저자는 Queen's University 동물 시설 개인의 도움과 협력에 감사드립니다. 저자는 TMED 석사 후보자인 Austin Read의 도움에 감사드립니다.
이 연구는 미국 국립보건원(NIH) 보조금 NIH 1R01HL113003-01A1(S.L.A.), NIH 2R01HL071115-06A1(S.L.A.), 캐나다 혁신 재단 및 여왕의 심폐병동(QCPU) 229252 및 33012(S.L.A.), 미토콘드리아 역학 및 중개 의학 950-229252(S.L.A.), 캐나다 보건 연구소(CIHR) 재단 보조금 CIHR FDN 143261, 윌리엄 J. 헨더슨 재단(William J. Henderson Foundation, S.L.A.), 캐나다 폐고혈압 협회(Canadian Vascular Network Scholar Award, F.P.), 캐나다 폐고혈압 협회(Pulmonary Hypertension Association of Canada, F.P.)의 파로이안 가족 장학금(Paroian Family scholarship)

모든 실험은 Queen's University 생물안전 및 윤리 지침(ROMEO/TRAQ#6016826)에 따라 수행되었습니다. 다음 절차는 기관 지침에 따라 수행되었습니다. 이것은 터미널 절차입니다. 좌우 카테터 삽입의 침습성으로 인해 동물은 데이터 수집 후 즉시 안락사시켜야 합니다. 안락사는 해당 기관의 동물 연구 지침에 따라 수행되어야 합니다.
1. 실험 준비 및 설정
<ol><li>실험을 시작하기 30분 전에 실온에서 식염수/헤파린이 포함된 10mL 주사기에 카테터를 넣습니다(그림 1A).</li>
	<li>30분 후 제조업체의 권장 사항에 따라 카테터(예: 기준선 및 획득 시스템)를 보정합니다. 수집 시스템은 실험을 시작하기 전에 수집 시스템을 보정하는 데 사용되는 높은 교정 값과 낮은 교정 값을 표시합니다. 이러한 값을 출력하고 일치하는지 확인합니다.<ol><li>"압력 균형 제어", "거친 +/- " 또는 "미세 +/-" 버튼을 사용하여 기준 압력 값을 0으로 설정합니다.</li>
		<li>높은 신호와 낮은 신호에 대해 2점 보정을 수행합니다.<ol><li>제어 콘솔의 "카테터 메뉴"에서 "시스템 설정"을 누릅니다.</li>
			<li>"시스템 설정 메뉴"에서 "보정 신호 보내기"를 눌러 낮은 신호를 보냅니다. 압력, 부피, 위상 및 크기가 각각 0mm Hg, 0μL, 0° 및 0μs인지 확인합니다.</li>
			<li>"Enter"를 눌러 높은 신호를 보냅니다. 압력, 부피, 위상 및 크기가 각각 100mmHg, 150μL, 20° 및 5,000μs인지 확인합니다.</li>
			<li>"Enter"를 눌러 "시스템 설정 메뉴"로 돌아갑니다.</li>
			<li>"6"을 눌러 "카테터 메뉴"로 돌아갑니다. 그런 다음 "데이터 수집"을 누릅니다.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>30G 바늘을 약 90°로 구부립니다(그림 1B,C). 이 구부러진 바늘은 경정맥과 경동맥을 뚫는 데 사용됩니다.</li>
</ol>2. 마취 및 체온 조절
<ol><li>마우스(이 프로토콜의 경우 28g, C57BL/6)를 마취 가스(즉, 산소 100%, 유도용 이소플루란 3–4%)가 들어 있는 마취실에 넣습니다.</li>
	<li>동물이 마취되었을 때 발이나 꼬리 꼬집음에 반응하지 않으면 37°C로 설정된 가열 패드에 마우스를 누운 상태로 놓습니다.</li>
	<li>100% 산소와 2%의 이소플루란을 혼합하여 노즈콘을 통해 마우스를 호흡기에 연결합니다. 권장 환기 설정을 자동으로 계산하려면 터치 스크린을 사용하여 인공 호흡기의 독점 소프트웨어에 동물의 체중을 입력합니다. 계산에는 다음 수식이 사용됩니다. 일회 호흡량 = 6.2 x 동물 질량1.01 (kg), 호흡수 = 53.5 x 동물 질량-0.26 (kg).</li>
	<li>마취실에서 코뿔까지의 마취 라인을 켭니다.</li>
	<li>온도 피드백 프로브를 직장에 삽입하고 패드와 마우스 뒷면 사이에 패드 프로브를 삽입하여 원하는 체온을 37°C–37.5°C로 설정합니다. 모니터 화면에서 동물의 체온을 제어합니다(그림 2A,B).</li>
	<li>수술용 테이프를 사용하여 쥐의 앞발과 한쪽 말단 발을 가열 담요에 테이프로 붙이고 한쪽 뒷발을 자유롭게 남겨 두어 마취 깊이를 모니터링합니다.</li>
</ol>3. 수술 부위 접근
<ol><li>흉골에서 설골 수준까지 2cm H자형 복부 정중선 경추 절개를 수행합니다.<ol><li>피부를 밑에 있는 근육에서 멀리 반사시킵니다. 필요한 경우 더 나은 시각화를 위해 이러한 근육을 절제할 수 있습니다.</li>
		<li>턱밑샘을 옆으로 부드럽게 움직입니다.</li>
		<li>자궁경부 연조직을 절개하고 흉쇄유돌근과 흉골설근을 겸자로 노출시켜 둔한 절제법으로 노출시킵니다.</li>
		<li>중간에 근막을 쪼개고 쌍을 이루는 흉골 위에 놓습니다. 짝을 이룬 흉골설골이 옆으로 수축되어 기관을 노출시킵니다. 기관과 나란히 있는 경동맥과 미주신경이 손상되지 않도록 주의한다.</li>
	</ol></li>
	<li>기관 아래에 집게를 통과시켜 기관을 들어 올립니다. 그런 다음 기관 아래에 4.0 수술용 실크 봉합사를 통과시키고 봉합사 중간에 잠재적인 매듭을 만들고 나중에 기관 내 튜브를 고정하기 위해 조입니다(그림 3A).</li>
	<li>가위를 사용하여 후두 높이 아래의 기관 연골 고리 사이를 작게 자릅니다. 기관내 튜브를 삽입합니다(그림 3B).</li>
	<li>기관절개관을 호흡기에 연결하고 100% 산소와 2% 이소플루란으로 인공호흡을 시작합니다. 기관 주위의 매듭을 조여 기관내 튜브를 고정하고 호흡기 튜브를 수술대에 테이프로 붙입니다. 기관이 막히거나 무너지지 않았는지 확인합니다(그림 3C).</li>
</ol>4. 우경정맥 및 우경동맥 격리
<ol><li>우경동맥 격리<ol><li>둔기 박리를 사용하여 흉골 설근을 측면으로 변위시켜 오른쪽 경동맥을 노출시키고 격리합니다.</li>
		<li>겸자를 사용하여 둔하게 절개하여 미주 신경에서 경동맥을 분리합니다.</li>
		<li>미주 신경을 제외한 경동맥 아래에 3개의 수술용 봉합사(4.0)를 통과시킵니다.</li>
	</ol></li>
	<li>우측 경정맥 격리<ol><li>턱밑샘과 이하선을 측면으로 변위시켜 오른쪽 경정맥을 시각화합니다. 겸자를 사용하여 오른쪽 경정맥을 무뚝뚝하게 절개하고 노출시킵니다. 정맥을 조심스럽게 해부하고 주변 근막을 제거합니다.</li>
		<li>경정맥 아래에 겸자를 통과시킵니다.</li>
