A N.E.B. foi apoiada por uma bolsa de treinamento do Instituto Nacional de Ciências da Saúde Ambiental (5T32ES007126-35, 2018), e uma bolsa de pré-doutorado da American Heart Association (20PRE35120321). E.S.M.B. foi um estudioso da KL2 parcialmente apoiado pelo Programa de Acadêmicos do UnC Clinical and Translational Science Award-K12 (KL2TR002490, 2018), e pelo National Heart, Lung, and Blood Institute (K01HL145354). Os autores agradecem ao Dr. Pablo Ariel, do Laboratório de Serviços de Microscopia da UNC, por ajudar na LSFM. A Microscopia de Fluorescência de Folha de Luz foi realizada no Laboratório de Serviços de Microscopia. O Laboratório de Serviços de Microscopia, Departamento de Patologia e Medicina Laboratorial, é apoiado em parte pela bolsa de apoio do Centro de Câncer P30 CA016086 ao Centro de Câncer Integral UNC Lineberger.

Todos os métodos descritos aqui foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Universidade da Carolina do Norte em Chapel Hill.
1. Procedimentos pré-operatórios
<ol><li>Esterilizar instrumentos cirúrgicos. Autoclave todos os instrumentos cirúrgicos antes da cirurgia. Se realizar múltiplas cirurgias no mesmo dia, esterilize os instrumentos entre as cirurgias utilizando um esterilizador de contas secas.</li>
	<li>Prepare o terapêutico em 25% de gel plurônico-127 (diluído em água destilada estéril).</li>
	<li>Configure um cateter de balão Fogarty 2F no insuflê e coloque a extremidade do balão do cateter em uma seringa de 1 mL cheia de solução salina.</li>
	<li>Induzir anestesia colocando o rato em uma câmara com 5% de isoflurano.<ol>
<li>Retire o rato da câmara e grave o peso do rato. Use cortadores de cabelo para raspar peles na região do pescoço ventral.</li>
		<li>Coloque o rato de volta na câmara com 5% de isoflurano para garantir a indução da anestesia.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque o supino do rato em uma plataforma cirúrgica, inserindo a face no cone do nariz para que a face do rato esteja em direção ao cirurgião.<ol>
<li>Reduza a anestesia inalatória para 1,5% de isoflurane. Verifique a profundidade da anestesia por um reflexo de dedo do pé nos quatro pés.</li>
		<li>Fita as quatro pernas até a plataforma cirúrgica.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ligue a lâmpada de calor.</li>
	<li>Injete atropina (0,01 mg/kg) subcutânea para reduzir as secreções das vias aéreas.</li>
	<li>Injete Carprofen (5 mg/kg) subcutânea para o tratamento da dor profilática. Se os anti-inflamatórios não forem aceitáveis para o experimento, consulte as etapas 3.2.2 e 3.2.3.</li>
	<li>Aplique pomada lubrificante nos olhos em ambos os olhos usando um cotonete estéril para evitar que as córneas sequem durante a cirurgia.</li>
	<li>Cotonete o pescoço três vezes em um movimento circular alternando entre 70% de álcool etílico seguido por Betadine do centro da região raspada para fora para esterilizar o local de incisão.</li>
	<li>Infiltrar-se na linha de incisão s.c. com 0,25% bupivacaína.</li>
	<li>Coloque luvas cirúrgicas estéreis antes de manusear instrumentos cirúrgicos estéreis e suprimentos.</li>
	<li>Coloque todos os instrumentos cirúrgicos autoclavados em uma folha cirúrgica estéril.</li>
	<li>Corte três fios independentes de 1 polegada de sutura estéril 7-0 Prolene.</li>
	<li>Coloque cotonetes e gaze na folha cirúrgica.</li>
	<li>Drape o rato com uma folha cirúrgica estéril que só expõe a região do pescoço esterilizada.</li>
	<li>Corte uma abertura pequena adicional na folha que exponha parte do cone do nariz. Este será o local para gravar o cateter de balão durante a lesão.</li>
</ol>2. Procedimentos operacionais
<ol><li>Durante todo o procedimento cirúrgico, avalie a profundidade da anestesia monitorando a taxa respiratória (a taxa deve ser consistente e considerada normal) bem como por beliscar o dedo do pé a cada 15 minutos. Se a taxa respiratória aumentar ou houver uma resposta ao aperto do dedo do pé, então pausa a manipulação cirúrgica e aumente o isoflurane até 2,5%.</li>
	<li>Expor a artéria carótida comum (CCA).<ol>
<li>Faça uma incisão superficial, reta e longitudinal entre os ossos da mandíbula do rato. A incisão terá aproximadamente 1,5-2 cm de comprimento.</li>
		<li>Faça uma incisão através do tecido conjuntivo sob a pele até que a camada muscular seja exposta. Deslocar as glândulas salivares sob a pele para acessar o tecido muscular.</li>
