Os autores gostariam de agradecer a ajuda e colaboração do pessoal do biotério da Queen's University. Os autores gostariam de agradecer a ajuda de Austin Read, candidato ao mestrado em TMED.
Este estudo foi apoiado em parte pelos subsídios dos Institutos Nacionais de Saúde dos EUA (NIH) NIH 1R01HL113003-01A1 (S.L.A.), NIH 2R01HL071115-06A1 (S.L.A), Fundação do Canadá para a Inovação e a Unidade Cardiopulmonar da Rainha (QCPU) 229252 e 33012 (S.L.A.), Tier 1 Canada Research Chair in Mitochondrial Dynamics and Translational Medicine 950-229252 (S.L.A.), Canadian Institutes of Health Research (CIHR) Foundation Grant CIHR FDN 143261, a William J. Henderson Foundation (S.L.A.), Canadian Vascular Network Scholar Award (F.P.) e a bolsa Paroian Family da associação de hipertensão pulmonar do Canadá (F.P.)

Todos os experimentos foram realizados de acordo com as diretrizes éticas e de biossegurança da Queen's University (ROMEO/TRAQ#6016826). Os procedimentos seguidos foram realizados de acordo com as diretrizes institucionais. Este é um procedimento terminal. Devido à invasividade dos cateterismos direito e esquerdo, os animais devem ser eutanasiados imediatamente após a aquisição dos dados. A eutanásia deve ser realizada de acordo com as diretrizes de estudos em animais da instituição.
1. Preparação e montagem experimental
<ol><li>Colocar o cateter em seringa de 10 mL com soro fisiológico/heparina, em temperatura ambiente 30 min antes de iniciar o experimento (Figura 1A).</li>
	<li>Após 30 min, calibre o cateter (por exemplo, linha de base e sistema de aquisição) de acordo com as recomendações do fabricante. O sistema de aquisição apresenta altos e baixos valores de calibração que são usados para calibrar o sistema de aquisição antes de iniciar um experimento. Produza esses valores e certifique-se de que eles correspondam.<ol><li>Use o botão "Controle de equilíbrio de pressão", "Grosso +/- " ou "Fino +/-" para configurar o valor de pressão basal em zero.</li>
		<li>Execute uma calibração de dois pontos para sinal alto e baixo.<ol><li>No console de controle, pressione "Configuração do sistema" no "Menu do cateter".</li>
			<li>Pressione "Send Calibration Signal" no "System Setting Menu" para enviar o sinal baixo. Certifique-se de que a pressão, o volume, a fase e a magnitude estejam em 0 mm Hg, 0 μL, 0° e 0 μs, respectivamente.</li>
			<li>Pressione "Enter" para enviar o sinal alto. Certifique-se de que a pressão, o volume, a fase e a magnitude estejam a 100 mm Hg, 150 μL, 20° e 5.000 μs, respectivamente.</li>
			<li>Pressione "Enter" para retornar ao "System Setting Menu".</li>
			<li>Pressione "6" para retornar ao "Menu do cateter". Em seguida, pressione "Adquirir dados".</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Dobrar uma agulha de 30 G a aproximadamente 90° (Figura 1B,C). Esta agulha dobrada será usada para puncionar os vasos jugulares e carotídeos.</li>
</ol>2. Anestesia e controle da temperatura corporal
<ol><li>Coloque o camundongo (28 g, C57BL/6 neste protocolo) em uma câmara de anestesia contendo gás anestésico (isto é, oxigênio 100%, isoflurano 3–4% para indução).</li>
	<li>Quando o animal estiver anestesiado, não respondendo ao aperto da pata ou da cauda, coloque o rato em decúbito dorsal sobre a almofada térmica regulada a 37 °C.</li>
	<li>Conecte o mouse ao respirador através de um cone nasal fornecendo uma mistura de 100% de oxigênio e 2% de isoflurano. Para calcular automaticamente as configurações de ventilação recomendadas, insira o peso do animal no software proprietário do ventilador usando a tela sensível ao toque. Os cálculos usam a seguinte fórmula: Volume corrente = 6,2 x massa animal1,01 (kg), Taxa respiratória = 53,5 x massa animal-0,26 (kg).</li>
	<li>Ligue a linha anestésica da câmara de anestesia para o cone nasal.</li>
	<li>Insira a sonda de feedback de temperatura no reto e a sonda de almofada entre a almofada e a parte de trás do mouse, definindo a temperatura corporal desejada para 37 °C a 37,5 °C. Controle a temperatura do animal na tela do monitor (Figura 2A,B).</li>
	<li>Colocar fita adesiva nas patas dianteiras e uma pata distal do camundongo na manta de aquecimento com fita cirúrgica, deixando uma pata traseira livre para monitorar a profundidade da anestesia.</li>
</ol>3. Acesso ao Sítio Cirúrgico
<ol><li>Realizar uma incisão cervical ventral ventral em forma de H de 2 cm do manúbrio até o nível do osso hioide.<ol><li>Reflita a pele longe dos músculos subjacentes. Se necessário, esses músculos podem ser excisados para melhor visualização.</li>
		<li>Mova suavemente a glândula submandibular para o lado.</li>
		<li>Dissecar o tecido mole cervical e expor o esternocleidomastoideo e o músculo esterno-hioideo com pinça pelo método de dissecção romba.</li>
		<li>Dividir a fáscia ao meio, sobrepondo o esterno-hióideo emparelhado. Permitir que o esterno-hioideo pareado se retraia lateralmente para expor a traqueia. Tenha cuidado para não danificar as artérias carótidas e os nervos vagos, que correm ao lado da traqueia.</li>
	</ol></li>
	<li>Passe pinças por baixo da traqueia para elevá-la. Em seguida, passar uma sutura cirúrgica de seda 4.0 por baixo da traqueia e fazer um nó potencial no meio da sutura, que posteriormente será apertado para fixar o tubo endotraqueal (Figura 3A).</li>
	<li>Usando tesoura, faça um pequeno corte entre os anéis de cartilagem da traqueia abaixo do nível da laringe. Inserir o tubo endotraqueal (Figura 3B).</li>
	<li>Conecte o tubo de traqueostomia ao respirador e inicie a ventilação com oxigênio a 100% e isoflurano a 2%. Aperte o nó ao redor da traqueia para fixar o tubo endotraqueal e tape a tubulação do respirador na mesa cirúrgica. Certifique-se de que a traqueia não esteja obstruída ou colapsada (Figura 3C).</li>
</ol>4. Isolamento da jugular direita e da carótida direita
<ol><li>Isolamento da carótida direita<ol><li>Com dissecção romba, deslocar lateralmente o músculo esterno-hioideo para expor e isolar a artéria carótida direita.</li>
		<li>Isolar a artéria carótida do nervo vago por dissecção romba com pinças.</li>
		<li>Passar três suturas cirúrgicas (4,0) abaixo da artéria carótida, excluindo-se o nervo vago.</li>
	</ol></li>
	<li>Isolamento da veia jugular direita<ol><li>Deslocar lateralmente a glândula submandibular e parótida para visualização da veia jugular direita. Dissecar e expor a veia jugular direita com fórceps. Disseque cuidadosamente a veia e remova a fáscia circundante.</li>
		<li>Passe pinça por baixo da veia jugular.</li>
		<li>Passe uma sutura cirúrgica por baixo da veia jugular e, em seguida, amarre-a no lado cranial da veia. Aplicar tração suave sobre esta sutura na direção da cabeça usando uma pinça hemostática.</li>