		<li>경정맥 아래에 수술용 봉합사 하나를 통과시킨 다음 정맥의 두개골 쪽에 묶습니다. 지혈 클램프를 사용하여 머리 방향으로 이 봉합사에 부드러운 견인을 가합니다.</li>
		<li>경정맥 아래에 두 개의 추가 봉합사를 통과시킵니다. 지혈 클램프를 사용하여 꼬리 방향으로 가장 원위 봉합사를 부드럽게 당깁니다. 중간 봉합사에 느슨한 잠재적 매듭을 만드십시오.</li>
		<li>정맥 절제술이 예상되는 부위의 혈관에 따뜻하고 생리적인 식염수 몇 방울을 떨어뜨립니다.</li>
	</ol></li>
</ol>5. 우심실 및 좌심실 카테터 삽입을 위한 수술 절차
<ol><li>우심실 카테터 삽입(그림 4 A–D).<ol><li>실체현미경을 사용하여 경정맥을 식별합니다.</li>
		<li>정맥에 우수한 견인력을 부드럽게 가하십시오. 두개골 봉합사와 중간 봉합사 사이에 30G의 곡선 바늘을 삽입하여 정맥 절제술을 수행합니다. 바늘을 정맥에 대해 140° 각도로 삽입하여 동축 방식으로 들어가도록 합니다.</li>
		<li>삽입 시 바늘을 움직여 정맥 절제술을 확장합니다. 카테터 팁을 정맥 절개술의 바늘 아래에 삽입합니다. 그런 다음 중간 봉합사를 부드럽게 묶어 카테터를 고정합니다. 알림: 과도한 힘은 카테터를 손상시킬 수 있으므로 봉합사를 너무 세게 묶지 않도록 각별히 주의하십시오.</li>
		<li>꼬리 봉합사를 풀고 카테터를 우심실로 전진시켜 연속 모니터에서 고전적인 우심실 압력 파형을 감지합니다.</li>
		<li>우심실압을 안정시킵니다. 최적의 PV 루프를 생성하기 위해 우심실에 카테터가 올바르게 배치되었는지 확인하십시오.<ol><li>혈액과 근육을 반영하는 크기를 안정화하여 압력-크기 루프(즉, Y축 압력, X축 크기)를 생성합니다. 필요한 경우 카테터 샤프트를 부드럽게 돌려 우심실 축을 따라 카테터를 최적으로 배치합니다. 알림: 근육을 반사하는 최대 위상 값은 7° 미만이어야 합니다.</li>
		</ol></li>
		<li>압력-크기 루프 신호가 최적이면 수집 중에 콘솔에서 "Enter"를 눌러 베이스라인 스캔을 수행합니다. 모니터 화면에 보고된 분당 박동수(bpm)가 생리학적 범위(예: 400–600bpm)에 있는지 확인합니다.</li>
		<li>PV 루프를 생성합니다. X축의 매개변수로 "Magnitude"를 "Volume"으로 변경하고 압력을 Y축으로 유지합니다. PV 루프 신호가 최적일 때 30초 동안 녹음합니다.</li>
		<li>녹음을 중지합니다. 카테터를 뒤로 당기고 거즈로 부드럽게 닦습니다. 카테터를 헤파린/염화나트륨 용액에 넣고 꼬리 봉합사를 묶어 경정맥에서 출혈을 멈춥니다.</li>
	</ol></li>
	<li>좌심실 카테터 삽입(그림 5 A–D).<ol><li>이전에 동맥 아래로 구부러진 집게를 밀어 분리(5A)했던 오른쪽 경동맥을 부드럽게 들어 올립니다.</li>
		<li>이전 봉합사를 묶어 동맥을 막습니다. 그런 다음 지혈 클램프를 사용하여 두개골 지향 견인을 부드럽게 적용합니다.</li>
		<li>지혈 클램프를 사용하여 꼬리 방향으로 가장 원위 봉합사를 당깁니다. 중간 봉합사에 느슨한 잠재적 매듭을 만듭니다.</li>
		<li>예상되는 동맥 절제술 부위의 혈관에 따뜻하고 생리적인 식염수 몇 방울을 떨어뜨립니다. 입체 현미경을 사용하여 꼬리와 중간 봉합사 사이의 두개골 부분에 초점을 맞춥니다.</li>
		<li>동맥에 우수한 견인력을 부드럽게 가하십시오. 두개골 봉합사와 중간 봉합사 사이에 30G의 곡선 바늘을 삽입하여 동맥 절제술을 수행합니다. 바늘을 동맥에 대해 140°로 삽입하여 동축 방식으로 들어가도록 합니다.</li>
		<li>카테터 팁을 동맥 절제술에 삽입한 다음 중간 봉합사를 조여 카테터를 고정합니다. 동시에 원위 봉합사를 해제하고 카테터를 대동맥으로 전진시켜 녹음을 시작합니다. 압력 채널이 일반적인 대동맥 흔적을 나타내는지 확인합니다.</li>
		<li>카테터를 대동맥 판막을 가로질러 좌심실로 역행시킵니다. 좌심실로의 진입은 대동맥에서 이완기 압력이 갑자기 현저하게 떨어지는 것에서 분명해질 것입니다.</li>
		<li>좌심실 압력을 안정시킵니다. 최적의 PV 루프를 생성하기 위해 좌심실에 카테터의 올바른 위치를 확인하십시오.<ol><li>혈액과 근육을 반영하는 크기를 안정화하여 압력-크기 루프(즉, Y축 압력, X축 크기)를 생성합니다. 필요한 경우 카테터 샤프트를 부드럽게 돌려 좌심실 축을 따라 카테터를 최적으로 배치합니다. 알림: 근육을 반사하는 최대 위상 값은 7° 미만이어야 합니다.</li>
		</ol></li>
		<li>녹음을 중지합니다. 카테터를 뒤로 당겨 헤파린/염화나트륨 용액에 넣습니다. 그런 다음 꼬리 봉합사를 묶습니다.</li>
		<li>효소 세제(예: 엔도자임)로 카테터를 청소합니다. 참고: 수술 후 해당 기관의 동물 연구 지침에 따라 동물을 안락사시킵니다. </li>
	</ol></li>
</ol>6. 데이터 분석
<ol><li>설정된 권장 사항에 따라 PV 루프 분석을 수행합니다.<ol><li>최적의 압력-부피 트레이스를 선택합니다(이상적으로는 전체적이고 안정적인 30초 기록). 소프트웨어에서 "고급"을 클릭하고 "루프"를 클릭한 다음 "오프라인 계산"을 클릭합니다.</li>
		<li>부피를 부피 채널로 선택하고 압력을 압력 채널로 선택합니다.</li>
		<li>일관된 결과를 얻으려면 최소 20개의 루프가 필요합니다.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Nowbar, A. N., Howard, J. P., Finegold, J. A., Asaria, P., Francis, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=2014+Global+geographic+analysis+of+mortality+from+ischaemic+heart+disease+by+country,+age+and+income:+Statistics+from+World+Health+Organisation+and+United+Nations.">2014 Global geographic analysis of mortality from ischaemic heart disease by country, age and income: Statistics from World Health Organisation and United Nations.</a> International Journal of Cardiology. 174 (2), 293-298 (2014).