Name: repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system
Uploaded: 2017-12-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 12 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System at JoVE.com

Os autores têm não há agradecimentos a fazer.

Todos os procedimentos foram aprovados pelo Conselho de faculdade médica de Tongji na Animal conta Comissão de Huazhong Universidade de ciência e tecnologia (Wuhan, China). O manuscrito foi preparado de acordo com a chegada (pesquisa Animal: relato de experimentos In Vivo ) orientações6.
1. produção animal
<ol><li>Usar ratos Sprague-Dawley (SD) (n = 20, 10 machos, 8 semanas de idade, pesando 261 para 291 g, quer dizer = 272.85 g de ±9.07) do centro de animais experimentais de Huazhong Universidade de ciência e tecnologia e manter ratos de acordo com o guia para o cuidado e o uso de Animais de laboratório, publicados por nos National Institute of Health (NIH publicação No.85-23, revista em 1996)</li>
	<li>Casa em condições normais, com livre acesso à comida e água potável. Mantém ratos em gaiolas de2 cm 530 com madeira-corte do fundamento. Casa de dois ratos em cada gaiola. Manter todas as gaiolas abertas para o ambiente da sala (não microisolamento ou enjaular ventilado)</li>
	<li>Assegure que o pessoal envolvido no protocolo experimental lidar regularmente com os ratos.</li>
	<li>Manter a temperatura entre 21 ° e 23 ° C. Dê uma dieta normal de sal-taxas (0,3% NaCl) ao longo do estudo.</li>
</ol>2. procedimento de coleta de sangue
Nota: O sistema de coleta de sangue do vácuo consiste de uma agulha de duas pontas [22g (0,7 x 25 mm)], um suporte de plástico e uma série de tubos de vácuo (2 mL) com rolhas de borracha (Figura 1).
<ol><li>Coloque o rato em um suporte plástico de restrição e lavar a cauda com água para remover qualquer sujeira visível ou fezes (20-30 ° C). Enquanto o assistente tem a cauda na posição estendida, limpar o rabo com etanol a 70% e limpar com gaze para esclarecer a veia.</li>
	<li>Inserir a ponta da agulha 22g borboleta em uma das veias da cauda lateral (cerca de 5 mm) em uma posição aproximadamente 2-3 cm da ponta da cauda em ângulo de aproximadamente 20 ° (Figura 2). Colher o sangue no tubo de vácuo de coleta por introduzindo a ponta de borracha da agulha borboleta no tubo de coleta de sangue do vácuo (Figura 3). Nota: O volume de sangue coleção máxima é de 1,2 mL7.</li>
	<li>Após a coleta de sangue, retirar a agulha e aplicar suavemente a pressão para o local de punção com gaze por 15-30 s para parar o fluxo de sangue. Em seguida, solte o rato do suporte plástico para restrição e retornar o rato para sua gaiola.</li>
	<li>Use tubos que contenham EDTA como anticoagulante para coleta de plasma de sangue. Inverta suavemente o tubo várias vezes para misturar anticoagulante no sangue e colocar as amostras no gelo verticalmente.</li>
	<li>Centrifuga os tubos de colheita de amostra de sangue numa centrifugadora refrigerada a 2.000 x g durante 10 minutos separar o soro ou plasma.</li>
	<li>Extraia o soro/plasma, tomando cuidado para não perturbar as camadas de células do sangue vermelho e branco. Para coletar o soro sanguíneo, use tubos sem anticoagulante. Ambos os tipos de amostra podem ser usados imediatamente, ou armazenados a-80 ° C por até um ano. Nota: Coleta de sangue bem sucedida foi definida como obter sangue de 1,2 mL cada vez. Tempo de punção máxima foi definido para três julgamentos, se o volume de sangue total foi inferior a 1,2 mL após a terceira punção, foi definido como uma coleção de sangue falhou. A duração da amostragem começa a partir de punção de veia da cauda para a remoção da agulha borboleta após a coleta de sangue.</li>
	<li>
Colete sangue duas vezes dentro de duas semanas7.
	<ol>
<li>Para testar e verificar a viabilidade deste método, trem de dois estudantes de medicina (iniciantes) 2 h antes de executar este protocolo de coleta de sangue. Use vinte ratos e tirar sangue de 10 ratos por 2 companheiros experientes (grupo experimental) e de 10 ratos por estudantes de medicina 2 (grupo de iniciante).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. análise estatística
<ol><li>Dados como um valor médio ± desvio-padrão de expressar e analisar com SPSS estatística 17. Um valor α de 0,05 foi escolhido, portanto p < 0,05 foi considerado estatisticamente significativo.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Brown, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+from+the+tail+of+a+rat.">Blood collection from the tail of a rat.</a> Lab Anim (NY). 35 (8), 24-25 (2006).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessels+of+the+rat+tail:+a+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods.">Blood vessels of the rat tail: a histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Lab Anim. 37 (2), 121-125 (2003).</li><li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> J. Vis. Exp. (99), (2015).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> WHO Guidelines on Drawing Blood: Best Practices in Phlebotomy WHO Guidelines Approved by the Guidelines Review Committee. , (2010).</li><li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+bioscience+research+reporting:+ARRIVE-ing+at+a+solution.">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Anim. 44 (4), 377-378 (2010).</li><li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J Appl Toxicol. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+for+collecting+cord+blood.">A new device for collecting cord blood.</a> Obstet Gynecol. 86 (5), 850-852 (1995).</li><li>Reynolds, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+a+new+device+for+blood+sampling+in+cats+with+a+vacuum+tube+collection+system+-+plasma+biochemistry,+haematology+and+practical+usage+assessment.">Comparison of a new device for blood sampling in cats with a vacuum tube collection system - plasma biochemistry, haematology and practical usage assessment.</a> J Feline Med Surg. 9 (5), 382-386 (2007).</li><li>Wiwanitkit, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+blood+specimens+from+plain+and+gel+vacuum+blood+collection+tubes.">Comparison of blood specimens from plain and gel vacuum blood collection tubes.</a> J Med Assoc Thai. 84 (5), 723-726 (2001).</li><li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter.">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Acad Emerg Med. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li></ol>

