Apoiada por DK065872 (PEV), uma Smith Award Foundation Família de Excelência em Pesquisa Biomédica (PEV), F31 DA023760.

Sumário Dois meses de idade camundongos C57BL/6J idade média ou equivalente ou três meses de idade média, idade ratos Sprague Dawley ou equivalente são anestesiados com cetamina (60 mg / kg ip para ratos; ip 100 mg / kg para camundongos) e xilazina (10 mg / kg, ip para qualquer espécie). Sedação é monitorado usando uma pitada toe gentil retirar reflexo demonstrado em <a href="/index/details.stp?ID=236">Walantus et al.</a> (Jove, 6, 2007) e <a href="/index/details.stp?ID=404">Szot et al.</a> (Jove, 9, 2007). Termorregulação pode ser fornecida através de uma almofada de aquecimento thermostatregulated (ALA Instruments Inc.) e monitoradas através de um termômetro retal. Cabeça é raspada de pele e limpos com iodo antes da incisão. Após a incisão da pele (2 cm de comprimento para ratos, 1 cm de comprimento para ratos) e remoção de todos os tecidos moles da superfície do crânio, a colocação da cânula guia é determinada em relação ao bregma. Um buraco de 6 mm é perfurado através do crânio com um perfurador operado por bateria concebidos para cirurgia de roedores (Ferramentas Ciência Fine, Inc.). Cuidado é tomado para que a broca não penetra através das membranas das meninges ou vasos sanguíneos. Crânio é implantado com bilateral 5 milímetros calibre 21 hastes de aço inoxidável guia que conduz ao núcleo accumbens posterior, striatum dorsal ou córtex pré-frontal. As coordenadas estereotáxica são estabelecidos de acordo com Franklin e Paxinos, 1997 (O Cérebro de rato em Coordenadas estereotáxica, Academic Press) ou Paxinos e Watson, 2006 (O Cérebro de rato em Coordenadas estereotáxica, Academic Press). Os implantes são garantidos por cimento dental. Um bolo de Ringer Lactato da solução salina 0,9% é dado no final da cirurgia (SC 5mls em ratos e 1 ml SC em camundongos após líquidos são aquecidos até a temperatura normal do corpo) para evitar a desidratação. Buprenorfina (0.1-0.5mg/kg SC) é administrado duas vezes ao dia e, então, em uma base como-necessário, se o animal parece estar com dor. Tratamento com antibiótico local (pomada bacitracina) e tratamento com antibióticos sistêmicos (penicilina 100.000 UI / kg IM a cada 12 horas para as primeiras 48 horas pós-op) são administrados se infecções pós-operatórias ocorrem. Após a cirurgia, os animais são alojados individualmente com alimentos e água ad libitum disponíveis. Pelo menos uma semana é permitido para recuperação antes de microdiálise e da eutanásia. Após recuperação da cirurgia, os animais são transferidos para uma gaiola de microdiálise e sondas de microdiálise são inseridos e cimentado na guia eixos que foram instalados durante a cirurgia. Sonda de inserção não causa dor ou desconforto, porque a sonda está ignorando o tecido muscular, pele e das meninges através do eixo guia. Portanto, a inserção da sonda é feito sem anestesia e os efeitos da anestesia induzida em neuroquímica ou comportamento sejam evitados. Deixamos as sondas estabilizar por 12 horas e, então, iniciar a amostragem a cada 30 minutos para outro 8-12 horas, dependendo do experimento. Nós monitoramos o comportamento locomotor do animal através de fotocélulas ou gravação manual do movimento pelo experimentador. Microdialysate amostras são injetadas em uma Cromatografia Líquida de Alta Eficiência com Detecção Eletroquímica (HPLC-CE) instrumento de detecção e análise neuroquímica. Nós olhamos para os efeitos sobre a neuroquímica basal e comportamento locomotor. No final do experimento o animal é sacrificado por uma overdose de cetamina sistêmica (200 mg / kg ip) e xilazina (20 mg / kg, ip). Então o coração é perfundido com solução salina a 0,9%, seguido por paraformaldeído a 4%. Os cérebros são removidos, congelados e cortados ao longo do trato sonda de microdiálise para verificar colocação da sonda precisa. Procedimento <ol><li> Configurar o aparelho estereotáxico e todos os materiais necessários. Verifique se a área e os instrumentos são limpos e esterilizados. </li><li> Raspar a pele com barbeador elétrico. Vão desde os ouvidos apenas em entre os olhos, passar a navalha em diferentes direções para efetivamente limpar a área de pele. Aplicar povidine / iodo para a área raspada, mas proteger os olhos dela. </li><li> Montar o animal no aparelho estereotáxico, colocando as barras de ouvido dentro do canal auditivo e aperto no lugar. Primeira montagem de barra de um ouvido no canal do ouvido, e depois mantê-lo no