</li><li>Nowbar, A. N., Gitto, M., Howard, J. P., Francis, D. P., Al-Lamee, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mortality+From+Ischemic+Heart+Disease.">Mortality From Ischemic Heart Disease.</a> Circulation. 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심장 기능 평가는 전임상 심혈관 및 폐혈관 연구에서 중요한 단계입니다. 이 연구에서 우리는 생쥐의 심장 기능에 대한 폐쇄 흉부 심실 평가를 위한 프로토콜을 제안했습니다. 이 접근 방식을 통해 동일한 마우스에서 우심실 및 좌심실 PV 루프를 생성할 수 있습니다. 이 접근법은 심장 기능에 대한 강력하고 완전한 평가를 제공하여 수축기 및 이완기 기능, 뇌졸중 용적 및 심박출량을 측정할 수 있습니다. 설치류 카테터 삽입에 전통적으로 사용되는 개흉 접근법과 달리 이 폐쇄형 흉부 기술은 보다 안정적인 생리학과 생리학적으로 더 관련성 있는 데이터를 제공합니다. 카테터를 우심실과 좌심실에 성공적으로 배치하기 위해 기술적으로 더 까다롭고 작업자의 기술에 의존하지만, 폐쇄 흉부 접근법은 개흉 수술과 관련된 외상 및 출혈을 제한하고 폐를 대기압에 노출시키는 것과 관련된 급격한 압력 변화를 줄입니다. 폐쇄형 흉부 접근법은 또한 환자에게 수행되는 심장 카테터 삽입 절차를 더 잘 모방하여 전임상 연구에서 이 기술을 사용하는 것의 관련성을 향상시킵니다.
수술 절차는 프로토콜의 중요한 단계입니다. 경정맥이나 경동맥에 카테터를 삽입하기 위해 수술용 현미경을 사용하는 경우에도 이 시술은 연습과 기술이 필요합니다. 부드럽고 둔탁한 박리를 통해 주변 근막이 없는 혈관을 조심스럽게 절개하면 출혈의 위험을 최소화하면서 캐뉼레이션의 성공률을 높일 수 있습니다. 출혈을 최소화하기 위해서는 경동맥을 순차적으로 캐뉼레이션하는 것이 중요합니다: 1) 경동맥에 카테터 팁을 삽입합니다. 2) 카테터가 있는 동맥 부분 주위에 봉합사를 부드럽게 묶습니다. 3) 안전한 봉합사를 풀어 출혈을 최소화하기 위해 부드러운 위쪽 견인력을 유지하면서 카테터 이동을 허용합니다. 4) 카테터를 대동맥으로 전진시킵니다. 실시간 파형 모니터링에 의해 결정되는 심실에 카테터를 배치하는 것은 이 프로토콜에서 가장 어려운 부분입니다. 모든 카테터의 전극은 심실강 내에 있어야 하며 벽에 닿지 않아야 합니다. 카테터를 잘못 배치하면 불규칙한 PV 루프가 발생하고 데이터 수집에 부정적인 영향을 미치거나 방해하게 됩니다. 심실 내에 모든 전극이 있기 때문에 발생하는 특징적인 압력-부피 파형을 인식하면 적절한 카테터 위치를 확신할 수 있습니다. PV 모드로 전환하고 부피를 획득하기 전에 안정적인 심실 압력 파형과 안정적인 압력 크기 루프를 얻는 것이 중요합니다. 심장 생리학 및 해부학에 대한 적절한 지식은 이 절차의 성공에 필수적입니다. 심방, 삼첨판막 영역 및 우심실에서 PV 흔적을 온라인으로 판독하면 카테터의 전진을 보여주고 적절한 위치를 찾는 데 도움이 됩니다. 작업자가 관찰된 데이터의 진실성을 평가할 수 있도록 마우스의 정상 심박수(400–600bpm)와 예상되는 파형 및 압력(예: 우심실 수축기 혈압, 18–25mm Hg, 이완기 혈압 <5mm Hg, 좌심실 수축기 혈압 60–120mm Hg40, 이완기 혈압<8mmHg)을 아는 것이 중요합니다.
데이터의 품질과 재현 가능성은 시술 속도와 출혈 또는 출혈에 따라 달라집니다. 마취에서 데이터 수집 완료까지의 절차는 평균 30~40분/마우스가 소요됩니다. 카테터 삽입부터 데이터 수집까지 우심 카테터 삽입은 5-10분이 소요되며, 카테터 삽입부터 데이터 수집까지 좌심 카테터 삽입은 10-15분이 더 소요됩니다. 출판 품질 데이터는 ~75%의 사례에서 얻어집니다. 심장 카테터 삽입의 단계 순서는 동물 간에 일정하게 유지되어야 합니다. 이 절차에서 마우스는 먼저 삽관된 다음 우심실 카테터 삽입, 마지막으로 좌심실 카테터 삽입을 수행합니다. 이 순서로 진행하기로 한 결정은 좌심 대 우심 카테터 삽입의 더 큰 어려움과 출혈 위험을 기반으로 합니다. 비특이적 50Hz 노이즈 기록 아티팩트가 관찰될 수 있습니다. 이 노이즈는 50Hz에서 높은 컷오프와 소프트웨어에서 0의 낮은 컷오프를 가진 FIR 필터를 사용하여 줄일 수 있습니다. 볼륨 채널의 경우 새 채널/필터/FIR 필터를 만듭니다. 데이터 수집 중에 50Hz의 노치 필터를 적용하여 주전원 노이즈를 제거하고 무선 주파수 간섭을 제거할 수도 있습니다.
카테터 삽입이 빠를수록 데이터 품질이 향상됩니다. 이전 경험에 비추어 볼 때 15분 이내에 데이터를 수집하는 것이 좋습니다. 카테터 삽입 시간이 증가하면 동물의 생리적 스트레스가 증가하고 캐비티에 카테터가 존재하기 때문에 부정맥의 위험이 증가합니다. 이러한 힘은 스트로크 볼륨을 감소시키고 파형의 재현성과 해석성을 손상시킬 수 있습니다. 또한 카테터의 끝이 날카로워서 심실을 손상시키거나 구멍을 뚫을 수 있습니다. 이것은 좌심실 두께의 ~ 1/3인 우심실에 특히 중요합니다.
침습적 기관절개술 및 양압 기계적 환기는 마우스의 안정적이고 제어된 호흡을 유도하고 PV 루프 획득의 변동성을 감소시킵니다. 그러나 호기말 양압(PEEP)은 음압 현상인 일반 환기와 현저한 대조를 이룹니다. 양압 환기와 PEEP는 함께 심박출량을 낮추고 오른쪽 심압을 낮춥니다. 따라서 안정적인 데이터 수집에 필요하지만 마취의 심억제 효과뿐만 아니라 기계적 환기가 PV 루프에 영향을 미치므로 제한 사항으로 간주되어야 합니다. PV 루프를 잠깐 기록하는 동안 기계적 환기를 일시적으로 중지하는 것은 이러한 잠재적인 아티팩트 소스를 제거하는 데 사용됩니다. 환기 효율은 이산화탄소의 카프노그래피 모니터링으로 확인할 수 있습니다.
닫힌 가슴 접근법에 필요한 기술력은 이 기술의 한계일 수 있습니다. 마찬가지로, 심실에서 카테터를 적절하고 안정적으로 배치하는 것은 어려운 일입니다. 성공 확률은 작업자의 경험과 마우스의 크기 및 무게에 따라 증가합니다. 20g 미만의 마우스에 카테터를 삽입하는 것은 매우 어렵습니다. 우심실의 고유한 챔버 형상은 부피 측정에 영향을 미칠 수 있으므로 고려해야 합니다. 사용된 마취제, 심박수, 체온 및 동물 긴장은 혈류역학적 매개변수에 영향을 미칠 수 있으므로 주의 깊게 보고하고 모니터링해야 합니다.
결론적으로, 이 프로토콜에서는 우심실 카테터 삽입과 좌심실 카테터 삽입이 동일한 마우스에서 수행됩니다. 과학자의 특정 목표에 따라 좌심실 또는 우심실 카테터 삽입은 양심실 절차의 관련 부분을 사용하여 독립적으로 수행할 수 있습니다. 그러나 제시된 접근 방식은 심장 기능의 완전한 평가에 최적입니다.