Os autores não têm nada a divulgar

O presente relato descreve um método de coleta de sangue fácil de aprender em ratos. Nossos resultados mostraram que esse método é viável para repetidamente coletar um grande volume de sangue dos ratos. Além disso, esse método poderia ser facilmente dominado com uma curva de aprendizagem a curto prazo. Este procedimento pode ser realizado em ratos não anestesiados e só faz com que o mínimo de estresse para os animais.
Sangue pode ser coletadas de ratos em vários locais. A veia da cauda é uma excelente localização para amostragem de sangue4. No entanto, não sempre é fácil de obter suficiente volume de sangue da veia sangue fino e baixo fluxo cauda dos ratos. O sistema de coleta de sangue do vácuo é geralmente usado para coletar amostras de sangue dos pacientes na prática clínica diária. Este sistema de coleta de sangue do vácuo tem sido usado em pacientes e animais de pesquisa por um longo tempo8,9,10. Este sistema consiste de um tubo de coleta de sangue do vácuo com agulha de parede e borboleta silicone revestido tubo interno. Ele baseou-se no princípio da pressão negativa do vácuo e permite o desenho contínuo de sangue sem o risco de coleta de sangue, o que também reduz a chance de contaminação e a hemólise11. O volume da amostra de sangue no cateter é cerca de 0,3 mL. Depois de retirar a agulha da veia da cauda, o sangue bloqueado o cateter vai fluir no tubo de vácuo de coleta devido o vácuo. Este método também é aplicável para a coleta de sangue de ratos com menos de 100 g com o uso de uma agulha de punção menor.
Este método de coleta de sangue tem várias vantagens. Este procedimento só causa lesão mínima para ratos e coleta de sangue pode ser realizada sem o uso de anestésicos, assim a influência da resposta ao estresse e anestésicos sobre a amostra de sangue pode ser evitada. Nossas observações mostraram que ratos estavam quietos no suporte de plástico restrição durante o procedimento e havia sem mortes durante estas experiências. Em segundo lugar, repetido a coleta de sangue, cada um ou dois dias é possível, que permite a amostragem frequente de sangue com um volume adequado para vários fins de pesquisa. Finalmente, esse método é fácil de aprender e foi facilmente dominado por iniciantes após um período de aprendizagem de curta (2H), conforme indicado pelas taxas de sucesso semelhantes e punção vezes entre os grupos experimentais e iniciante neste relatório. Em um relatório anterior, Lee et al demonstraram um método similar de amostragem de sangue da veia lateral da cauda do rato4. Nosso método é mais simples do que o relatado por Lee et al . 4 em que nós diretamente inserir a agulha de punção da veia da cauda e a outra extremidade do tubo está diretamente ligado ao tubo de vácuo para coleta de sangue, sem o uso de uma seringa extra e aspiração manual do sangue e sem a necessidade de ' leite ing' a veia para facilitar o fluxo de sangue. Coleta de sangue com esse sistema fechado reduz a possibilidade de contaminação do sangue. Uso do plástico titular restrição também reduz o estresse para o rato e facilita a fixação da cauda.
As duas etapas seguintes são críticas para o sucesso da aplicação desse método. 1) estender a cauda e evitar o movimento da cauda; 2) suavemente punção da veia em um ângulo de 20 ° para evitar a punção na veia e manter a agulha de punção na veia.
Em conclusão, o método de coleta de sangue do vácuo adotado em ratos é segura, viável e fácil de prática. Esse método permite a amostragem frequente de sangue com um volume adequado de sangue obtido de ratos não anestesiados.