lugar e deslize na barra de outra orelha. Você sabe que está no local correto quando a cabeça não pode mais ser movido para os lados. Assegurar a boca com a montagem anterior do estereotáxica e certifique-se que a cabeça está nivelada com uma régua. Coloque a régua na posição vertical em relação à plataforma de instrumento estereotáxico e verificar se há um ângulo de 90 ° entre o governante eo meio do couro cabeludo do animal). Confirmar isso através do instrumento estereotáxico se oferece tal capacidade. </li><li> Faça uma incisão anterior / posterior do couro cabeludo com um bisturi estéril que se estende do lambda apenas no meio dos olhos do animal. Use hemostats esterilizados para beliscar fora da pele e manter a incisão aberta. Usando vários cotonetes estéreis, secar a superfície do crânio exposto. <li> Colocar a cânula guia para sua montagem, encontrar bregma no crânio, e posicionar a guia direita cânula esse local. Anote as coordenadas anterior / posterior e lateral. De bregma, encontrar as coordenadas necessárias para corrigir o posicionamento do seu teste com o auxílio do atlas estereotáxico. Posição da cânula guia para as coordenadas corretas, adicionando ou subtraindo bregma. Traga a sua cânula guia para baixo até que ele está tocando o crânio, e depois gravar essa coordenada ventral. Faça uma marca de lápis com um lápis estéril neste local no crânio, que é onde você será perfuração. </li><li> Remova a cânula guia e esterilizar sua broca. Cuidadosamente furar um buraco na marca do lápis até chegar através da largura do crânio. Verifique com a cânula guia para ver se ele iria limpar o buraco sem tocar os lados. Mantenha perfuração e verificar até que a cânula pode limpar num caminho reto. Uma vez que o buraco é feito, use uma agulha estéril para perfurar o delicadamente meninges, a fim de permitir a inserção desobstruída da cânula. </li><li> Em seguida, usando uma broca de mão, faça seis furos para parafusos de cabeça: dois para o buraco anterior cânula, dois laterais para o buraco cânula, posterior e dois para os lados. Esterilizar seis parafusos e colocá-los sobre o crânio até que sejam firmemente ancoradas em. </li><li> Limpar a cânula guia com etanol e soro fisiológico, montar e abaixá-lo lentamente para a coordenada adequada ventral. Certifique-se que os lados não estão tocando e que está indo perfeitamente vertical. </li><li> Coloque o parafuso âncora medialmente e atrás os parafusos posterior do crânio e segurá-la no lugar com uma pinça. Misture um lote fina de cimento dental líquido ea tampa da cânula guia, parafusos, eo resto do crânio com uma espátula estéril. Fazer outro lote, desta vez mais grosso, e cobrir completamente a área eo parafuso cânula e ancorar o suficiente para prendê-lo. </li><li> Como o cimento se torna mais espessa e antes que ele se solidifica, separar a pele da taça de cimento e molde o copo de cimento com a espátula para assegurar que a tampa de cimento é suave ao redor e não irritar a pele mais tarde. </li><li> Permitir que o cimento dental para secar completamente antes de remover o animal do aparelho. Remover o hemostats. Aplicar bacitracina a toda a volta a tampa de cimento. </li><li> Uma vez que o animal está fora do instrumento estereotáxico, injetá-lo com 0,25 ml de penicilina IM (intra-muscular), seguido de 1 ml de solução salina SC (subcutânea). </li><li> Coloque o animal em sua própria gaiola e monitorá-lo até que se torne consciente antes de devolvê-lo ao seu quarto para se recuperar. </li><li> Acompanhar os animais até que eles se recuperar da anestesia sobre o dia da cirurgia e diariamente no pós-operatório, até o final do experimento, os sinais de infecção e avaliação da dor / sofrimento. Isto inclui fins de semana e feriados. Movimento espontâneo de baixa, vocalização angústia sobre manuseio, postura arqueada, diarréia, inchaço e descarga na área da Headmount, e falta de alimentação / beber são todos os sinais de dor e angústia. Buprenorfina (0.1-0.5mg/kg SC) é administrado duas vezes ao dia, e depois, em uma base como-necessário, se o animal parece estar com dor. Tratamento com antibiótico local (pomada bacitracina) e tratamento com antibióticos sistêmicos (penicilina 100.000 UI / kg IM a cada 12 horas para as primeiras 48 horas pós-op) são administrados se infecções pós-operatórias ocorrem. Se algum destes sintomas persistirem após a administração de buprenorfina, fluido suplementar, e tratamento com antibióticos nas primeiras 12 horas de cirurgia, o animal é sacrificado. </li></ol>