세계보건기구(WHO)에 따르면 심장 질환은 전 세계 남성과 여성 모두의 주요 사망 원인입니다 1,2,3. 많은 연구가 손상된 심장 기능의 진단과 개선에 초점을 맞추고 있다4. 이러한 응용 분야에서는 심장 기능에 대한 고품질의 재현 가능한 평가가 중요합니다. 높은 충실도와 재현 가능한 카테터 데이터는 병인학적 반응과 치료 반응을 모두 평가하는 데 필요합니다. 예를 들어, 심장 기능 평가는 심근경색의 전임상 모델에서 약물 및 기타 치료의 효능을 평가하는 데 필수적이다5. 많은 심혈관 연구가 좌심실 기능에 초점을 맞추고 있지만, 우심실 기능은 폐혈관 질환 환자의 기능적 능력과 예후를 결정하는 중요한 요인이기도 하다 6,7. 진행성 심부전 환자에서 우측 및 좌측 충전 압력이 지속적으로 상승하면 사망, 심혈관 입원 및 심장 이식의 복합적인 위험을 예측할 수 있다8. 대동맥 및 승모판 복합 질환에서 수술 전 심근 기능(심장 지수 및 좌심실 박출률과 같은 매개변수에 반영됨)은 장기 생존의 주요 예측 변수이다9. 우심실 기능은 폐동맥 고혈압의 이환율과 사망률의 주요 예측 인자이다10,11. 따라서 우심실 기능의 평가는 폐동맥 고혈압 모델을 사용한 포괄적인 전임상 연구의 필수 구성 요소입니다12,13,14.
좌심실과 우심실의 기능은 종종 독립적으로 연구됩니다. 그러나, 좌심실과 우심실의 기능은 밀접하게 연결되어 있기 때문에, 한 번의 검사로 수축기 및 이완기 기능에 대한 양심실 평가를 얻는 것이 이상적이다15. 예를 들어, 우심실은 좌심실과 좌심실 중격의 비스듬한 섬유를 공유하며, 좌심실과 우심실 수축 기능 사이의 기계적 연결 고리 중 하나를 구성합니다16,17. 수축기 심실 상호 작용으로 알려진 이 현상은 좌심실 수축이 우심실 수축을 증가시킬 수 있도록 합니다. 이완기 중 심실 상호 작용도 중요합니다. 이완기 동안, 한쪽 심실의 부피는 반대쪽 심실의 부피에 영향을 미치고, 그로 인해 이완기 순응도와 예압을 변화시킨다18,19. 병리학적 상태에서, 한쪽 심실의 기능 감소, 또는 손상된 용적 부하(volume loading)는 다른 쪽 심실의 기능을 직접 또는 간접적으로 손상시킬 수 있다(20). 수축기 심실 상호작용의 결과로, 좌심실 기능의 전반적인 감소는 우심실 수축 성능을 저하시킬 수 있다15. 좌심실 수축기 기능 및 말기 이완기 혈압 증가로 인한 심부전 환자에서 폐동맥압이 상승하여 간접적으로 우심실 후부하가 증가한다21,22. 반대로, 중증 폐고혈압에서 우심실압의 증가와 용적 과부하가 좌심에 기계적 압박을 가합니다. 좌심실의 D자형 평탄화는 심실 중격의 좌측 이동으로 인해 좌심실 용적을 감소시키고 수축기 및 이완기 기능을 손상시킨다 23,24,25,26,27. 따라서 좌심실과 우심실 모두의 평가는 인간 질병의 전임상 모델에서 전반적인 심장 기능을 평가하는 데 필수적입니다.
심장 기능은 비침습적 심장 초음파, 자기 공명 영상(MRI) 및 침습적 카테터 삽입으로도 평가할 수 있다28,29,30. 심장 초음파는 상대적으로 저렴하고 접근하기 쉽기 때문에 심혈관 연구에서 가장 일반적으로 사용되는 영상 양식입니다31. 그러나 심장 초음파는 충전 압력의 간접 측정과 이완기 기능을 정량화하는 제한된 능력을 포함하여 몇 가지 기술적 한계가 있습니다. 또한 심장 초음파로 얻은 데이터의 품질은 작업자에 따라 크게 달라집니다. 심장 MRI는 전임상 영상 장비에 비교적 최근에 추가된 기술로, 뇌실 기능의 정량적 평가에 큰 잠재력을 가지고 있습니다. 심장 MRI를 이용한 정량화는 심장 초음파32와 달리 심실 모양에 대한 기하학적 가정을 하지 않기 때문에 정확하다. 그러나 MRI 영상 플랫폼은 비싸고 거의 사용할 수 없습니다. 더욱이, MRI 데이터의 처리는 물리학자 또는 이에 상응하는 과학자의 숙련된 지원을 필요로 하는데, 이는 많은 전임상 실험실(33)에서 부족하다. 마찬가지로, 전임상 연구에서 미세컴퓨터 단층촬영(MicroCT)을 사용하면 비침습적으로 얻을 수 있는 정량적 고해상도 3차원(3D) 해부학적 데이터를 제공하여 종단적 연구가 가능하다34. 그러나 MicroCT 이미징에는 조영제를 주입해야 하며, 이는 종종 비용이 많이 듭니다. MRI와 같은 MicroCT 이미징 플랫폼도 비용이 많이 들고 숙련된 기술자가 필요합니다.
대조적으로, 카테터 삽입은 압력 및/또는 부피를 측정하기 위해 우심실 및/또는 좌심실에 카테터를 삽입하는 침습적 기술입니다. 심장 카테터 삽입을 수행하는 데 필요한 도구는 심장 초음파, CT 또는 MRI만큼 비싸지 않습니다. 그러나 카테터 삽입 및 소동물 마취에 대한 상당한 기술적 숙련도가 필요합니다. 카테터 삽입을 통해 심장 기능을 직접적이고 정확하게 평가할 수 있다28. 이 프로토콜에서는 입원 PV 카테터를 사용하여 심장 기능을 평가합니다. 혈액과 심장 근육의 뚜렷한 전기 전도도 특성을 기반으로 하는 이 기술을 통해 심강 내 압력과 부피를 동시에 기록하고 실시간으로 PV 루프를 생성할 수 있습니다 5,35. 간단히 말해서, 카테터는 여기 전극과 기록 전극으로 구성됩니다. 여기 전극은 우심실 또는 좌심실 내부에 전기장을 생성합니다. 내부 기록 전극은 저항 변화에 비례하는 전압 변화를 측정합니다. 심실 부피 도출은 옴의 법칙(전압 = 전류 x 저항)을 기반으로 하며, 여기서 전도도(즉, 저항의 역수)가 계산됩니다. 이 설정에서 측정된 전도도 값은 혈액 전도도와 근육 전도도의 조합입니다. 전기장에서 혈액은 순전히 저항하는 반면 근육은 용량성과 저항성을 모두 가지고 있습니다. 근육의 용량성 특성은 측정된 신호에서 시간 지연을 유발합니다. "위상" 각도로 알려진 이 지연을 추적하면 심장이 수축할 때 심장 조직이 필드로 침입하는 것을 보고합니다. 이 측정값은 수축기에서 가장 크고 이완기에서 가장 낮습니다. 이 특성은 전도도의 근육 성분을 혈액의 근육 성분과 분리할 수 있으며 절대 수축기 및 이완기 부피를 근사화할 수 있습니다. 압력-부피 루프는 심장 압력을 측정하기 위해 유체로 채워진 카테터를 사용하는 간단한 역행 카테터 삽입과 같은 다른 방법으로는 쉽게 측정할 수 없는 다양한 혈류역학적 파라미터를 제공합니다. 압력-부피 루프는 심실 압력을 측정할 뿐만 아니라 수축성, 탄성, 전력, 에너지 및 효율성에 대한 데이터도 제공합니다. 또한, PV 루프는 강력한 정량적 측정(36)을 제공한다. 따라서 카테터 삽입에 의해 생성된 PV 루프에 의한 심장 기능 평가는 전임상 연구의 황금 표준으로 부상했습니다37. 또한 전임상 기술은 체액으로 채워진 카테터를 사용하지만 심장 카테터 삽입이 일반적인 인간 질병과 관련이 있습니다. 그러나 설치류의 심장 카테터 삽입은 과도한 혈액 손실, 저호흡 또는 체온 변화를 방지하기 위해 완벽한 마취와 탁월한 기술이 필요합니다.
인간 환자의 경우 심장 카테터 삽입은 폐쇄된 흉부 구성으로 수행되며 우심실의 경우 경정맥 또는 쇄골하 정맥을, 좌심실의 경우 요골 또는 대퇴 동맥을 통해 혈관 접근이 이루어집니다. 쥐의 크기가 작기 때문에 닫힌 가슴 접근은 종종 어렵습니다. 따라서 생쥐를 대상으로 한 연구는 일반적으로 열린 가슴 접근법을 채택합니다. 이 기술은 흉부를 개방하여 심장을 노출시키고, 좌심실 및/또는 우심실 정점(38)의 천공을 통해 카테터의 삽입을 용이하게 하는 것을 포함한다. 이 접근법은 기술적으로 덜 까다롭고 상당히 재현 가능하지만, 주요 한계로는 출혈 및 카테터 삽입의 기타 합병증, 흉강을 대기압으로 개방하여 발생하는 심장 내 압력의 현저한 감소가 있습니다. 환기가 잘되는 설치류에서 흉부를 열면 좌심실 수축기 혈압이 5-10mmHg 감소하고 우심실압이 2-5mmHg 감소한다39. 따라서 심장에 대한 외상이 적고 심장 기능의 임상 평가에 더 쉽게 해석할 수 있는 생리학적으로 더 관련성 있는 측정값을 산출하는 폐쇄형 흉부 접근법이 개발되었습니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:664px;" width="663">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">ADVantage Pressure-Volume System (ADV500)</td>
			<td style="width:121px;">Transonic</td>
			<td style="width:161px;">FY097B</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Endozime AW triple plus</td>
			<td style="width:121px;">Ruhof</td>
			<td style="width:161px;">34521</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Fiber optic dual Gooseneck</td>
			<td style="width:121px;">Volpi Intralux</td>
			<td style="width:161px;"># 6000-1</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Forceps</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">11052-10</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Forceps</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">11251-20</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Gauze sponges</td>
			<td style="width:121px;">Dermacea</td>
			<td style="width:161px;">441400</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Hemostatic clamp</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">13003-10</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Hemostatic clamp</td>
			<td style="width:121px;">F.S.T</td>
			<td style="width:161px;">13018-14</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Heparin sodium</td>
			<td style="width:121px;">Sandoz</td>
			<td style="width:161px;">023-3086</td>
			<td style="width:167px;">100 U/L</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">High-fidelity admittance catheter</td>
			<td style="width:121px;">Scisence; Transonic</td>
			<td style="width:161px;">FTH-1212B-3518</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Isofluorane</td>
			<td style="width:121px;">Baxter</td>
			<td style="width:161px;">CA2L9108</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">labScribe v4 software</td>
			<td style="width:121px;">iworx</td>
			<td style="width:161px;">LS-30PVL</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Needle (30 gauge)</td>
			<td style="width:121px;">BD</td>
			<td style="width:161px;">305106</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">sodium chloride injection</td>
			<td style="width:121px;">Baxter</td>
			<td style="width:161px;">JB1309M</td>
			<td style="width:167px;">0.9%(wt/vol)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Stereo microscope</td>
			<td style="width:121px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:161px;">OF-48920-10</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Surgical suture</td>
			<td style="width:121px;">SERAFLEX</td>
			<td style="width:161px;">ID158000</td>
			<td style="width:167px;">black braided silk, 4.0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Surgical tape</td>
			<td style="width:121px;">3M, Transpore</td>
			<td style="width:161px;">SN770</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">Tabletop Single Animal Anesthesia Systems</td>
			<td style="width:121px;">Harvard apparatus</td>
			<td style="width:161px;">72-6468</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">Tracheotomy canula 1.45 mm diameter</td>
			<td style="width:121px;">Harvard apparatus</td>
			<td style="width:161px;">72-1410</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:215px;">Ventilator, far infrared warming pad for mice and rats PhysioSuite</td>
			<td style="width:121px;">Kent scientific corporation</td>
			<td style="width:161px;"># PS-02</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