		<li>Separe sem rodeios o tecido conjuntivo do músculo inserindo uma tesoura fechada entre a camada muscular e o tecido conjuntivo e abrindo suavemente a tesoura enquanto puxa a pele para cima.</li>
	</ol></li>
	<li>Disseque os dois músculos visíveis (estehisidóide e esternostoide) longitudinalmente ao longo do lado esquerdo da traqueia até que um terceiro músculo (omohyide) que corre perpendicular aos dois músculos superficiais seja observado.</li>
	<li>Use fórceps para criar uma janela que separe este músculo perpendicular (omohyide) do músculo longitudinal (estehiidaide) correndo sobre a traqueia. Realize suavemente esta separação para evitar traumas contundentes na traqueia.</li>
	<li>Atinja fórceps sob o músculo perpendicular e corte para separar os dois músculos longitudinais e expor a CCA.</li>
	<li>Disseca a CCA.<ol>
<li>Disseque a CCA perto da bifurcação até que a artéria carótida interna (ICA) e a artéria carótida externa (ECA) sejam expostas.</li>
		<li>Dissecar a artéria tireoide superior (STA), que se ramifica do TCE.</li>
		<li>Utilizando as suturas prolene pré-cortadas, ligar o STA e o ECA perto de sua respectiva bifurcação. Deixe a maior parte da sutura para um lado do nó e pegue cada sutura com um hemosta curvo.</li>
		<li>Finalize a dissecação ao redor do ICA, alcance fórceps por baixo e ao redor do ICA, e use um grampo vascular não esmagador para obter controle distal. Aperte a artéria occipital junto com o ICA.</li>
		<li>Dissecar o CCA proximal à bifurcação, garantindo separar o nervo vago da CCA.</li>
		<li>Alcance fórceps por baixo e ao redor da CCA e use um grampo vascular não esmagante para obter controle proximal. Coloque o grampo de pelo menos 5 mm da bifurcação.</li>
	</ol></li>
	<li>Faça lesão no balão.<ol>
<li>Manobrar os hemostatos curvos que seguram cada ramo da artéria ligada para expor a bifurcação entre o TCE e o ramo superior.</li>
		<li>Dissecar suavemente o tecido na bifurcação e, em seguida, fazer uma incisão de arteriotomia entre o ECA e o ramo superior usando tesouras de microdisseção.</li>
		<li>Use um cotonete para empurrar todo o sangue para fora da CCA e limpar o local da arteriotomia.</li>
		<li>Insira o cateter de balão não inflado através da arteriotomia e avance para dentro da CCA até que a extremidade proximal do balão passe da bifurcação.</li>
		<li>Cateter de fita no cone do nariz para que o balão não saia da artéria durante a inflação.</li>
		<li>Infle lentamente o balão a 5 atmosferas de pressão e deixe na CCA por 5 minutos para induzir lesões arteriais. Certifique-se de que a pressão permaneça constante durante todo o 5 min.</li>
		<li>Depois de 5 min, esvazie o balão e retire suavemente da CCA através da arteriotomia.</li>
		<li>Lave a CCA apertando suavemente o grampo na CCA. Não remova o grampo.</li>
		<li>Ligate o ECA proximal à arteriotomia e, em seguida, remova os grampos da CCA e ica para restaurar o fluxo sanguíneo através da CCA para o ICA. Certifique-se de que não há sangramento visível ao redor da arteriotomia e que a CCA está pulsando.</li>
	</ol></li>
	<li>Aplique 100 μL de veículo de gel terapêutico ou plurônico sozinho periadventitamente ao longo da CCA ferida. Faça isso aplicando 50 μL no lado esquerdo da CCA e, em seguida, 50 μL no lado direito da CCA para garantir o revestimento uniforme da artéria ferida.</li>
	<li>Feche o local da ferida.<ol>
<li>Corte suturas prolene em excesso.</li>
		<li>Feche a ferida usando camadas vicríl interrompidas 4-0 ou 6-0 ao longo do tecido conjuntivo.</li>
		<li>Finalize o fechamento da ferida usando sutura de nylon 4-0 ao longo da pele.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Procedimentos pós-operatórios
<ol><li>Coloque o rato sozinho em uma gaiola limpa com metade da gaiola sob uma lâmpada de aquecimento e monitore até que o rato recupere a consciência suficiente para manter a recumbência severa. Mantenha o rato em uma gaiola separada até que o animal esteja totalmente alerta e móvel antes de ser transferido de volta para sua gaiola original.</li>
	<li>Monitore o rato diariamente pelos próximos três dias e depois três vezes por semana até a eutanásia. Eutanize usando overdose de isoflurane seguido de toracotomia bilateral como descrito abaixo.<ol>
<li>Utilize o Centro Nacional de Requinte e Redução de Animais em Pesquisa (NC3Rs) para identificar os níveis de dor pós-operatório. Se algum animal parece estar sentindo dor ou desenvolvendo qualquer compromisso neurológico, sacrifique imediatamente.</li>