		<li>Passe duas suturas adicionais sob a veia jugular. Puxar suavemente a sutura mais distal no sentido caudal com pinça hemostática. Faça um nó solto e potencial na sutura do meio.</li>
		<li>Coloque várias gotas de soro fisiológico aquecido no vaso no local da venotomia antecipada.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Procedimentos cirúrgicos para cateterismo de ventrículo direito e ventrículo esquerdo
<ol><li>Cateterismo de ventrículo direito (Figura 4 A–D).<ol><li>Usando o estereomicroscópio, identificar a veia jugular.</li>
		<li>Aplique suavemente tração superior na veia. Realizar uma venotomia inserindo uma agulha curva de 30 G entre a sutura craniana e a sutura média. Insira a agulha em um ângulo de 140° em relação à veia para garantir que ela entre de maneira coaxial.</li>
		<li>Quando inserida, dilatar a venotomia movendo a agulha. Insira a ponta do cateter na venotomia, embaixo da agulha. Em seguida, amarre suavemente a sutura média, fixando o cateter. OBS: Tome extremo cuidado para não amarrar a sutura com muita força, pois o excesso de força pode danificar o cateter.</li>
		<li>Solte a sutura caudal e avance o cateter para o ventrículo direito, detectando a onda clássica de pressão do ventrículo direito em um monitor contínuo.</li>
		<li>Estabilizar a pressão ventricular direita. Garantir o posicionamento correto do cateter no ventrículo direito para gerar uma alça PV ideal.<ol><li>Estabilizar a magnitude, que reflete o sangue e o músculo, para gerar laços pressão-magnitude (ou seja, pressão do eixo Y, magnitude do eixo X). Se necessário, gire suavemente a haste do cateter para obter o posicionamento ideal do cateter ao longo do eixo do ventrículo direito. NOTA: O valor máximo de fase, que reflete o músculo, deve estar abaixo de 7°.</li>
		</ol></li>
		<li>Quando o sinal de loop de pressão-magnitude estiver ideal, pressione "Enter" no console durante a aquisição para executar uma varredura de linha de base. Certifique-se de que a frequência cardíaca informada na tela do monitor em batimentos por minuto (bpm) esteja em uma faixa fisiológica (ou seja, 400-600 bpm).</li>
		<li>Gere os loops fotovoltaicos. Altere "Magnitude" para "Volume" como um parâmetro para o eixo X e mantenha a pressão como o eixo Y. Quando o sinal de loops fotovoltaicos estiver ideal, grave por 30 s.</li>
		<li>Pare a gravação. Puxe o cateter e limpe suavemente com gaze. Coloque o cateter em solução de heparina/cloreto de sódio e amarre a sutura caudal para parar o sangramento da veia jugular.</li>
	</ol></li>
	<li>Cateterismo do ventrículo esquerdo (Figura 5 A–D).<ol><li>Elevar suavemente a carótida direita, que foi previamente isolada (5A) por pinça curva deslizante sob a artéria.</li>
		<li>Amarrar a sutura anterior, ocluindo a artéria. Em seguida, aplique suavemente a tração direcionada cranialmente usando uma pinça hemostática.</li>
		<li>Puxar a sutura mais distal no sentido caudal com pinça hemostática. Faça um nó potencial solto na sutura média.</li>
		<li>Coloque várias gotas de soro fisiológico aquecido no vaso no local da arteriotomia prevista. Foco na secção craniana, entre a sutura caudal e média, utilizando o microscópio estereotáxico.</li>
		<li>Aplique suavemente tração superior na artéria. Realizar arteriotomia, inserindo uma agulha curva de 30 G entre a sutura craniana e a sutura média. Insira a agulha a 140° em relação à artéria para garantir que ela entre de maneira coaxial.</li>
		<li>Insira a ponta do cateter na arteriotomia e, em seguida, aperte a sutura do meio para fixar o cateter. Simultaneamente, solte a sutura distal e avance o cateter para dentro da aorta para iniciar o registro. Certifique-se de que o canal de pressão mostre um traço típico da aorta.</li>
		<li>Avançar o cateter retrógrado através da valva aórtica para o ventrículo esquerdo. A entrada no ventrículo esquerdo será evidente a partir da queda brusca e acentuada da pressão diastólica da aorta.</li>
		<li>Estabilizar a pressão ventricular esquerda. Garantir o posicionamento correto do cateter no ventrículo esquerdo para gerar uma alça PV ideal.<ol><li>Estabilizar a magnitude, que reflete o sangue e o músculo, para gerar laços pressão-magnitude (ou seja, pressão do eixo Y, magnitude do eixo X). Se necessário, gire suavemente a haste do cateter para obter o posicionamento ideal do cateter ao longo do eixo do ventrículo esquerdo. NOTA: O valor máximo de fase, que reflete o músculo, deve estar abaixo de 7°.</li>
		</ol></li>
		<li>Pare a gravação. Puxe o cateter e coloque-o em solução de heparina/cloreto de sódio. Em seguida, amarre a sutura caudal.</li>
		<li>Limpe o cateter com um detergente enzimático (por exemplo, endozime). OBS: Após a cirurgia, eutanasiar o animal de acordo com as diretrizes de estudos em animais da instituição. </li>
	</ol></li>
</ol>6. Análise dos dados
<ol><li>Realizar a análise do circuito fotovoltaico de acordo com as recomendações estabelecidas.<ol><li>Selecione o traço de pressão-volume ideal (idealmente uma gravação completa e estável de 30 s). No software, clique em "Avançar", clique em "Loops" e, em seguida, clique em "Cálculo off-line".</li>
		<li>Selecione volume como canal de volume e pressão como canal de pressão.</li>
		<li>Para resultados consistentes é necessário um mínimo de 20 loops.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Nowbar, A. N., Howard, J. P., Finegold, J. A., Asaria, P., Francis, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=2014+Global+geographic+analysis+of+mortality+from+ischaemic+heart+disease+by+country,+age+and+income:+Statistics+from+World+Health+Organisation+and+United+Nations.">2014 Global geographic analysis of mortality from ischaemic heart disease by country, age and income: Statistics from World Health Organisation and United Nations.</a> International Journal of Cardiology. 174 (2), 293-298 (2014).</li><li>Nowbar, A. N., Gitto, M., Howard, J. P., Francis, D. P., Al-Lamee, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mortality+From+Ischemic+Heart+Disease.">Mortality From Ischemic Heart Disease.</a> Circulation. 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A avaliação da função cardíaca é uma etapa crítica para a pesquisa cardiovascular e pulmonar-vascular pré-clínica. Neste trabalho, propusemos um protocolo para avaliação biventricular do tórax fechado da função cardíaca em camundongos. Por meio dessa abordagem, pode-se gerar as alças PV do ventrículo direito e do ventrículo esquerdo no mesmo mouse. Essa abordagem proporciona uma avaliação robusta e completa da função cardíaca, permitindo mensurar a função sistólica e diastólica, bem como o volume sistólico e o débito cardíaco. Ao contrário da abordagem torácica aberta classicamente utilizada para cateterismo com roedores, esta técnica de tórax fechado resulta em fisiologia mais estável e dados fisiologicamente mais relevantes. Embora tecnicamente mais desafiadora e dependente das habilidades do operador para posicionar com sucesso o cateter nos ventrículos direito e esquerdo, a abordagem torácica fechada limita o trauma e a hemorragia associados à cirurgia torácica aberta e reduz as drásticas mudanças de pressão associadas à exposição dos pulmões à pressão atmosférica. A abordagem torácica fechada também emula melhor o procedimento de cateterismo cardíaco realizado em pacientes, o que aumenta a relevância do uso dessa técnica em pesquisas pré-clínicas.