<ol>
	<li>Bungay, P. M., Newton-Vinson, P., Isele, W., Garris, P. A., Justice, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microdialysis+of+dopamine+interpreted+with+quantitative+model+incorporating+probe+implantation+trauma.">Microdialysis of dopamine interpreted with quantitative model incorporating probe implantation trauma.</a> J. Neurochem. 86, 932-946 (2003).</li><li>Chen, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+tissue+trauma+on+the+characteristics+of+microdialysis+zero-net-flux+method+sampling+neurotransmitters.">Effects of tissue trauma on the characteristics of microdialysis zero-net-flux method sampling neurotransmitters.</a> Journal of Theor. Biology. 238, 863-881 (2006).</li><li>Geiger, B. M., Behr, G. G., Frank, L., Caldera-Siu, A. D., Beinfeld, M. C., Kokkotou, E. G., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+defective+mesolimbic+dopamine+exocytosis+in+obesity-prone+rats.">Evidence for defective mesolimbic dopamine exocytosis in obesity-prone rats.</a> FASEB Journal. 8, 2740-2746 (2008).</li><li>Pothos, E. N., Creese, I., Hoebel, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restricted+eating+with+weight+loss+selectively+decreases+extracellular+dopamine+in+the+nucleus+accumbens+and+alters+dopamine+response+to+amphetamine,+morphine+and+food+intake.">Restricted eating with weight loss selectively decreases extracellular dopamine in the nucleus accumbens and alters dopamine response to amphetamine, morphine and food intake.</a> The Journal of Neuroscience. 15, 6640-6650 (1995).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Em microdiálise in vivo é a ferramenta de escolha para medir vários neurotransmissores e metabólitos em locais distintos do cérebro de um animal vivo. No entanto, ele só monitora os níveis extracelulares de substâncias neuroquímicas e não oferece a resolução de tempo para monitorar exocitose do neurotransmissor em tempo real. Através de uma versão da técnica chamada de &quot;net-flux&quot;, a concentração do neurotransmissor real em um determinado site pode ser calculado, que por sua vez pode dar medições precisas da taxa...