Colheita de sangue de ratos é necessária para uma grande variedade de estudos experimentais. Técnicas para coleta de sangue de rato incluem a punção do coração, plexo retrô-orbital, veia jugular, veia safena, os vasos sanguíneos de cauda, artéria carótida, aorta abdominal e veia cava. A maioria das técnicas (exceto a veia safena e punção de vaso sanguíneo de cauda) requerem anestesia1,2. Veias da cauda do rato são rotineiramente perfuradas para amostragem de sangue e injeção vascular. Após ter tratado a cauda com água morna, os vasos sanguíneos são bem dilatada e apropriado para a manipulação, mesmo quando os ratos são anestesiados3.
Apesar do desenvolvimento de técnicas novas e melhoradas para obter amostras de sangue em animais de laboratório pequeno2, não sempre é fácil obter sangue suficiente quando a amostragem de pequenos animais. A veia da cauda de ratos é uma excelente localização para amostragem de sangue4. No entanto, a veia da cauda é fina, assim às vezes é difícil de perfurar e levaria muito tempo para obter sangue suficiente devido ao seu fluxo de sangue baixa. Coleta de sangue através de um sistema de tubo de vácuo extração é um método típico na prática clínica diária. Este sistema fechado para coleta de sangue, reduz o risco de exposição direta a sangue e tornou mais fácil de tirar amostras múltiplas de uma única punção venosa5. O presente relato descreve um método de amostragem de sangue de veia de cauda simples em ratos não anestesiados, usando o sistema de tubo de aspiração. Esse método é fácil de dominar e pode ser usado para obter um grande volume de sangue repetidamente em ratos.

<table><tbody><tr><td>a double-pointed needle</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>22G&amp;nbsp;</td><td>(0.7&amp;times;25mm)</td></tr><tr><td>vacuum tubes</td><td>Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China</td><td>2 ml</td><td></td></tr><tr><td>rat restraining holder&amp;nbsp;</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>250g rat hoder model</td><td></td></tr><tr><td>normal salt diet for rats</td><td></td><td></td><td>Rats received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study</td></tr><tr><td>SPSS software for statistical analysis</td><td>SPSS Inc,&amp;nbsp; Chicago; USA&amp;nbsp;</td><td>Version 17.0.&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system