		<li>Para animais que não recebem carprofeno, administre acetaminofeno 6 mg/mL em sua água potável 24h antes da cirurgia através de 48h após a cirurgia. O acetaminofeno fornece analgesia com efeitos anti-inflamatórios mínimos.</li>
		<li>Alternativamente, outras estratégias de analgesia com efeitos anti-inflamatórios mínimos podem ser utilizadas, como buprenorfina ou liberação estendida de buprenorfina. Consulte a equipe veterinária de sua instituição.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Colheita e imagem de tecido
<ol><li>Duas semanas após a cirurgia, eutanize o rato por overdose de anestesia (5% isoflurane). Alternativamente, os ratos eutanizam em um momento anterior para analisar os vários aspectos da resposta à lesão arterial.<ol>
<li>Uma vez que a respiração pára, faça a toracotomia bilateral como um método secundário de eutanásia.</li>
	</ol></li>
	<li>Faça uma incisão lateral através do abdômen, e depois corte para cima, através do diafragma e costelas, expondo a cavidade torácica.</li>
	<li>Peruuse e conserte as artérias.<ol>
<li>Insira uma cânula de 18 G presa a um sistema de fixação gravitacional de perfusão através do ventrículo esquerdo. Mantenha pressão equivalente entre ratos marcando a altura do sistema de perfusão em relação à bancada (elevação de 120 cm, equivalente a 91 ± 3 mmHg).</li>
		<li>Aperte a cânula junto com o ventrículo usando um hemostato curvo.</li>
		<li>Faça um corte no átrio direito, abrindo o circuito vascular, e comece a perfusão com PBS seguido de 2-4% de paraformaldeído (cerca de 250 mL cada).</li>
		<li>Prepare paraformaldeído diluído na PBS no dia do sacrifício, ou no máximo na noite anterior ao sacrifício. Se se preparar no dia do sacrifício, certifique-se de que o paraformaldeído esfriou à temperatura ambiente antes de iniciar a perfusão. Armazenar paraformaldeído a 4 °C.</li>
	</ol></li>
	<li>Após a fixação, extraia as artérias carótidas esquerda e direita e armazene a 4 °C por 2h em 2-4% de paraformaldeído.</li>
	<li>Transfira as artérias para 30% de sacarose e armazene durante a noite a 4 °C.</li>
	<li>Após 16-24 h, incorpore as artérias no composto de temperatura de corte ideal (OCT) e congele os blocos de artérias embutidas por OCT.<ol>
<li>Condicionam artérias em OUTUBRO à temperatura ambiente por 10 minutos. Coloque a artéria paralela ao plano da criomolda cheia de OCT, marcando o lado da criomold para a qual a bifurcação arterial está voltada. Congelamento de snap em nitrogênio líquido.</li>
		<li>Armazene blocos congelados a longo prazo a -80 °C.</li>
	</ol></li>
	<li>Seção blocos congelados usando um criostat.<ol>
<li>Colete seis seções transversais arterials de 5 μm de espessura por slide, com slide 1 começando na bifurcação.</li>
		<li>Seção blocos congelados até que a hiperplasia não seja mais visível (cerca de 100 slides).</li>
	</ol></li>
	<li>Hematoxylin & eosin (H&E) slides de manchas18<ol>
<li>Encontre a área do ferimento manchando um em cada dez slides ao longo de toda a artéria a partir da bifurcação (por exemplo, slides 1, 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90 e 100).</li>
		<li>Manchas adicionais desliza ao redor do local da lesão para encontrar o slide com oclusão de pico (por exemplo, slides 20, 30 e 40 tinham hiperplasia visível, assim manchas desliza 15, 25, 35 e 45).</li>
		<li>Manche e quantifique o slide com oclusão máxima e deslizamentos equidistantes antes e depois do deslizamento de oclusão de pico (por exemplo, oclusão máxima encontrada no slide 35, depois manche e quantifique slides 25, 45, etc.) para um total de 3-10 slides por rato.</li>
	</ol></li>
	<li>Para imagens de microscopia de fluorescência de folha de luz, armazene as artérias durante a noite a 4 °C após a fixação na etapa 4.4.<ol>
<li>Artéria da sonda com diluição de 1:500 de anticorpo primário anti-CD31 de coelho em diluente (pH 7.4) por 3 dias. Em seguida, a artéria de contra-mancha com diluição de 1:500 do anticorpo secundário Alexa Fluor 647 por 2 dias19.</li>
		<li>Limpe a artéria usando iDISCO+20.</li>
		<li>Imagem da artéria usando um microscópio de fluorescência de folha de luz21. Renderizar imagens usando software (por exemplo, Imaris)19.</li>
	</ol></li>
	<li>Quantifique a hiperplasia neointimal. Realize a quantificação de forma cega, se possível.<ol>
<li>Use o software ImageJ para traçar o perímetro da lâmina elástica intima, interna elástica (IEL) e lamina elástica externa (EEL) de uma artéria em cada um dos 3-10 slides determinados acima (passo 4.8.3).</li>