O procedimento cirúrgico é a etapa crítica do protocolo. Mesmo quando se utiliza microscópio cirúrgico para inserção de cateter na veia jugular ou artéria carótida, o que é recomendado, esse procedimento requer prática e habilidade técnica. A dissecção cuidadosa dos vasos livres da fáscia circundante por meio de dissecção suave e romba aumentará o sucesso da canulação e minimizará o risco de hemorragia. Para minimizar a perda sanguínea, é fundamental canular a carótida em etapas sequenciais: 1) introduzir a ponta do cateter na artéria carótida; 2) amarrar suavemente a sutura ao redor da porção da artéria que contém o cateter; 3) liberar a sutura segura, permitindo a movimentação do cateter e mantendo suave tração ascendente para minimizar o sangramento; e 4) avançar o cateter para a aorta. O posicionamento do cateter no ventrículo, determinado pela monitorização da forma de onda em tempo real, é a parte mais desafiadora desse protocolo. Todos os eletrodos do cateter devem estar dentro da cavidade ventricular e nenhum deve estar tocando a parede. Qualquer posicionamento inadequado do cateter resultará em alças fotovoltaicas irregulares e afetará adversamente ou impedirá a aquisição de dados. O reconhecimento da forma de onda pressão-volume característica resultante da presença de todos os eletrodos dentro do ventrículo permite ter confiança na posição adequada do cateter. É fundamental obter uma forma de onda de pressão ventricular estável e alças de pressão-magnitude estáveis antes de mudar para o modo PV e aquisição de volume. O conhecimento adequado da fisiologia e anatomia cardíaca é essencial para o sucesso desse procedimento. A leitura on-line dos traços das VVPP, a partir do átrio, da área da valva tricúspide e do ventrículo direito, mostrará o avanço do cateter e ajudará a obter o posicionamento adequado. É fundamental conhecer a frequência cardíaca normal (400–600 bpm), as formas de onda e as pressões esperadas (por exemplo, pressão sistólica do ventrículo direito, 18–25 mm Hg, pressão diastólica <5 mm Hg; pressão sistólica do ventrículo esquerdo 60–120 mm Hg40, pressão diastólica <8 mmHg) em camundongos para permitir que o operador avalie a veracidade dos dados observados.
A qualidade e a reprodutibilidade dos dados dependerão da velocidade do procedimento e da perda sanguínea ou hemorragia. O procedimento desde a anestesia até a conclusão da aquisição de dados leva em média ~30–40 min/mouse. O cateterismo cardíaco direito desde a inserção do cateter até a aquisição dos dados leva de 5 a 10 minutos, o cateterismo cardíaco esquerdo desde a inserção do cateter até a aquisição dos dados leva mais 10 a 15 minutos. Dados de qualidade de publicação são obtidos em ~75% dos casos. A sequência de passos do cateterismo cardíaco deve ser mantida constante entre os animais. Nesse procedimento, os camundongos são intubados primeiro, seguido pelo cateterismo do ventrículo direito e, finalmente, pelo cateterismo do ventrículo esquerdo. A decisão de proceder nessa ordem baseia-se na maior dificuldade e risco de sangramento do cateterismo cardíaco esquerdo em relação ao cateterismo cardíaco direito. Um artefato inespecífico de registro de ruído de 50 Hz pode ser observado. Esse ruído poderia ser diminuído com o uso de um filtro FIR com um ponto de corte alto em 50 Hz e um corte baixo de 0 no software. Para o canal de volume, crie um novo filtro de canal/filtro/FIR. Um filtro de entalhe de 50 Hz também pode ser aplicado durante a aquisição de dados para eliminar o ruído da rede e remover qualquer interferência de radiofrequência.
Quanto mais rápido for feito o cateterismo, melhor será a qualidade dos dados. Com base na experiência anterior, recomenda-se adquirir os dados em até 15 min. O aumento do tempo de cateterismo aumenta o estresse fisiológico sobre o animal e aumenta o risco de arritmia devido à presença do cateter na cavidade. Essas forças podem reduzir o volume sistólico e prejudicar a reprodutibilidade e a interpretabilidade das formas de onda. Além disso, a ponta do cateter é afiada e pode danificar ou puncionar o ventrículo. Isso é particularmente importante para o ventrículo direito, que é ~ 1/3da espessura do ventrículo esquerdo.
A traqueostomia invasiva e a ventilação mecânica com pressão positiva resultam em respiração estável e controlada dos camundongos e diminuem a variabilidade da aquisição das alças fotovoltaicais. No entanto, a pressão positiva expiratória final (PEEP) é um contraste marcante com a ventilação normal, que é um fenômeno de pressão negativa. Juntas, a ventilação com pressão positiva e a PEEP diminuem o débito cardíaco e reduzem a pressão cardíaca direita. Assim, embora necessária para a aquisição de dados estáveis, a ventilação mecânica, bem como os efeitos cardiodepressivos da anestesia, afetarão as alças das VVPP e devem ser considerados como uma limitação. A interrupção transitória da ventilação mecânica durante o breve registro das alças fotovoltaicas é usada para eliminar essa fonte potencial de artefatos. Note-se que a eficiência da ventilação pode ser confirmada pelo monitoramento capngráfico do dióxido de carbono.
A habilidade técnica requerida para a abordagem de tórax fechado pode ser uma limitação dessa técnica. Da mesma forma, é um desafio obter um posicionamento adequado e estável do cateter no ventrículo. As chances de sucesso aumentam com a experiência do operador e com o tamanho e peso dos ratos. O cateterismo de camundongos abaixo de 20 g é extremamente desafiador. A geometria única da câmara do ventrículo direito pode afetar a medida de volume e deve ser considerada. O anestésico utilizado, a frequência cardíaca, a temperatura e o esforço do animal podem afetar os parâmetros hemodinâmicos e devem ser cuidadosamente relatados e monitorados.
Em conclusão, neste protocolo ambos os cateterismos ventrículos direito e esquerdo são realizados no mesmo camundongo. Dependendo dos objetivos específicos do cientista, o cateterismo ventricular esquerdo ou direito pode ser realizado de forma independente, utilizando a porção relevante do procedimento biventricular. Entretanto, a abordagem apresentada é ótima para avaliação completa da função cardíaca.