biventricular assessment of cardiac function and pressure-volume loops by closed-chest catheterization in mice

심장 기능 평가는 심혈관 및 폐혈관 전임상 연구를 수행하는 데 필수적입니다. 심장 카테터 삽입 중 압력과 부피를 모두 기록하여 생성된 압력-부피 루프(PV 루프)는 수축기 및 이완기 심장 기능을 모두 평가할 때 매우 중요합니다. 좌측 및 우측 심장 기능은 밀접한 관련이 있으며, 이는 심실 상호 의존성에 반영되어 있습니다. 따라서 동일한 동물의 뇌실 기능을 기록하는 것은 심장 기능에 대한 완전한 평가를 얻는 데 중요합니다. 이 프로토콜에서는 환자에서 카테터 삽입이 수행되는 방식과 일치하는 심장 카테터 삽입에 대한 폐쇄형 흉부 접근법이 마우스에서 채택됩니다. 가슴을 닫는 전략은 어렵지만 보다 생리학적인 접근 방식인데, 흉부를 열면 전하중 및 사후 하중에 큰 변화가 일어나 아티팩트가 생성되고, 특히 전신 혈압이 떨어지기 때문입니다. 고해상도 심장 초음파 검사는 설치류를 평가하는 데 사용되지만, 특히 양쪽 심실의 이완기 압력을 평가할 때 심장 카테터 삽입이 매우 중요합니다.
여기에 설명된 것은 동일한 동물에서 침습적, 폐쇄적 흉부, 순차적 좌심실 및 우심실 압력-부피(PV) 루프를 수행하는 절차입니다. PV 루프는 마우스 압력-부피 카테터 및 압력-부피 시스템 획득과 함께 어드미턴스 기술을 사용하여 획득됩니다. 절차는 오른쪽 경정맥과 오른쪽 경동맥에 접근하는 데 필요한 목 절제부터 시작하여 카테터의 삽입 및 위치 지정, 마지막으로 데이터 수집에 이르기까지 설명합니다. 그런 다음 고품질 PV 루프를 획득하는 데 필요한 기준에 대해 논의합니다. 마지막으로, 좌심실 및 우심실 루프의 분석과 수축기 및 이완기 심실 기능을 정량화하는 데 사용할 수 있는 다양한 혈류역학적 매개변수에 대해 간략하게 설명합니다.