		<li>Quantifique a área de cada região traçada em ImageJ e exporte esses valores. O traço intima produz a área de lúmen, o traço IEL produz a área IEL, e o traço EEL produz a área da ENGUIA.</li>
		<li>Média dos valores obtidos dos slides 3-10 para obter a lesão média (% de oclusão, proporção intima:media (I:M), hiperplasia neointimal) por artéria carótida de rato. Hiperplasia Neointimal = Área IEL - Área de Lumen <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/60473/60473eq1.jpg"> <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/60473/60473eq2.jpg">
</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+carotid+artery+balloon+injury+model.">Rat carotid artery balloon injury model.</a> Methods in Molecular Medicine. 139, 1-30 (2007).</li><li>Pellet-Many, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuropilins+1+and+2+mediate+neointimal+hyperplasia+and+re-endothelialization+following+arterial+injury.">Neuropilins 1 and 2 mediate neointimal hyperplasia and re-endothelialization following arterial injury.</a> Cardiovascular Research. 108 (2), 288-298 (2015).</li><li>Wu, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perivascular+delivery+of+resolvin+D1+inhibits+neointimal+hyperplasia+in+a+rat+model+of+arterial+injury.">Perivascular delivery of resolvin D1 inhibits neointimal hyperplasia in a rat model of arterial injury.</a> Journal of Vascular Surgery. 65 (1), 207-217 (2017).</li><li>Tan, J., Yang, L., Liu, C., Yan, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MicroRNA-26a+targets+MAPK6+to+inhibit+smooth+muscle+cell+proliferation+and+vein+graft+neointimal+hyperplasia.">MicroRNA-26a targets MAPK6 to inhibit smooth muscle cell proliferation and vein graft neointimal hyperplasia.</a> Scientific Reports. 7, 46602 (2017).</li><li>Pearce, C. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beneficial+effect+of+a+short-acting+NO+donor+for+the+prevention+of+neointimal+hyperplasia.">Beneficial effect of a short-acting NO donor for the prevention of neointimal hyperplasia.</a> Free Radical Biology and Medicine. 44 (1), 73-81 (2008).</li><li>Cao, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=S100B+promotes+injury-induced+vascular+remodeling+through+modulating+smooth+muscle+phenotype.">S100B promotes injury-induced vascular remodeling through modulating smooth muscle phenotype.</a> Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. 1863 (11), 2772-2782 (2017).</li><li>Madigan, M., Entabi, F., Zuckerbraun, B., Loughran, P., Tzeng, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delayed+inhaled+carbon+monoxide+mediates+the+regression+of+established+neointimal+lesions.">Delayed inhaled carbon monoxide mediates the regression of established neointimal lesions.</a> Journal of Vascular Surgery. 61 (4), 1026-1033 (2015).</li><li>Khurana, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Angiogenesis-dependent+and+independent+phases+of+intimal+hyperplasia.">Angiogenesis-dependent and independent phases of intimal hyperplasia.</a> Circulation. 110 (16), 2436-2443 (2004).</li><li>Tsihlis, N. D., Vavra, A. K., Martinez, J., Lee, V. R., Kibbe, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nitric+oxide+is+less+effective+at+inhibiting+neointimal+hyperplasia+in+spontaneously+hypertensive+rats.">Nitric oxide is less effective at inhibiting neointimal hyperplasia in spontaneously hypertensive rats.</a> Nitric Oxide. 35, 165-174 (2013).</li><li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+neointimal+hyperplasia+in+the+rat+carotid+artery+injury+model+by+a+HMGB1+inhibitor.">Inhibition of neointimal hyperplasia in the rat carotid artery injury model by a HMGB1 inhibitor.</a> Atherosclerosis. 224 (2), 332-339 (2012).</li><li>Mano, T., Luo, Z., Malendowicz, S. L., Evans, T., Walsh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversal+of+GATA-6+downregulation+promotes+smooth+muscle+differentiation+and+inhibits+intimal+hyperplasia+in+balloon-injured+rat+carotid+artery.">Reversal of GATA-6 downregulation promotes smooth muscle differentiation and inhibits intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery.</a> Circulation Research. 84 (6), 647-654 (1999).</li><li>Becher, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Imaging+Provides+Detailed+Atherosclerotic+Plaque+Morphology+and+Reveals+Angiogenesis+after+Carotid+Artery+Ligation.">Three-Dimensional Imaging Provides Detailed Atherosclerotic Plaque Morphology and Reveals Angiogenesis after Carotid Artery Ligation.</a> Circulation Research. 126 (5), 619-632 (2020).</li></ol>