Sangue pode ser coletadas de ratos em um número de locais de amostragem. Por exemplo, a veia da cauda é uma excelente localização para amostragem de sangue. No entanto, a veia da cauda é fina, para que às vezes é difícil de perfurar. Além disso, a veia da cauda tem fluxo sanguíneo baixo e requer um tempo de amostragem longo para obter sangue suficiente. O presente relato descreve um método de amostragem de sangue simples, o método de coleta de sangue do vácuo, que geralmente é usado para obter amostras de sangue de pacientes, aqui usados para ratos não anestesiados. A ponta da agulha 22g borboleta foi inserida dentre as veias de cauda lateral, aproximadamente 2-3 cm da ponta da cauda em um ângulo de aproximadamente 20° e o sangue foi coletado no tubo de vácuo coleção inserindo o va o fim de borracha da agulha borboleta cuum tubo de coleta de sangue. Os presentes resultados experimentais mostram que a taxa de sucesso foi de 95% no grupo experimental e 90% no grupo iniciante. A taxa de sucesso e punção vezes foram semelhantes entre os dois grupos. A duração da amostragem foi significativamente menor no grupo experimental comparado ao grupo de iniciante. Em conclusão, este método de coleta de sangue do vácuo para amostragem sequencial de sangue da veia cauda de ratos não anestesiados é viável e fácil de aprender, que pode servir como uma alternativa confiável para outros convencionalmente usado técnicas de recolha de amostras de sangue para ratos.