Materiais são descritos no documento de protocolo

survivable stereotaxic surgery in rodents 

A capacidade de medir extracelular níveis basais de neurotransmissores no cérebro de animais acordado permite a determinação dos efeitos de diferentes desafios sistêmicos (farmacológico ou fisiológico) para o SNC. Por exemplo, pode-se medir diretamente como projeções do animal dopamina mesencéfalo responder à dopamina de liberação de drogas como estímulos d-anfetamina ou naturais, como alimentos. Neste vídeo, mostramos-lhe como implante de cânulas guia alvo locais específicos no cérebro de ratos, como inserir e implante de uma sonda de microdiálise e como usar cromatografia líquida de alta eficiência acoplado com detecção eletroquímica (HPLC-CE) para medir os níveis extracelulares de neurotransmissores e metabólitos oxidáveis. Introdução preciso local de medicamentos através da sonda de microdiálise permite para o trabalho refinado da especificidade site em mecanismo de um composto s da ação. Esta técnica tem anatômicas excelentes e resolução de química, mas apenas a resolução de tempo modesto como amostras de microdiálise geralmente são processados ​​a cada 20-30 minutos para garantir níveis de neurotransmissores detectável. Ferramentas complementares ex vivo (ou seja, fatia de cultura de células e eletrofisiologia) pode contribuir para a monitorização em tempo real neurotransmissão.

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Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents

O acompanhamento dos níveis de neurotransmissores extracelular em regiões distintas do cérebro de animais que circulam livremente oferece insights sobre a relação entre a liberação do neurotransmissor e comportamento. Em microdiálise in vivo juntamente com detecção eletroquímica fornece anatômicas excelentes e resolução de química; e informações sobre como a neurotransmissão basal é alterada por manipulações farmacológicas ou fisiológicas.

Cirurgia estereotáxica sobrevivência em Roedores

The ability to measure extracellular basal levels of neurotransmitters in the brain of awake animals allows for the determination of effects of different ...

survivable-stereotaxic-surgery-in-rodents

Research

JoVE Journal

Biology

Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents 

68.1K visualizações.  Tufts University. O acompanhamento dos níveis de neurotransmissores extracelular em regiões distintas do cérebro de animais que circulam livremente oferece insights sobre a relação entre a liberação do neurotransmissor e comportamento. Em microdiálise in vivo juntamente com detecção eletroquímica fornece anatômicas excelentes e resolução de química; e informações sobre como a neurotransmissão basal é alterada por manipulações farmacológicas ou fisiológicas.

Vídeo: Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents

A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an extremely useful method, because it allows the study of the live intact brain. With appropriate preparations, this technique allows the observation of the same cortical area chronically, from minutes to months. In this video, we show a preparation for chronic in vivo imaging of the brain using two-photon microscopy. This technique was initially pioneered by Dr. Karel Svoboda, who is now a Howard Hughes Medical Institute Investigator at Janelia Farm. Preparations like the one shown here can be used for imaging of neocortical structure (e.g., dendritic and axonal dynamics),  to record neuronal activity using calcium-sensitive dyes, to image cortical blood flow dynamics, or for intrinsic optical imaging studies. Deep imaging of the neocortex is possible with optimal cranial window surgeries. Operating under the most sterile conditions possible to avoid infections, together with using extreme care to do not damage the dura mater during the surgery, will result in successful and long-lasting glass-covered cranial windows.


This video and protocol demonstrate how to implant a glass-covered cranial window in rodents. These preparations can be used for chronic in vivo two-photon imaging of the neocortex over time scales of months. It may also be used for other types of imaging, including optical intrinsic signal imaging.

Um procedimento de cirurgia Craniotomia para Brain Imaging crônica

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an ...