Os autores declaram que não há conflitos de interesse em relação à publicação deste manuscrito.

A lesão do balão da artéria carótida de rato é um dos modelos animais de restenose mais utilizados e estudados. Tanto o modelo de lesão do balãooriginal 3 quanto a variação de lesão segmental controlada pela pressão modificada10 informaram muitos aspectos da resposta à lesão arterial que também ocorre em humanos, com as poucas limitações sendo que o trombo rico em fibrina raramente se desenvolve e a inflamação local é mínima em comparação com outros mo...

A doença cardiovascular (DCV) continua sendo a principal causa de morte em todo o mundo1. A aterosclerose é a causa básica da maior morbidade e mortalidade relacionadas à DCV. Aterosclerose é o acúmulo de placa dentro das artérias que resulta em um lúmen estreito, dificultando a perfusão sanguínea adequada aos órgãos e tecidos distais2. As intervenções clínicas para o tratamento da aterosclerose grave incluem angioplastia de balão com ou sem colocação de stent. Esta intervenção envolve o avanço de um cateter de balão para o local da placa, e a inflação do balão para comprimir a placa até a parede arterial, ampliando a área luminal. Este procedimento danifica a artéria, no entanto, iniciando a resposta da lesão arterial3. A ativação prolongada desta resposta à lesão leva à restenose arterial, ou re-estreitamento, secundária à hiperplasia neointimal e à remodelação do vaso. Durante a angioplastia, a camada intimal é desnudada de células endoteliais que levam ao recrutamento imediato de plaquetas e inflamação local. A sinalização local induz alterações fenotípicas nas células musculares lisas vasculares (VSMC) e nos fibroblastos adventitas. Isso leva à migração e proliferação de VSMC e fibroblastos para dentro do lúmen, levando à hiperplasia neointimal4,5. As células progenitoras circulantes e as células imunes também contribuem para o volume global de restenose6. Quando aplicável, os stents que eluem drogas (DES) são o padrão atual para inibir a restenose7. O DES inibe a re-endotelialização arterial, no entanto, criando assim um ambiente pró-trombótico que pode resultar em trombose tardia do stent8. Portanto, os modelos animais são fundamentais tanto para a compreensão da fisiopatologia da restenose, quanto para o desenvolvimento de melhores estratégias terapêuticas para prolongar a eficácia dos procedimentos de revascularização.
Vários modelos animais grandes e pequenos9 são utilizados para estudar essa patologia. Estes incluem lesão de balão3,10 ou lesão de fio11 do lado luminal de uma artéria, bem como ligadura parcial12 ou colocação de manguito13 ao redor da artéria. A lesão do balão e do arame desnude a camada endotelial da artéria, imitando o que ocorre clinicamente após a angioplastia. Em particular, os modelos de lesão de balão utilizam ferramentas semelhantes às do cenário clínico (ou seja, cateter de balão). A lesão do balão é melhor realizada em modelos de ratos, uma vez que as artérias de rato são um tamanho apropriado para cateteres de balão comercialmente disponíveis. Aqui descrevemos uma lesão arterial segmental controlada por pressão, uma versão bem estabelecida e modificada da lesão do balão da artéria carótida do rato. Esta abordagem controlada por pressão imita de perto o procedimento de angioplastia clínica, e permite a formação de hiperplasia neointimal reprodutível duas semanas após a lesão14,15. Além disso, esta lesão arterial controlada por pressão resulta em restauração completa da camada endotelial por 2 semanas após a cirurgia16. Isso contrasta diretamente com o modelo original de lesão do balão, descrito por Clowes, onde a camada endotelial nunca retorna à cobertura completa3.
Após a cirurgia, a terapêutica pode ser aplicada ou direcionada para a artéria ferida através de várias abordagens. O método descrito aqui usa a aplicação periadventitial de uma pequena molécula embutida em uma solução de gel plurônico. Especificamente, aplicamos uma solução de aldeído cinnâmico de 100 μM em gel plurônico-F127 na artéria imediatamente após lesão para inibir a formação de hiperplasia neointimal15. Pluronic-F127 é um gel termo-reversível não tóxico capaz de entregar drogas localmente de forma controlada17. Enquanto isso, a lesão arterial é local, portanto a administração local permite testar um princípio ativo, minimizando os efeitos fora do alvo. No entanto, a entrega efetiva de um uso terapêutico deste método dependerá da química da pequena molécula ou do uso biológico.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:776px;" width="776">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">1 mL Syringe</td>
			<td style="width:148px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">14955450</td>
			<td style="width:183px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1 mL Syringe with needle</td>
			<td style="width:148px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">309626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">2 French Fogarty Balloon Embolectomy Catheter</td>
			<td style="width:148px;">Edwards LifeSciences</td>
			<td style="width:119px;">120602F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4-0 Ethilon (Nylon) Suture</td>
			<td style="width:148px;">Ethicon Inc</td>
			<td style="width:119px;">662H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4-0 Vicryl Suture</td>
			<td style="width:148px;">Ethicon Inc</td>
			<td style="width:119px;">J214H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">7-0 Prolene Suture</td>
			<td style="width:148px;">Ethicon Inc</td>
			<td style="width:119px;">8800H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">70% ethyl alcohol</td>
			<td style="width:148px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:327px;">Anti-Rabbit Alexa Fluor 647</td>
			<td style="width:148px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">A21245</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Atropine Sulfate</td>
			<td style="width:148px;">Vedco Inc</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>for veterinary use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cotton Swabs</td>
			<td style="width:148px;">Puritan</td>
			<td style="width:119px;">806-WC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Curved Hemostats</td>
			<td style="width:148px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">13009-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fine Curved Forceps</td>
			<td style="width:148px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">11203-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fine Scissors</td>
			<td style="width:148px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">14090-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gauze</td>
			<td style="width:148px;">Covidien</td>
			<td style="width:119px;">2252</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">IHC-Tek Diluent (pH 7.4)</td>
			<td style="width:148px;">IHC World</td>
			<td style="width:119px;">IW-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Insufflator</td>
			<td style="width:148px;">Merit Medical</td>
			<td style="width:119px;">IN4130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Iodine solution</td>
			<td style="width:148px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lubricating Eye Ointment</td>
			<td style="width:148px;">Dechra</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>for veterinary use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mayo Scissors</td>
			<td style="width:148px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">14010-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro Serrefines</td>
			<td style="width:148px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">18055-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microdissection Scissors</td>
			<td style="width:148px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">15004-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps</td>
			<td style="width:148px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">18057-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Needle Holder</td>
			<td style="width:148px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">12003-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pluronic-127 (diluted in sterile water)</td>
			<td style="width:148px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P2443</td>
			<td style="width:183px;">25% prepared</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:327px;">Rabbit Anti-CD31</td>
			<td style="width:148px;">Abcam</td>
			<td style="width:119px;">ab28364</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Retractor</td>
			<td style="width:148px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:183px;">Bent paper clips work well</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rimadyl (Carprofen)</td>
			<td style="width:148px;">Zoetis Inc</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>for veterinary use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Saline solution</td>
			<td style="width:148px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Standard Forceps</td>
			<td style="width:148px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">11006-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile Drape</td>
			<td style="width:148px;">Dynarex</td>
			<td style="width:119px;">4410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">T-Pins</td>
			<td style="width:148px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a rat carotid artery pressure-controlled segmental balloon injury with periadventitial therapeutic application