Duração da amostragem, massa corporal e volume de coleta de sangue dos dois grupos Sangue foi coletado de 10 ratos (5 machos) duas vezes dentro de duas semanas em cada grupo. A massa média do corpo em ambos os grupos foi semelhante (272,00 ±9.66 e ±8.87 273.70 g). Duração de amostragem foi significativamente menor no grupo experimental comparado ao grupo iniciante (2.77 min ±0.53 vs 3,28 ±0.83 min, p < 0,05) (tabela 1).
Sucesso rate e punção vezes dos dois grupos A taxa de sucesso foi de 95% (19/20) no grupo experimental e 90% (18/20) no grupo iniciante (p > 0,05). Vezes de punção não foram significativamente diferentes entre os dois grupos (1.50 min ±0.61 vs 1,85 ±0.75 min, p > 0,05) (tabela 2). Estes resultados indicam que esse método é fácil de aprender, e a técnica poderia ser dominada após o treinamento por 2 h.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig1.jpg"> Figura 1 : tubo de coleta de sangue do vácuo 2 mL (à esquerda); agulha tipo borboleta 22g (centro); o suporte plástico de restrição (à direita). <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig2.jpg"> Figura 2 : a ponta da agulha foi inserida na veia lateral da cauda (cerca de 5 mm) na posição aproximadamente 2-3 cm da ponta da cauda em ângulo de aproximadamente 20 °. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig3.jpg"> Figura 3 : Punção venosa sucesso. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="5">Grupo experimental</td>
			<td></td>
			<td colspan="5">Grupo iniciante</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Sexo</td>
			<td>Peso (g)</td>
			<td>Volume de sangue coletado (mL)</td>
			<td>duração da amostragem (min)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sexo</td>
			<td>Peso (g)</td>
			<td>Volume de sangue coletado (mL)</td>
			<td>duração da amostragem (min)</td>
		</tr>
<tr>
<td>E1-1</td>
			<td>macho</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
			<td></td>
			<td>B1-1</td>
			<td>macho</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>E1-2</td>
			<td>macho</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2,73</td>
			<td></td>
			<td>B1-2</td>
			<td>macho</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>E2-1</td>
			<td>macho</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.3</td>
			<td></td>
			<td>B2-1</td>
			<td>macho</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,73</td>
		</tr>
<tr>
<td>E2-2</td>
			<td>macho</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.37</td>
			<td></td>
			<td>B2-2</td>
			<td>macho</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.47</td>
		</tr>
<tr>
<td>E3-1</td>
			<td>macho</td>
			<td>267</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2,73</td>
			<td></td>
			<td>B3-1</td>
			<td>macho</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.52</td>
		</tr>
<tr>
<td>E3-2</td>
			<td>macho</td>
			<td>267</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3,88</td>
			<td></td>
			<td>B3-2</td>
			<td>macho</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E4-1</td>
			<td>macho</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.41</td>
			<td></td>
			<td>B4-1</td>
			<td>macho</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.32</td>
		</tr>
<tr>
<td>E4-2</td>
			<td>macho</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2,52</td>
			<td></td>
			<td>B4-2</td>
			<td>macho</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.62</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-1</td>
			<td>macho</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.61</td>
			<td></td>
			<td>B5-1</td>
			<td>macho</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.48</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-2</td>
			<td>macho</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B5-2</td>
			<td>macho</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-1</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.33</td>
			<td></td>
			<td>B6-1</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>274</td>
			<td>0.9</td>
			<td>4,87</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-2</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>285</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.03</td>
			<td></td>
			<td>B6-2</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>274</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.37</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-1</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2,82</td>
			<td></td>
			<td>B7-1</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>268</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3,93</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-2</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B7-2</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.82</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-1</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.93</td>
			<td></td>
			<td>B8-1</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>262.</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2,07</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-2</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.05</td>
			<td></td>
			<td>B8-2</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>262.</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,67</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-1</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2,52</td>
			<td></td>
			<td>B9-1</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4.38</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-2</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.17</td>
			<td></td>
			<td>B9-2</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4,57</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-1</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.82</td>
			<td></td>
			<td>B10-1</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-2</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,25</td>
			<td></td>
			<td>B10-2</td>
			<td>fêmea</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.28</td>
		</tr>
<tr>
<td>Média</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2,77</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.28</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">Pt-1: número de série dos ratos no grupo experimental para a primeira coleta de sangue.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">Pt-2: número de série dos ratos no grupo experimental para a segunda coleta de sangue.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">BN-1: número de série dos ratos no grupo de iniciante para a primeira coleta de sangue.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">BN-2: número de série dos ratos no grupo de iniciante para a segunda coleta de sangue.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 1: Resultados de sangue coletados no grupo experimental e o grupo de iniciante.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td>Tempos de coleta de sangue</td>
			<td>Tempos médios de punção</td>
			<td>Uma punção de tempo</td>
			<td>Duas vezes da punctura</td>
			<td>Três vezes da punctura</td>
			<td>Falhou</td>
			<td>Taxa de sucesso</td>
		</tr>
<tr>
<td>Grupo experimental</td>
			<td>20</td>
			<td>±0.61 1.50</td>
			<td>11</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>95%</td>
		</tr>
<tr>
<td>Grupo iniciante</td>
			<td>20</td>
			<td>±0.75 1,85</td>
			<td>7</td>
			<td>9</td>
			<td>2</td>
			<td>2</td>
			<td>90%</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Uma punção de tempo: número de ratos com coleta de sangue bem sucedido após a primeira punção</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Duas vezes punção: número de ratos com coleta de sangue bem sucedido após a segunda punção</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Três vezes punção: número de ratos com coleta de sangue bem sucedido após a terceira punção</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="5">Falha: número de ratos com falha de coleta de sangue após a terceira punção</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 2: Comparação entre os tempos de punção e taxas de sucesso do grupo experimental e do grupo de iniciante.

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Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Aqui, descrevemos um método de amostragem de sangue de veia de cauda simples em ratos não anestesiados, usando um sistema de tubo de aspiração. Este método reduz o risco de exposição direta a sangue e simplifica a recolha de amostras múltiplas de uma única punção venosa.

Repetiu a coleta de sangue da veia da cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

repeated-blood-collection-from-tail-vein-non-anesthetized-rats-with

Research

JoVE Journal

Medicine

35.5K visualizações.  Jianghan University. Aqui, descrevemos um método de amostragem de sangue de veia de cauda simples em ratos não anestesiados, usando um sistema de tubo de aspiração. Este método reduz o risco de exposição direta a sangue e simplifica a recolha de amostras múltiplas de uma única punção venosa.

