfluidic bioprinting strategy for engineering a microfibrous vascular bed, where a secondary cell type could be further seeded into the interstitial space of this microfibrous structure to generate vascularized tissues and organoids.

Vascularizado de microfluidic Bioprinting para a engenharia de tecidos e Organoids

Engineering vascularized tissue constructs and organoids has been historically challenging. Here we describe a novel method based on microfluidic ...

Rapid Fabrication of Custom Microfluidic Devices for Research and Educational Applications

Microfluidic devices allow for the manipulation of fluids, particles, cells, micro-sized organs or organisms in channels ranging from the nano to submillimeter scales. A rapid increase in the use of this technology in the biological sciences has prompted a need for methods that are accessible to a wide range of research groups. Current fabrication standards, such as PDMS bonding, require expensive and time consuming lithographic and bonding techniques. A viable alternative is the use of equipment and materials that are easily affordable, require minimal expertise and allow for the rapid iteration of designs. In this work we describe a protocol for designing and producing PET-laminates (PETLs), microfluidic devices that are inexpensive, easy to fabricate, and consume significantly less time to generate than other approaches to microfluidics technology. They consist of thermally bonded film sheets, in which channels and other features are defined using a craft cutter. PETLs solve field-specific technical challenges while dramatically reducing obstacles to adoption. This approach facilitates the accessibility of microfluidics devices in both research and educational settings, providing a reliable platform for new methods of inquiry.

Here we present a protocol to design and fabricate custom microfluidic devices with minimal financial and time investment. The aim is to facilitate the adoption of microfluidic technologies in biomedical research laboratories and educational settings.

Fabricação rápida de dispositivos microfluídicos personalizados para pesquisa e aplicações educacionais

Microfluidic devices allow for the manipulation of fluids, particles, cells, micro-sized organs or organisms in channels ranging from the nano to ...

Bioinspired Soft Robot with Incorporated Microelectrodes

Bioinspired soft robotic systems that mimic living organisms using engineered muscle tissue and biomaterials are revolutionizing the current biorobotics paradigm, especially in biomedical research. Recreating artificial life-like actuation dynamics is crucial for a soft-robotic system. However, the precise control and tuning of actuation behavior still represents one of the main challenges of modern soft robotic systems. This method describes a low-cost, highly scalable, and easy-to-use procedure to fabricate an electrically controllable soft robot with life-like movements that is activated and controlled by the contraction of cardiac muscle tissue on a micropatterned sting ray-like hydrogel scaffold. The use of soft photolithography methods makes it possible to successfully integrate multiple components in the soft robotic system, including micropatterned hydrogel-based scaffolds with carbon nanotubes (CNTs) embedded gelatin methacryloyl (CNT-GelMA), poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA), flexible gold (Au) microelectrodes, and cardiac muscle tissue. In particular, the hydrogels alignment and micropattern are designed to mimic the muscle and cartilage structure of the sting ray. The electrically conductive CNT-GelMA hydrogel acts as a cell scaffold that improves the maturation and contraction behavior of cardiomyocytes, while the mechanically robust PEGDA hydrogel provides structural cartilage-like support to the whole soft robot. To overcome the hard and brittle nature of metal-based microelectrodes, we designed a serpentine pattern that has high flexibility and can avoid hampering the beating dynamics of cardiomyocytes. The incorporated flexible Au microelectrodes provide electrical stimulation across the soft robot, making it easier to control the contraction behavior of cardiac tissue.

A bioinspired scaffold is fabricated by a soft photolithography technique using mechanically robust and electrically conductive hydrogels. The micropatterned hydrogels provide directional cardiomyocyte cell alignment, resulting in a tailored direction of actuation. Flexible microelectrodes are also integrated into the scaffold to bring electrical controllability for a self-actuating cardiac tissue.

Robô macio bioinspirado com microeletrodos incorporados

Bioinspired soft robotic systems that mimic living organisms using engineered muscle tissue and biomaterials are revolutionizing the current biorobotics ...