Segundo a Organização Mundial da Saúde (OMS), a doença cardíaca é a principal causa de morte em homens e mulheresno mundo1,2,3. Muitos estudos se concentram em diagnosticar e melhorar a função cardíaca comprometida4. Para essas aplicações, a avaliação da função cardíaca é fundamental de alta qualidade e reprodutibilidade. Dados de alta fidelidade e reprodutibilidade do cateter são necessários para avaliar as respostas etiológicas e terapêuticas. Por exemplo, a avaliação da função cardíaca é essencial para avaliar a eficácia de fármacos e outros tratamentos em modelos pré-clínicos de infarto domiocárdio5. Enquanto muitos estudos cardiovasculares se concentram na função ventricular esquerda, a função ventricular direita também é um determinante crítico da capacidade funcional e do prognóstico em pacientes com doençapulmonar-vascular6,7. Em pacientes com insuficiência cardíaca avançada, pressões de enchimento persistentemente elevadas do lado direito e do lado esquerdo são preditivas do risco combinado de morte, hospitalização cardiovascular e transplante cardíaco8. Na valvopatia aórtica e mitral combinadas, a função miocárdica pré-operatória (refletida em parâmetros como índice cardíaco e fração de ejeção do ventrículo esquerdo) é o principal preditor de sobrevida em longoprazo9. A função ventricular direita é o principal preditor de morbidade e mortalidade na hipertensão arterial pulmonar10,11. Assim, a avaliação da função ventricular direita é um componente necessário de um amplo estudo pré-clínico utilizando modelos de hipertensão arterial pulmonar12,13,14.
As funções ventricular esquerda e direita são frequentemente estudadas de forma independente. Entretanto, como as funções dos ventrículos esquerdo e direito estão intimamente ligadas, o ideal é obter uma avaliação biventricular da função sistólica e diastólica a partir de um único exame15. Por exemplo, o ventrículo direito compartilha fibras oblíquas do septo interventricular com o ventrículo esquerdo, o que constitui um dos elos mecânicos entre a função contrátil do ventrículo esquerdo e direito16,17. Esse fenômeno, conhecido como interação ventricular sistólica, permite que a contração ventricular esquerda aumente a contração ventricular direita. Interações ventriculares durante a diástole também são importantes. Durante a diástole, o volume de um ventrículo influencia o volume do ventrículo oposto e, assim, altera a complacência diastólica e a pré-carga18,19. Em condições patológicas, a função diminuída de um ventrículo ou a carga volêmica prejudicada podem comprometer direta ou indiretamente a função do outro ventrículo20. Como consequência da interação ventricular sistólica, uma diminuição global da função ventricular esquerda pode reduzir o desempenho contrátil do ventrículo direito15. Em pacientes com insuficiência cardíaca devido à função sistólica do ventrículo esquerdo e aumento da pressão diastólica final, a pressão da artéria pulmonar está elevada, aumentando indiretamente a pós-carga do ventrículo direito21,22. Por outro lado, o aumento da pressão ventricular direita e a sobrecarga de volume na hipertensão pulmonar grave exercem uma compressão mecânica sobre o coração esquerdo. Esse achatamento em forma de D do ventrículo esquerdo, causado por um desvio para a esquerda no septo interventricular, reduz os volumes do ventrículo esquerdo e prejudica a função sistólica e diastólica 23,24,25,26,27. Assim, a avaliação dos ventrículos esquerdo e direito é essencial para avaliar a função cardíaca global em modelos pré-clínicos de doença humana.
A função cardíaca também pode ser avaliada por ecocardiografia não invasiva, ressonância magnética (RM) e cateterismo invasivo28,29,30. A ecocardiografia é a modalidade de imagem mais utilizada na pesquisa cardiovascular, por ser relativamente barata eacessível31. No entanto, a ecocardiografia tem várias limitações técnicas, incluindo a medida indireta da pressão de enchimento e a capacidade limitada de quantificar a função diastólica. Além disso, a qualidade dos dados obtidos pela ecocardiografia é altamente operador-dependente. A RMC é uma adição relativamente nova ao arsenal de imagem pré-clínica que tem grande potencial para avaliação quantitativa da função biventricular. A quantificação com RMC é precisa, pois não faz suposições geométricas da forma ventricular, ao contrário da ecocardiografia32. No entanto, a plataforma de imagem por RM é cara e raramente está disponível. Além disso, o processamento de dados de RM requer suporte qualificado por um físico ou cientista equivalente, o que é escasso em muitos laboratórios pré-clínicos33. Da mesma forma, o uso da microtomografia computadorizada (MicroCT) em estudos pré-clínicos fornece dados anatômicos quantitativos tridimensionais (3D) de alta resolução que podem ser obtidos de forma não invasiva, permitindo estudos longitudinais34. No entanto, a MicroTC requer a injeção de agentes de contraste, que muitas vezes são caros. A plataforma de imagem MicroCT, como a ressonância magnética, também é cara e também requer um técnico qualificado.
Já o cateterismo é uma técnica invasiva que consiste na introdução de um cateter no ventrículo direito e/ou esquerdo para medir pressão e/ou volume. As ferramentas necessárias para realizar cateterismo cardíaco não são tão caras quanto a ecocardiografia, a TC ou a RM. No entanto, é necessária proficiência técnica substancial para cateterismo e anestesia de pequenos animais. O cateterismo permite avaliações diretas e precisas da função cardíaca28. Nesse protocolo, um cateter PV de admissão é utilizado para avaliar a função cardíaca. Essa tecnologia, baseada nas distintas propriedades de condutância elétrica do sangue e do músculo cardíaco, permite o registro simultâneo de pressão e volume dentro da cavidade cardíaca e a geração de alças fotovoltaicas em tempo real 5,35. Resumidamente, o cateter é composto por eletrodos de excitação e eletrodos de registro. Os eletrodos de excitação geram um campo elétrico dentro do ventrículo direito ou esquerdo. O eletrodo de gravação interno mede a mudança de tensão, que é proporcional a uma mudança na resistência. O volume ventricular derivado é baseado na lei de Ohm (voltagem = corrente x resistência) a partir da qual a condutância (isto é, o inverso da resistência) é calculada. Nesse cenário, o valor de condutância medido é uma combinação de condutância sanguínea e condutância muscular. No campo elétrico, o sangue é puramente resistivo, enquanto o músculo tem propriedades capacitivas e resistivas. A propriedade capacitiva do músculo causa um atraso de tempo no sinal medido. O rastreamento desse atraso, conhecido como ângulo de "fase", relata a intrusão do tecido cardíaco no campo à medida que o coração se contrai. Essa medida é maior na sístole e menor na diástole. Essa propriedade permite a separação do componente muscular da condutância do sangue e permite uma aproximação próxima dos volumes sistólico e diastólico absolutos. As alças pressão-volume fornecem uma variedade de parâmetros hemodinâmicos que não são prontamente mensuráveis por outros métodos, como o simples cateterismo retrógrado usando cateteres preenchidos com líquido para medir as pressões cardíacas. As alças pressão-volume medem as pressões ventriculares, mas também fornecem dados sobre contratilidade, elastância, potência, energia e eficiência. Além disso, as malhas fotovoltaicas fornecem medições quantitativas robustas36. Assim, a avaliação da função cardíaca por alças PV geradas pelo cateterismo emergiu como padrão-ouro em pesquisas pré-clínicas37. Além disso, técnicas pré-clínicas são relevantes para a doença humana, onde o cateterismo cardíaco, embora com cateteres preenchidos por líquido, é comum. No entanto, o cateterismo cardíaco em roedores requer anestesia impecável e excelente técnica para evitar perda excessiva de sangue, hipoventilação ou alterações na temperatura corporal.
Em pacientes humanos, o cateterismo cardíaco é realizado em configuração torácica fechada e o acesso vascular é feito pela veia jugular ou subclávia para o ventrículo direito e pela artéria radial ou femoral para o ventrículo esquerdo. Devido ao pequeno tamanho dos camundongos, a abordagem do tórax fechado é muitas vezes desafiadora. Assim, estudos realizados em camundongos comumente adotam uma abordagem de tórax aberto. Essa técnica envolve a abertura do tórax, a exposição do coração e a facilitação da inserção do cateter por punção do ápice do ventrículo esquerdo e/oudireito38. Embora essa abordagem seja tecnicamente menos desafiadora e razoavelmente reprodutível, suas principais limitações incluem hemorragia e outras complicações da inserção apical de cateteres, e uma queda acentuada na pressão intracardíaca resultante da abertura da cavidade torácica à pressão atmosférica. A abertura do tórax em roedor ventilado induz diminuição de 5–10 mm Hg na pressão sistólica do ventrículo esquerdo e de 2–5 mm Hg na pressão ventricular direita39. Dessa forma, desenvolveu-se, portanto, uma abordagem torácica fechada, menos traumática para o coração e que produz medidas fisiologicamente mais relevantes e que são mais facilmente traduzidas para a avaliação clínica da função cardíaca.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:664px;" width="663">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">ADVantage Pressure-Volume System (ADV500)</td>
			<td style="width:121px;">Transonic</td>
			<td style="width:161px;">FY097B</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Endozime AW triple plus</td>
			<td style="width:121px;">Ruhof</td>
			<td style="width:161px;">34521</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Fiber optic dual Gooseneck</td>
			<td style="width:121px;">Volpi Intralux</td>
			<td style="width:161px;"># 6000-1</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Forceps</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">11052-10</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Forceps</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">11251-20</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Gauze sponges</td>
			<td style="width:121px;">Dermacea</td>
			<td style="width:161px;">441400</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Hemostatic clamp</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">13003-10</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Hemostatic clamp</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">13018-14</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Heparin sodium</td>
			<td style="width:121px;">Sandoz</td>
			<td style="width:161px;">023-3086</td>
			<td style="width:167px;">100 U/L</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">High-fidelity admittance catheter</td>
			<td style="width:121px;">Scisence; Transonic</td>
			<td style="width:161px;">FTH-1212B-3518</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Isofluorane</td>
			<td style="width:121px;">Baxter</td>
			<td style="width:161px;">CA2L9108</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">labScribe v4 software</td>
			<td style="width:121px;">iworx</td>
			<td style="width:161px;">LS-30PVL</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Needle (30 gauge)</td>
			<td style="width:121px;">BD</td>
			<td style="width:161px;">305106</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">sodium chloride injection</td>
			<td style="width:121px;">Baxter</td>
			<td style="width:161px;">JB1309M</td>
			<td style="width:167px;">0.9%(wt/vol)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Stereo microscope</td>
			<td style="width:121px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:161px;">OF-48920-10</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Surgical suture</td>
			<td style="width:121px;">SERAFLEX</td>
			<td style="width:161px;">ID158000</td>
			<td style="width:167px;">black braided silk, 4.0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Surgical tape</td>
			<td style="width:121px;">3M, Transpore</td>
			<td style="width:161px;">SN770</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">Tabletop Single Animal Anesthesia Systems</td>
			<td style="width:121px;">Harvard apparatus</td>
			<td style="width:161px;">72-6468</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">Tracheotomy canula 1.45 mm diameter</td>
			<td style="width:121px;">Harvard apparatus</td>
			<td style="width:161px;">72-1410</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:215px;">Ventilator, far infrared warming pad for mice and rats PhysioSuite</td>
			<td style="width:121px;">Kent scientific corporation</td>
			<td style="width:161px;"># PS-02</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