Vídeo: Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Collection Protocol for Human Pancreas

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation of pancreas recovered from cadaveric organ donors. The pancreas is divided into 3 main regions (head, body, tail) followed by serial transverse sections throughout the medial to lateral axis. Alternating sections are used for fixed paraffin and fresh frozen blocks and remnant samples are minced for snap frozen sample preparations, either with or without RNAse inhibitors, for DNA, RNA, or protein isolation. The overall goal of the pancreas dissection procedure is to sample the entire pancreas while maintaining anatomical orientation.
Endocrine cell heterogeneity in terms of islet composition, size, and numbers is reported for human islets compared to rodent islets 1. The majority of human islets from the pancreas head, body and tail regions are composed of insulin-containing &beta;-cells followed by lower proportions of glucagon-containing &alpha;-cells and somatostatin-containing &delta;-cells. Pancreatic polypeptide-containing PP cells and ghrelin-containing epsilon cells are also present but in small numbers. In contrast, the uncinate region contains islets that are primarily composed of pancreatic polypeptide-containing PP cells 2. These regional islet variations arise from developmental differences. The pancreas develops from the ventral and dorsal pancreatic buds in the foregut and after rotation of the stomach and duodenum, the ventral lobe moves and fuses with the dorsal 3. The ventral lobe forms the posterior portion of the head including the uncinate process while the dorsal lobe gives rise to the rest of the organ. Regional pancreatic variation is also reported with the tail region having higher islet density compared to other regions and the dorsal lobe-derived components undergoing selective atrophy in type 1 diabetes4,5.
Additional organs and tissues are often recovered from the organ donors and include pancreatic lymph nodes, spleen and non-pancreatic lymph nodes. These samples are recovered with similar formats as for the pancreas with the addition of isolation of cryopreserved cells. When the proximal duodenum is included with the pancreas, duodenal mucosa may be collected for paraffin and frozen blocks and minced snap frozen preparations.

This video demonstrates a dissection procedure for processing human pancreas into multiple storage formats. Anatomical orientation is maintained throughout the pancreatic regions to allow definition of regional islet composition and density.

Protocolo de Coleta para Pâncreas Humano

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation ...

Medicina

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

Coleta de sangue modificado de veias de cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo e óculos lupa

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Comportamento

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

Punção da veia subclávia como um método alternativo de coleta de amostra de sangue em ratos

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

A amostragem de sangue a partir da veia lateral da cauda do rato

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

Biologia

Líquido cefalorraquidiano e retirada de sangue de ratos com registro simultâneo de EEG

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

Autor em destaque: Obtenção de amostras de sangue e LCR de alta qualidade para descoberta de biomarcadores de epilepsia 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

Amostragem de líquido cefalorraquidiano e sangue da veia lateral da cauda em ratos durante registros de EEG

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neurociência

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Amostragem Repetitiva de Sangue da Veia Subclávia de Rato Consciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Estudo Comparativo de Técnicas de Coleta de Sangue em Ratos

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Autor em destaque: métodos de coleta de sangue dependentes do contexto em ratos 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

Veia Caudal e Punção Peniana Modificadas para Coleta de Sangue no Modelo de Rato

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

Repetiu a coleta de sangue da veia da cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo

Resumo

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Capítulos neste vídeo

Protocolo de Coleta para Pâncreas Humano

Coleta de sangue modificado de veias de cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo e óculos lupa

Punção da veia subclávia como um método alternativo de coleta de amostra de sangue em ratos

A amostragem de sangue a partir da veia lateral da cauda do rato

Amostragem de líquido cefalorraquidiano e sangue da veia lateral da cauda em ratos durante registros de EEG

Amostragem de líquido cefalorraquidiano e sangue da veia lateral da cauda em ratos durante registros de EEG

Amostragem de líquido cefalorraquidiano e sangue da veia lateral da cauda em ratos durante registros de EEG

Amostragem Repetitiva de Sangue da Veia Subclávia de Rato Consciente

Veia Caudal e Punção Peniana Modificadas para Coleta de Sangue no Modelo de Rato

Veia Caudal e Punção Peniana Modificadas para Coleta de Sangue no Modelo de Rato