Biologia

Dissecting the Non-human Primate Brain in Stereotaxic Space

The use of non-human primates provides an excellent translational model for our understanding of developmental and aging processes in humans1-6. In addition, the use of non-human primates has recently afforded the opportunity to naturally model complex psychiatric disorders such as alcohol abuse7. Here we describe a technique for blocking the brain in the coronal plane of the vervet monkey (Chlorocebus aethiops sabeus) in the intact skull in stereotaxic space. The method described here provides a standard plane of section between blocks and subjects and minimizes partial sections between blocks. Sectioning a block of tissue in the coronal plane also facilitates the delineation of an area of interest. This method provides manageable sized blocks since a single hemisphere of the vervet monkey yields more than 1200 sections when slicing at 50&mu;m. Furthermore by blocking the brain into 1cm blocks, it facilitates penetration of sucrose for cyroprotection and allows the block to be sliced on a standard cryostat.

The non-human primate is an important translational species for our understanding of the normal processing of the brain. The anatomical organization of the primate brain can provide important insights into normal and pathological conditions in humans.

Dissecando o cérebro do primata não-humano no espaço estereotáxico

The use of non-human primates provides an excellent translational model for our understanding of developmental and aging processes in humans1-6. In ...

Establishing Primary Adult Fibroblast Cultures From Rodents

The importance of using primary cells, rather than cancer cell lines, for biological studies is becoming widely recognized. Primary cells are preferred in studies of cell cycle control, apoptosis, and DNA repair, as cancer cells carry mutations in genes involved in these processes. Primary cells cannot be cultured indefinitely due to the onset of replicative senescence or aneuploidization. Hence, new cultures need to be established regularly. The procedure for isolation of rodent embryonic fibroblasts is well established, but isolating adult fibroblast cultures often presents a challenge. Adult rodent fibroblasts isolated from mouse models of human disease may be a preferred control when comparing them to fibroblasts from human patients. Furthermore, adult fibroblasts are the only available material when working with wild rodents where pregnant females cannot be easily obtained. Here we provide a protocol for isolation and culture of adult fibroblasts from rodent skin and lungs. We used this procedure successfully to isolate fibroblasts from over twenty rodent species from laboratory mice and rats to wild rodents such as beaver, porcupine, and squirrel.

This article describes a protocol for isolation and maintenance of primary fibroblast cultures from skin and lung tissue of wild rodents.

Estabelecer culturas de fibroblastos adultos primária de roedores

The importance of using primary cells, rather than cancer cell lines, for biological studies is becoming widely recognized.  Primary cells are preferred ...

Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon

For both scientific and animal welfare reasons, training in basic surgical concepts and techniques should be undertaken before ever seeking to perform surgery on a rodent. Students, post-doctoral scholars, and others interested in performing surgery on rodents as part of a research protocol may not have had formal surgical training as part of their required coursework. Surgery itself is a technical skill, and one that will improve with practice. The principles of aseptic technique, however, often remain unexplained or untaught. For most new surgeons, this vital information is presented in piecemeal fashion or learned on the job, neither of which is ideal. It may also make learning how to perform a particular surgery difficult, as the new surgeon is learning both a surgical technique and the principles of asepsis at the same time. This article summarizes and makes recommendations for basic surgical skills and techniques necessary for successful rodent surgery. This article is designed to supplement hands-on training by the user's institution.

Before attempting surgery, a new surgeon should have training in basic surgical techniques and concepts. This article will present basic surgical considerations with an emphasis on rodents.

Princípios de Cirurgia de roedores para o Cirurgião Nova

For both scientific and animal welfare reasons, training in basic surgical concepts and techniques should be undertaken before ever seeking to perform ...

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. Rodents are employed by many studies to research the physiology/pathology of erectile function. Erectile function in rodents can be evaluated by measuring the intracavernosal pressure (ICP). In practice, ICP can be monitored following electrical stimulation of the cavernous nerves (CNs). The arterial pressure of the carotid artery (the mean arterial pressure) is used as the reference for ICP. Using ICP recording protocols, many key parameters of erectile function can be measured from the ICP response curve. The ICP measurement provides more information than the apomorphine-induced penile erection test, and is cheaper than telemetric monitoring of the corpus spongiosum penis, making this method the most popular one to evaluate erectile function. However, compared to the easily-performed APO-induced erectile function test, successful ICP recordings require attention to detail, practice, and adherence to the operation method. In this work, an introduction to ICP recording in rats is provided to complement the procedure efficiently.