As doenças cardiovasculares continuam sendo a principal causa de morte e incapacidade em todo o mundo, em parte devido à aterosclerose. A placa aterosclerótica reduz a área luminal da superfície nas artérias, reduzindo assim o fluxo sanguíneo adequado para órgãos e tecidos distais. Clinicamente, procedimentos de revascularização, como angioplastia de balão com ou sem colocação de stent, visam restaurar o fluxo sanguíneo. Embora esses procedimentos restabeleçam o fluxo sanguíneo reduzindo a carga da placa, eles danificam a parede do vaso, que inicia a resposta de cura arterial. A resposta de cura prolongada causa restenose arterial, ou re-estreitamento, limitando o sucesso a longo prazo desses procedimentos de revascularização. Portanto, modelos de animais pré-clínicos são fundamentais para analisar os mecanismos fisiodológicos que conduzem a restenose, e proporcionam a oportunidade de testar novas estratégias terapêuticas. Os modelos murinos são mais baratos e fáceis de operar do que os grandes modelos animais. Lesões de balão ou arame são as duas modalidades de lesão comumente aceitas usadas em modelos murinos. Os modelos de lesão de balão, em particular, imitam o procedimento de angioplastia clínica e causam danos adequados à artéria para o desenvolvimento da restenose. Aqui descrevemos os detalhes cirúrgicos para a realização e análise histologicamente do modelo de lesão do balão carótida de rato modificado e controlado por pressão. Além disso, este protocolo destaca como a aplicação periadventicial local da terapêutica pode ser usada para inibir a hiperplasia neointimal. Por fim, apresentamos a microscopia de fluorescência da folha de luz como uma nova abordagem para a imagem e visualização da lesão arterial em três dimensões.

A Figura 1 mostra todos os materiais e ferramentas cirúrgicas utilizados para a realização desta cirurgia. A coloração de hematoxilina e eosina (H&E) de seções transversais arterials feridas de duas semanas permite uma visualização clara da hiperplasia neointimal. A Figura 2 mostra imagens representativas de seções arterials manchadas de H&E de uma artéria saudável, ferida e tratada. A Figura 2 também descreve como qua...

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A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

A lesão do balão carótida do rato imita o procedimento clínico de angioplastia realizado para restaurar o fluxo sanguíneo em vasos ateroscleróticos. Este modelo induz a resposta à lesão arterial distending da parede arterial, e desnuding a camada intimal de células endoteliais, causando, em última análise, remodelação e uma resposta hiperplástica intimal.

Uma lesão de balão segmental controlada por pressão da artéria de rato com aplicação terapêutica periadventicional

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

a-rat-carotid-artery-pressure-controlled-segmental-balloon-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

4.9K visualizações.  University of North Carolina at Chapel Hill. A lesão do balão carótida do rato imita o procedimento clínico de angioplastia realizado para restaurar o fluxo sanguíneo em vasos ateroscleróticos. Este modelo induz a resposta à lesão arterial distending da parede arterial, e desnuding a camada intimal de células endoteliais, causando, em última análise, remodelação e uma resposta hiperplástica intimal.