카테터를 카테터 삽입 30분 전에 실온에서 헤파린화 식염수 용액을 포함하는 10mL 주사기에 넣었습니다(그림 1A). 30G 바늘을 ~90° 구부리고(그림 1B, C), 1.45mm 직경의 기관절개술 캐뉼라를 준비했습니다(그림 1C).
생리적 체온을 유지하는 것이 중요합니다. 쥐는 테이프로 감겨 있었고 노즈 콘을 통해 호흡기에 연결되었습니다. 피드백 프로브는 패드와 마우스 뒷면 사이에 배치되었습니다. 동물의 체온을 모니터링하기 위해 직장 프로브를 삽입했습니다(그림 2A). 체온(37.1°C)과 패드(40.7°C) 온도를 모니터링했습니다(그림 2B).
삽관 절차의 중요한 단계에 대한 사진은 그림 3A–C에 나와 있습니다. 성공적이고 방해받지 않는 삽관은 안정적인 최고 압력으로 규칙적인 호흡수를 가져왔습니다(그림 2B).
경정맥 분리(그림 4A–C)에서 경정맥에 카테터 삽입에 이르기까지 우심 카테터 삽입의 중요한 단계에 대한 사진이 그림 4D에 나와 있습니다. 그림 5는 우경동맥 격리(그림 5 A,B) 및 카테터 삽입(그림 5 C,D)을 포함한 좌심 카테터 삽입의 중요한 단계를 보여줍니다
카테터는 경정맥으로 삽입되어 우심실로 진행되었습니다. 그런 다음 오른쪽 심실 압력이 안정화되고 올바른 위치가 확인되었습니다. 모든 카테터의 전극(축 길이 6mm)은 우심실 내에 있어야 하며 심실 벽과 접촉하지 않아야 합니다. 그림 6A 에 개략적으로 표시된 카테터의 최적 위치 지정은 최적의 PV 루프(즉, 삼각형, 규칙형)를 생성했습니다. 그림 6B 에 개략적으로 표시된 부적절한 위치(즉, 심실 벽과의 접촉)는 결함이 있는 PV 루프(즉, 붕괴되고 불규칙한 루프)를 초래합니다.
카테터는 경동맥에 삽입되어 대동맥으로 진행된 다음 대동맥 판막을 가로질러 좌심실로 역행되었습니다. 좌심실 압력이 안정화되고 오른쪽 위치가 확인되었습니다. 모든 카테터의 전극(6mm 길이의 축 길이)은 좌심실 내에 있어야 하며 심실 벽과 접촉하지 않아야 합니다. 그림 6C 에 개략적으로 표시된 카테터의 최적 위치 지정은 최적의 PV 루프(즉, 직사각형, 규칙적)를 생성했습니다. 그림 6D 에 개략적으로 표시된 부적절한 위치 지정(즉, 심실 벽과의 접촉)으로 인해 결함이 있는 PV 루프(즉, 붕괴, 직사각형이 아닌 불규칙한 루프)가 발생했습니다.
좌우 PV 루프에 의해 생성된 대표적인 혈류역학은 410bpm의 심박수, 9,107μL/min의 심박출량, 24.5μL의 스트로크 용적을 보여주었습니다. 특정 우심실 매개변수는 우심실 수축기 혈압 21.9mmHg, 우심실 끝 이완기 혈압 1.049mmHg, 박출률 56.1%, 최대 dp/dt 1,469mmHg/s, dp/dt 최대 -1,504mmHg/s, 말단 이완기 용적 38.4μL, 스트로크 작업 0.068mJ, 압력 용적 0.089mJ, 폐동맥 탄성(Ea) 0.83mmHg/μL, 타우 인자 12.8ms. 특정 좌심실 매개변수는 좌심실 수축기 혈압 77.1mmHg, 좌심실 말단 이완기 혈압 2.33mmHg, 박출률 59.1%, dp/dt 최대 4,695mmHg/s, dp/dt 최대 -3,553mmHg/s, 말단 이완기 부피 36.9μL, 스트로크 작업 0.14mJ, 압력-부피 면적 0.22mJ, 5.37mmHg/μL의 동맥 탄성(Ea) 및 15.1ms의 Tau 계수(표 1).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td>혈류역학적 파라미터</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>인사 (BPM)</td>
			<td>410.6 ± 23.3</td>
		</tr><tr><td>CO (μL/분)</td>
			<td>9107 ± 1016</td>
		</tr><tr><td>SV (μL)</td>
			<td>24.5 ± 2.3</td>
		</tr><tr><td>RV 기능</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>RVSP (밀리미터Hg)</td>
			<td>2.15 ± 21.9</td>
		</tr><tr><td>RVEDP (밀리미터Hg)</td>
			<td>1.042 ± 0.12</td>
		</tr><tr><td>EF (%)</td>
			<td>56.1 ± 4.4</td>
		</tr><tr><td>최대 dP/dt(mmHg/s)</td>
			<td>1469년 ± 170년</td>
		</tr><tr><td>최대 dP/dt(-mmHg/s)</td>
			<td>1504년 ± 215</td>
		</tr><tr><td>발가락 방출 (μL)</td>
			<td>3.7 ± 38.4</td>
		</tr><tr><td>SW (m줄)</td>
			<td>0.008± 0.068</td>
		</tr><tr><td>PVA(m줄)</td>
			<td>0.009± 0.084</td>
		</tr><tr><td>Ea (mmHg/μL)</td>
			<td>0.83 ± 0.09</td>
		</tr><tr><td>타우 계수(ms)</td>
			<td>12.8 ± 0.8</td>
		</tr><tr><td>LV 기능</td>
			<td></td>
		</tr><tr><td>LVSP (밀리미터Hg)</td>
			<td>77.1 ± 2.4</td>
		</tr><tr><td>LVEDP (밀리미터Hg)</td>
			<td>2.33 ± 0.17</td>
		</tr><tr><td>EF (%)</td>
			<td>59.1 ± 3.6</td>
		</tr><tr><td>최대 dP/dt(mmHg/s)</td>
			<td>355± 4695</td>
		</tr><tr><td>최대 dP/dt(-mmHg/s)</td>
			<td>373± 3553</td>
		</tr><tr><td>발가락 방출 (μL)</td>
			<td>36.9 ± 4.8</td>
		</tr><tr><td>SW (m줄)</td>
			<td>0.14 ± 0.013</td>
		</tr><tr><td>PVA(m줄)</td>
			<td>0.22 ± 0.03</td>
		</tr><tr><td>Ea (mmHg/μL)</td>
			<td>5.37 ± 0.9</td>
		</tr><tr><td>타우 계수(ms)</td>
			<td>1.7 ± 15.07</td>
		</tr><tr><td colspan="2">CO, 심박출량; Ea, 동맥 탄성; EDV, 끝 이완기 용적; HR, 심박수; LVEDP, 좌심실 말단 이완기 용적; LVSP, 좌심실 수축기 혈압; PVA, 압력 부피 영역; RVEDP, 우심실 말단 이완기 혈압; RVSP, 우심실 수축기 혈압; SV, 스트로크 볼륨; SW, 뇌졸중 작업; 타우 팩터, 타우 미르스키. N= 6 마우스. 값은 SEM± 표현됩니다.</td>
		</tr></tbody></table>표 1: 혈류역학적 매개변수 표. 6마리의 마우스에서 측정한 좌우 심실 혈류역학적 매개변수.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig1.jpg"> 그림 1: 실험 준비 및 설정. (A) 식염수/헤파린 주사기 10mL의 카테터, (B), (C) 약 90°로 구부린 30G 바늘, (D) 기관절개술 캐뉼라, 직경 1.45mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig2.jpg"> 그림 2: 마취, 체온 조절 . (A) 세 개의 발을 테이프로 감고 코뿔을 통해 호흡기에 연결하고 피드백과 직장 프로브를 삽입한 마우스. 보온 패드는 수술용 담요 아래에 있습니다. (B) 신체(직장) 및 패드(피드백) 온도와 환기 매개변수: 호흡수(RR 설정), 평균 일회 호흡량(Meas TV), 최고 압력(PeakPress) 및 분 환기(MinVol)를 보여주는 온도 모니터 제어. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig3.jpg"> 그림 3: 삽관 절차. (A) 피부를 잡아당겨 잘라냈다. 턱밑샘은 부드럽게 옆으로 움직였다. 흉쇄유돌근과 흉골설근을 떼어낸 다음 집게를 기관 아래로 통과시켜 부드럽고 둔탁한 해부를 사용했다. (B) 수술용 실크(4.0)를 기관 아래로 통과시키고 기관의 두 연골 고리 사이에 전방으로 작은 절개를 했습니다. 기관절개술을 삽입하고 묶었습니다. (C) 기관절개관을 인공호흡기에 연결하고, 봉합사를 관에 묶었다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig4v2.jpg"> 그림 4: 우심실 카테터 삽입. (A), (B), (C) 우측 경정맥을 분리한 다음 수술용 봉합사 하나를 아래로 통과시켜 정맥의 두개골 쪽에 묶었습니다. 지혈 클램프를 사용하여 머리 방향으로 이 봉합사에 부드러운 견인이 적용되었습니다. 두 개의 추가 봉합사가 경정맥 아래 원위부로 통과되었습니다. 가장 원위부 봉합사는 지혈 클램프를 사용하여 꼬리 방향으로 부드럽게 당겨졌습니다. 중간 봉합사에 느슨하고 잠재적인 매듭이 만들어졌습니다. (D) 카테터를 경정맥에 삽입하고 중간 봉합사를 카테터에 묶었습니다. (C)와 (D)의 이미지는 실체현미경을 통해 확대됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig4v2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig5.jpg"> 그림 5: 좌심실 카테터 삽입. (A), (B) 우측 경동맥을 분리한 다음, 수술용 봉합사 하나를 경정맥 아래로 통과시켜 정맥의 두개골 쪽에 묶었습니다. 지혈 클램프를 사용하여 머리 방향으로 이 봉합사에 부드러운 견인이 적용되었습니다. 경동맥 아래에 두 개의 추가 봉합사가 통과되었습니다. 가장 원위부 봉합사는 지혈 클램프를 사용하여 꼬리 방향으로 부드럽게 당겨졌습니다. 중간 봉합사에 느슨한 잠재적 매듭이 만들어졌습니다. (C) 카테터 팁을 경동맥에 삽입한 다음 중간 봉합사를 카테터에 연결하여 고정했습니다. (D) 카테터는 경동맥을 따라 대동맥 쪽으로 완만하게 역행되었습니다. (B), (C), (D)의 이미지는 실체현미경을 통해 확대됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61088/61088fig6.jpg"> 그림 6: 카테터 위치 및 결과 PV 루프의 개략도 . (A) 우심실의 최적의 카테터 위치. 카테터의 끝은 심실 벽에서 격리된 심실 중앙에 있습니다. 우심실의 최적 카테터 위치(즉, 안정, 삼각형)로 인한 대표적인 PV 루프. (B) 우심실의 부적절한 카테터 위치. 카테터의 끝은 심실 벽과 접촉합니다. 대표적인 PV 루프 노이즈는 우심실의 최적이 아닌 카테터 위치(즉, 함몰, 불규칙)로 인해 발생합니다. (C) 좌심실의 최적 카테터 위치. 카테터의 끝은 심실 벽에서 격리된 심실 중앙에 있습니다. 좌심실의 최적 카테터 위치(즉, 안정, 직사각형)로 인한 대표적인 PV 루프. (D) 좌심실의 부적절한 카테터 위치. 카테터의 끝은 심실 벽과 접촉합니다. 좌심실의 최적이 아닌 카테터 위치(즉, 함몰, 불규칙)로 인한 대표적인 PV 루프. PV 루프를 생성하기 위해 50Hz FIR 노이즈 필터가 적용되었습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61088/61088fig6large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