biventricular assessment of cardiac function and pressure-volume loops by closed-chest catheterization in mice

A avaliação da função cardíaca é essencial para a realização de pesquisas pré-clínicas cardiovasculares e pulmonar-vasculares. As alças pressão-volume (alças PV) geradas pelo registro da pressão e do volume durante o cateterismo cardíaco são vitais na avaliação da função cardíaca sistólica e diastólica. As funções cardíacas esquerda e direita estão intimamente relacionadas, refletindo-se na interdependência ventricular. Assim, o registro da função biventricular em um mesmo animal é importante para uma avaliação completa da função cardíaca. Nesse protocolo, uma abordagem torácica fechada para cateterismo cardíaco consistente com a forma como o cateterismo é realizado em pacientes é adotada em camundongos. Embora desafiadora, a estratégia de tórax fechado é uma abordagem mais fisiológica, pois a abertura do tórax resulta em grandes mudanças na pré-carga e pós-carga que criam artefatos, principalmente uma queda na pressão arterial sistêmica. Enquanto a ecocardiografia de alta resolução é usada para avaliar roedores, o cateterismo cardíaco é inestimável, particularmente quando se avalia as pressões diastólicas em ambos os ventrículos.
Descreve-se aqui um procedimento para a realização de alças invasivas, fechadas de tórax, sequenciais de pressão-volume do ventrículo esquerdo e direito no mesmo animal. As alças fotovoltaicas são adquiridas utilizando tecnologia de admitância com cateter de pressão-volume de camundongo e aquisição do sistema pressão-volume. O procedimento é descrito, iniciando-se com o esvaziamento cervical, necessário para acessar a veia jugular direita e a artéria carótida direita, até a inserção e posicionamento do cateter e, finalmente, a aquisição dos dados. Em seguida, são discutidos os critérios necessários para garantir a aquisição de malhas fotovoltaicas de alta qualidade. Finalmente, a análise das alças das VVPP dos ventrículos esquerdo e direito e os diferentes parâmetros hemodinâmicos disponíveis para quantificar a função ventricular sistólica e diastólica são brevemente descritos.