Vídeo: A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

Ventilação a pressão controlada para induzir lesão pulmonar aguda em ratos

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

Medicina

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Cateterismo da artéria carótida e jugular para executar as medidas hemodinâmicas, infusões e Sangue de amostragem em um Rat Consciente Modelo

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Infusões artéria carótida para farmacocinéticas e farmacodinâmicas Análise de taxanos em Ratos

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Lesão Balloon Vascular e Administração Intraluminal em Rat Carótida

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

Performing Permanent Distal Middle Cerebral with Common Carotid Artery Occlusion in Aged Rats to Study Cortical Ischemia with Sustained Disability

Stroke typically occurs in elderly people with a range of comorbidities including carotid (or other arterial) atherosclerosis, high blood pressure, obesity and diabetes. Accordingly, when evaluating therapies for stroke in animals, it is important to select a model with excellent face validity. Ischemic stroke accounts for 80% of all strokes, and the majority of these occur in the territory of the middle cerebral artery (MCA), often inducing infarcts that affect the sensorimotor cortex, causing persistent plegia or paresis on the contralateral side of the body. We demonstrate in this video a method for producing ischemic stroke in elderly rats, which causes sustained sensorimotor disability and substantial cortical infarcts. Specifically, we induce permanent distal middle cerebral artery occlusion (MCAO) in elderly female rats by using diathermy forceps to occlude a short segment of this artery. The carotid artery on the ipsilateral side to the lesion was then permanently occluded and the contralateral carotid artery was transiently occluded for 60 min. We measure the infarct size using structural T2-weighted magnetic resonance imaging (MRI) at 24 hr and 8 weeks after stroke. In this study, the mean infarct volume was 4.5% &#177; 2.0% (standard deviation) of the ipsilateral hemisphere at 24 hr (corrected for brain swelling using Gerriet&#8217;s equation, n = 5). This model is feasible and clinically relevant as it permits the induction of sustained sensorimotor deficits, which is important for the elucidation of pathophysiological mechanisms and novel treatments.

Here we present a protocol to produce permanent distal middle cerebral artery occlusion in elderly female rats with simultaneous occlusion of the carotid arteries to generate large cortical infarcts and sustained deficits. We show confirmation of the lesion size using structural MRI at 24 hr and 8 weeks after stroke.

Realizando Permanente Distal Oriente cerebral com carótida comum Oclusão da Artéria em ratos idosos para estudar Cortical Isquemia com Deficiência Sustentada

Stroke typically occurs in elderly people with a range of comorbidities including carotid (or other arterial) atherosclerosis, high blood pressure, ...

A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is also a valuable model system to test, and to evaluate therapeutics and drugs that negate maladaptive remodeling in the vessel. The injury, or barotrauma, in the vessel lumen caused by an inflated balloon via an inserted catheter induces subsequent neointimal growth, often leading to hyperplasia or thickening of the vessel wall that narrows, or obstructs the lumen. The method described here is sufficiently sensitive, and the results can be obtained in relatively short time (2 weeks after the surgery). The efficacy of the drug or therapeutic against the induced-remodeling can be evaluated either by the post-mortem pathological and histomorphological analysis, or by ultrasound sonography in live animals. In addition, this model system has also been used to determine the therapeutic window or the time course of the administered drug. These studies can leadto the development of a better administrative strategy and a better therapeutic outcome. The procedure described here provides a tool for translational studies that bring drug and therapeutic candidates from bench research to clinical applications.

The rat carotid balloon injury model described below allows researchers to evaluate drugs or therapeutics that negate injury-induced arterial hyperplasia. Detailed pre-surgical preparation, surgical procedure, and post-surgical cares of the animal are described.

A Rat carótida Balão Injury modelo para testar Therapeutics remodela Anti-vasculares

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is ...

The Rabbit Model of Accelerated Atherosclerosis: A Methodological Perspective of the Iliac Artery Balloon Injury

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the industrialized world. New Zealand White (NZW) rabbits are widely used as an animal model for the study of atherosclerosis. They develop spontaneous lesions when fed with atherogenic diet; however, this requires long time of 4 - 8 months. To further enhance and accelerate atherogenesis, a combination of atherogenic diet and mechanical endothelial injury is often employed. The presented procedure for inducing atherosclerotic plaques in rabbits uses a balloon catheter to disrupt the endothelium in the left iliac artery of NZW rabbits fed with atherogenic diet. Such mechanical damage caused by the balloon catheter induces a chain of inflammatory reactions initiating neointimal lipid accumulation in a time dependent fashion. Atherosclerotic plaque following balloon injury show neointimal thickening with extensive lipid infiltration, high smooth muscle cell content and presence of macrophage derived foam cells. This technique is simple, reproducible and produces plaque of controlled length within the iliac artery. The whole procedure is completed within 20 - 30 min. The procedure is safe with low mortality and also offers high success in obtaining substantial intimal lesions. The procedure of balloon catheter induced arterial injury results in atherosclerosis within two weeks. This model can be used for investigating the disease pathology, diagnostic imaging and to evaluate new therapeutic strategies.