Intracavernosal pressure recording (ICP) is an important method to evaluate the erectile function of experimental animals. Here, a detailed protocol is demonstrated for the recording procedure of ICP by catheterizing the crura penis and then electrically stimulating the cavernous nerves in rats.

Gravação de Intracavernosal pressão para avaliar a função erétil em roedores

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and disease. EIM is obtained by applying a low-intensity, directionally focused, electrical current to a muscle of interest across a range of frequencies (i.e., from 1 kHz to 10 MHz) and recording the resulting voltages. From these, several standard impedance components, including the reactance, resistance, and phase, are obtained. When performing ex vivo measurements on excised muscle, the inherent passive electrical properties of the tissue, namely the conductivity and relative permittivity, can also be calculated. EIM has been used extensively in animals and humans to diagnose and track muscle alterations in a variety of diseases, in relation to simple disuse atrophy, or as a measure of therapeutic intervention. Clinically, EIM offers the potential to track disease progression over time and to assess the impact of therapeutic interventions, thus offering the opportunity to shorten the clinical trial duration and reduce sample size requirements. Because it can be performed noninvasively or minimally invasively in living animal models as well as humans, EIM offers the potential to serve as a novel translational tool enabling both preclinical and clinical development. This article provides step-by-step instructions on how to perform in vivo and ex vivo EIM measurements in mice and rats, including approaches to adapt the techniques to specific conditions, such as for use in pups or obese animals.

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

This article details how to perform in vivo (using surface and needle electrode arrays) and ex vivo (using a dielectric cell) electrical impedance myography on the rodent gastrocnemius muscle. It will demonstrate the technique in both mice and rats and detail the modifications available, (i.e., obese animals, pups).

Realização de Miografia de Impedância Elétrica In Vivo e Ex Vivo em Roedores

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and ...

Quantificação da infiltração gordurosa do músculo esquelético via descelularização

Decellularization-Based Quantification of Skeletal Muscle Fatty Infiltration

Fatty infiltration is the accumulation of adipocytes between myofibers in skeletal muscle and is a prominent feature of many myopathies, metabolic disorders, and dystrophies. Clinically in human populations, fatty infiltration is assessed using noninvasive methods, including computed tomography (CT), magnetic resonance imaging (MRI), and ultrasound (US). Although some studies have used CT or MRI to quantify fatty infiltration in mouse muscle, costs and insufficient spatial resolution remain challenging. Other small animal methods utilize histology to visualize individual adipocytes; however, this methodology suffers from sampling bias in heterogeneous pathology. This protocol describes the methodology to qualitatively view and quantitatively measure fatty infiltration comprehensively throughout intact mouse muscle and at the level of individual adipocytes using decellularization. The protocol is not limited to specific muscles or specific species and can be extended to human biopsy. Additionally, gross qualitative and quantitative assessments can be made with standard laboratory equipment for little cost, making this procedure more accessible across research laboratories.

Autor em destaque: Quantificação baseada em descelularização da infiltração gordurosa do músculo esquelético  

The present study describes decellularization-based methodologies for visualizing and quantifying intramuscular adipose tissue (IMAT) deposition through intact muscle volume, as well as quantifying metrics of individual adipocytes that comprise IMAT.

Quantificação da Infiltração Gordurosa do Músculo Esquelético Baseada na Decelularização

Fatty infiltration is the accumulation of adipocytes between myofibers in skeletal muscle and is a prominent feature of many myopathies, metabolic ...

Criação de vespas Nasonia livres de germes

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

Autor em destaque: Otimizando o procedimento de criação de vespas livres de germes  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

Otimizando o procedimento de criação de vespas livres de germes

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...