O cateter foi colocado em seringa de 10 mL contendo solução salina heparinizada à temperatura ambiente 30 minutos antes do cateterismo (Figura 1A). Uma agulha 30G foi dobrada ~90° (Figura 1B, C) e uma cânula de traqueostomia de 1,45 mm de diâmetro foi preparada (Figura 1C).
A manutenção da temperatura corporal fisiológica é fundamental. O rato foi preso e conectado ao respirador através de um cone nasal. A sonda de feedback foi colocada entre a almofada e a parte posterior do mouse. Uma sonda retal foi inserida para monitorar a temperatura corporal do animal (Figura 2A). A temperatura corporal (37,1 °C) e a temperatura do coxim (40,7 °C) foram monitoradas (Figura 2B).
Fotografias das etapas críticas do procedimento de intubação são exibidas na Figura 3A–C. A intubação bem-sucedida e desobstruída resultou em frequência respiratória regular com pico de pressão estável (Figura 2B).
A Figura 4D mostra as imagens das etapas críticas do cateterismo cardíaco direito, desde o isolamento da veia jugular (Figura 4A–C) até a inserção do cateter na veia jugular. A Figura 5 mostra as etapas críticas do cateterismo cardíaco esquerdo, incluindo o isolamento da artéria carótida direita (Figura 5 A,B) e a inserção do cateter (Figura 5 C,D)
O cateter foi introduzido na veia jugular e avançado para o ventrículo direito. Em seguida, estabilizou-se a pressão ventricular direita e verificou-se o correto posicionamento. Todos os eletrodos do cateter (6 mm de comprimento do eixo) precisavam estar dentro das câmaras do ventrículo direito e não em contato com as paredes do ventrículo. O posicionamento ideal do cateter, conforme esquematicamente representado na Figura 6A , gerou alças PV ótimas (triangulares, regulares). O posicionamento inadequado representado esquematicamente na Figura 6B (isto é, contato com a parede ventricular) resultará em alças PV defeituosas (isto é, alças colapsadas e irregulares).
O cateter foi introduzido na carótida, avançado para a aorta e, em seguida, avançado retrógrado através da valva aórtica para o ventrículo esquerdo. A pressão do ventrículo esquerdo foi estabilizada e o posicionamento direito verificado. Todos os eletrodos do cateter (6 mm de comprimento do eixo) devem estar dentro das câmaras do ventrículo esquerdo e não em contato com as paredes do ventrículo. O posicionamento ideal do cateter, conforme esquematicamente representado na Figura 6C , gerou alças PV ótimas (isto é, retangulares, regulares). O posicionamento inadequado representado esquematicamente na Figura 6D (i.e., contato com a parede ventricular) resultou em alças PV defeituosas (isto é, alças colapsadas, não retangulares e irregulares).
A hemodinâmica representativa gerada pelas alças PV esquerda e direita mostrou frequência cardíaca de 410 bpm, débito cardíaco de 9.107 μL/min e volume sistólico de 24,5 μL. Parâmetros específicos do ventrículo direito mostraram pressão sistólica do ventrículo direito de 21,9 mm Hg, pressão diastólica final do ventrículo direito de 1,049 mm Hg, fração de ejeção de 56,1%, dp/dt max de 1.469 mm Hg/s, dp/dt máx de -1.504 mm Hg/s, volume diastólico final de 38,4 μL, trabalho sistólico de 0,068 mJ, área pressão-volume de 0,089 mJ, pressão arterial pulmonar (Ea) de 0,83 mm Hg/μL e fator Tau de 12,8 ms. Parâmetros específicos do ventrículo esquerdo mostraram pressão sistólica do ventrículo esquerdo de 77,1 mm Hg, pressão diastólica final do ventrículo esquerdo de 2,33 mm Hg, fração de ejeção de 59,1%, dp/dt max de 4.695 mm Hg/s, dp/dt max de -3.553 mm Hg/s, volume diastólico final de 36,9 μL, trabalho sistólico de 0,14 mJ, área pressão-volume de 0,22 mJ, pressão arterial (Ea) de 5,37 mm Hg/μL e fator Tau de 15,1 ms (Tabela 1).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td>Parâmetros hemodinâmicos</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>RH (BPM)</td>
			<td>410,6 ± 23,3</td>
		</tr><tr><td>CO (μL/min)</td>
			<td>9107 ± 1016</td>
		</tr><tr><td>VS (μL)</td>
			<td>24,5 ± 2,3</td>
		</tr><tr><td>Função RV</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>PSVD (mmHg)</td>
			<td>21,9 ± 2,15</td>
		</tr><tr><td>PDFVE (mmHg)</td>
			<td>1.042 ± 0.12</td>
		</tr><tr><td>FE (%)</td>
			<td>56.1 ± 4.4</td>
		</tr><tr><td>dP/dt máx (mmHg/s)</td>
			<td>1469 ± 170</td>
		</tr><tr><td>dP/dt máx (- mmHg/s)</td>
			<td>1504 ± 215</td>
		</tr><tr><td>VDF (μL)</td>
			<td>38,4 ± 3,7</td>
		</tr><tr><td>SW (mJoules)</td>
			<td>0,068 ± 0,008</td>
		</tr><tr><td>PVA (mJoules)</td>
			<td>0,084 ± 0,009</td>
		</tr><tr><td>Ea (mmHg/μL)</td>
			<td>0,83 ± 0,09</td>
		</tr><tr><td>Fator Tau (ms)</td>
			<td>12,8 ± 0,8</td>
		</tr><tr><td>Função VE</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>PSVE (mmHg)</td>
			<td>77,1 ± 2,4</td>
		</tr><tr><td>PDFVE (mmHg)</td>
			<td>2,33 ± 0,17</td>
		</tr><tr><td>FE (%)</td>
			<td>59.1 ± 3.6</td>
		</tr><tr><td>dP/dt máx (mmHg/s)</td>
			<td>4695 ± 355</td>
		</tr><tr><td>dP/dt máx (- mmHg/s)</td>
			<td>3553 ± 373</td>
		</tr><tr><td>VDF (μL)</td>
			<td>36,9 ± 4,8</td>
		</tr><tr><td>SW (mJoules)</td>
			<td>0,14 ± 0,013</td>
		</tr><tr><td>PVA (mJoules)</td>
			<td>0,22 ± 0,03</td>
		</tr><tr><td>Ea (mmHg/μL)</td>
			<td>5,37 ± 0,9</td>
		</tr><tr><td>Fator Tau (ms)</td>
			<td>15.07 ± 1.7</td>