여기에 제시된 프로토콜은 폐쇄형 흉부 카테터 삽입을 사용하여 동일한 동물의 우심실과 좌심실에서 압력-부피(PV) 루프를 생성하여 마우스의 뇌실 심장 기능을 평가하는 프로토콜입니다. 초점은 수술 및 데이터 수집의 기술적 측면에 있습니다.

생쥐의 폐쇄 흉부 카테터 삽입에 의한 심장 기능 및 압력-부피 루프의 양심실 평가

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

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Research

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Medicine

4.0K 조회수.  Queen's University. 여기에 제시된 프로토콜은 폐쇄형 흉부 카테터 삽입을 사용하여 동일한 동물의 우심실과 좌심실에서 압력-부피(PV) 루프를 생성하여 마우스의 뇌실 심장 기능을 평가하는 프로토콜입니다. 초점은 수술 및 데이터 수집의 기술적 측면에 있습니다.

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Cardiac Stress Test Induced by Dobutamine and Monitored by Cardiac Catheterization in Mice

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the arteries (&beta;2). When systemically administered, it increases cardiac demand. Thus, dobutamine unmasks abnormal rhythm or ischemic areas potentially at risk of infarction. 
Monitoring of heart function during a cardiac stress test can be performed by either ecocardiography or cardiac catheterization. The latter is an invasive but more accurate and informative technique that the former.
Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization accomplished as described here allows, in a single experiment, the measurement of the following hemodynamic parameters: heart rate (HR), systolic pressure, diastolic pressure, end-diastolic pressure, maximal positive pressure development (dP/dtmax) and maximal negative pressure development (dP/dtmin), at baseline conditions and under increasing doses of dobutamine.
As expected, in normal mice we observed a dobutamine dose-related increase in HR, dP/dtmax and dP/dtmin. Moreover, at the highest dose tested (12 ng/g/min) the cardiac decompensation of high fat diet-induced obese mice was unmasked.

We describe the protocol to perform a cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in normal mice. Also we show its application to unmask subclinical cardiac disease in high fat diet-induced obese mice.

심장 스트레스 테스트 Dobutamine에 의해 유도와 마우스의 심장 Catheterization에 의해 모니터링

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the ...