Animal models of atherosclerosis are essential to understand the mechanism and to investigate newer approaches to prevent plaque development or rupture, a leading cause of death in the industrialized world. This protocol uses a combination of balloon injury and cholesterol rich diet to induce atherosclerotic plaques in rabbit iliac artery.

O modelo de coelho da aterosclerose acelerada: uma perspectiva metodológica da artéria ilíaca balão lesão

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the ...

In Vivo Gene Transfer to the Rabbit Common Carotid Artery Endothelium

The goal of this method is to introduce a transgene into the endothelium of isolated segments of both rabbit common carotid arteries. The method achieves focal endothelial-selective transgenesis, thereby allowing an investigator to determine the biological roles of endothelial-expressed transgenes and to quantify the in vivo transcriptional activity of DNA sequences in large artery endothelial cells. The method uses surgical isolation of rabbit common carotid arteries and an arteriotomy to deliver a transgene-expressing viral vector into the arterial lumen. A short incubation period of the vector in the lumen, with subsequent aspiration of the lumen contents, is sufficient to achieve efficient and durable expression of the transgene in the endothelium, with no detectable transduction or expression outside of the isolated arterial segment. The method allows assessment of the biological activities of transgene products both in normal arteries and in models of human vascular disease, while avoiding systemic effects that could be caused either by targeting gene delivery to other sites (e.g. the liver) or by the alternative approach of delivering genetic constructs to the endothelium by germ line transgenesis. Application of the method is limited by the need for a skilled surgeon and anesthetist, a well-equipped operating room, the costs of purchasing and housing rabbits, and the need for expertise in gene-transfer vector construction and use. Results obtained with this method include: transgene-related alterations in arterial structure, cellularity, extracellular matrix, or vasomotor function; increases or reductions in arterial inflammation; alterations in vascular cell apoptosis; and progression, retardation, or regression of diseases such as intimal hyperplasia or atherosclerosis. The method also allows measurement of the ability of native and synthetic DNA regulatory sequences to alter transgene expression in endothelial cells, providing results that include: levels of transgene mRNA, levels of transgene protein, and levels of transgene enzymatic activity.

In Vivo Gene Transfer to the Rabbit Common Carotid Artery Endothelium

This method is to introduce a transgene into the endothelium of rabbit carotid arteries. Introduction of the transgene allows the assessment of the biological role of the transgene product either in normal arteries or disease models. The method is also useful for measuring activity of DNA regulatory sequences.

Na Vivo Transferência de genes para o endotélio da artéria carótida comum de coelho

The goal of this method is to introduce a transgene into the endothelium of isolated segments of both rabbit common carotid arteries. The method achieves ...

Phase Contrast Magnetic Resonance Imaging in the Rat Common Carotid Artery

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous studies have shown that abnormal blood flow may be associated with systemic vascular risk. Thus, PC-MRI can facilitate the translation of data obtained from animal models of cardiovascular diseases to pertinent clinical investigations. In this report, we describe the procedure for measuring blood flow in the common carotid artery (CCA) of rats using cine-gated PC-MRI and discuss relevant analysis methods. This procedure can be performed in a live, anesthetized animal and does not require euthanasia after the procedure. The proposed scanning parameters yield repeatable measurements for blood flow, indicating excellent reproducibility of the results. The PC-MRI procedure described in this article can be used for pharmacological testing, pathophysiological assessment, and cerebral hemodynamics evaluation.

The overall goal of this procedure is to measure the blood flow in the rat common carotid artery by using noninvasive phase contrast magnetic resonance imaging.

Imagens de ressonância magnética fase contraste na artéria carótida comum de rato

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous ...

Ferric Chloride-induced Canine Carotid Artery Thrombosis: A Large Animal Model of Vascular Injury

Occlusive arterial thrombosis leading to cerebral ischemic stroke and myocardial infarction contributes to ~13 million deaths every year globally. Here, we have translated a vascular injury model from a small animal into a large animal (canine), with slight modifications that can be used for pre-clinical screening of prophylactic and thrombolytic agents. In addition to the surgical methods, the modified protocol describes the step-by-step methods to assess carotid artery canalization by angiography, detailed instructions to process both the brain and carotid artery for histological analysis to verify carotid canalization and cerebral hemorrhage, and specific parameters to complete an assessment of downstream thromboembolic events by utilizing magnetic resonance imaging (MRI). In addition, specific procedural changes from the previously well-established small animal model necessary to translate into a large animal (canine) vascular injury are discussed.

Here, we present the modifications necessary to a well characterized and commonly used small animal ferric chloride-induced (FeCl3) carotid artery injury model for use in a large animal vascular injury model. The resulting model can be utilized for pre-clinical trial assessment of both prophylactic and thrombolytic pharmacological and mechanical interventions.

Trombose da artéria carótida canino induzida por cloreto férrico: Um modelo Animal grande de lesão Vascular

Occlusive arterial thrombosis leading to cerebral ischemic stroke and myocardial infarction contributes to ~13 million deaths every year globally. Here, ...

Methods Article

Uma lesão de balão segmental controlada por pressão da artéria de rato com aplicação terapêutica periadventicional