		</tr><tr><td colspan="2">DC, débito cardíaco; Ea, elastância arterial; VDF, volume diastólico final; FC, frequência cardíaca; PDFVE, volume diastólico final do ventrículo esquerdo; PSVE, pressão sistólica do ventrículo esquerdo; PVA, área de volume de pressão; PDFVD, pressão diastólica final do ventrículo direito; PSVD, pressão sistólica do ventrículo direito; VS, volume sistólico; TS, trabalho de AVC; Fator Tau, Tau Mirsky. N= 6 camundongos. Os valores são expressos ± EPM</td>
		</tr></tbody></table>Tabela 1: Tabela de parâmetros hemodinâmicos. Parâmetro hemodinâmico do ventrículo esquerdo e direito medido em seis camundongos.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig1.jpg"> Figura 1: Preparo e montagem experimental. (A) Cateter em seringa de 10 mL de soro fisiológico/heparina, (B), (C) agulha de 30 G dobrada a aproximadamente 90°, (D) cânula de traqueostomia, diâmetro de 1,45 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig2.jpg"> Figura 2: Anestesia, controle da temperatura corporal . (A) Camundongo com três patas adesivadas, conectado ao respirador através de um cone nasal, com sondas retais e retais inseridas. Observe que a almofada de aquecimento está abaixo da manta cirúrgica. (B) Controle do monitor de temperatura mostrando a temperatura corporal (retal) e do coxim (feedback) e os parâmetros ventilatórios: frequência respiratória (FR ajustada), volume corrente médio (Meas TV), pressão de pico (PeakPress) e ventilação minuto (MinVol). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig3.jpg"> Figura 3: Procedimento de intubação. (A) A pele foi arrancada e cortada. A glândula submandibular foi suavemente afastada. O esternocleidomastoideo e o músculo esterno-hioideo foram afastados e, em seguida, a pinça foi passada por baixo da traqueia, com dissecção suave e romba. (B) Seda cirúrgica (4,0) foi passada por baixo da traqueia e um pequeno corte foi feito anteriormente entre dois anéis cartilaginosos da traqueia. A traqueostomia foi inserida e amarrada. (C) O tubo de traqueostomia foi conectado ao ventilador e a sutura foi amarrada ao redor da tubulação. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig4v2.jpg"> Figura 4: Cateterismo de ventrículo direito. (A), (B), (C) A veia jugular direita foi isolada e, em seguida, uma sutura cirúrgica foi passada por baixo e amarrada na face cranial da veia. Suave tração foi aplicada sobre essa sutura em direção à cabeça usando uma pinça hemostática. Duas suturas adicionais foram passadas distalmente, abaixo da veia jugular. A sutura mais distal foi trilhada suavemente no sentido caudal com pinça hemostática. Um nó solto e potencial foi feito na sutura do meio. (D) O cateter foi inserido na veia jugular, a sutura média foi amarrada ao cateter. As imagens em (C) e (D) são ampliadas através de um estereomicroscópio. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig4v2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig5.jpg"> Figura 5: Cateterismo do ventrículo esquerdo. (A), (B) A carótida direita foi isolada, em seguida, uma sutura cirúrgica foi passada por baixo da veia jugular e amarrada na face cranial da veia. Suave tração foi aplicada sobre essa sutura em direção à cabeça usando uma pinça hemostática. Duas suturas adicionais foram passadas abaixo da artéria carótida. A sutura mais distal foi suavemente trilhada no sentido caudal com pinça hemostática. Um nó solto e potencial na sutura média foi feito. (C) A ponta do cateter foi inserida na artéria carótida e, em seguida, a sutura do meio foi amarrada ao cateter para fixá-lo. (D) O cateter avançou suavemente retrógrado pela carótida em direção à aorta. As imagens em (B), (C), (D) são ampliadas através de um estereomicroscópio. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig6.jpg"> Figura 6: Representação esquemática do posicionamento do cateter e das alças PV resultantes. (A) Posicionamento ideal do cateter no ventrículo direito. A ponta do cateter fica no meio do ventrículo, isolada das paredes ventriculares. Alças PV representativas resultantes de um posicionamento ideal do cateter no ventrículo direito (isto é, estável, triangular). (B) Posicionamento inadequado do cateter no ventrículo direito. A ponta do cateter está em contato com as paredes ventriculares. Ruído representativo das alças PV resultante de um posicionamento subótimo do cateter no ventrículo direito (isto é, colapsado, irregular). (C) Ótimo posicionamento do cateter no ventrículo esquerdo. A ponta do cateter fica no meio do ventrículo, isolada das paredes ventriculares. Alças PV representativas resultantes do posicionamento ideal do cateter no ventrículo esquerdo (isto é, estável, retangular). (D) Posicionamento inadequado do cateter no ventrículo esquerdo. A ponta do cateter está em contato com as paredes ventriculares. Alças PV representativas resultantes de um posicionamento subótimo do cateter no ventrículo esquerdo (isto é, colapsado, irregular). Um filtro de ruído FIR de 50 Hz foi aplicado para gerar as alças fotovoltaicas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig6large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Apresentamos um protocolo para avaliar a função cardíaca biventricular em camundongos por meio da geração de alças pressão-volume (VP) do ventrículo direito e esquerdo no mesmo animal por meio de cateterismo torácico fechado. O foco está no aspecto técnico da cirurgia e na aquisição de dados.