연구

의학

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

경 흉부 심 초음파에 의한 폐동맥 수축의 마우스 모델에서 마우스 오른쪽 심실 구조 및 기능의 평가

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

기존의 폐쇄 가슴 기술에 의해 쥐의 심실 세동의 모델 및 소생

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

Bowditch 효과 조사 : 압력 볼륨 관계를 측정하기 위해 마우스의 심장 도관

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

마우스에 가로 대동맥 수축 유도를 폐쇄 가슴 모델

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Real-time Pressure-volume Analysis of Acute Myocardial Infarction in Mice

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any potential therapeutic approach directed against acute left ventricular (LV) dysfunction. Current imaging modalities (e.g., echocardiography and magnetic resonance imaging) have several limitations since data on LV pressure cannot directly be measured. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion could serve as a novel method for a real-time evaluation of LV function.
At the beginning of the procedure, mice were anesthetized followed by endotracheal intubation. For LV catheterization, the right carotid artery was exposed via middle-neck incision. The catheter was introduced and placed into the LV cavity. Left thoracotomy was conducted and the left main coronary artery (LCA) was ligated. To induce reperfusion, the suture was released after 45 min. Pressure-volume data was recorded at all times.
Ligation of the LCA caused a decrease in LV systolic function as evidenced by a 30% reduction in stroke volume, LV ejection fraction (EF), and cardiac output. Maximum dP/dt as a parameter for LV contractility was also significantly reduced and diastolic function was severely impaired (minimum dP/dt -40%). Reperfusion over a period of 20 min did not lead to a complete recovery of LV function.
Real-time pressure-volume analysis served as a valid procedure for monitoring cardiac function during acute myocardial infarction in mice. Maintaining stable anesthesia and a standardized surgical approach was crucial to ensure valid results. As the early phase of acute myocardial infarction is critical for morbidity and mortality, the delineated method could be beneficial for preclinical evaluation of new strategies for cardioprotection.

Acute myocardial infarction in mice induces acute but incompletely characterized changes in left ventricular (LV) function. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion serves as a novel method for a real-time evaluation of LV function.

쥐의 급성 심근 경색의 실시간 압력-볼륨 분석

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any ...

Assessment of Respiratory Function in Conscious Mice by Double-chamber Plethysmography

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to non-invasively assess some features of the respiratory function in humans as well as in laboratory animals. The present article focuses on the application of the double-chamber plethysmography (DCP) in small animals. It provides background information on the methodology as well as a detailed step-by-step procedure to successfully assess respiratory function in conscious, spontaneously breathing animals in a non-invasive manner. The DCP can be used to monitor the respiratory function of multiple animals in parallel, as well as to identify changes induced by aerosolized substances over a chosen time period and in a repeated manner. Experiments on control and allergic mice are used herein to demonstrate the utility of the technique, explain the associated outcome parameters, as well as to discuss the related advantages and shortcomings. Overall, the DCP provides valid and theoretically sound readouts that can be trusted to evaluate the respiratory function of conscious small animals both at baseline and after challenges with aerosolized substances.

The objective of the present article is to provide a detailed description of the recommended procedures to evaluate respiratory function in conscious mice by double-chamber plethysmography.

더블 챔버 Plethysmography 여 의식 생쥐에 호흡기 기능의 평가

Air volume changes created by a conscious subject breathing spontaneously within a body box are at the basis of plethysmography, a technique used to ...

Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively affect skeletal muscle. This can result in a loss of muscle mass (atrophy) and/or loss of muscle quality (reduced force per unit of muscle mass), both of which are prevalent in chronic disease, muscle-specific disease, immobilization, and aging (sarcopenia). Skeletal muscle function in animals can be evaluated by a range of different tests. All tests have limitations related to the physiological testing environment, and the selection of a specific test often depends on the nature of the experiments. Here, we describe an in vivo, non-invasive technique involving a helpful and easy assessment of force frequency-curve (FFC) in mice that can be performed on the same animal over time. This permits monitoring of disease progression and/or efficacy&#160;of a potential therapeutic treatment.

Measurement of rodent skeletal muscle contractile function is a useful tool that can be used to track disease progression as well as efficacy of therapeutic intervention. We describe here the non-invasive, in vivo assessment of the dorsiflexor muscles that can be repeated over time in the same mouse.

비-침략 적 쥐에서 Dorsiflexor 근육 기능 평가

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively ...

Echocardiographic Assessment of Cardiac Anatomy and Function in Adult Rats

The use of experimental animal models has become crucial in cardiovascular science. Most studies using rodent models are focused on two-dimensional imaging to study the cardiac anatomy of the left ventricle and M-mode echo to assess its dimensions. However, this could limit a comprehensive study. Herein, we describe a protocol that allows an assessment of the heart chamber size, left ventricular function (systolic and diastolic) and valvular function. A conventional medical ultrasound machine was used in this protocol and different echo views were obtained through left parasternal, apical and suprasternal windows. In the left parasternal window, the long and short axis were acquired to analyze left chamber dimensions, right ventricle and pulmonary artery dimensions, and mitral, pulmonary and aortic valve function. The apical window allows the measurement of heart chamber dimensions and evaluation of systolic and diastolic parameters. It also allows Doppler assessment with detection and quantification of heart valve disturbances (regurgitation or stenosis). Different segments and walls of the left ventricle are visualized throughout all views. Finally, the ascending aorta, aortic arch, and descending aorta can be imaged through the suprasternal window. A combination of ultrasound imaging, Doppler flow and tissue Doppler assessment have been obtained to study cardiac morphology and function. This represents an important contribution to improve the assessment of cardiac function in adult rats with impact for research using these animal models.

A non-invasive protocol for transthoracic echocardiography assessment of cardiac anatomy and function for adult rats is presented in the current study. The heart valves, all four cardiac chambers and the ascending aorta, aortic arch and descending aorta are studied in detail.

성인 쥐에서 심장 해부학 및 기능의 심초음파 평가

The use of experimental animal models has become crucial in cardiovascular science. Most studies using rodent models are focused on two-dimensional ...

In Vitro Assessment of Cardiac Function Using Skinned Cardiomyocytes

In this article, we describe the steps required to isolate a single permeabilized (&#34;skinned&#34;) cardiomyocyte and attach it to a force-measuring apparatus and a motor to perform functional studies. These studies will allow measurement of cardiomyocyte stiffness (passive force) and its activation with different calcium (Ca2+)-containing solutions to determine, amongst others: maximum force development, myofilament Ca2+-sensitivity (pCa50), cooperativity (nHill) and the rate of force redevelopment (ktr). This method also enables determination of the effects of drugs acting directly on myofilaments and of the expression of exogenous recombinant proteins on both active and passive properties of cardiomyocytes. Clinically, skinned cardiomyocyte studies highlight the pathophysiology of many myocardial diseases and allow in vitro assessment of the impact of therapeutic interventions targeting the myofilaments. Altogether, this technique enables the clarification of cardiac pathophysiology by investigating correlations between in vitro and in vivo parameters in animal models and human tissue obtained during open heart or transplant surgery.

This protocol aims to describe step-by-step the technique of extraction and assessment of cardiac function using skinned cardiomyocytes. This methodology allows measurement and acutemodulation of myofilament function using small frozen biopsies that can be collected from different cardiac locations, from mice to men.

피부 심근세포를 이용한 심장 기능의 체외 평가

In this article, we describe the steps required to isolate a single permeabilized (&#34;skinned&#34;) cardiomyocyte and attach it to a force-measuring ...