Avaliação Biventricular da Função Cardíaca e Alças Pressão-Volume por Cateterismo Fechado de Tórax em Camundongos

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

4.0K visualizações.  Queen's University. Apresentamos um protocolo para avaliar a função cardíaca biventricular em camundongos por meio da geração de alças pressão-volume (VP) do ventrículo direito e esquerdo no mesmo animal por meio de cateterismo torácico fechado. O foco está no aspecto técnico da cirurgia e na aquisição de dados.

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A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Um modelo fechado de tórax murino de isquemia do miocárdio e reperfusão

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Medicina

Cardiac Stress Test Induced by Dobutamine and Monitored by Cardiac Catheterization in Mice

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the arteries (&beta;2). When systemically administered, it increases cardiac demand. Thus, dobutamine unmasks abnormal rhythm or ischemic areas potentially at risk of infarction. 
Monitoring of heart function during a cardiac stress test can be performed by either ecocardiography or cardiac catheterization. The latter is an invasive but more accurate and informative technique that the former.
Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization accomplished as described here allows, in a single experiment, the measurement of the following hemodynamic parameters: heart rate (HR), systolic pressure, diastolic pressure, end-diastolic pressure, maximal positive pressure development (dP/dtmax) and maximal negative pressure development (dP/dtmin), at baseline conditions and under increasing doses of dobutamine.
As expected, in normal mice we observed a dobutamine dose-related increase in HR, dP/dtmax and dP/dtmin. Moreover, at the highest dose tested (12 ng/g/min) the cardiac decompensation of high fat diet-induced obese mice was unmasked.

We describe the protocol to perform a cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in normal mice. Also we show its application to unmask subclinical cardiac disease in high fat diet-induced obese mice.

Teste de estresse cardíaco induzido por dobutamina e Monitorado por cateterismo cardíaco em ratos

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the ...

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

Avaliação da Estrutura e Função do Ventrículo Direito em modelo de camundongo Pulmonary Artery constrição por Ecocardiografia transtorácica

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Um modelo de rato de Fibrilação Ventricular e Reanimação por Técnica de tórax fechado convencional

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

O cateterismo cardíaco em camundongos para medir o volume Pressão do relacionamento: Investigando o efeito Bowditch

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

Aprimoramento do modelo de suínos do miocárdio peito fechado pela padronização do tecido e os procedimentos de recolha de amostras de sangue

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Um modelo de peito fechado para induzir a constrição da aorta transversa em ratos

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Real-time Pressure-volume Analysis of Acute Myocardial Infarction in Mice

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any potential therapeutic approach directed against acute left ventricular (LV) dysfunction. Current imaging modalities (e.g., echocardiography and magnetic resonance imaging) have several limitations since data on LV pressure cannot directly be measured. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion could serve as a novel method for a real-time evaluation of LV function.
At the beginning of the procedure, mice were anesthetized followed by endotracheal intubation. For LV catheterization, the right carotid artery was exposed via middle-neck incision. The catheter was introduced and placed into the LV cavity. Left thoracotomy was conducted and the left main coronary artery (LCA) was ligated. To induce reperfusion, the suture was released after 45 min. Pressure-volume data was recorded at all times.
Ligation of the LCA caused a decrease in LV systolic function as evidenced by a 30% reduction in stroke volume, LV ejection fraction (EF), and cardiac output. Maximum dP/dt as a parameter for LV contractility was also significantly reduced and diastolic function was severely impaired (minimum dP/dt -40%). Reperfusion over a period of 20 min did not lead to a complete recovery of LV function.
Real-time pressure-volume analysis served as a valid procedure for monitoring cardiac function during acute myocardial infarction in mice. Maintaining stable anesthesia and a standardized surgical approach was crucial to ensure valid results. As the early phase of acute myocardial infarction is critical for morbidity and mortality, the delineated method could be beneficial for preclinical evaluation of new strategies for cardioprotection.

Acute myocardial infarction in mice induces acute but incompletely characterized changes in left ventricular (LV) function. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion serves as a novel method for a real-time evaluation of LV function.

Análise em tempo real de pressão-volume de infarto agudo do miocárdio em ratos

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any ...

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to non-invasively assess some features of the respiratory function in humans as well as in laboratory animals. The present article focuses on the application of the double-chamber plethysmography (DCP) in small animals. It provides background information on the methodology as well as a detailed step-by-step procedure to successfully assess respiratory function in conscious, spontaneously breathing animals in a non-invasive manner. The DCP can be used to monitor the respiratory function of multiple animals in parallel, as well as to identify changes induced by aerosolized substances over a chosen time period and in a repeated manner. Experiments on control and allergic mice are used herein to demonstrate the utility of the technique, explain the associated outcome parameters, as well as to discuss the related advantages and shortcomings. Overall, the DCP provides valid and theoretically sound readouts that can be trusted to evaluate the respiratory function of conscious small animals both at baseline and after challenges with aerosolized substances.

The objective of the present article is to provide a detailed description of the recommended procedures to evaluate respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography.

Avaliação da função respiratória em ratos conscientes por pletismografia dobro-câmara

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

Echocardiographic Assessment of Cardiac Anatomy and Function in Adult Rats

The use of experimental animal models has become crucial in cardiovascular science. Most studies using rodent models are focused on two-dimensional imaging to study the cardiac anatomy of the left ventricle and M-mode echo to assess its dimensions. However, this could limit a comprehensive study. Herein, we describe a protocol that allows an assessment of the heart chamber size, left ventricular function (systolic and diastolic) and valvular function. A conventional medical ultrasound machine was used in this protocol and different echo views were obtained through left parasternal, apical and suprasternal windows. In the left parasternal window, the long and short axis were acquired to analyze left chamber dimensions, right ventricle and pulmonary artery dimensions, and mitral, pulmonary and aortic valve function. The apical window allows the measurement of heart chamber dimensions and evaluation of systolic and diastolic parameters. It also allows Doppler assessment with detection and quantification of heart valve disturbances (regurgitation or stenosis). Different segments and walls of the left ventricle are visualized throughout all views. Finally, the ascending aorta, aortic arch, and descending aorta can be imaged through the suprasternal window. A combination of ultrasound imaging, Doppler flow and tissue Doppler assessment have been obtained to study cardiac morphology and function. This represents an important contribution to improve the assessment of cardiac function in adult rats with impact for research using these animal models.

A non-invasive protocol for transthoracic echocardiography assessment of cardiac anatomy and function for adult rats is presented in the current study. The heart valves, all four cardiac chambers and the ascending aorta, aortic arch and descending aorta are studied in detail.

Avaliação ecocardiográfica da anatomia e função cardíaca em ratos adultos

The use of experimental animal models has become crucial in cardiovascular science. Most studies using rodent models are focused on two-dimensional ...